UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS
CAMPUS BOTUCATU
DIVERSIDADE DE Bemisia tabaci NA AMÉRICA LATINA E
DETECÇÃO DE SEUS ENDOSSIMBIONTES
LEONARDO DA FONSECA BARBOSA
Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agronômicas da UNESP – Campus de Botucatu, para obtenção do título de Doutor em Agronomia (Proteção de Plantas)
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS
CAMPUS BOTUCATU
DIVERSIDADE DE Bemisia tabaci NA AMÉRICA LATINA E
DETECÇÃO DE SEUS ENDOSSIMBIONTES
LEONARDO DA FONSECA BARBOSA
Orientadora: Profa Dra Renate Krause-Sakate Co-orientador: Dr. Julio Massaharu Marubayashi
Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agronômicas da UNESP – Campus de Botucatu, para obtenção do título de Doutor em Agronomia (Proteção de Plantas)
“...Eu prefiro ser essa metamorfose ambulante, do que ter aquela velha opinião formada sobre tudo...”
AGRADECIMENTOS
Imaginava que o caminho até aqui seria difícil, mas não imaginava que fosse tão difícil. Agora que reflito tudo que passou e passei sinto enorme gratidão a tudo e a todos que estiveram presentes durante estes três anos, quatro meses e alguns dias.
Por isso, gostaria de agradecer a Deus, pois nos momentos de autoestima baixa esteve presente em minha vida, através da minha fé, mesmo nos meus momentos de pouca crença; A Nossa Senhora de Fátima e Nossa Senhora Aparecida, de quem sou devoto;
A Universidade Estadual Paulista “Julio de Mesquita Filho” por oferecer toda a estrutura para que tudo pudesse acontecer;
Ao Instituto de Hortofruticultura Subtropical y Mediterránea "La Mayora" e Consejo Superior de Investigaciones Científicas que me recebeu durante os nove meses que estive na Espanha; Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) e a Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pela concessão da bolsa de doutorado e doutorado sanduíche, respectivamente;
A minha querida orientadora, Dra Renate Krause-Sakate, por ter me dado a oportunidade de desenvolver este trabalho, pela paciência que teve durante todo este período, pelos ensinamentos e por sempre ter acreditado em mim, mesmo quando nem eu acreditava, serei sempre grato;
Ao Prof Dr Marcelo Agenor Pavan por todo ensinamento, por disponibilizar toda estrutura do laboratório de virologia vegetal e casas de vegetação da FCA-UNESP e pelo acompanhamento durante este período;
Ao Dr Enrique Moriones Alonso por ter me dado a oportunidade de trabalhar em seu Laboratório na Espanha, pelos ensinamentos e profissionalismo;
Ao Dr Jesus Navas-Castillo pelos ensinamentos e por também ter me recebido em seu Laboratório na Espanha durante o período que lá estive;
A meu amigo Dr Julio Massaharu Marubayashi pelo convívio, amizade e ensinamentos; Aos integrantes do nosso grupo de pesquisa Whitefly/ FCA-UNESP, Dr Valdir Atsushi Yuki pela amizade e ensinamentos, meu amigo Bruno Rossito De Marchi pela amizade e o excelente convívio e aos nossos estagiários Luís F. M. Watanabe, Maria Isabel M. Hoffmann e Gabriel Madoglio Favara pela amizade e por todo apoio na execução dos trabalhos;
A Dra Denise Nozaki pela amizade e pela ajuda no início dos trabalhos;
A Dra Kelly Cristina Gonçales Rocha pelo incetivo e apoio para realização do estágio na Espanha;
Aos Professores do Programa de Pós-Graduação em Proteção de Plantas em especial a Dra Silvia Renata Siciliano Wilcken, Dr Antonio Carlos Maringoni, Dr Wagner Bettiol; Adriana Zanin Kronka, Edson Luiz Furtado e Edson Luiz Lopes Baldin pelos ensinamentos;
Aos meus amigos e colegas do Laboratório de Virologia Vegetal da FCA-Unesp, Daiana Bampi, Evellyne Urzedo Leão, Gerson Suzuki, Letícia Aparecida de Moraes, Leysimar Ribeiro Pitzr Guimarães, Milena Leite de Oliveira, Monica Fecury Moura, em especial a Tatiana Mituti, Késsia Pantoja, Cristiane Melo de Sousa e David Spadotti pela amizade e pelos momentos de descontração;
Aos colegas e amigos de departamento José Marcelo Soman, Tadeu Antônio Fernandes da Silva Júnior, Ricardo, João, Maysa Souza Areas, Dalton Vinicio Dorighello, Marylia Gabriella Silva Costa, Elaine Ferrari de Brito e Erika Cristina;
Aos secretários do Departamento de Produção Vegetal da Pós-graduação em Proteção de Plantas Adriana e Samuel, sempre dispostos a nos ajudar;
As funcionárias do Setor de Pós-graduação da FCA-UNESP, Campus Botucatu, em especial a Taynan por toda ajuda e apoio;
Ao técnico do departamento Sr Paulo (Paulinho) pela ajuda e pelos momentos de conversa e descontração;
Aos companheiros de Laboratório de Virologia Vegetal de “La Mayora” na Espanha, Maria J. Sanchez Guzman, Guillermo Domínguez Huerta (Willie), José Manuel, Elvira Fiallo-Olivé,
Sonia Sánchez-Campos, em especial a Ana Isabel Millán (Anabel), por estar sempre disposta a ajudar e por toda amizade, a Yazmin Landeo pela amizade e pela companhia nos jogos de futebol do Malaga e nas idas a churrascaria Argentina em Torre Del Mar; e em especial a Carmen Cañizares (Cañi) pelo exemplo de disciplina, motivação, amizade e companhia durante as corridas no passeio de Torre Del Mar;
Aos pesquisadores de “La Mayora” Juan A. Diaz Pendon e Rafael Fernandez Munoz (Fale); Aos companheiros de ‘cuartito’ em “La Mayora” Librada Alcaraz a quem divide várias tardes de cafezinhos e chás e boas conversas, ao Francisco Villanueva (Paco) pelos momentos de descontração e amizade, a Carolina Martin Ramos (Caro), Isabel Maria Fortes Cuenca (Isa) e Davinia Bellon Gomez pela companhia, momentos de descontração e amizade;
As técnicas de laboratorio em “La Mayora” María Victoria Martín Ruiz (MariaVi) uma grande mãe e exemplo para todos nós e Remedios Tovar Padilla (Reme) pela amizade e convívio e a técnica de informática Olaya Antuña pela amizade;
SUMÁRIO
LISTA DE TABELAS E FIGURAS... IX
1 RESUMO... 01
2 SUMMARY... 03
3 INTRODUÇÃO... 05
4 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA... 08
4.1 Hemiptera: Aleyrodidae: Bemisia tabaci (Gennadius)... 08
4.2 Bemisia tabaci: complexo de espécies crípticas... 09
4.3 B. tabaci: biologia e relação inseto/ hospedeiro... 11
4.4 Importância econômica como vetora de fitovirus ... 13
4.5 B. tabaci: Endossimbiontes... 15
REFERÊNCIAS... 18
CAPÍTULO 1 Indigenous American species of the Bemisia tabaci complex are still widespread in the Americas... 26
Abstract………...… 27
1. INTRODUCTION ……….……….……… 28
2. POPULATION DYNAMICS OF Bemisia tabaci IN THE AMERICAS…….…….. 29
3. NATIVE SPECIES OF THE Bemisia tabaci COMPLEX IN THE AMERICAS…. 30 4. NEW WORLD SPECIES: THEY ARE STILL THERE……….………... 31
5. CONCLUSIONS……….……… 35
ACKNOWLEDGEMENTS………...………. 35
REFERENCES………...………. 37
CAPÍTULO 2 First report of Bemisia tabaci Mediterranean (Q biotype) species in Brazil……… 43
Abstract………..……….…. 44
1. INTRODUCTION………... 45
2. EXPERIMENTAL METHODS……….……….... 46
2.1 Whitefly collection ……….……….…… 46
2.2 DNA extraction and mtCOI gene sequencing……….………..…... 46
2.3 Detection of bacterial endosymbionts……….………..…... 47
3. RESULTS……….……….….. 47
4. DISCUSSION………..……… 50
5. CONCLUSION……….……….. 50
ACKNOWLEDGEMENTS………...…….…… 51
CAPÍTULO 3
Current overview of the Bemisia tabaci complex in Latin America and their secondary
endosymbionts……….……… 54
Abstract………... 55
1 INTRODUCTION………... 55
2 MATERIALS AND METHODS………... 58
2.1 Whitefly collection……….. 58
2.2 DNA extraction and mtCOI gene sequencing……… 60
2.3 Detection of bacterial endosymbionts………. 61
3 RESULTS AND DISCUSSION..………... 63
ACKNOWLEDGEMENTS………... 66
REFERENCES………... 66
CAPÍTULO 4 Bemisia tabaci Middle East-Asia Minor 1 Specie: Co-infection of secondary endosymbionts in Alagoas State, Brazil……….. 71
Abstract………... 72
1 INTRODUCTION………... 73
2 MATERIALS AND METHODS………... 74
2.1 Whitefly collection……….. 74
2.2 DNA extraction, mtCOI gene sequencing and microsatellite locus analysis……….. 76
2.3 Detection endosymbionts in the specimens………. 77
3. RESULTS... 77
4. DISCUSSION... 80
REFERENCES... 81
LISTA DE TABELAS E FIGURAS
Figura 1. Árvore filogenética elaborada a partir de sequências consenso do complexo
Bemisia tabaci. Diferentes cores representam grupos distintos deste complexo junto a suas respectivas espécies; Neomaskellia andropogonis (AY572539) representa sequência outgroup. Árvore elaborada de acordo com os critérios estabelecidos por Dinsdale et al., 2010... 10
Tabela 1. Resumo das famílias e gêneros de vírus transmitidos por mosca-branca do complexo Bemisia tabaci... 13
CAPÍTULO 01
Figure 1. Distribution in the America of the indigenous species New World and New World 2………. 32 Figure 2.The evolutionary history of mtCOI gene from New World (NW and NW2 species) B. tabaci was inferred using the Neighbor-Joining method with MEGA5. The bootstrap consensus tree inferred from 1000 replicates is taken to represent the evolutionary history of the taxa analyzed. Only percentage values higher than 50% are shown next to the branches. The evolutionary distances were computed using the p-distance method. Horizontal bar corresponds to 0.02 base differences per site. Representative sequences from B. tabaci MEAM1 and MED, B. tuberculata and B. subdecipiens were included as outgroups. Country of origin and GenBank accession number is indicated for each sequence, and the new sequences reported in this work are highlighted……….... 34 Supplementary Table 1. Mitochondrial cytochrome oxidase 1 gene sequences of New World and New World 2 species of the Bemisia tabaci complex analysed in this work…. 36
CAPÍTULO 02
Figure 2. Phylogenetic relationships of the partial mtCOI gene from Bemisia tabaci using the Neighbour-Joining method with MEGA5. The bootstrap consensus tree inferred from 1,000 replicates represents the evolutionary history of the taxa analyzed. Only percentage values higher than 50% are shown next to the branches. Representative sequences from B. tabaci MEAM1, MED and Trialeurodes vaporariorum were included. Aleurocanthus camelliae was used as outgroup. The country of origin and GenBank accession number are indicated for each sequence, and the new sequences reported in this work are highlighted (bold letters)………... 49
CAPÍTULO 03
Table 1. Analysis of the mtCOI from Bemisia tabaci specimens collected in Latin American and Spain compared with the consensus sequences described by Dinsdale et al., 2010 and individual infection status observed in B. tabaci populations……… 59 Figure 1. Phylogenetic relationships of Bemisia tabaci mtCOI gene sequences (657 bp) samples collected in the Latin America and Spain compared with sequences available in Genbank and the consensus sequences dfor MEAM1 (pink), MED (blue), NW (red), NW2 v(green) and MEAM2 (gray). The tree was constructed by the neighbour-joining method with the MEGA4.1 program and condensed to show only clusters with 70% bootstrap (2000 replicates) support……….. 64 Figure 2. Individual infection status observed in Bemisia tabaci populations. For the Argentina, Brazil, Chile, Costa Rica, Cuba, Venezuela, Uruguay and Spain populations. Green- Rickettsia; Gray-Hamiltonella, Pink–Cardinium and Yellow–Wolbachia and Blue-Fritschea. The geographical origin of the population, the number of individuals tested and the main genetic group in the populations (defined using a mitochondrial marker) are indicated at the top of thegraphs………... 65
CAPÍTULO 04
1. RESUMO
MED coletadas nesta região formaram um único haplótipo e possuem o mesmo conjuto de endossimbiontes, Hamiltonella e Cardinium, de populações de MED encontrados no Uruguai, indicando invasão recente desta espécie no sul do Brasil. O terceiro capítulo intitulado “Current overview of the Bemisia tabaci complex in Latin America and their secondary endosymbionts” trata da análise de moscas brancas coletadas em diferentes regiões da América Latina (Argentina, Brasil, Chile, Costa Rica, Cuba, Peru, Uruguai, Venezuela) e Espanha, coletadas por um grupo de pesquisadores pertencentes ao projeto “RED IBEROAMERICANA DE MANEJO INTEGRADO DE ENFERMEDADES VIRALES DE HORTÍCOLAS” coordenado pelo Prof. Dr. Enrique Moriones do IHSM-UMA-CSIC, Algarrobo-Costa, Málaga, da Espanha. Baseado na análise do gene mitocondrial citocromo oxidase 1 (mtCOI) verificou-se prevalência da espécie MEAM1 no Brasil, Chile, Cuba, Peru e Venezuela. NW foi detectada em Cuba e Brasil. A espécie MED foi prevalente na Argentina, Costa Rica, Espanha e Uruguai. Em populações de MEAM1, Rickettsia é o endossimbionte mais frequente, com exceção das populações provenientes do Chile. Em MED, Hamiltonella e Cardinium foram encontradas no Uruguai e Brasil; Rickettsia e Wolbachia na Costa Rica e somente Hamiltonella foi detectada em populações da Espanha. O quarto capítulo é intitulado “Bemisia tabaci Middle East-Asia Minor 1 Specie: Co-infection of secondary endosymbionts in Alagoas State, Brazil”. Foi observado predomínio de Rickettsia e Hamiltonella em MEAM1 coletados de Cucurbita sp., Vigna unguiculata, Lactuca sativa, Brassica oleracea e Solanum lycopersicum, em Ipomoea batatas foram identificadas Rickettsia e Hamiltonella e em Euphorbia heterophylla além de Rickettsia e Hamiltonella, identificou-se Wolbachia, demonstrando variabilidade de endossimbiontes nas populações brasileiras da espécie MEAM1. Um indivíduo MEAM1 coletado a partir de uma planta de tomateiro apresentou Rickettsia, Hamiltonella e Fritschea, sendo que esta última combinação até o momento só foi verificada em moscas brancas da espécie MEAM1 do Brasil. Diante da variabilidade de populações de B. tabaci encontradas na America Latina e de seus endossimbiontes, pode-se concluir que ainda há muito conhecimento a ser obtido para melhor compreensão desta praga.
DIVERSITY OF Bemisia tabaci IN LATIN AMERICA AND DETECTION OF ITS ENDOSYMBIONTS
Botucatu, 2014. Thesis (Doutorado em Agronomia/Proteção de Plantas) – Universidade Estadual Paulista “Julio de Mesquita Filho”/ Faculdade de Ciências Agronômicas, Campus de Botucatu.
Author: Leonardo da Fonseca Barbosa
Adviser: Renate Krause-Sakate
Co-adviser: Julio Massaharu Marubayashi
2. SUMMARY
important crops such as tomato, soyabean and cotton are still hosts for native B. tabaci populations in the Americas. Another highly invasive whitefly, the Mediterranean species (MED, formely know as Q biotype) has been reported as a major threat to agriculture by its resistance to most insecticides used in agriculture. The second chapter entitled “First report of Bemisia tabaci Mediterranean (Q biotype) species in Brazil” describes the presence of MED species in Rio Grande do Sul, the southernmost state of the country that borders to Uruguay and Argentina. Specimens from MED Brazil formed an unique haplotype and harbors the same set of secondary endosymbionts, Hamiltonella and Cardinium, from MED species from Uruguay, indicating a recently invasion. The third chapter entitled “Diversity of Bemisia tabaci species in Latin America” includes the analysis of whiteflies from different regions of Latin America (Argentina, Brazil, Chile, Costa Rica, Cuba, Uruguay, Venezuela), collected by a group of researchers belonging to the project “RED IBEROAMERICANA DE MANEJO INTEGRADO DE ENFERMEDADES VIRALES DE HORTÍCOLAS”, coordinated by Dr. Enrique Moriones from IHSM-UMA-CSIC, Algarrobo-Costa, Málaga, Spain. MEAM 1 species is the prevalent species in Brazil, Chile, Cuba and Venezuela while MED species seems to be is in Argentina, Costa Rica, Spain and Uruguay. NW was found in Cuba and Brazil. In MEAM1, Rickettsia predominates with exception in populations from Chile where Cardinium was the only S-endosymbiont detected. In MED, Hamiltonella and Cardinium were found in Uruguai and Brazil populations, while Rickettsia and Wolbachia in specimens from Costa Rica. Hamiltonella was the only S-endosymbiont found in populations from Spain. The fourth chapter is entitled “Bemisia tabaci Middle East-Asia Minor 1: Co-infection of secondary endosymbionts in northeast of Brazil”. Rickettsia and Hamiltonella were the prevalent set of secondary endosymbionts, found on B. tabaci from the MEAM1 species collected from Cucurbita sp., Vigna unguiculata, Lactuca sativa, Brassica oleracea and Solanum lycopersicum, in Ipomoea batatas, Rickettsia and Hamiltonella were identified and Euphorbia heterophylla besides Hamiltonella and Rickettsia it was identified Wolbachia, demonstrating variability in Brazilian populations of MEAM1 species. One specimen collected in tomato was found infected with Rickettsia, Hamiltonella and Fritschea, a combination of secondary endosymbionts first observed in MEAM1 specimens from Brazil. Given the variability of populations of B. tabaci found in Latin America and their endosymbionts, it can be concluded that there is much knowledge to be gained to better understanding of this pest.
3. INTRODUÇÃO
A mosca-branca, Bemisia tabaci (Gennadius) (Insecta: Hemiptera: Homoptera: Sternorrhyncha: Aleyrodoidea: Aleyrodidae: Aleyrodinae) é um inseto cosmopolita, sugador de floema e que vive predominantemente em plantas herbáceas, podendo causar danos diretos através da sua alimentação e indiretos por ser vetora de vírus de plantas (JONES, 2003; DE BARRO et al., 2011).
B. tabaci é um complexo de espécies crípticas composta por pelo menos 36 espécies putativas que variam quanto a biologia, principalmente em relação a sua gama de hospedeiros, fecundidade, resistência a inseticidas, transmissão de vírus e indução de disturbios em plantas, além de aspectos moleculares (DINSDALE et al., 2010; HU et al., 2011; FIRDAUS et al., 2013).
No Brasil, além da espécie invasiva MEAM1 ocorrem outras duas espécies indígenas: New World, NW (biótipo A) e New World 2 (NW2) (MARUBAYASHI et al., 2013).
Em cultivos agrícolas de todo o Brasil a espécie invasiva MEAM1, ou biótipo B, ocorre com maior frequência e pode causar perdas que variam de 20 a 100% na produção (OLIVEIRA, 2001). No Brasil, os vírus pertencentes ao gênero Begomovirus e Crinivirus, especificamente a espécie Tomato chlorosis virus (ToCV), são os vírus de maior importância econômica transmitidos por B. tabaci. O ToCV foi relatado infectando tomateiro (BARBOSA et al., 2008; BARBOSA et al., 2011), pimentão e batata (FREITAS et al., 2012), podendo ser transmitido tanto por B. tabaci,quanto por Trialeurodes vaporariorum (WISLER et al., 1998).
A mosca branca abriga um endossimbionte primário chamado de Portiera aleyrodidarum que a nutre em aminoácidos essenciais à sua sobrevivência (THAO; BAUMANN, 2004). Além disso, ela pode conter um conjunto diversificado de endossimbiontes secundários incluindo Arsenophonus (Enterobacteriales), Hamiltonella (Enterobacteriales) (THAO; BAUMANN, 2004; MORAN et al., 2005), Fritschea (Chlamydiales) (EVERETT et al., 2005), Cardinium (Bacteroidetes) (WEEKS; BREEUWER, 2003), Alphaproteobacteria Rickettsia (Rickettsiales) (GOTTLIEB et al., 2006), Wolbachia (Rickettsiales) (ZCHORI-FEIN; BROWN, 2002) e Orientia like organism (OLO) (BING et al., 2013). A função de todos os endossimbiontes secundários ainda não foi totalmente esclarecida, porém a relação de Rickettsia com B. tabaci biótipo B foi evidenciada pelo trabalho de Himler et al. (2011) em que foi observado que moscas brancas desta espécie quando infectadas com Rickettsia apresentavam maior fecundidade, melhor sobrevivência até a fase adulta, rápido desenvolvimento e por consequência melhor ‘fitness’. Kliot et al. (2014) também evidenciaram a importância de Rickettsia para melhor transmissão do vírus Tomato yellow leaf curl virus (TYLCV).
4. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
4.1 Hemiptera: Aleyrodidae: Bemisia tabaci (Gennadius)
Estima-se que existam descritos milhões de espécies de insetos no mundo, dos quais 10% destes são considerados pragas que podem prejudicar plantas, animais e ao homem (GALLO et al., 2002).
A classe insecta compreende 29 ordens (GALLO et al., 2002), dentre as quais a ordem Hemiptera foi descrita por Linnaeus, em 1758. A palavra Hemiptera vem do latim e significa Hemi=metade; ptera=asas. Dentro desta ordem se encontra a subordem Sternorrhyncha que compreende cerca de 16.000 espécies organizadas em quatro superfamílias: Aleyrodoidea (mosca-branca), Psylloidea (psilídeos); Aphidoidea (afídeos) e Coccoidea (cochonilhas) (GULLAN; MARTIN, 2009).
(Gennadius) (VAN LENTEREN; NOLDUS, 1990; GAMARRA et al., 2010; DE BARRO et al., 2011).
4.2 Bemisia tabaci: complexo de espécies crípticas
B. tabaci foi descrita pela primeira vez com o nome de Aleurodes tabaci, em 1889, por Gennadius, que coletou estes insetos na Grécia em plantas de tabaco. Onze anos após a primeira descrição, um novo relato foi realizado no sudoeste dos Estados Unidos da América (EUA), sendo ela encontrada em Physalis alkenkekgi L. e descrita como Aleyrodes inconspicua (PERRING, 2001 Apud QUAINTANCE, 1900). No Brasil sua primeira identificação foi no Estado da Bahia no ano de 1928, em plantas de Euphorbia hirtella sendo denominada de Bemisia costalimai (BONDAR, 1928).
B. tabaci passou a ter destaque a partir das décadas de 70 e 80 no Sudão e nos EUA, respectivamente. A partir de surtos populacionais, e consequentes prejuízos agrícolas, B. tabaci ficou conhecida como uma praga de cultivos agrícolas tanto de campo aberto quanto de estufas, ganhando proeminência de praga global (Global Invasive Species Database, http://www.issg.org/database). No Brasil, B. tabaci passou a fazer parte do cenário nacional no início da década de 90, a partir da introdução do biótipo B (espécie MEAM1) e associação com a transmissão de vírus, principalmente do gênero Begomovirus (LOURENÇÃO; NAGAI, 1994; ZERBINI et al., 2002) e mais recentemente do ToCV (BARBOSA et al., 2011)
O complexo B. tabaci é constituído de populações morfologicamente idênticas, mas que exibem variabilidade biológica quanto aos hospedeiros preferencialmente colonizados, polimorfismo genético, fecundidade, composição de procariotas endossimbiontes e capacidade de transmissão das diferentes espécies de begomovírus (BROWN et al., 1995; FROHLICH et al., 1999; GUEGUEN et al., 2010). Tradicionalmente foram caracterizadas em cerca de 40 diferentes biótipos (UEDA; BROWN, 2006), dos quais apenas dois destes (biótipo A e B) relatados no Brasil (RABELLO et al., 2008).
e sim por um complexo de diferentes espécies crípticas (DINSDALE et al., 2010; DE BARRO et al., 2011). Atualmente são reconhecidas pelo menos 36 espécies distintas de B. tabaci divididasem 11 grupos, conforme apresentado na Figura 1 (FIRDAUS et al., 2013; TAY et al., 2012; ALEMANDRI et al., 2012; DE BARRO et al., 2011; HU et al., 2011).
Figura 1. Árvore filogenética elaborada a partir de sequências consenso do complexo Bemisia tabaci.
Diferentes cores representam grupos distintos deste complexo junto a suas respectivas espécies;
Neomaskellia andropogonis (AY572539) representa sequência outgroup. Árvore elaborada de acordo com os critérios estabelecidos por Dinsdale et al., 2010.
detectada no Brasil no começo de 1990, provavelmente pelo comércio internacional de plantas ornamentais (LOURENÇÃO; NAGAI, 1994) e está relacionada com o aumento vertiginoso da incidência de begomovírus principalmente em solanáceas a partir do início da década de 1990 (RIBEIRO et al., 2003). Trata-se da espécie de B. tabaci predominante no Estado de São Paulo (ROCHA et al., 2011; MARUBAYASHI et al., 2013).
Outra espécie que merece destaque é a MED (biótipo Q), predominante na Europa e Ásia. Também já foi relatada nos Estados Unidos (DALTON, 2006), Argentina e Uruguai (GRILLE et al., 2011). Esta espécie tem uma alta capacidade de se tornar resistente a inseticidas, como observado na Espanha (NAUEN; DENHOLM, 2005). Curiosamente o primeiro exemplar de mosca branca identificado por Panayotis Gennadius na Grécia denominado de Aleyordes tabaci em 1889, preservado no museu de história natural de Smithsonian (Smithsonian National Museum of Natural History), teve o seu gene mtCOI recentemente analisado concluindo-se que este pertencia à espécie MED (TAY et al., 2012).
Outro membro do complexo de espécies de B. tabaci, New World (NW), também referida como biótipo A, foi coletado pela primeira vez nos EUA em batata-doce. No Brasil, o biótipo A teve seu primeiro relato possivelmente na Bahia em 1928, em E. pulcherrima, Nicotiana glauca e N. tabacum (BONDAR, 1928). Esta espécie ainda ocorre no Estado de São Paulo, restrita ao litoral sul paulista (MARUBAYASHI et al., 2013). Marubayashi et al. (2013) também relataram a ocorrência da espécie New World 2 (NW2) no Estado de São Paulo. Esta espécie foi descrita primeiramente por Alemandri et al. (2012). Na Argentina é a espécie predominante em soja (ALEMANDRI et al., 2012), enquanto que no Brasil é encontrada com frequência em Euphorbia heterophylla eem soja (MARUBAYASHI et al., 2013).
4.3 B. tabaci: biologia e relação inseto/ hospedeiro
quatro estágios de ninfa, podendo ser interrompido por um período de diapausa. Após eclosão dos ovos, ninfas de primeiro estádio emergem, sendo esta a única fase imatura móvel. Depois que eles se instalam na planta hospedeira passa por um processo de muda e tornam-se séssil, sendo este o segundo estádio, no qual apresentam as pernas disfuncionais. Após passar por duas fases de pupa, adultos emergem (BYRNE; BELLOWS, 1991).
Uma fêmea de B. tabaci pode ovipositar de 10 a 400 ovos, que levam em média de 5 a 7 dias para eclodirem (OLIVEIRA; SILVA, 1997; VILLAS BÔAS et al., 1997). A fecundidade pode ser influenciada pela temperatura e pela planta hospedeira, podendo ser interrompida na falta de alimento (VILLAS BÔAS et al., 1997). Em plantas de tomateiro, a fêmea prefere ovipositar sobre folhas mais jovens, as quais são ricas em açúcares e com alto teor de nitrogênio (VAN LENTEREN; NOLDUS, 1990).
B. tabaci é fortemente atraída para a superfície abaxial das folhas devido à sua resposta geotrópica negativa (SIMMONS, 1994). A atração de moscas-brancas adultas para as folhas apicais é possivelmente uma combinação do geotropismo negativo e seleção nutricional para local de alimentação e reprodução (GAMEEL, 1974).
Insetos pertencentes ao complexo B. tabaci se alimentam da seiva do floema das plantas, tanto na fase de ninfa como na fase adulta (LAZAROWITZ et al., 1992; VILLAS BÔAS et al., 1997). A partir desta alimentação os insetos podem liberar um líquido rico em açúcar conhecido como ‘honeydew’. Este é constituído principalmente do resíduo ingerido da seiva do floema após a digestão. ‘Honeydew’ depositado na superfície das folhas é uma importante fonte de alimento rico em energia para outros animais, incluindo algumas moscas, formigas, parasitóides e microrganismos. Dentre estes microrganismos, destaca-se o surgimento de fungos conhecidos como fumaginas. O crescimento destes fungos pode reduzir a fotossíntese das plantas e, consequentemente a produtividade das culturas, além de contaminar frutas, verduras e flores, tornando-os não comercializáveis (DOUGLAS, 2012).
Ocean, Ms, espécie esta encontrada em ilhas do Sudoeste do Oceano Indico (DELATTE et al., 2005; YOKOMI et al., 1990; HOELMER et al., 1991; DE BARRO et al., 2011).
4.4 Importância econômica como vetora de fitovirus
B. tabaci é considerada vetora de mais de 200 fitoviroses (JONES 2003; NAVAS-CASTILLO et al. 2011). Muitas destes vírus são emergentes no mundo e incluem vírus pertencentes aos gêneros Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus e Torradovirus (NAVAS-CASTILLO et al. 2011; POLSTON et al., 2014). Estes gêneros representam uma vasta gama de espécies virais que estão distribuídas em cinco famílias, conforme apresentado na Tabela 1.
Tabela 1. Resumo das famílias e gêneros de vírus transmitidos por mosca branca
do complexo Bemisia tabaci.
Família Gênero Número de
espécies
Modo de transmissão Geminiviridae Begomovirus 192 Persistente,
não-propagativo
Closteroviridae Crinivirus 12 Semi-persistente
Potyviridae Ipomovirus 4 Semi-persistente
Betaflexiviridae Carlavirus 2
não- persistente/semi-persistente
Secoviridae Torradovirus 2 Semi-persistente1
* Fonte: Polston et al., 2014; 1Verbeek et al., 2014.
ou até mesmo toda a vida do inseto. Neste tipo de interação o vírus pode replicar no inseto (propagativo) ou não replicar (NG; FALK, 2006; HOGENHOUT et al, 2008).
A transmissão dos crinivírus é do tipo semipersistente, enquanto que para a maioria dos begomovírus é persistente circulativo (NG; FALK, 2006; HOGENHOUT et al, 2008; POLSTON et al., 2014). No entanto, há um relato na literatura do Tomato yellow leaf curl virus – Israel (TYLCV) como sendo transmitido da forma persistente propagativa (GHANIM et al., 1998).
Dentre os grupos de vírus transmitidos por B. tabaci, os pertencentes ao gênero Begomovirus tem maior quantidade de espécies descritas, apresentam maior importância econômica e provocam doenças consideradas graves em cultivos de campo aberto e de estufas (STANLEY et al., 2005; BRIDDON; MARKHAN, 2001; MORALES; ANDERSON, 2001). O primeiro relato de uma doença causada por begomovirus no Brasil foi feito por Costa (1965) em feijão, Phaseolus vulgaris L. O vírus foi denominado Bean golden mosaic virus (BGMV). O aumento populacional de B. tabaci durante a década de 70 foi determinante para aumento da incidência do BGMV e foi atribuída ao acréscimo em área cultivada com soja, uma excelente hospedeira da praga (COSTA, 1975).
No Brasil, foram descritas até o momento onze espécies de begomovírus infectando naturalmente tomateiro no campo: Tomato golden mosaic virus (TGMV) (MATYIS et al., 1975), Tomato rugose mosaic virus (ToRMV) (FERNANDES et al., 2006), Tomato chlorotic mottle virus (ToCMoV) (RIBEIRO et al., 2007), Tomato yellow spot virus (ToYSV) (CALEGARIO et al., 2007), Tomato severe rugose virus (ToSRV) (FERNANDES et al., 2008), Tomato common mosaic virus (ToCmMV), Tomato mild mosaic virus (ToMlMV) (CASTILLO-URQUIZA et al., 2008), Tomato yellow vein streak virus (ToYVSV) (ALBUQUERQUE et al., 2010), Tomato interveinal chlorosis virus (ToICV), Tomato mottle leaf curl virus (TMoLCV), e Tomato golden vein virus (TGVV) (ALBUQUERQUE et al., 2012).
Pernambuco e Distrito Federal, acarretando perdas que podem chegar a 100% na produção de tomate (RIBEIRO et al., 1998; ZERBINI et al., 1996; FARIA et al., 2000).
4.5 Bemisia tabaci e seus endossimbiontes
Endossimbiontes microbianos são comuns na natureza e particularmente predominantes em artrópodes (BAUMANN, 2005). B. tabaci abriga um endossimbionte primário ou obrigatório (P-endossimbionte), conhecido como Portiera aleyrodidarum (THAO; BAUMANN, 2004). Os P-endossimbiontes são transmitidos de forma vertical entre as gerações e coevoluíram com os insetos por um longo período e tem formado uma relação íntima com seus hospedeiros (BAUMANN, 2005). Além dos P-endossimbiontes, B. tabaci pode ser infectada pelos endossimbiontes secundários (S-endossimbiontes) que por sua vez são facultativos e a transmissão pode ocorrer tanto verticalmente, como horizontalmente (SINTUPACHEE et al., 2006; CHIEL et al., 2009; ROSELL et al., 2010).
hospedeiros (ENGELSTADTER; HURST, 2009; WERREN, 1997; WERREN et al., 2008).
Em relação à presença destes endossimbiontes nas espécies pertencentes ao complexo B. tabaci, observou-se que o P-endossimbionte, P. aleyrodidarum, está presente em todas as espécies do complexo, sendo essencial a sua sobrevivência (THAO; BAUMANN, 2004; BAUMANN, 2005; SKALJAC et al., 2010). A presença de S-endossimbiontes em B. tabaci pode variar de uma espécie para outra ou até mesmo dentro de populações de uma mesma espécie. Por exemplo, Rickettsia e Hamiltonella são características de B. tabaci MEAM 1 (biótipo B) (CHIEL et al., 2007; MARUBAYASHI et al., in press), entretanto outros S-endossimbiontes podem ser encontrados nestas espécies, como: Cardinium e Fritschea. Na espécie do grupo NW (NW e NW 2) Fritschea é o endossimbionte mais comumente encontrado (THAO et al., 2003; MARUBAYASHI et al., in press), porém também pode ser detectado Hamiltonella e Cardinium infectando sobretudo NW 2 (MARUBAYASHI et al., in press). A espécie MED (biótipo Q) presente na França, Uruguai e Coreia do Sul apresentam os S-endossimbiontes Hamiltonella e Cardinium, sendo que algumas populações de MED da França além destes podem ser infectadas também por Wolbachia (GUEGUEN et al., 2010). Em Israel, são encontrados Wolbachia, Rickettsia eArsenophonus em MED (CHIEL et al., 2007), enquanto quena Croácia, Hamiltonella, Wolbachia, Cardinium e Rickettsia (SKALJAC et al., 2010).
Himler et al. (2011) verificaram que em seis anos Rickettsia passou a predominar em uma população de moscas brancas encontradas em batata-doce no sudoeste dos Estados Unidos. Foi verificada em condições laboratoriais que B. tabaci infectada com Rickettsia produz muito mais adultos ao longo de sua vida, que estes adultos sobrevivem melhor e produzem mais moscas brancas do sexo feminino, o que poderia explicar a rápida predominância deste endossimbionte ao proporcionar melhor ‘fitness’ à mosca-branca.
eficientemente o vírus, enquanto que o biótipo Q, que não possui este endossimbionte secundário, transmitir o vírus com baixa eficiência.
Recentemente Kliot et al. (2014) observaram que Rickettsia tem um papel importante na transmissão do TYLCV. Trabalhando com linhas isogênicas de B. tabaci MEAM1 (biótipo B), ambas contendo o endossimbionte primário P. aleyrodidarum, porém uma com Rickettsia (R+) e outra não (R-), verificaram que a linha
R+ transmitia melhor o TYLCV (79% de transmissão) quando a comparada a linha R
-(41%) e que esta transmissão estava ligada ao fato da presença de Rickettsia proporcionar maior aquisição do vírus.
5. REFERÊNCIAS
ALBUQUERQUE, L.C. et al. Characterization of tomato yellow vein streak virus, a begomovirus from Brazil. Virus Genes p. 140-147, 2010.
ALBUQUERQUE, L.C. et al. Further characterization of tomato-infecting begomoviruses in Brazil. Archives of Virology, 2012.
ALEMANDRI, V. et al. Species Within the Bemisiatabaci (Hemiptera: Aleyrodidae) Complex in Soybean and Bean Crops in Argentina. Journal of Economic
Entomology, v. 105, n. 1, p. 48-53, 2012.
AMBROZEVICIUS, L.P. et al. Genetic diversity of begomovírus infecting tomato and associated weeds in Southeastern Brazil. Fitopatologia Brasileira, v. 27, p. 372-377, 2002.
BARBOSA, J.C. et al. First report of Tomato chlorosis virus infecting tomato crops in Brazil. Plant Disease, v. 92, p. 1709, 2008.
BARBOSA, J. C. et al. Occurrence of Tomato chlorosis virus in tomato crops in five Brazilian states. Tropical Plant Pathology,v. 36, n. 4, p. 256-258, 2011.
BAUMANN, P. Biology of bacteriocyte-associated endosymbionts of plant sap-sucking insects. Annual Review of Microbiology. p. 155-89, 2005.
BING, X. et al. Characterization of a Newly Discovered Symbiont of the Whitefly Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae). Applied and Environmental
Microbiology,v. 79, n. 2, p. 569-575, 2013.
BRIDDON, R.; MARKHAM, P. Complementation of bipartite begomovirus movement functions by topocuviruses and curtoviruses. Archives of Virology,v. 146, n. 9, p. 1811-1819, 2001.
BROWN, J.; FROHLICH, D.; ROSELL, R. The sweet-potato or silverleaf whiteflies - biotypes of Bemisia-tabaci or a species complex. Annual Review of Entomology, v. 40, p. 511-534, 1995.
BROWNLIE, J.; JOHNSON, K. Symbiont-mediated protection in insect hosts. Trends in Microbiology,v. 17, n. 8, p. 348-354, 2009.
BRUMIN, M.; LEVY, M.; GHANIM, M..Transovarial transmission of Rickettsia spp. and organ-specific infection of the whitefly Bemisia tabaci. Applied and
Environmental Microbiology, p. 5565–5574, 2012.
BYRNE, D.; BELLOWS, T. Whitefly Biology.Annual Review of Entomology,v. 36, p. 431-457, 1991.
CALEGARIO, R. et al. Characterization of tomato yellow spot virus, a novel tomato-infecting begomovirus in Brazil. Pesquisa Agropecuaria Brasileira,v. 42, n. 9, p. 1335-1343, 2007.
CASTILLO-URQUIZA, G. et al. Six novel begomoviruses infecting tomato and associated weeds in Southeastern Brazil.Archives of Virology,v. 153, n. 10, p. 1985-1989, 2008.
CHIEL, E. et al. Biotype-dependent secondary symbiont communities in sympatric populations of Bemisia tabaci. Bulletin of Entomological Research, p. 407–413, 2007. CHIEL, E. et al. Assessments of fitness effects by the facultative symbiont Rickettsia in the sweetpotato whitefly (Hemiptera: Aleyrodidae). Annals of the Entomological Society of America,v. 102, n. 3, p. 413-418, 2009.
CHU, D. et al. Change in the biotype composition of Bemisia tabaci in Shandong Province of China from 2005 to 2008. Environmental Entomology, v. 39, n. 3, p. 1028-1036, 2010.
COSTA, H.S.; BROWN, J.K. Variability in biological characteristic isozyme patterns and virus transmission among populations of Bemisia tabaci Genn. in Arizona. Phytopathology, v.80, p.888, 1990.
COSTA, A.S. Three whitefly-transmitted virus diseases of beans in São Paulo, Brazil. Plant Protection Bulletin F.A.O., v.13, p. 2-12, 1965.
DALTON R. The Christmas invasion. Nature,v. 443, p. 898–900, 2006.
DE BARRO, P. et al. Bemisia tabaci: A Statement of Species Status. Annual Review of Entomology,v. 56, p. 1-19, 2011.
DELATTE, H. et al. A new silverleaf-inducing biotype Ms of Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae) indigenous to the islands of the south-west Indian Ocean. Bulletin of Entomological Research, v. 95, n. 1, p. 29-35, 2005.
DINSDALE, A. et al. Refined global analysis of Bemisia tabaci (Hemiptera: Sternorrhyncha: Aleyrodoidea: Aleyrodidae) Mitochondrial Cytochrome Oxidase 1 to identify species level genetic boundaries. Annals of the Entomological Society of America, v. 103, n. 2, p. 196-208, 2010.
Douglas, A:E: Honeydew. Encyclopedia of Insects, 2nd edn (ed by V.H. Resh and R.T. Cardé) p. 461–463, 2009.
ENGELSTADTER, J.; HURST, G.D.D. The ecology and evolution of microbes that manipulate host reproduction. Annual Review of Ecology, Evolution, and
Systematics, p. 127–149. 2009.
EVERETT, K. et al. Novel chlamydiae in whiteflies and scale insects: endosymbionts 'Candidatus Fritschea bemisiae' strain Falk and 'Candidatus Fritschea eriococci' strain Elm. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology,v. 55, p. 1581-1587, 2005.
FARIA, J.C. et al. Situação atual das geminiviroses no Brasil. Fitopatologia Brasileira, v. 25, p. 125-137, 2000.
FERNANDES, J.J. et al. Biological and molecular properties of Tomato rugose mosaic virus (ToRMV), a new tomato-infecting begomovirus from Brazil. Plant Pathology. P. 513-522, 2006.
FERNANDES, F.R. et al. Diversity and prevalence of Brazilian bipartite Begomovirus species associated to tomatoes. Virus Genes, v. 36, p. 251-258, 2008.
FERRARI, J. et al. Linking the bacterial community in pea aphids with host-plant use and natural enemy resistance. Ecological Entomology, p. 60–65, 2004.
FIRDAUS, S. et al. The Bemisia tabaci species complex: Additions from different parts of the world. Insect Science,v. 20, n. 6, p. 723-733, 2013.
FREITAS, D.M.S. et al. First report of Tomato chlorosis virus in potato in Brazil. Plant Disease, v. 96, p. 593.3, 2012.
GALLO, D. et al. Entomologia agrícola, Piracicaba: FEALQ, 920 p., 2002.
GAMARRA, H. et al. Bemisia afer sensu lato, a Vector of Sweet potato chlorotic stunt virus. Plant Disease,v. 94, n. 5, p. 510-514, 2010.
GAMEEL, O. I. Some aspects of the mating and oviposition behavior of the cotton whitefly Bemisia tabaci (Genn.). Revista de Zoologia Africana, v. 88, n. 4, p. 784-788, 1974.
GHANIM, M. et al. Evidence for transovarial transmission of tomato yellow leaf curl virus by its vector, the whitefly Bemisia tabaci. Virology, v. 240, n. 2, p. 295-303, 1998.
GOTTLIEB, Y. et al. Identification and localization of a Rickettsia sp in Bemisiatabaci (Homoptera : Aleyrodidae). Applied and Environmental Microbiology,v. 72, n. 5, p. 3646-3652, 2006.
GRILLE, G. et al. First report of the Q biotype of Bemisia tabaci in Argentina and Uruguay. Phytoparasitica, v. 39, n. 3, p. 235-238, 2011.
GUEGUEN, G. et al. Endosymbiont metacommunities, mtDNA diversity and the evolution of the Bemisiatabaci (Hemiptera: Aleyrodidae) species complex. Molecular Ecology,v. 19, n. 19, p. 4365-4378, 2010.
GULLAN, P.J.; MARTIN, J.H. Sternorrhyncha (jumping plant-lice, whiteflies, aphids, and scale insects). Encyclopedia of Insects, 2nd edn (ed. by V.H. Resh and R.T. Cardé), p. 957–967, 2009.
HAINE, E. Symbiont-mediated protection. Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences,v. 275, n. 1633, p. 353-361, 2008.
HEDGES, L.M. et al. Wolbachia and virus protection in insects. Science, p. 322, 2008. HIMLER et al. Rapid spread of a bacterial symbiont in an invasive whitefly is driven by fitness benefits and female bias. Science,v. 332, p. 254, 2011.
HOELMER, K. A.; OSBORNE, L. S.; YOKOMI, R. K. Foliage disorders in Florida associated with feeding by sweetpotato whitefly, Bemisia tabaci. Florida Entomologist, v. 74, n. 1, p. 162-166, 1991.
HOGENHOUT, S. et al. Insect vector interactions with persistently transmitted viruses. Annual Review of Phytopathology, v. 46, p. 327-359, 2008.
HU, J. et al. An extensive field survey combined with a phylogenetic analysis reveals rapid and widespread Invasion of two alien whiteflies in China. Plos One,v. 6, n. 1, 2011.
JONES, D. Plant viruses transmitted by whiteflies. European Journal of Plant Pathology, v. 109, n. 3, p. 195-219, 2003.
KLIOT et al., Implication of the Bacterial Endosymbiont Rickettsia spp. In Interactions of the Whitefly Bemisiatabaci with Tomato Yellow Leaf Curl Virus. Journal of
Virology, v. 88, n. 10, p. 5652, 2014.
KOGA, R.; TSUCHIDA, T.; FUKATSU, T. Changing partners in an obligate symbiosis: a facultative endosymbiont can compensate for loss of the essential
endosymbiont Buchnera in an aphid. Proceedings of the Royal Society of London B, Biological Sciences, p. 2543–2550, 2003.
LAZAROWITZ, S.G. Geminiviruses: Genome structure and gene function. Critical Reviews in Plant Sciences,v. 11, p. 327-349, 1992.
LOURENÇÃO, A.L.; NAGAI, H. Surtos populacionais de Bemisia tabaci no Estado de São Paulo. Bragantia, v. 53, n. 1, p. 53-59, 1994.
MA, D. et al. The biotype and insecticide-resistance status of whiteflies, Bemisia tabaci (Hemiptera : Aleyrodidae), invading cropping systems in Xinjiang Uygur Autonomous Region, northwestern China. Crop Protection, v. 26, n. 4, p. 612-617, 2007.
MATYIS, J.C. et al. Purificação e morfologia do vírus do mosaico dourado do tomateiro. Summa Phytopathologyca, v. 1, p. 267-274, 1975.
MARUBAYASHI, J. et al. At least two indigenous species of the Bemisia tabaci complex are present in Brazil. Journal of Applied Entomology, v. 137, n. 1-2, p. 113-121, 2013.
MARUBAYASHI, J.M. et al. Diversity and localization of bacterial endosymbionts from whitefly species collected in Brazil. Plos one, 2014 (in press).
MORAN, N. et al. The players in a mutualistic symbiosis: Insects, bacteria, viruses, and virulence genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, v. 102, n. 47, p. 16919-16926, 2005.
MONTLLOR, C.; MAXMEN, A.; PURCELL, A. Facultative bacterial endosymbionts benefit pea aphids Acyrthosiphon pisum under heat stress. Ecological Entomology, v. 27, n. 2, p. 189-195, 2002.
NAUEN, R; DENHOLM, I. Resistance of insect pests to neonicotinoid insecticides: current status and future prospects. Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 58, p. 200-15, 2005.
NAVAS-CASTILLO, J. et al. Emerging Virus Diseases Transmitted by Whiteflies. Annual Review of Phytopathology,v. 49, p. 219-248, 2011.
NG, J.; FALK, B. Virus-vector interactions mediating nonpersistent and semipersistent transmission of plant viruses. Annual Review of Phytopathology, v. 44, p. 183-212, 2006.
OLIVER, K.M. et al. Facultative bacterial symbionts in aphids confer resistance to parasiticwasps. Proceedings of theNational Academy of Sciences of the United States of America, p. 1803–1807, 2003.
OLIVEIRA, M.; HENNEBERRY, T.; ANDERSON, P. History, current status, and collaborative research projects for Bemisia tabaci. Crop Protection, v. 20, n. 9, p. 709-723, 2001.
OLIVEIRA, M.R.V.; SILVA, O.L.R.E. Mosca-branca, Bemisia argentifolli (Homoptera: Aleyrodidae) e sua ocorrência no Brasil. Brasília, DF: Ministério da Agricultura e do Abastecimento, 1997. p. 16 (Alerta Fitossanitário, 1).
POLSTON, J.E.; DE BARRO, P.; BOYKIN, L. M. Transmission specificities of plant viruses with the newly identified species of the Bemisia tabaci species complex. Pest Management Science, p.3738, 2014.
RABELLO, A. et al. Diversity analysis of Bemisia tabaci biotypes: RAPD, PCR-RFLP and sequencing of the ITS1 rDNA region. Genetics and Molecular Biology, v. 31, n. 2, p. 585-590, 2008.
RIBEIRO, S.G. et al. Widespread occurrence of tomato geminiviruses in Brazil, associated with a new biotype of the whitefly vector. Plant Disease, v. 82, p. 830, 1998. RIBEIRO, S.G. et al. Distribution and genetic diversity of tomato-infecting begomoviruses in Brazil. Archives of Virology, v. 148, p. 281-295, 2003.
RIBEIRO, S.G. et al. Molecular and biological characterization of Tomato chlorotic mottle virus suggests that recombination underlies the evolution and diversity of Brazilian tomato begomoviruses. Phytopathology, v. 97, p. 702-711, 2007.
ROCHA, K. et al. Only the B biotype of Bemisia tabaci is present on vegetables in São Paulo State, Brazil. Scientia Agricola, v. 68, n. 1, p. 120-123, 2011.
ROSELL, R.C. et al. Mutualistic and dependent relationships with other organisms.
SIMON, C. et al. Evolution, weighting, and phylogenetic utility of mitochondrial gene sequences and a compilation of conserved polymerase chain reaction primers. Ann. Entomol. Soc. Am, v. 87, p. 651-701, 1994.
SIMMONS, A. M. Oviposition on vegetables by Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae): temporal and leaf surface factors. Environmental Entomology, v. 23, n. 2, p. 381-389, 1994.
SCARBOROUGH, C.; FERRARI, J.; GODFRAY, H. Aphid protected from pathogen by endosymbiont. Science, v. 310, n. 5755, p. 1781-1781, 2005.
SINTUPACHEE, S. et al. Closely related Wolbachia strains within the pumpkin arthropod community and the potential for horizontal transmission via the plant. Microbial Ecology, v. 51, n. 3, p. 294-301, 2006.
SKALJAC, M. et al. Co-infection and localization of secondary symbionts in two whitefly species. Bmc Microbiology, v. 10, 2010.
STANLEY, D.M. BISARO, R.W. BRIDDEN, J.K. BROWN, C.M. FAUQUET, B.D. HARRISON, E.P. RYBICKI, D.C. STENGER, In Virus Taxonomy. Eighth Report of the International Committee of Taxonomy Viruses, ed. BY C.M. FAUQUET, M.A. MAYO, J. MANILOFF, U. DESSELBERGER, L.A. BALL (Elsevier Academic Press, San Diego, 2005), p. 301–326.
TAY, W. et al. Will the Real Bemisia tabaci Please Stand Up? Plos One, v. 7, n. 11, 2012.
TEIXEIRA, L.; FERREIRA, A; ASHBURNER, M. The bacterial symbiont Wolbachia induces resistance to RNA viral infections in Drosophila melanogaster. PLoS Biology, 2008.
THAO, M. et al. Phylogenetic evidence for two new insect-associated chlamydia of the family Simkaniaceae. Current Microbiology, v. 47, n. 1, p. 46-50, 2003.
THAO, M.; BAUMANN, P. Evolutionary relationships of primary prokaryotic endosymbionts of whiteflies and their hosts. Applied and Environmental Microbiology, v. 70, n. 6, p. 3401-3406, 2004.
UEDA, S.; BROWN, J.K. First report of the Q biotype of Bemisia tabaci in Japan by mitocondrial cytochrome oxidase I sequence analysis. Entomology, v. 34, p. 405-411, 2006.
VAN LENTEREN, J. C.; NOLDUS, L. P. J. J. Whitefly-plant relationships: behavioral and ecological aspects. In: GERLING, D. Whiteflies: their bionomics, pest status and management. Andover: Intercept, 1990. p. 47-90.
VILLAS BÔAS, G. L. et al. Manejo integrado da mosca-branca Bemisia argentifolii. Brasília, DF: EMBRAPA-CNPH, 1997. p. 11 (Circular Técnica, 9).
VORBURGER, C.; GEHRER, L.; RODRIGUEZ, P. A strain of the bacterial symbiont Regiella insecticola protects aphids against parasitoids. Biology Letters, p. 109–111, 2010.
YOKOMI, R. K.; HOELMER, K. A.; OSBORNE, L. S. Relationships between the sweetpotato whitefly and the squash silverleaf disorder. Phytopathology, v. 80, n. 10, p. 895-900, 1990.
WEEKS, A.R; BREEUWER, J.A.J. A new bacterium from the Cytophaga-Flavobacterium-Bacteroides phylum that causes sex ratio distortion. Insect Symbiosis II. p. 165-176, 2003.
WERREN, J.H. Biology of Wolbachia. Annual Review of Entomology, p. 587–609, 1997.
WERREN, J.H.; BALDO, L.; CLARK,M.E. Wolbachia: master manipulators of invertebrate biology. Nature Reviews Microbiology, p. 741–751, 2008.
WISLER, G. et al. Tomato chlorosis virus: A new whitefly-transmitted, phloem-limited, bipartite closterovirus of tomato. Phytopathology, v. 88, n. 5, p. 402-409, 1998.
ZCHORI-FEIN, E.; BROWN, J. Diversity of prokaryotes associated with Bemisia tabaci (Gennadius) (Hemiptera : Aleyrodidae). Annals of the Entomological Society of America, v. 95, n. 6, p. 711-718, 2002.
ZERBINI, F.M. et al. Um novo geminivirus isolado de tomateiro (L. esculentum) em Minas Gerais. Fitopatologia Brasileira, v. 21, p. 430, 1996.
CAPÍTULO 01
Indigenous American species of the Bemisia tabaci complex are still widespread in the Americas
Leonardo da F Barbosa,a,b Julio M Marubayashi,a Bruno R De Marchi,a Valdir A Yuki,c
Marcelo A Pavan,a Enrique Moriones,b Jesús Navas-Castillo,b and Renate
Krause-Sakatea*
* Correspondence to Renate Krause-Sakate. E-mail: renatekrause@fca.unesp.br
a UNESP – Faculdade de Ciências Agronômicas, Botucatu, Brazil.
b Instituto de Hortofruticultura Subtropical y Mediterránea ‘‘La Mayora’’ - Universidad de Málaga-Consejo Superior de Investigaciones Científicas (IHSM-UMA-CSIC), Algarrobo-Costa, Málaga, Spain.
c Instituto Agronômico de Campinas, Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Fitossanidade, Campinas, Brazil
Abstract
BACKGROUND: Bemisia tabaci is a complex of at least 36 putative cryptic species. Since the late 1980s, the Middle East-Asia Minor 1 species (MEAM1, formerly known as the B biotype), has emerged in many tropical and subtropical regions of the world and in some areas has displaced the indigenous populations of B. tabaci. Based on analysis of the mtCOI gene, two indigenous species native to America have been reported: New World (NW, formerly the A biotype) and New World 2 (NW2).
RESULTS: Here, we highlight that NW is present at least in Argentina, Brazil, Martinique, Mexico, Texas and Venezuela, and NW2 in Argentina, Bolivia and Brazil. Wild plants (Euphorbia sp. and Ipomoea sp.) as well as important crops such as tomato, bean and cotton are still hosts for native B. tabaci populations in the Americas.
CONCLUSION: MEAM1 has not completely displaced the native B. tabaci from the
Americas.
1 INTRODUCTION
Bemisia tabaci (Gennadius) (Hemiptera: Aleyrodidae) is one of the most serious pests of vegetable, fibre and ornamental crops worldwide and has been listed as one of the world’s 100 worst invasive alien species.1 B. tabaci is a highly polyphagous insect that causes severe damage to more than 600 plant species, directly by feeding and excreting honeydew that causes sooty mould and, indirectly by transmitting more than 200 plant viruses.2,3 Most of these viruses are begomoviruses and criniviruses that cause
emerging diseases worldwide.4,5
B. tabaci is currently known as a complex, composed of cryptic species.6
Morphologically indistinguishable populations of B. tabaci can exhibit variable molecular features and biological behaviour with respect to host range, plant virus transmission efficiency, the ability to cause phytotoxicity and the degree of fecundity and/or insecticide resistance that have been used to distinguish the so-called biotypes of B. tabaci.7 As biological features are neither easy to test nor reproducible among
laboratories, the most reproducible and informative method currently available to determine the affiliation of a B. tabaci individual is based on the genetic information provided by the sequence of the mitochondrial cytochrome oxidase 1 (mtCOI) gene.6
Based on partial mtCOI, it has been generally accepted that rather than one complex species, B. tabaci is a complex of 11 welldefined high-level groups containing at least 36 morphologically indistinguishable species, all separated by a minimum of 3.5% mtCOI nucleotide divergence.6,8,9,10,11,12,13 There is also increasing evidence that the
existence of distinct species based on genetic distance is supported by mating compatibility studies. Thus, individuals from different species are reproductively isolated or crosses result in F1 and F2 generations with significantly reduced fitness.14,15
Within the B. tabaci complex, the Middle East-Asia Minor 1 (MEAM1, formerly B biotype) and Mediterranean (MED, formerly Q biotype) species are the most invasive and widely distributed species around the world. The introduction of the MEAM1 species into the Americas occurred in the late 1980s16 and it was initially detected in the USA and in the Caribbean (Dominican Republic, Puerto Rico), associated with important infestations of greenhouse-grown ornamental plants.2,17
Currently, MEAM1 is widespread throughout all Latin American countries,18,19,20,21,22
2009,25 and more recently in Argentina and Uruguay.26 MED-like individuals have not
been detected in Brazil or in the Caribbean until recently.22,27,28 The emergence of
MED-like infestations might pose a more serious problem, as their higher propensity to develop resistant populations to the most frequently used insecticide groups of active ingredients has been reported compared to MEAM1.29 In the Americas, several native B. tabaci populations were described and grouped to different biotypes (namely A, C, D, F, Jatropha, N, R and Sida biotypes), all belonging to the New World (NW) species.6,8 In addition, some populations from Argentina10 and Brazil22 have been
proposed to belong to a second native species, named New World 2 (NW2). This review provides updated information concerning the distribution of native B. tabaci populations in the Americas, showing that they occur widely and that complete displacement by invading MEAM1 and MED has not yet occurred.
2 POPULATION DYNAMICS OF Bemisia tabaci IN THE AMERICAS
Most of the territory of Latin America lies within the Tropics of Cancer and Capricorn, where appropriate conditions for whitefly development occur throughout the year in the lowlands and mid-altitude regions. The area affected by B. tabaci and begomovirus emergence extends at least 10° north and south of the Tropics, and from the USA-Mexico border to southern Brazil and northern Argentina.20,21 Temperature
and rainfall regimes are the major environmental factors that affect B. tabaci dynamics and the insect does not tolerate temperatures below 17°C or the abundant rainfall of the Amazon region. B. tabaci can be found at altitudes over 2,000 m in Costa Rica, which is unusual for this species, with altitudinal spread often associated with the movement of plant material from the lowlands to the highlands.30
Besides favorable weather conditions, the existence of a suitable reproductive host is another critical factor responsible for the rapid build-up of B. tabaci populations.20,31 The native B. tabaci populations from the Americas contain numerous potential host plants, mainly wild species of the Euphorbiaceae, Malvaceae and Solanaceae. B. tabaci was not a relevant pest until the 1940s,3 when high cotton demand
no crop-free time, all contributed for the increase of B. tabaci epidemics since the mid-1970s.20,31,32
The introduction of the MEAM1 species into the Americas during late 1980’s,16
resulted in significant changes in B. tabaci population dynamics. In Brazil, a substantial increase in whitefly populations during the early 1990’s was reported in São Paulo State.33 The greater polyphagy of MEAM1 and stronger ability to adapt to different
environments compared to the native populations such as the A biotype of the NW species, resulted in a gradual displacement of the native population by MEAM1 in most agricultural regions of Latin America.20,21 For example, native populations are unable to
colonise tomato efficiently, whereas huge numbers of eggs and nymphs are frequently observed on tomato plants colonised by MEAM1 populations.30 This extended host
range of MEAM1 was associated with the emergence of begomovirus outbreaks in tomato in Brazil and other countries across South America after the introduction of this specie of the B. tabaci complex in the mid-1990s, facilitating transference of indigenous begomoviruses from noncultivated hosts to tomato.34,35 In Latin America, the major B. tabaci hosts, based on the area covered and damage levels, are tomato, common bean, melon, watermelon, cotton, bell pepper and hot peppers.30
The spread and emergence of MEAM1 in Latin America resulted in this geographical region having one of the highest incidence and diversity of whitefly-transmitted geminiviruses in the world. As a consequence, this area suffers continuous major yield losses due to the year-round cultivation of susceptible crops and constant attack of viruses and their B. tabaci vector in affected areas.20,21
3 NATIVE SPECIES OF THE Bemisia tabaci COMPLEX IN THE AMERICAS The presence of distinct B. tabaci populations in the Americas was clearly revealed following the introduction of MEAM1 species in the late 1980s in the southern USA,16 from its presumed origin in the Mediterranean–Asia Minor region.6 The
indigenous populations of the so-called A biotype, behaved differently to the invader B. tabaci. Crosses between both populations can result in a F1 generation lacking females.36 Different esterase profiles, host range and molecular markers were also
reported for both populations.37,38 In addition, the silver leaf syndrome was typically
B. tabaci was reported in Brazil in the 1920s39 and the existence of genetic
variability among the Brazilian populations has been well documented.18,32,40,41,42 In
weeds, populations closely related to the A biotype (NW species) from Arizona were found by Lima et al.18,40 A Random Amplified Polymorphic DNA Polymerase Chain Reaction (RAPD-PCR) marker was developed to characterise what they termed the BR biotype,18,40 which was also detected on weeds and soybean in Argentina and
Paraguay.43
According to mtCOI genetic assessment, NW6,8 and NW2 species are found in
the Americas.10,22 NW2 populations were initially recognised as the BR biotype, since
Alemandri et al.10 found that the RAPD-PCR marker for the BR biotype40 was
indistinguishable between NW and NW2 from Argentina. Unfortunately, no mtCOI gene sequences are available for the populations previously described as the BR biotype in Brazil.22 A higher genetic variability was detected for native B. tabaci than for
MEAM1 populations, which is consistent with the recent invasive nature of the latter species.28
4 NEW WORLD SPECIES: THEY ARE STILL THERE
During the past ten years and almost twenty years after the invasive spread of MEAM1 to the Americas, B. tabaci specimens assigned to the New World group composed of at least the NW and NW2 species6,8,10 are still collected in different
locations of Latin America (Supplementary Table 1).
B. tabaci individuals corresponding to NW were recently reported on tomatoes from Venezuela,44 Brazil, Mexico and Texas, the latter representing the first report of
the NW species in the United States, since its rapid displacement in the late 1980s after the introduction of the MEAM1 species.45 It is interesting to note that in Venezuela44
and Brazil (Alagoas State, northern region, and locations recorded in this study), the source tomatões from which whiteflies were collected, were managed under a regime of sustainable agriculture. In contrast, in strictly intensive and commercial tomato fields under massive use of pesticides, MEAM1 almost completely displaced the indigenous species in Brazil22,27 and Venezuela.44 MEAM1 populations invading Latin America
appear to be more resistant to pesticides compared to indigenous whiteflies.46
Euphorbia sp plant within a sugarcane field in Guadeloupe and on Ipomoea batatas in Martinique.28 The latter study concluded that a highly homogenous MEAM1 population
has been extensively established in the Caribbean, whereas heterogeneous NW indigenous populations were still detectable but were severely displaced.
The NW2 species, first reported on bean and soybean in Argentina10, was also detected in Brazil, colonising Euphorbia heterophylla, Xanthium cavanillesii, soybean22
and more recently, Ipomoea sp. in Alagoas State in Brazil. In Brazil, NW2 is rarely found colonizing soybean,22 but in Argentina according to Alemandri et al.10 it is the
prevalentspecies in this culture. The so-called non-B biotype collected on bean (1994) and cotton(1999) in Argentina,19 belongs to the NW2 species as also previously verified
by Alemandri et al.10 The same applies to non-B biotype populations collected from
tomato in Bolivia,47 which belong to the NW2 species. Fig. 1 summarises the
distribution of the native B. tabaci species in the Americas, belonging to the New World group, with the taxonomic position based on partial mtCOI analysis.
The evolutionary history of the mtCOI gene from the New World (NW and NW2species) B. tabaci can be inferred from the phylogenetic tree shown in Fig. 2. Clearly, thisphylogenetic analysis confirmed pairwise data to separate NW and NW2 species, with a nucleotide divergence limit of 3.5% between the NW and NW2 mtCOI sequences. The high divergence among mtCOI sequences detected for native B. tabaci is typical of indigenous populations with a long evolutionary and adaptation history. In this regard, it is worth noting that DNA fragments of the mtCOI gene have been recently amplified from vouchered museum material of B. inconspicua,48 currently
synonymous with B. tabaci, which matches with NW2 species,49 suggesting a long
Figure 2.The evolutionary history of mtCOI gene from New World (NW and NW2 species) B. tabaci
All the surveys carried out in Latin America appear to indicate that the invader MEAM1 species has severely displaced the indigenous populations. It should be noted, however, that some observations suggest that mixed populations of invader and indigenous species might not be rare, and that coexistence might occur in certain natural conditions. In Brazil, for example, NW2 and MEAM1 species were found on the same soybean plant.22
5 CONCLUSIONS
Indigenous B. tabaci populations from the Americas have not been completely displaced by the highly invasive MEAM1 species, suggesting adaptation of these species to occupy niches not preferentially colonised by the MEAM1 species. Beans, Euphorbia sp., Ipomoea sp. and also soybeans are host reservoirs colonised by NW and NW2 species in Latin America. It would be interesting to conduct more intensive surveys in weeds and wild plants to evaluate whether the diversity of indigenous B. tabaci is higher than that described so far.
ACKNOWLEDGEMENTS
