FILHO” FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
"ESTUDO EPIDEMIOLÓGICO DE Staphylococcus spp Em
AMBIENTES, ÁGUA E PORTADORES SADIOS E
DETERMINAÇÃO DA SENSIBILIDADE A
ANTIMICROBIANOS”.
Marcelo Lancellotti
Cirurgião Dentista
FILHO” FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
"ESTUDO EPIDEMIOLÓGICO DE Staphylococcus spp Em
AMBIENTES, ÁGUA E PORTADORES SADIOS E
DETERMINAÇÃO DA SENSIBILIDADE A
ANTIMICROBIANOS”.
MARCELO LANCELLOTTI
ORIENTADOR: Prof. Dr. FERNANDO ANTONIO DE ÁVILA
Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – UNESP, Campus de Jaboticabal, como parte das Exigências para a obtenção do título de Doutor em Microbiologia, área de concentração Microbiologia Agropecuária.
DADOS CURRICULARES DO AUTOR
MARCELO LANCELLOTTI, brasileiro, nascido em 25 de fevereiro de 1978, em Barretos – SP, é Cirurgião – Dentista formado pela Fundação Educacional de
Barretos, Curso de Odontologia, na cidade de Barretos – SP, em janeiro de 2000 e
filiado ao Conselho Regional de Odontologia (CRO) desde 2000. Mestre em
Microbiologia pela Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – UNESP,
“
De tudo, ficaram três coisas:
a certeza de que estamos sempre começando...
a certeza de que é preciso continuar...
a certeza de que seremos interrompidos antes de terminar...
Portanto, devemos:
Fazer da interrupção um caminho novo...
Da queda, um passo de dança...
Do medo uma escada...
Do sonho, uma ponte...
Da procura um encontro.”
DEDICATÓRIA
Aos meus pais José Geraldo e Maria Helena,
Que com amor, carinho e dedicação sempre compartilharam todas as
passagens da minha vida: tanto as vitórias como os maus momentos. Sempre me
mostrando os caminhos certos, orientando nas escolhas da vida e tornando as
coisas difíceis mais brandas. Em vocês, busco força para continuar a minha
caminhada, busco paz para tomar minhas decisões e acima de tudo, busco
sabedoria para tornar o mundo um pouco melhor do que eu encontrei...
O que eu digo à vocês é que no dia em que me torno DOUTOR descubro que os
meus maiores MESTRES são vocês... É por isso que lhes digo OBRIGADO por
OFERECIMENTO
Á minha família,
Que me deram o apoio e o carinho que sempre busquei na minha
caminhada. Que foi meu porto seguro, que me deram condições para que eu
realizasse com destreza minhas atividades e que me receberam calorosamente
após o término de cada jornada.
Aos meus irmãos, Marcos e Marina,
Saibam que muitas vezes busquei, em vocês, a serenidade e a
tranqüilidade para vencer meus obstáculos. Compartilho com vocês mais esta
Agradecimentos especiais
Á Mônica Pereira de Oliveira (linda), pela ajuda na conclusão deste trabalho, e por me mostrar que tudo vale a pena se a alma não é pequena.
Aos Professores Doutores: Izabel Yoko Ito e Fernando Antonio de Ávila,
Mestres queridos, que com certeza poderiam ser o motivo da inspiração de Rubem Alves quando ele escreveu:
AGRADECIMENTOS
Á FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS – UNESP – CAMPUS DE JABOTICABAL-SP pela pós-graduação em Microbiologia que felizmente pude ter a honra de cursá-la.
Ao Amigo JOÃO LUIS QUINTANA, obrigado pelas conversas de apoio e pelos conselhos, sempre sadios, que tivemos por todos esses anos.
Ao plano SANTA CASA SAÚDE ODONTOLOGIA, por permitir e incentivar a minha formação profissional.
Aos meus amigos: Dra. Maria de Fátima Pereira Yunes, Dra. Márian Yunes, Dra. Ana Beatriz Bastos e Dr. Fábio Marqueti, juntos somos vencedores. Com vocês
descobri que “Ao vencermos sem perigo, triunfamos sem glória”(PC).
As funcionárias do plano SANTA CASA SAÚDE ODONTOLOGIA, Kelem, Ana Silvia, Silvana e Sandrinha.
À Dra. Ana Claudia de Oliveira, pela amizade e apoio durante todos estes anos. À Prefeitura Municipal de Barretos, em nome do secretário da Saúde, Dr. José Luis Yunes.
Aos professores e funcionários do Departamento de Microbiologia UNESP-JABOTICABAL, que Deus abençoe cada um de vocês para que continuem sendo essas pessoas extraordinárias.
Aos professores e funcionários do curso de Enfermagem e Biologia da Faculdade de Educação São Luís - JABOTICABAL, obrigado pela compreensão, amizade e carinho.
Aos Cirurgiões-Dentistas da cidade de Barretos, pelo apoio e compreensão e por disponibilizarem seus consultórios para a realização das coletas.
À secretária do programa de pós-graduação em Microbiologia Edna Testa D’Áquila, pela amizade, carinho e incentivo.
Agradeço a todos que confiaram no meu senso de pesquisador e que contribuíram direta ou indiretamente para que este trabalho fosse realizado.
SUMÁRIO
Página
1. INTRODUÇÃO... 01
2. REVISAO BIBLIOGRÁFICA... 03
2.1. O gênero Staphylococcus... 03
2.1.1. Staphylococcus coagulase positivo... 04
2.1.2. Staphylococcus coagulase negativo... 05
2.1.3. Identificação de Staphylococcus spp... 07
2.1.3.1. Métodos tradicionais... 07
2.1.3.2. Métodos comerciais... 09
2.1.4. RESISTÊNCIA DE Staphylococcus spp AOS AGENTES ANTIMICROBIANOS... 09
2.1.4.1. A Importância da Resistência a Oxacilina... 12
2.1.4.2. Resistência a glicopeptídeos... 14
2.2. Presença dos Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis no biofilme linha d’agua... 15 2.3.Infecção Cruzada No Consultório Odontológico... 27
3. OBJETIVOS... 31
4. MATERIAIS E MÉTODOS... 32
4.1. Local de colheita das amostras... 32
4.2. Amostragem de água... 33
4.2.1. Colheita das amostras de água... 35
4.2.2. Analise bacteriológica quantitativa da água... 36
4.3. Amostragem de fômite... 36
4.3.1. Colheita das amostras de fômites... 37
4.4. Amostragem dos profissionais, auxiliares e pacientes... 38
4.4.1. Colheita das amostras dos profissionais, auxiliares e pacientes... 39
4.5. Identificação das amostras de Staphylococcus spp... 40
4.5.2. Provas bioquímicas... 40
4.5.3. Prova da coagulase... 40
4.5.3.1. Prova da coagulase em tubo (coagulase livre)... 40
4.5.3.2. Prova da coagulase em lâmina... 41
4.5.4. Prova da catalase... 4.5.5. Prova da hemólise... 41 41 4.5.6. Prova da fermentação do manitol... 42
4.5.7. Prova da desoxiribonuclease (DNase)... 42
4.6. Amostras de referencias positivas... 42
4.7. Teste de sensibilidade a antimicrobianos (antibiograma)... 41
4.8. Análise estatística... 43
5. RESULTADOS... 44
5.1. Amostragem de água... 44
5.2. Amostragem de fômites... 48
5.2.1. Amostras dos consultórios de convênios... 49
5.2.2.Amostras de consultórios das unidades básicas de saúde... 51
5.2.3. Amostras de consultórios particulares... 53
5.3. Amostragem de dentistas, auxiliares e pacientes... 55
5.3.1. Amostras dos consultórios de convênios... 56
5.3.2. Amostras de consultórios das unidades básicas de saúde... 59 5.3.3. Amostras de consultórios particulares... 62
6. DISCUSSÃO... 65
7. CONCLUSÕES... 79
8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS... 81
9. ANEXOS... 100
LISTA DE TABELAS
Página Tabela 1. Número e porcentagem de amostras de água e tipo de
consultório, contaminados, por Staphylococcus spp, por local de coleta, nos 40 consultórios odontológicos de Barretos-SP,
durante o período de janeiro a julho de 2005... 46 Tabela 2: Número de amostras de água contaminadas com cepas de
Staphylococcus spp, de acordo com os níveis de
contaminação, em ufc/mL, nos 40 consultórios odontológicos de Barretos-SP, durante o período de janeiro a julho de 2005... 47
Tabela 3: Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos das amostras de água contaminadas com cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
isoladas de 40 consultórios odontológicos da cidade de Barretos-SP... 48
Tabela 4. Número e porcentagem de amostras de fômites, contaminadas por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, por tipo de atendimento, colhidas de consultórios odontológicos de
Barretos-SP... 49 Tabela 5. Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas
por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis colhidas de diferentes locais nos 14 consultórios odontológicos tipo convênio da cidade de Barretos – SP, durante o período
Tabela 6. Perfil de sensibilidade e resistência das cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
isoladas de 14 consultórios odontológicos, tipo convênio, da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de 2005,
frente a diferentes antimicrobianos... 51
Tabela 7: Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, colhidas de diferentes locais, nos nove consultórios odontológicos das unidades básicas de saúde de Barretos-SP,
durante o período de janeiro a julho de 2005... 52 Tabela 8: Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos, das
cepas de Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis, isoladas de 9 consultórios odontológicos da
unidade básica de saúde da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de 2005... 53 Tabela 9. Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas
por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, colhidas de diferentes locais, nos 17 consultórios odontológicos particulares de Barretos-SP, durante o período de janeiro a julho de 2005... 54
Tabela 10. Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos, das cepas de Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis, isoladas de 17 consultórios odontológicos
particulares da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a
Tabela 11: Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos 14 consultórios odontológicos, tipo convênio, de Barretos – SP, durante o
período de janeiro a julho de 2005.
57
Tabela 12 Perfil de resistência aos antimicrobianos, das cepas de
Staphylococcus spp, das mãos e cavidade nasal dos dentistas,
auxiliares e pacientes pesquisados, nos 14 consultórios odontológicos tipo convênio da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de 2005... 58 Tabela 13. Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade
nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos nove consultórios odontológicos das unidades básicas de saúde da cidade de Barretos-SP, durante o período de janeiro a julho de 2005... 60 Tabela 14. : Perfil de resistência das cepas de Staphylococcus spp, das
mãos e cavidade nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes pesquisados, nos 9 consultórios odontológicos da unidade básica de saúde da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de 2005, frente a diferentes antimicrobianos... 61 Tabela 15: Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade
nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
Tabela 16: Perfil de resistência das cepas de Staphylococcus spp, das mãos e cavidade nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes pesquisados, nos 17 consultórios odontológicos particulares da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de
LISTA DE FIGURAS
Página
FIGURA 1. Modelo de formação de biofilme, em fases seqüenciais... 17 FIGURA 2. Distribuição, por área, dos 40 consultórios odontológicos
selecionados para a coleta das amostras... 32 FIGURA 3. Delineamento de estudo dos consultórios odontológicos, por
tipo de atendimento, localizados na cidade de Barretos – SP.... 33 FIGURA 4. Tipos de reservatórios utilizados nos consultórios
odontológicos. A = reservatório de chão, B = garrafa tipo Pet. 34 FIGURA 5. Delineamento de estudo dos 40 consultórios odontológicos
analisados, em relação ao tipo de reservatório e fonte da água
utilizada para o abastecimento...
34
FIGURA 6. Colheita de amostra de água da Caneta de alta rotação (A), seringa tríplice (B), torneira de lavagem das mãos (c) e do reservatório de chão (D)... 36 FIGURA 7. Locais de colheitas de fômites: A = assento (encosto da
cabeça), B = refletor, C = maçaneta, D = seringa tríplice... 37 FIGURA 8. Locais de colheitas de fômites: A = caneta de alta rotação, B =
caneta de baixa rotação, C = fotopolimerizador, D = Prof – Dent, E = aparelho de Rx... 38 FIGURA 9. Locais de colheitas das mãos direita e esquerda e da cavidade
nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes: A = Colheita entre os dedos das mãos, B = colheita nas ranhuras das mãos, C = colheita da cavidade nasal... 39 FIGURA 10. Número, porcentagem e tipo de reservatório analisado nos 40
consultórios odontológicos de Barretos-SP no período de janeiro a julho de 2005... 44 FIGURA 11. Número, porcentagem e tipo de amostras de água colhidas
dos reservatórios dos 40 consultório odontológicos de
ESTUDO EPIDEMIOLÓGICO DE Staphylococcus spp Em AMBIENTES, ÁGUA E PORTADORES SADIOS E DETERMINAÇÃO DA SENSIBILIDADE A
ANTIMICROBIANOS. RESUMO
Este trabalho objetivou trazer uma contribuição aos estudos relacionados à infecção cruzada, por Staphylococcus spp, dentro do ambiente dos consultórios odontológicos, destacando as principais fontes de contaminação e o provável risco a que os profissionais e pacientes estão expostos. Foram coletadas 160 amostras de água, 300 amostras de fômites e 360 amostras das mãos (direita e esquerda) e da cavidade nasal de dentistas, auxiliares e pacientes em 40 consultórios. A determinação da contagem de Staphylococcus spp na água, pelo método de filtração em Millipore® ,mostrou que 28% não atenderam ao padrão de potabilidade estabelecidos pela American Dental Association. Dentre os consultórios estudados, os de atendimento de convênio apresentaram a maior contaminação da água (62,5%) e os consultórios particulares (36%) e de convênios (35%) apresentaram maior contaminação em relação aos fômites pesquisados. As regiões de fômites mais contaminadas foram: assento (90%), maçaneta (80%), aparelho de Rx (76%) e caneta de alta rotação (70%). A área
anatômica mais contaminada foi à cavidade nasal (66%) seguido da mão esquerda (57%) e mão direita (42%). A correlação entre os isolados de
Staphylococcus spp nos fômites, água e áreas anatômicas significativa, podendo
ser sugerido que houve infecção cruzada nos consultórios odontológicos estudados. As cepas de Staphylococcus spp, isoladas das águas de abastecimento do equipamento odontológico, foram sensíveis aos antibióticos ciprofloxacina (97%) e vancomicina (91%) e resistentes a oxacilina (78%), enquanto, as cepas, isoladas de fômites, das mãos e cavidade nasal foram sensíveis ao antibiótico ciprofloxacina (85%) e resistentes a oxacilina (88%).
1. INTRODUÇÃO
Prevenir e controlar a infecção cruzada no consultório odontológico é, hoje, exigência e direito do cliente e, sobretudo, uma declaração de respeito à equipe de trabalho. Desta forma, é essencial que haja conscientização para que aconteçam mudanças na conduta dos profissionais, levando-os a adotarem medidas mínimas de segurança para todos os clientes atendidos e em todas as ocasiões de tratamento, como forma de impedir que a própria equipe de saúde atue como vetor na propagação de infecções, colocando em risco a sua saúde, a da equipe auxiliar e da população.
No entanto, na prática odontológica, a prevenção da disseminação de microrganismos tem se mostrado precária, tornando os profissionais de Odontologia como: Cirurgiões-Dentistas, Auxiliares de Consultório Odontológico, Higienistas e Técnico de Higiene Dental, vulneráveis a muitas doenças infecciosas, por trabalharem em contato direto com secreções e membranas mucosas.
Na odontologia, constata-se que existem dificuldades em associar o surgimento de doenças infecciosas aos atendimentos realizados, devido ao período de incubação observado em algumas doenças, levando alguns pesquisadores a afirmarem que a transmissão de doenças, através dos contatos profissional-paciente-auxiliares deve ser mais freqüente do que o registrado na literatura.
Comprovadamente, os microrganismos têm driblado as medidas de segurança adotadas na atualidade, colocando em risco profissionais e pacientes, e a falta de cuidados, em relação a biossegurança, tem propiciado a intensificação do ciclo de infecções cruzadas.
Neste contexto, é importante utilizar protocolos que agrupem as recomendações para prevenção, vigilância, diagnóstico e tratamento de infecções, visando à segurança da equipe e dos pacientes, em quaisquer situações ou local, onde se prestem cuidados de saúde.
Sendo assim, os diversos organismos internacionais, reguladores do exercício da odontologia, lançaram normas de controle de infecção, introduzindo medidas para a redução de riscos e garantia de um tratamento odontológico mais seguro.
Porém, um ponto importante, na prevenção da contaminação no consultório, tem sido negligenciado: a cultura da valorização do homem e a valorização da sua qualidade de vida, uma vez que, a cada segundo, substâncias químicas e microrganismos estão sendo introduzidos no meio ambiente e que os resultados, dessa verdadeira alquimia biotecnológica, ainda, são desconhecidos por uma grande parte da população.
2. REVISAO BIBLIOGRÁFICA
2.1. O GÊNERO Staphylococcus
São bactérias pertencentes à família Micrococcaceae, possuem células esféricas (0,5 – 1,5 μm), Gram positivas que podem ser encontradas isoladas, aos pares e em grupamentos irregulares. São imóveis e não esporuladas. São anaeróbias facultativas, quimiorganotróficas com metabolismo fermentativo e respiratório. A temperatura ótima de crescimento é de 30 – 37oC. Estão associadas à pele e membranas mucosas de animais vertebrados de sangue quente, podendo ser, eventualmente, isolados de produtos alimentares, poeira e água. Muitas espécies são patogênicas para o homem e animais, uma vez que produzem toxinas extracelulares (HOLT et al., 1994).
O gênero Staphylococcus é composto atualmente por 35 espécies, S. aureus, S. epidermidis, S. capitis, S. caprae, S. saccharolyticus, S. warneri, S. haemolyticus, S. hominis, S. lugdunensis, S. auricularis, S. cohnii, S. saprophyticus, S. xylosus, S. arlettae, S. equorum, S. kloosii, S. gallinarum, S. muscae, S. felis, S. simulans, S. carnosus, S. piscifermentans, S. intermedius, S. delphini, S. schleiferi, S. hycus, S. chromogenes, S. lentus, S. vitulinus, S. sciuri, S. pasteuri, S. succinus, S. condimenti, S. lutrae, S. fleurettii. Também são encontradas subespécies, sendo elas S. aureus
subespécie aureus e subespécie anaerobius, S capitis subespécie capitis e subespécie
urealyticus, S. cohnii subespécie cohnii e subespécie urealyticus, S. schleiferi
subespécie schleiferi e subespécie coagulans, S. hominis subespécie hominis e subespécie novobiosepticus, S. saprophyticus subespécie saprophyticus e subespécie
bovis, S. carnosus subespécie carnosus e subespécie utilis, S. sciuri subespécie sciuri e subespécie carnaticus e subespécie rodentium (KLOOS & BANNERMAN, 1994; BANNERMAN, 2003).
segundo em importância é Staphylococcus epidermidis mais isolado em amostras clínicas (BANNERMAN, 2003).
Tradicionalmente, os estafilococos são divididos em duas categorias:
Staphylococcus aureus, denominado coagulase positivo e Staphylococcus epidermidis,
denominado coagulase negativo. Esta divisão baseia-se na produção de coagulase, enzima que é capaz de coagular o plasma e que consiste um marcador de patogenicidade entre estafilococos. Entre os coagulase positivos, S. aureus é, geralmente, a espécie envolvida em infecções humanas, tanto de origem comunitária quanto hospitalar. As espécies coagulase negativas têm merecido atenção especial, devido à emergência de cepas resistentes a múltiplos antibióticos.
2.1.1. Staphylococcus COAGULASE POSITIVO
Várias espécies de Staphylococcus produzem coagulase livre e esta pode ser detectada pelo teste de coagulase em tubo. Entre as espécies estão S. intermedius, S. hycus, S. chleiferi subsp. coagulans, S. delphhini (BERGEYS, 1986). Entretanto, S. aureus é a espécie coagulase positiva, freqüentemente, isolada em humanos.
O S. aureus está associado a doenças em humanos, é a espécie mais virulenta e mais conhecida do gênero e, hoje, atua como o principal patógeno causador de infecções tanto na comunidade como no ambiente hospitalar (BLACK, 2002; KONEMAM et al., 2002).
Os S. aureus podem estar presentes na pele e mucosas de indivíduos sadios, entretanto, sob condições apropriadas podem ser causa de infecções oportunistas. Segundo KONEMAM (2002), estas condições estão relacionadas à debilidade do sistema imunológico e outras situações, incluindo: problemas no mecanismo de fagocitose, injúrias da pele, infecções por outros agentes (vírus), doenças crônicas, alcoolismo, administração de antimicrobianos como medida profilática ou terapêutica e presença de corpos estranhos no organismo (suturas, dispositivos protéticos).
furúnculos) até infecções profundas de caráter grave. Este microrganismo é isolado, freqüentemente, em incisões cirúrgicas, as quais podem funcionar como foco para o desenvolvimento de infecções sistêmicas. A ocorrência de endocardites, osteomielites, meningite e formação de abscessos metastáticos em vários órgãos, após bacteremia por S. aureus é comumente relatado. Muitas infecções causadas por esta bactéria ocorrem como complicações de procedimentos invasivos comuns na odontologia moderna (KONEMAN et al., 1997).
O principal mecanismo de defesa do hospedeiro frente a uma infecção estafilocócica é representado pela fagocitose, já que os estafilococos são bactérias tipicamente extracelulares. Os fatores de virulência produzidos por este microrganismo interferem principalmente neste mecanismo de defesa e promovem aderência da bactéria às células do hospedeiro, possibilitando o processo de colonização (ATLAS, 1996).
A parede celular de S. aureus contém uma proteína, a proteína A, que tem habilidade de ligar-se à região FC das moléculas de imunoglobulina G (IgG). A proteína A funciona como um fator de virulência por interferir com a opsonização e desencadeamento a reação de hipersensibilidade do tipo imediata e tardia (TEIXEIRA e SANTOS, 1999; BLACK, 2002; GRAZIANO et al., 2000; AIRES et al., 2003).
Os próprios constituintes da parede celular de S. aureus (peptidoglicano e ácido teicóico) apresentam atividades biológicas que contribuem para sua virulência, além de conferirem rigidez à parede celular. Estas atividades incluem habilidade para ativar complemento e inibição de quimiotaxia de células inflamatórias (MADIGAN et al., 1997).
2.1.2. Staphylococcus COAGULASE NEGATIVO.
incluem bacteremias, infecção de válvulas cardíacas, infecção de próteses de válvulas cardíacas, osteomielites, pioartrites, peritonites durante processos de hemodiálises ambulatoriais, mediastinites, prostatites, infecção de marcapassos permanentes, cateteres intravasculares, líquido cefalorraquidiano, uma grande variedade de aparelhos ortopédicos e infecções do trato urinário entre outras (KLOOS e BANNERMAN, 1994; KONEMAN et al., 1997, BANNERMAN, 2003).
Estudos, utilizando microscopia eletrônica e exames imunológicos de cepas de S. epidermidis, isolados de processos infecciosos têm mostrado que esta bactéria produz na superfície celular e extracelular, macromoléculas que permitem a adesão do microrganismo a substratos. A aderência de algumas cepas de S. epidermidis a biomateriais é mediada por um polissacarídeo capsular adesivo (PSA) e esta capacidade pode explicar a relação entre a infecção por este organismo e a implantação de próteses e utilização de cateteres.
A patogênese da infecção por S. epidermidis, aparentemente, envolve interação especifica com vários componentes do soro e tecido do hospedeiro. Interação com proteínas do tecido conjuntivo do hospedeiro (fibronectinas e vitronectinas) provavelmente estão entre os passos iniciais para colonização do tecido e estabelecimento da infecção na ausência de corpos estranhos (cateteres e similares) (MADIGAN, MARTINKO e PARKER, 1997).
A produção de adesinas por estafilococos é caracterizada por materiais extracelulares conhecidos por biofilme, o qual é composto por uma mistura complexa de monossacarídeos, principalmente por galactose e glicosamina, capaz de fornecer a estes microrganismos a capacidade de adesão a materiais sintéticos. O principal SCN produtor de biofilme é S. epidermidis. A produção desta adesina é muito comum entre os SCN encontrados e isolados de infecções clínicas significantes provocando, principalmente, endocardites podendo chegar a 47% dos casos de infecções de corrente sangüínea, sugerindo que este mecanismo é o responsável pela persistência bacteriana e a manutenção da infecção no hospedeiro (ENRIGHT, et al., 2002).
bactérias. Esta matriz pode servir para proteger o microrganismo de agentes antimicrobianos, sendo necessária sua remoção para curar a infecção (MADIGAN, MARTINKO e PARKER, 1997).
O biofilme é caracterizado como um fator de virulência de Staphylococcus, sendo altamente resistente a tratamentos com antimicrobianos, revelando microrganismos refratários ao tratamento devido ao consórcio formado nesta matriz polissacarídica, demonstrando a capacidade destes isolados em inibir a proliferação de linfócitos T, interações com a gênese de linfócitos B com conseqüente diminuição da produção de imunoglobulinas, interferindo até mesmo com a fagocitose e a morte intracelular (KLOOS e BANNERMAN, 1994).
A localização de S. epidermidis nos diferentes sítios anatômicos pode estar ou não envolvido em processos patológicos no hospedeiro. Análises de amostras clínicas, tais como trato respiratório, trato genito-urinário, pele, trato gastrintestinal, ouvido e olho demonstram que estes microrganismos são comumente encontrados em amostras clínicas e, quando presentes, ocasionalmente, podem estar envolvidos na produção de doenças (BANNERMAN, 2003).
Outros SCN como S. saprophyticus podem causar cistite aguda ou pielonefrite principalmente em mulheres jovens; S. haemolyticus infectam válvulas cardíacas, causam septicemias, peritonites, infecções de articulações, feridas, ossos e infecções do trato urinário; S. hominis causam endocardites, peritonites, septicemias e artrites; S. warneri causam osteomielite vertebral, infecções de válvulas cardíacas, infecções do trato urinário; S. simulans podem causar osteomielite crônica e pioartrites (KLOOS e BANNERMAN, 1994; BANNERMAN, 2003).
2.1.3. IDENTIFICAÇÃO DE Staphylococcus spp
2.1.3.1. Métodos tradicionais
Staphylococcus spp, com maior significação clínica, são identificados, tradicionalmente, através de suas características fenotípicas, como pigmentação da colônia, produção de coagulase, fator “clumping”, termonuclease, atividade de fosfatase, pirrolidonil arilamidase (PYR), DNase, produção de urease, β-galactosidase, produção de acetoína, resistência a novobiocina, resistência a polimixina B, Catalase, produção de ácido a partir de uma variedade de carboidratos, tais como trealose, manitol, manose, turanose, xilose, celobiose, maltose e sacarose (BANNERMAN, 2003).
O diagnóstico laboratorial dos S. aureus é realizado, através da bacterioscopia e da análise das características culturais das colônias e da hemólise em meio de cultura como o ágar sangue. Vários meios seletivo-indicadores, entre os quais se inclui o Agar manitol-salgado, podem ser empregados com a finalidade de isolamento. Para diferenciá-los das outras espécies, é necessário o teste de produção de coagulase (BOYD, 1995; KONEMAM et al., 2002; BLACK, 2002).
Muitas cepas de S. aureus apresentam uma coagulase ligada ou “fator clumping” na superfície da parede celular. Este fator reage diretamente, com o fibrinogênio no plasma, causando rápida aglutinação da célula. A pesquisa de “fator clumping” não deve ser a prova de escolha para caracterizar S. aureus, pois usualmente cepas deficientes deste fator produzem coagulase livre, que é pesquisada no teste de coagulase em tubo. A chamada coagulase livre é secretada extracelularmente e reage com uma substância no plasma chamada “fator de reação da coagulase” (FRC), formando um complexo que reage com o fibrinogênio com subseqüente formação de fibrina (MADIGAN et al., 1997).
A produção de catalase por este organismo tem a função de inativar peróxido de hidrogênio (H2O2), composto tóxico que é produzido dentro de células fagocíticas após
a fagocitose do microrganismo. Como produto da ação desta enzima sobre o peróxido de hidrogênio ocorre a formação de substâncias que não são nocivas à bactéria (água e gás oxigênio).
Outra prova de interesse clínico é a dexorribonuclease (Dnase), prova muito recomendada para a caracterização de S. aureus. ARCHER (1994) sugeriu que podia ser utilizada a atividade de Dnase para identificar esta espécie, depois de estabelecer elevada correlação com a produção de coagulase.
2.1.3.2. Métodos comerciais
Uma variedade de “Kits” comerciais está disponível, tais como API STAPH – IDENT (bioMérieux Vitek), API STAPH-IDENT, STAPH Trac System e ID 32 STAPH (bioMérieux Vitek), Gram Positive Identification Card (bioMérieux Vitek), painel MicroScan Pos ID, painel MicroScan Rapid Pos ID e Pos Combo tipo 6 e Rapid Pos Combo tipo 1 (Dade MicroScan, Inc., West Sacramento, Califórnia), Minitek Gram-Positive Set e Crystal rapid Gram-Gram-Positive Identification System (Becton Dickinson Bioscience). Estes testes apresentam rapidez na identificação e uma acurácia de aproximadamente 70 a 90% (BANNERMAN, 2003).
2.1.4. RESISTÊNCIA DE Staphylococcus spp AOS AGENTES ANTIMICROBIANOS
O aumento da resistência aos antimicrobianos tem se tornado um grave problema nas duas últimas décadas, em que, principalmente as bactérias Gram positivas têm contribuído de maneira muito significativa para este aumento.
conceito de resistência e sensibilidade esta intimamente associado à concentração que o antibiótico ou quimioterápico atinge no local de sua ação (TAVARES, 1996).
A resistência natural faz parte das características biológicas dos microrganismos e pode ser observada em determinadas espécies bacterianas em relação a diferentes antimicrobianos. Esta resistência pode existir devido à falta de estrutura alvo ou o microrganismo pode ser impermeável a determinado antibiótico. Este tipo de resistência é previsível e tem importância clínica menor devido à multiplicidade de substâncias químicas, atualmente, disponíveis para tratamento de infecções bacterianas (MADIGAN et al., 1997).
Os antibióticos não parecem ser agentes mutagênicos, portanto, não são causa direta do surgimento de resistência; eles apenas selecionam os microrganismos resistentes que existem em uma população bacteriana. Entretanto, os antibióticos podem ter a capacidade de induzir resistência em determinadas espécies bacterianas. Este fenômeno é observado no gênero Staphylococcus, o qual ocorre produção da enzima β-lactamase, induzida pela presença dos antibióticos β-lactâmicos (TAVARES, 1996).
Com a evolução da ciência médica promovida pela melhora do diagnóstico das diversas enfermidades, melhora dos equipamentos médicos e por conseqüente melhora dos procedimentos realizados, abriu-se um novo campo para atuação da antibioticoterapia, sendo esta desenvolvida para tratar infecções provocadas por microrganismos emergentes e re-emergentes. Neste sentido, a adaptação dos microrganismos às diferentes drogas antimicrobianas empregadas passa pelos diferentes mecanismos de resistência desenvolvidos e caracterizados, principalmente, por métodos moleculares.
Nos anos 50 a 70 ocorreu o aparecimento de Staphylococcus spp resistentes à penicilina, nos anos 60 a 80 verificou-se o aparecimento de Staphylococcus spp resistentes a meticilina. No presente, encontram-se Staphylococcus spp resistentes à meticilina e em um futuro próximo espera-se o surgimento de Staphylococcus spp resistentes à vancomicina, tais como S. aureus isolado no Japão e nos Estados Unidos (CDC, 2005).
A resistência a antibióticos β-lactâmicos é causada pela alteração das proteínas de ligação das penicilinas (PBPs), relacionada à baixa afinidade deste antimicrobiano a estas proteínas, ou pela produção de enzimas de β-lactamases. No caso de fluoroquinolonas a resistência é causada pela alteração da DNA girase, nos macrolídeos a resistência é causada pela presença de enzimas metilantes e, para os glicopeptídeos a resistência é causada pela alteração de alvo (FILE Jr., 1999).
O antimicrobiano oxacilina é um antibiótico β-lactâmico (Penicilina M) sintético (3-fenil-5-metil-4-isoxazolilpenicilina) muito utilizado na prática médica para tratamento hospitalar de infecções causadas por Staphylococcus spp (GILBERT et al., 2003).
Para que os antibióticos β-lactâmicos atuem é necessário que estes penetrem na célula bacteriana, através de sua parede celular, inativando alvos específicos localizados na superfície interna da parede celular bacteriana. Se este mecanismo não estiver afetado, o antibiótico deverá ligar-se às Proteínas de Ligação das Penicilinas (PBP). Os antibióticos possuem afinidades variáveis as PBPs, onde alterações dessas afinidades ou aquisição de PBPs suplementares sem afinidades pelo antibiótico resultarão em uma resistência adquirida via mutação, a qual poderá ser transmitida verticalmente(AMATO NETO et al., 1994).
Quando o antibiótico β-lactâmico se liga a um ou mais receptores de penicilina, a reação de transpeptidação é inibida e a síntese do peptidoglicano é bloqueada e, na seqüência, ocorre a inativação das enzimas autolíticas da parede celular. No caso de
Staphylococcus spp o principal mecanismo de resistência para oxacilina é a alteração das PBPs (AMATO NETO et al., 1994; CHAMBERS, 1997).
à proteína PBP 2a. Um segundo mecanismo de resistência, independente do gene
mecA, é o fenótipo denominado “borderline” promovido pela hiperprodução de β -lactamases (MARTINEAU et al., 2000a). Um terceiro mecanismo de resistência descrito é a alteração de outras PBPs (PETERSSON et al., 1999; PETINAKI et al., 2001).
2.1.4.1. A IMPORTÂNCIA DA RESISTÊNCIA À OXACILINA
A epidemiologia das infecções nosocomiais, causadas por S. aureus, passou a ser bem estudada a partir das décadas de 50 e 60, quando este foi considerado o agente que predominava no ambiente hospitalar, proporcionando o aumento de casos de infecção (WANG et al., 2002; MONTESINOS et al., 2003).
Até o meio da década de 70, cepas de cepas de S. aureus resistentesà oxacilina
(SARO) ocorriam esporadicamente e não constituíam problema clínico sério (TAMBIC et al., 1999; ARCHER e NIEMEYER, 1998; SAMY et al., 2003). Mais recentemente, muitos estudos de vigilância têm mostrado aumento da prevalência de SARO, entre cepas de S. aureus (SIMOR et al., 2001; SOLA et al., 2002; AIRES et al., 2003; MIRAGAIA et al., 2003). Estudos americanos mostraram que esse patógeno foi a principal causa de infecções em diversas unidades hospitalares, destacando um aumento na incidência de 2,4% para 29% entre 1975 a 1991. Atualmente, encontra-se em torno de 40% (ARCHER e NIEMEYER, 1998; LOUREIRO et al., 2000).
Na Inglaterra, os índices aumentaram de 1,5% para 13,2% entre 1989 e 1995 (AIRES et al., 2000; MELTER et al; 2003).
No Brasil, a situação não é muito diferente. O SARO é reconhecido como um dos principais causadores de surtos nosocomiais, embora com grande variação em diversos hospitais do país, em proporção de 26,6 a 71% (SADER et al., 1995; LOUREIRO et al., 2000). A letalidade atribuída às infecções causadas por SARO é na ordem de 4,5 a 50%, (MIRAGAIA et al., 2003).
aos pacientes, nas diferentes áreas. Durante os surtos, os pacientes colonizados ou infectados pelo SARO agem como reservatórios e a infecção cruzada acontece mediada pelos médicos, enfermeiros e outros profissionais da saúde que entram em contato com os pacientes (ENRIGHT et al., 2002; SOLA et al., 2002).
A escolha de oxacilina como tratamento primário, em pacientes hospitalizados, é sempre recomendada nos casos de infecções causadas por Staphylococcus spp, como endocardite infecciosa, sepse e para pacientes com próteses. Quando do encontro de
Staphylococcus spp coagulase negativos resistentes a oxacilina, a escolha terapêutica fica muito restrita e neste caso deverá ser utilizado um esquema alternativo, com especial atenção a pacientes portadores de próteses; o principal esquema alternativo é o uso de vancomicina (GILBERT et al., 2003).
Os SCN apresentam aproximadamente 75 % dos isolados resistentes a oxacilina. Estes microrganismos são os principais causadores de infecções nosocomiais, principalmente para pacientes imunocomprometidos, neonatos e em pacientes com próteses internas. Esses microrganismos apresentam o gene mecA que codifica a proteína PBP 2ª responsável pela resistência a oxacilina. A análise da presença deste gene serve como diagnóstico e ajuda na escolha da melhor terapia antimicrobiana (YORK et al., 1996).
Para pacientes de risco específico, como os portadores do vírus HIV, os índices de infecção hospitalar variam de 9 a 16 %. As infecções de corrente sangüínea correspondem à cerca de 35 % destas. O agente de maior freqüência é S. aureus com 40 % onde, mais de 90 % destes isolados são meticilina resistente. Os SCN correspondem a 21 % dos isolados. Nestes casos, o uso de vancomicina é recomendado para tratamento de sepse nosocomial (OLIVEIRA JUNIOR et al., 1999).
2.1.4.2. RESISTÊNCIA A GLICOPEPTIDEOS
Os primeiros relatos de sensibilidade diminuída a vancomicina foram descritos, primeiramente, em S. haemolyticus (SCHWALBE; STAPLETON e GILLIGAN, 1987), em seguida para S. aureus (CDC, 1997) e em S. epidermidis, demonstrando resistência heterogênea (SIERADZKI et al., 1999), onde o mecanismo de resistência envolvido foi um espessamento da parede celular destes isolados, uma vez que este isolados não apresentaram gene de resistência a glicopeptídeos envolvidos, mas todos estes isolados eram oxacilina resistentes (TENOVER et al., 2001).
Os primeiros relatos de resistência a vancomicina e teicoplanina foram descritos em 1988 em isolados de Enterococcus spp (LECLERCQ et al., 1988) portadores do gene vanA, o qual codifica a resistência a esta classe de drogas. A disseminação clonal de Enterococcus faecalis resistentes a vancomicina, através do genótipo vanA já é uma realidade em nosso meio (MORETTI et al., 2004) e uma das principais recomendações e preocupações do CDC, em 1995, era a possibilidade da transferência deste gene de resistência para Staphylococcus spp (CDC , 1995). Com o primeiro relato em 2002 e, até a data deste estudo são relatados 3 casos de S. aureus vancomicina resistentes na literatura (CDC, 2004) os quais eram resistentes a oxacilina e a vancomicina/teicoplanina, sendo portadores do gene mecA e do gene vanA respectivamente.
2.2. PRESENÇA DOS Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis NO BIOFILME LINHA D’AGUA
Por muitos séculos, as doenças de veiculação hídrica, ou seja, as doenças adquiridas pela água, foram um persistente flagelo para a humanidade. A endemicidade de doenças como a cólera e a febre tifóide eram mantidas pela falta de condições sanitárias e pelo desconhecimento de como as doenças eram transmitidas (MILLS, 2003).
As regulamentações sobre a qualidade da água para o consumo humano, no Brasil, determinam que o número de unidades formadoras de colônias de bactérias heterotróficas mesófilas por mililitro (ufc/mL) não seja superior a 500 (BRASIL, 2004), mesmo valor adotado nos EUA (UNITED STATES OF AMERICA, 2000), enquanto que no Japão (JAPAN, 1999) e União Européia (EUROPEAN UNION, 1998), é fixado em 100 ufc/mL.
Embora o consultório odontológico possa parecer um local improvável para se adquirir uma doença de veiculação hídrica, a água que vem sendo dispensada na cavidade oral do paciente tem apresentado níveis alarmantes de contaminação em todo o mundo.
Em 1999, MEILLER et al., constataram a presença de contaminação na ordem de 105 ufc/mL na água proveniente de equipos de uma clínica da Universidade de Maryland nos Estados Unidos. WALKER et al., em 2000, verificaram que 95 % das amostras de água coletadas de 55 consultórios ingleses apresentavam contaminação superior ao permitido no país, variando de 500 a 1,0x105 ufc/mL, resultado que não diferiu do encontrado por MILLS (2000) na Suíça, que examinando 175 consultórios, detectou que somente em 10% a água se encontrava dentro dos padrões de potabilidade.
ufc/mL, o que representa mais de 2.000 vezes a contaminação permitida para a água de beber no país.
Segundo PREVOST et al. (1995), a qualidade da água empregada no abastecimento do equipamento odontológico não pode servir como indicativo da qualidade da água afluente, já que a água utilizada para abastecer o equipo apresentava média de 15 ufc/mL, enquanto que a efluente de 5,6x104 a 9,0x106 ufc/mL.
WATANABE et al. (2001) observaram problema semelhante, uma vez que a contaminação máxima da água da torneira não ultrapassou 90 ufc e a água dos equipos apresentou média de 1,8x105 microrganismos. KOHNO et al. (2004), verificaram que apesar da água de abastecimento apresentar excelente qualidade, a coletada a partir de seringas tríplice e caneta de alta rotação excederam em mais de cinco vezes a contaminação tolerada para o consumo humano.
A principal causa, para que a água de boa qualidade colocada no equipamento odontológico seja dispensada com um padrão tão elevado de contaminação, tem sido indicada como a formação de biofilme no interior das mangueiras (MILLS, 2003; ROWLAND, 2003). Esta água é levada do reservatório até a seringa tríplice e caneta de alta rotação por um sistema multicanal, composto por mangueiras de poliuretano de cerca de 1,0mm de diâmetro e que apresentam em media 10m de comprimento (MILLS, 2003).
MILLS (2003) cita que as linhas de água dos equipamentos odontológicos se apresentam como um meio ideal para colonização e proliferação microbiana, devido à extensa superfície e, ainda, um suave fluxo dentro da tubulação.
O desenvolvimento do biofilme pode ser dividido, didaticamente, em cinco estágios distintos: adesão reversível, adesão irreversível, desenvolvimento inicial, maturação e desprendimento (Figura 1). As células em diferentes fases são, fisiologicamente, diversas umas das outras e num mesmo biofilme são encontradas áreas em variados estágios (STOODLEY et al., 2002).
Na formação do biofilme inicial, macromoléculas orgânicas e moléculas de baixo peso molecular adsorvem em uma superfície, formando um filme condicionante que altera as características da superfície e melhora a adesão bacteriana (ROWLAND, 2003).
Células Planctônicas
Aderência primária
a superfície Formação de monocamada celular
Adesão cél-cél e proliferação
Biofilme maduro Desmembramento
Superfície não revestida de PIA Superfície revestida de de PIA
Mangueira linha de água
Células Planctônicas
Aderência primária
a superfície Formação de monocamada celular
Adesão cél-cél e proliferação
Biofilme maduro Desmembramento
Superfície não revestida de PIA Superfície revestida de de PIA
Mangueira linha de água
Figura 1. Modelo de formação de biofilme, em fases seqüenciais. Fonte: STOODLEY et al., 2002
comunicação por substâncias químicas, chamado quorum sensing (ROWLAND, 2003). Esta fase é chamada de adesão reversível e sofre influência de variáveis importantes como o substrato de adesão (textura ou rugosidade, hidrofobicidade e presença de filme condicionador); fluído no qual está imersa a superfície (temperatura, pH, presença de cátions, agentes antimicrobianos e velocidade) e o microrganismo (hidrofobicidade, superfície celular, presença de fímbrias ou fibrilas, produção de exopolissacárides) (SZYMANSKA, 2003).
Estas bactérias aderidas migram da superfície de adesão, à medida em que secretam polissacárides que servem de matriz para o biofilme e tornam a adesão irreversível. Os polissacárides extracelulares (PEC) são polímeros biossintéticos compostos de polissacárides, proteínas, fosfolipídios e ácidos nucléicos que envolvem as bactérias (STOODLEY et al., 2002) e podem corresponder a mais de 90% do peso seco do biofilme (SUTHERLAND, 1983).
A arquitetura do biofilme se desenvolve com a formação de grupos de células com formato semelhante a pilares e cogumelos, com canais de água entre eles nos quais os nutrientes podem fluir, assim como os subprodutos do metabolismo são removidos e que funcionam como um verdadeiro sistema circulatório primitivo (COSTERTON, 1995).
O desprendimento das células ocorre, através da produção de enzimas, que dissolvem a matriz extracelular, ou enzimas associadas à superfície celular, que modulam a produção de adesinas. As células desprendidas retornam ao padrão de crescimento planctônico, fechando assim o ciclo de vida do biofilme (PARSEK; SINGH, 2003).
As linhas de água de equipamentos odontológicos são um ambiente propício para a formação e proliferação do biofilme (MILLS, 2003). Vários são os fatores responsáveis por esta característica:
• Existe uma grande área de superfície para a adesão de microrganismos. Quanto menor o diâmetro da mangueira, maior é a área de superfície para um mesmo volume de água (MILLS, 2000);
• As bactérias têm a adesão inespecífica inicial, favorecida em tubos plásticos de material polimérico, como é o caso do poliuretano de que são feitas as mangueiras de água, devido sua hidrofobicidade, quando comparadas a vidro e metal (MLLS, 2003);
• o padrão hidrodinâmico, conhecido como fluxo laminar, faz com que na proximidade das paredes das mangueiras o movimento da água seja reduzido por forças friccionais, gerando uma condição de estagnação da água nesta região, mesmo quando o equipo está em funcionamento (PETERS, 1996);
• a análise da superfície interna dos tubos mostra que ela não é lisa e sim ondulada e com imperfeições, o que pode contribuir para a formação do biofilme (SZYMANSKA, 2003).
A organização do biofilme requer um sofisticado sistema de sinalização célula a célula e especialização celular (STOODLEY et al., 2002). Sua estrutura física e atividade metabólica produzem gradientes químicos e de nutrientes que resultam em vários micronichos e diferentes pressões seletivas. Estas pressões seletivas podem gerar uma grande diversidade de genótipos e, conseqüentemente, fenótipos, fazendo com que as células do biofilme expressem genes num padrão, profundamente, diferente das células planctônicas (STOODLEY et al., 2002).
Os microrganismos, detectados no biofilme das linhas de água do equipamento odontológico, são os mesmos encontrados no sistema de abastecimento e incluem bactérias, fungos, protozoários, algas e nemátodes, sendo que os vírus não podem sobreviver e se multiplicar nas mangueiras (SHEARER, 1996).
A relação de microrganismos, já identificados na água de abastecimento do equipamento odontológico, é longa e variável: Aeromonas, Bacillus subtilis, Bacteróides ssp, Enterecoccus ssp, Fusobacterium spp, Klebsiella aerogines, Klebsiella pneumoniae, Lactobacillus ssp, Legionella bozemanii, Pausteurella haemolytica,
Pseudomonas aeruginosas, Pseudomonas acidovorans, Pseudomonas capacia, Pseudomonas fluorescens, Staphylococcus aureus, Staphylococcus capitus, Staphylococcus saprophyticus, Staphylococcus warneri, Cephalosporium, Actinomyces,
leveduras do gênero Candida e amebas dos gêneros Acanthamoeba, Hartmanela e
Naegleria (BARBEAU et al., 1996).
BARBEAU et al (1996), relatam que os Staphylococcus ssp não fazem parte do biofilme destas linhas de água, mas o refluxo destes microrganismos pode atuar como contaminante da água do equipamento odontológico, já que o fluído aspirado será lançado para fora das mangueiras, quando o pedal do equipamento for novamente acionado. Uma vez contaminada, a superfície do lúmem do equipamento pode atuar como um reservatório, facilitando a contínua recontaminação (SOUZA-GULGELMIN, 2003).
Há tempos, Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis vêm sendo relacionados com infecções nosocomiais, mas somente, agora, despertaram o interesse dos cirurgiões-dentistas no controle de infecções cruzadas no consultório odontológico, por serem persistentes, reincidentes e de difícil erradicação (SOUZA-GULGELMIN, 2003).
.
Segundo MILLS (2000), S. epidermidis, com freqüência se encontra relacionado com infecções crônicas ou tardias em implantes, como válvulas cardíacas, marcapassos e implantes dentários; Por outro lado, microrganismos, como S. aureus,
Um grande número de evidências científicas sugere que a característica intrínseca dos Staphylococcus aliada à sua capacidade de adesão e colonização de biomateriais faz com que estes agentes sejam, potencialmente, de risco no ambiente odontológico, por associarem-se a doenças cardiovasculares, neurovasculares e pulmonares (WALKER et al., 2004).
Para BARBEAU (2000), os Staphylococcus, normalmente, participantes da microbiota normal do hospedeiro, podem tornar-se patógenos oportunistas, diante de um quadro de desequilíbrio sistêmico; logo, no indivíduo que apresenta uma saúde bucal precária, há um aumento 10 vezes maior de bactérias patogênicas nas superfícies e no biofilme dentário. Tal fato pode favorecer a introdução de bactérias nos tecidos orais lesionados, assim como aumentar o refluxo destes microrganismos para a mangueira linha d’água, que, quando acionados pela seringa tríplice e caneta de alta rotação, contaminam a superfície do equipamento odontológico, predispondo ao risco de contaminação cruzada entre pacientes e equipe de trabalho pela formação de aerossóis(FIEHN & HERIKSEN, 2002).
Embora os riscos de aquisição de infecções, a partir da água do equipamento odontológico, não tenham sido pouco calculados, razões para preocupações permanecem, uma vez que a carga microbiana presente é sempre excessiva, podendo em alguns casos ser visível a olho nu, pelo desprendimento de fragmentos do biofilme (BARBEAU, 2000) e microrganismos, potencialmente, patogênicos podem estar presentes (SZYMANSKA, 2003).
a infecção por P. aeruginosa, que apresentava a mesma piocina-tipagem das P. aeruginosa isoladas da água do equipo, em que estes pacientes foram atendidos (MARTIN, 1987).
MILLS relatou em 2000, mais dois casos em que a contaminação da água do equipo foi apontada como a causa de infecções em pacientes, com implicações legais. O primeiro caso resultou em processo judicial movido pelo paciente contra a indústria fabricante do equipo. O paciente, em questão, apresentou um quadro de endocardite microbiana, que resultou na necessidade de colocação de uma prótese de válvula cardíaca. O outro caso refere-se a um paciente que apresentou abscesso cerebral, após tratamento odontológico e relacionou sua doença à água contaminada do equipo odontológico de seu dentista.
Os profissionais de saúde, também, estão sob risco, principalmente, de adquirir patologias respiratórias em função da aspiração de aerossol contaminado. Microbiota nasal alterada ou taxas elevadas de anticorpos contra patógenos são alguns dos achados freqüentes em profissionais (ORGANIZATION FOR SAFETY AND ASSEPSIS PROCEDURES, 2004).
Em 1994, foi relatada a morte de um dentista contaminado por Legionelose, que determina sintomas como febre, cefaléia e problemas respiratórios. Verificou-se que a cepa de Legionella pneumophila, que infectou o profissional, apresentava a mesma tipagem de DNA que as cepas presentes na água do equipamento odontológico (MILLS, 2000).
Testes sorológicos realizados por Reinthaler, Mascher e Stunzner, em 1988, mostraram uma prevalência de anticorpos contra Legionella spp de 50% em dentistas e 38% em auxiliares, contra apenas 5% em pessoas de outras profissões.
ingerida ou inalada, mas também inoculada nos tecidos lesionados e corrente sanguínea, quando, por exemplo, da abertura de acesso a condutos radiculares para tratamento endodôntico.
A contaminação da água do equipamento odontológico foi descrita, pela primeira vez, na década de 60, por BLAKE, que alertou para a contaminação da água utilizada para o resfriamento de dentes, durante o preparo com a caneta de alta rotação. ABEL et al., (1971) demonstraram que a água coletada de seringa tríplice e caneta de alta rotação de dez equipamentos odontológicos apresentava contaminação media de 1,8x105 ufc/mL e consideravam-na, imprópria para o tratamento odontológico, porque excedia os valores propostos para a água de consumo.
WILLIANS et al. (1993) realizaram uma análise microbiológica em amostras de água de seringas tríplices e canetas de alta rotação. Observaram que 72% das amostras continham população bacteriana, qualificando a água como imprópria para o consumo humano.
WILLIANS et al. (1994) examinaram a qualidade da água proveniente de equipamentos odontológicos e a aceitação pelos dentistas do protocolo de desinfecção recomendado pela American Dental Association (ADA). As amostras de água foram coletadas de seringas tríplices e dos reservatórios. Das 24 amostras analisadas, 23 apresentaram elevados índices de contaminação bacteriana e os autores acreditaram que isso ocorreu, não por deficiência nas unidades, mas por desatenção às normas de desinfecção.
GAETTI-JARDIM JUNIOR e AVILA-CAMPOS (1997) isolaram Fusobacterium ssp
de cuspideiras e seringas tríplices de equipamentos odontológicos. Foram identificados como Fusobacterium nucleatum 63,3% e como Fusobacterium sp 16,6%. Bactérias anaeróbias, como F. nucleatum, são importantes no desenvolvimento da doença periodontal. É possível que essas anaeróbias possam sobreviver em nichos extra-orais, isto é, cuspideiras e seringas tríplices. E, também, esses instrumentos podem ser veículos para a transmissão de bactérias orais entre pacientes.
condições clínicas: equipamentos convencionais de clínica odontológica, cuja água provinha da rede de abastecimento público; equipamentos com sistema “flush”; equipamentos cujos reservatórios de água permitiram esterilização e abastecimento com água destilada e esterilizada. Demonstraram que a contaminação das turbinas de alta rotação ocorre não somente na sua superfície, mas também no seu interior, em decorrência do refluxo da água e da qualidade microbiológica própria da água. Existem métodos capazes de alterar, significativamente, a contaminação da tubulação dos equipamentos odontológicos, entre eles, o Sistema Flush e o Bio System; entretanto, a prevenção do biofilme e o controle duradouro da qualidade microbiana da água precisam ser melhor investigados; sendo importante a adoção de medidas padrão para todos os pacientes, que assegurarão ao profissional plenas condições de oferecer à população tratamento odontológico seguro e eficaz, independentemente das condições imunológicas dos pacientes.
AGUIAR e PINHEIRO (1999) avaliaram a qualidade da água utilizada em equipamentos odontológicos, por meio de análises bacteriológicas e observaram que a água não satisfazia aos critérios de potabilidade estabelecidos pelo Ministério da Saúde, podendo ser considerada uma fonte potencial de infecção cruzada, uma vez que apresentava elevados índices de microrganismos patogênicos. A água de melhor qualidade era a que procedia de reservatórios situados no interior da caixa de comando do equipamento odontológico, sobre o piso do consultório. Não observaram supostos efeitos bactericidas dos equipamentos com sistema de anti-sepsia, sugerindo que o tempo, pelo qual a solução entra em contato com as paredes das tubulações, é insuficiente.
legislação em vigência no Brasil, a exceção de um dos grupos que não satisfez aos critérios; e apenas uma das fontes de abastecimento dos equipamentos odontológicos estava contaminada, porém não foi observada relação entre a contaminação do equipamento com a contaminação da fonte.
RUSSO et al. (2000) pesquisaram a intensidade de contaminação pela microbiota bucal, de pontas de seringas tríplices. Foram usadas pontas descartáveis estéreis, sendo que em todas as pontas analisadas logo após o uso em pacientes, observou-se um número incontável de ufc (maior que 300), revelando intensa contaminação. Nas pontas desinfetadas com álcool etílico 70% P/V, verificou-se apreciável redução na contagem de colônias (1a 100 ufc), mas incompatível com a segurança biológica. Portanto, como condição ideal, sugerem o uso de pontas descartáveis nas seringas tríplices.
Segundo WATANABE et al. (2001), a mangueira/linha d’água é a segunda maior fonte de infecção, em virtude da formação de biofilme. Avaliaram o nível de contaminação da água de equipamentos odontológicos com o emprego de método convencional de contagem de ufc/ml em placas, com meio padrão e pelos métodos rápidos.
Em 1978, a American Dental Association (ADA) publicou um artigo sobre controle de infecção, no qual, pela primeira vez, a descontaminação das linhas de água do equipamento odontológico foi mencionada. As instruções se baseavam na drenagem das mangueiras de seringa tríplice, caneta de alta rotação e aparelho de ultra-som, por dois minutos antes e após o atendimento de pacientes e por tempo maior após longos períodos de inatividade.
O Centers for Disease Control and Prevention (CDC) abordou, pela primeira vez, em 1995, a questão da qualidade da água em seu guia de controle de infecção.
Em 1996, a ADA publicou recomendações específicas para a manutenção da qualidade da água do tratamento odontológico, que se resumiram em:
• drenagem de água, no começo do dia de trabalho, para reduzir as bactérias que se desenvolvem durante a noite ou finais de semana;
• drenagem de 20 a 30 segundos, entre o atendimento de pacientes, para eliminar qualquer material que pudesse ter sido aspirado;
• cumprimento das orientações dos fabricantes do equipo odontológico;
• uso de solução fisiológica ou água esterilizada em procedimentos cirúrgicos, o que levou ao desenvolvimento de reservatórios e dispositivos autoclaváveis, acoplados ao equipo (MILLS, 2000);
• utilização de opções comerciais para melhorar a qualidade da água (reservatórios de água independentes, tratamento químico, filtros, válvulas anti-retracão).
Neste mesmo guia, a ADA lançou um desafio à comunidade odontológica para que até o ano 2000, a água do equipamento odontológico utilizada para procedimentos não cirúrgicos apresentasse um numero máximo de 200 ufc/mL. A seleção deste nível máximo de contaminação se deve a vários motivos: a água com mais de 200 ufc/mL foi relacionada a reações sistêmicas em pacientes submetidos a hemodiálise (ADA, 1996); concentrações bacterianas maiores que 500 ufc/mL podem, por competição, mascarar a presença de Coliforme, que são microrganismos indicadores de condições higiênico-sanitárias (PREVOST et al., 1995) e se a água utilizada para preparar o fluído de diálise contiver mais que 200 ufc/mL, pode haver, rapidamente, a colonização da unidade de hemodiálise e uma amplificação da contaminação (SHEARER, 1996).
VELANO et al. (2001) avaliaram o efeito do gás ozônio, dissolvido em água, sobre o Staphylococcus aureus em dois grupos, colocando em contato suspensões bacterianas. Esse material foi preparado em diluições seriadas, inoculado em Tryptic Soy Agar, incubadas a 37°C por 24 horas, procedendo à contagem de ufc. Os resultados obtidos mostraram que o tempo máximo para a inativação total das bactérias tratadas com água previamente ozonizada (0,6 mg/l) foi de 5’25’’e, para a água não previamente ozonizada, foi de 23’45’’, indicando um efeito antibacteriano mais rápido da água previamente ozonizada, frente ao S. aureus.
Considerando-se a possibilidade da formação de um biofilme na tubulação de água, com populações bacterianas oriundas de diferentes fontes, como caixas d’água sem manutenção, reservatórios contaminados, e dos próprios pacientes com o refluxo de água para o interior das mangueiras durante o ato operatório, é importante a preocupação com o controle da qualidade da água dos equipamentos odontológicos, reduzindo o risco de infecção cruzada.
2.3. INFECÇÃO CRUZADA NO CONSULTÓRIO ODONTOLÓGICO
O aumento alarmante dos casos de doenças infecto-contagiosas trouxe ao Cirurgião-Dentista a necessidade do conhecimento sistemático dos riscos biológicos e das condutas de controle de infecção na pratica odontológica (GUIMARÃES Jr., 2001).
A aparência de um consultório limpo, em cores neutras ou brancas, bem decorado, nem sempre implica que ele esteja, devidamente, desinfetado e os equipamentos esterilizados. Um consultório odontológico eficiente é aquele que incorporou à sua rotina o uso permanente do protocolo de controle de infecção (FERREIRA, 2001).
Segundo GUIMARÃES Jr. (2001), infecção cruzada consiste na transmissão do agente infeccioso entre paciente e equipe, dentro de um ambiente clínico, podendo resultar do contato pessoa-pessoa ou do contato com objeto contaminado.
Prevenir infecção cruzada no consultório odontológico tem sido um grande desafio para o Cirurgião-Dentista (CD) e pesquisadores, pois no exercício de sua profissão, o CD entra em contato com os tecidos da cavidade bucal, saliva e extensa microbiota bucal e, na maioria das vezes, com sangue de seus pacientes. São freqüentes, também, contatos profissionais com pacientes infectados, portadores de doenças graves, como a hepatite B e Aids. Portanto, todo o individuo atendido no consultório odontológico deve ser considerado como um provável portador de doença infecciosa pelas seguintes razões: possibilidade de transporte assintomático de patógenos, natureza subclínica de várias enfermidades, em que se evidencia clínica e laboratorialmente a presença de patógenos e o individuo pode estar contaminado sem haver ainda conversão imunológica e portanto não apresentar anticorpos circulantes (SAMARANAYAKE, 1993; MILLER, 1996).
Ao adquirir o agente potencialmente infectante, o organismo pode comportar-se de duas maneiras fundamentais: revelando-se como caso declarado ou clínico, com sinais e sintomas da moléstia, clinicamente, diagnosticável, ou então como, assintomático, conhecido como portador são, quando no momento do exame encontra-se destituído de sintomatologia, apesar de estar colonizado.
Albergando o microrganismo em locais de fácil acesso e disseminação, o portador de S. aureus pode se constituir em problema, quando em ambientes específicos, como hospitais, maternidades, ambulatórios e consultórios odontológicos (AUTIO et al., 1980; ANDRADE, 1987), de modo que as estafilococcias adquiram características de doença profissional, sendo bastante comuns as infecções clínico-odontológicas causadas por este microrganismo (BUSATO et. al., 1998).
dos indivíduos normais, podendo ser influenciadas pela técnica da colheita e análise bacteriológica das amostras e pela duração do período de observação.
As mãos também têm sido consideradas uma importante fonte de amostras de Staphylococcus aureus e tem sido um dos principais meios de transmissão da bactéria, no ambiente hospitalar, de um paciente infectado para outro suscetível, de um paciente infectado para o executor dos cuidados e do executor dos cuidados para um paciente suscetível, contribuindo sensivelmente para o aumento das fontes e reservatórios de amostras resistentes (BUSATO et. al., 1998).
Estudo do papel epidemiológico das mãos, na transmissão de infecções entre profissionais que exercem atividade odontológica, tem reconhecido a importância potencial das mesmas como fonte de eventuais infecções dentro do consultório odontológico (OLIVEIRA SANTOS, 1990), bem como a possível relação entre as amostras isoladas de diferentes áreas anatômicas de um mesmo individuo, principalmente entre as da cavidade nasal e mãos, sugerindo que a maior parte dos estafilococos das mãos é de origem nasal (OLIVEIRA SANTOS, 1987).
De acordo com ANDERSON, ARNSTEIN & LESTER (1965), o portador é considerado a mais silenciosa, porém, a mais perigosa fonte de microrganismos responsáveis por infecções, não havendo outra forma de reconhecê-lo, se não a adoção de métodos laboratoriais. Distingue-se, entre esses indivíduos, os que nunca apresentaram os sintomas da doença (portadores passivos) e aqueles que já os apresentaram no passado ou poderão vir a tê-los no futuro (portadores ativos) (FORATTINI, 1986).
Outra fonte de contaminação importante, no ambiente odontológico, é a superfície da cadeira odontológica, devido aos agentes patogênicos serem transferidos da cavidade bucal do paciente para esta superfície, através do contato direto dos dedos, instrumentos e respingos de sangue e saliva (AUTIO, 1980). Esta contaminação agrava-se, no consultório, pelo uso de equipamentos que produzem aerossóis, através dos quais os microrganismos podem ser lançados e espalhados até aproximadamente um metro ao redor do campo operatório. Assim, equipamentos odontológicos (refletor, cadeira, sugador, aparelho de Rx, etc) e acessórios (caneta de alta rotação, caneta de baixa rotação, seringa tríplice, ponta de ultra-som e foto polimerizador), dentro e ao redor da área operatória podem se tornar contaminados (NORO, 1998).
3. OBJETIVOS
Este trabalho objetiva trazer uma contribuição aos estudos relacionados à infecção cruzada, por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, dentro do ambiente dos consultórios odontológicos, destacando as principais fontes de contaminação e o provável risco a que os profissionais e pacientes estão expostos.
O alcance desta meta terá como base:
1. Pesquisar cepas de Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis em tubulação de água de consultórios odontológicos.
2. Determinar a contagem total em UFC/mL de Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, isoladas da tubulação de água, utilizando filtro Millipore® de 0,55µm de porosidade.
3. Isolar e identificar cepas de Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis em fômites (assento (encosto da cabeça), refletor, maçaneta, seringa tríplice, caneta de alta rotação, caneta de baixa rotação, Profi – dent, aparelho de Rx e fotopolimerizador) de consultórios odontológicos.
4. Isolar e identificar cepas de Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis nas mãos direita e esquerda e cavidade nasal de dentistas, auxiliares e pacientes.
5. Determinar a suscetibilidade das cepas de Staphylococcus aureus e
4. MATERIAIS E MÉTODOS
4.1. LOCAL DE COLHEITA DAS AMOSTRAS
Para a realização deste estudo de levantamento epidemiológico, de caráter descritivo, foram selecionados aleatoriamente, 40 consultórios odontológicos, localizados nos diferentes bairros da cidade de Barretos, SP, situados em pontos estratégicos, de modo que a amostragem de água, fômites e áreas anatômicas analisadas, representassem todo o município, durante o período de janeiro a julho de 2005 (Figura 2).
Unidade básica de saúde Convênios Particular Unidade básica de
saúde Convênios Particular
Figura 2. Distribuição, por área, dos 40 consultórios odontológicos selecionados para a Colheita das amostras.
