Instituto Wdòn de
Pesquisas da Amazônia - INPA
Universidade Federal do
Amazonas
- UFAM
h\
Prosrama Intesrado de Pós-Graduação em Biolosia
I Tropical e Recursos Naturais - PIPG BTRN
\sterio c/a
®9uisas d®
CRIADOUROS
NATURAIS
DE
FLEBOTOMÍNEOS
(DIPTERA:
PSYCHODIDAE)
EM FLORESTA DE
TERRA-FIRME NA VILA DO
PITINGA,
ESTADO
DO
AMAZONAS
I
RONILDO BAIATONE
ALENCAR
INSTITUTO NACIONAL
DE
PESQUISAS
DA
AMAZÔNIA
-
INPA
UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAZONAS - UFAM
BIBLIOTECA GO IBPA
,yrVsív
CRIADOUROS NATURAIS DE FLEBOTOMÍNEOS
(DIPTERA:
PSYCHODIDAE)
EM
FLORESTA DE
TERRA-FIRME NA
VILA DO
PITINGA,
ESTADO
DO
AMAZONAS
RONILDO
BAIATONE
ALENCAR
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biologia Tropical e
Recursos Naturais do Convênio
INPA/UFAM, como parte dos requisitos para a obtenção do Título de Mestre em
CIÊNCIAS BIOLÓGICAS - Área de Concentração em Entomologia.
MANAUS - AMAZONAS
INSTITUTO NACIONAL
DE
PESQUISAS
DA
AMAZÔNIA
-
INPA
UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAZONAS - UFAM
CRIADOUROS NATURAIS DE
FLEBOTOMÍNEOS
(DIPTERA:
PSYCHODIDAE)
EM
FLORESTA
DE
TERRA-FIRME NA
VILA DO
PITINGA,
ESTADO
DO
AMAZONAS
RONILDO BAIATONE ALENCAR
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biologia Tropical e
Recursos Naturais do Convênio
. INPA/UFAM, como parte dos requisitos
O
^ para a obtenção do Titulo de Mestre em
CIÊNCIAS BIOLÓGICAS - Área de Concentração em Entomologla.
Orientador: Dr Raul Guerra de Queiroz
A / '
Lf\^, Q a
MANAUS
- AMAZONAS
FICHA CATALOGRÁFICA
Alencar, Ronildo Baiatone
CRIADOUROS NATURAIS DE FLEBOTOMÍNEOS (DIPTERA:
PSYCHODIDAE) EM FLORESTA DE TERRA-FIRME NA VILA DO PITINGA,
ESTADO DO AMAZONAS
Ronildo Baiatone Alencar - INPA/UFAM, 2003
xix + 94p.
Dissertação de Mestrado.
1. Ecologia 2. Criadouros naturais 3. Phlebotominae - Lutzomyia
4. Técnicas de extração 5. Amazônia brasileira
CDD 19. ed. 595.77045
SINOPSE
O presente estudo teve como objetivo investigar potenciais criadouros
naturais de flebotomíneos em uma floresta de terra-firme na Vila do Pitinga,
Estado do Amazonas. Amostras de solo e matéria orgânica de 14 micro-hábitats
foram processadas através de quatro técnicas de extração de imaturos e adultos
de flebotomíneos, além de armadilha de emergência. Cinco micro-hábitats foram
positivos. Um total de 194
flebotomíneos foram recuperados. Base de árvore foi
o micro-hábitat com maior número de imaturos (147).
Palavras-chave: Ecologia; Criadouros naturais; Phlebotominae - Lutzomyia]
Técnicas de extração; Amazônia brasileira
Key words: Ecology; Natural breeding sites; Phlebotominae - Lutzomyia]
DEDICATÓRIA
Aos meus familiares, em especial
aos meus pais Raimundo e MIraci,
pelo o amor e seus exemplos de vida.
À Harllen Cristina, pelo carinho e
compreensão em todos os momentos.AGRADECIMENTOS
Ao Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia e Universidade Federal do
Amazonas, pela oportunidade concedida à realização do mestrado.
Ao Dr Raul Guerra de Queiroz, pela orientação, incentivo, críticas e sugestões
no desenvolvimento do presente estudo,
À MSc. Sílvia Justiniano, pela amizade, sugestões e apoio na realização do
presente trabalho.
Ao Dr Josimar Souza Pires, gerente geral da Mina de Pitinga (Mineração
Taboca S.A.), pela atenção dispensada durante os estudos.
Ao Dr Oscar Pavão Júnior, Diretor do hospital e Sistema Integrado de Saúde
de Pitinga (Logos Pró-Saúde S.A.), pela liberação e organização da sala para
laboratório/base durante os estudos em Pitinga.
Ao Sr Neugivan Nunes, Chefe Administrativo do Hospital de Pitinga, pela
atenção e agilidade no processo de transporte e estadia durante as idas à Pitinga.
Ao Sr Mendes, pela a hospitalidade e ajuda durante os períodos de coletas
Aos Srs Nelson Ferreira Fé
(IMTM)
e Rui Freitas (INPA), pela grande ajuda
na identificação dos espécimes.Ao Dr Thierry Gasnier, pela colaboração que demonstrou na ajuda das
análises estatísticas.
Ao Sr Silvio Vieira, técnico da Microscopia Eletrônica -
INPA, pela fotografia
das larvas e pupas de flebotomíneos do presente trabalho.
Ao Sr Raimundo Nonato L. Santos, técnico da CPCS, pela ajuda nas coletas
das amostras e
confecção do aparelho de Berlese-Tullgren.
Ao instrutor de rapei, Raniere Garcez, pela subida nas árvores para coleta de
matéria orgânica.
Ao bolsista Walter Santos, pela ajuda no processamento das amostras,
criação dos imaturos e produção das
figuras do presente estudo.
Ao Sr Mozanei Trindade, técnico do Laboratório Temático de Solos e Planta,
pela ajuda nas medidas de pH das amostras de solo.
Aos membros da banca examinadora (Dra Elizabeth Frankiin, Dra Neusa
Mamada e Dr Tobby Barrett) pelas críticas e sugestões.
Ao Sr José Lima dos Santos, técnico da Coordenação de Pesquisas em
Botânica - ORBO, pela identificação das árvores.
Ao Sr João Vidal, técnico da Coordenação de Pesquisas em Entomologia
-CPEN, pelo o fornecimento da solução conservante utilizada na armadilha de
emergência.
Aos meus colegas de curso: Luiz Henrique, Tomaz, Edilson, Rosilete, Ivonei,
Liliane, Carlos Eduardo, Carlos Augusto, Marcus, Marcelo Creão e Fernando, pelos
momentos de companheirismo e descontração.
Aos financiadores deste Trabalho: Projeto INPA/PPI 3640 "Diversidade
faunística e infecções naturais e experimentais por Trypanosomatidae em
populações locais de Phlebotominae e Triatominae na Amazônia Central"; Convênio
INPA, Mineração Taboca S.A. e Logos Pró-Saúde S.A. (Proc. N® 171/02); e CAPES,
RESUMO
Informações sobre criadouros naturais de flebotomíneos são escassas, face
às dificuldades do isolamento dos imaturos do substrato onde se desenvolvem. O
presente estudo visou a investigação de criadouros em diversos micro-hábitats
numa floresta de terra-firme em Pitinga, Amazonas. Resultados de eficácia das
técnicas de extração de imaturos, temperatura, pH,
fauna associada, comparação
entre as faunas flebotomínicas imaturas e adultas, também são apresentados.
Amostras de solo e matéria orgânica de 14 micro-hábitats processadas por quatro
técnicas (flotação-peneiramento, exame direto, Berlese-Tullgren, gaiola de
incubação) revelaram, pela primeira vez na Amazônia, criadouros naturais em 5
micro-hábitats (base de árvore, chão desabrigado de floresta, solo sob tronco
caído, solo sob raiz, base de palmeira), de onde 167 imaturos foram recuperados.
Abundância de imaturos em criadouros de bases de árvores foi significativamente maior. Flotação e exame direto foram as técnicas mais eficazes para recuperação
de imaturos e emergência de adultos, respectivamente. Armadilha de emergência,
outra técnica utilizada neste estudo, rendeu 27 flebotomíneos. Quinze espécies do
gênero Lutzomyia foram identificadas, sendo L monstruosa (23,7%) e L georgii
(18%) as mais abundantes. Diferenças na composição específica e abundância
relativa das faunas flebotomínicas imatura e adulta de bases de árvores sugerem
criadouros localizados distantes do local de agregação e/ou repouso dos adultos.
O pH, o qual revelou solo de acidez elevada a muito elevada, e a temperatura não
apresentaram correlação significativa com o n® de imaturos. A fauna
não-flebotomínica apresentou uma diversidade de artrópodes associados aos
criadouros.
ABSTRACT
' y
Information on natural breeding sites of phlebotomine sand files is scanty, due to the difficülties of isolation of immatures from the sol! where they occur. The present
study aimed at investigating breeding sites in severa! micro-habitats in a "terra-firme"
forest in Pitinga, State of Amazonas. Resuits on the efficacy of extraction techniques,
temperature, pH, associated fauna, comparison between the immature and adult
sand flies, are aiso presented. Samples of soil and organic matter of 14
micro-habitats processed by four techniques (Screening-flotation, direct examination,
Berlese-Tullgren, cage), revealed, for the first time in the Amazon, breeding sites in 5
micro-habitats (tree base, unsheltered ground of forest, soil under log, soil under root, palm-tree base), from which 167 immatures were recovered. Abundance of
immatures in breeding sites dose to tree bases was significantiy higher.
Screening-flotation and direct examination were the most effective techniques for immature
extraction and survival, respectively. Emergence trap, another technique used in this
study, produced 27 sand flies. Fifteen species of the genus Lutzomyia were
identified, L. monstruosa (23,7%) and L georgii (18%) being the most abundant.
Differences in the specific composition and relativa abundance of the immature and
adult sand flies on tree bases suggest breeding sites located away from resting or
aggregation sites of aduits. The pH, which revealed a soil of elevated to very
elevated acidity, and the temperature did not show a significant correlation with the
number of immatures. The non-phlebotomine fauna presented a diversity of
arthropods associated with the breeding sites.
4^ SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO
1
1.1 Flebotomíneos 1 1.2 Importância médica 3 1.3 Criadouros naturais 41.4 Técnicas para identificação de criadouros naturais 8
2 OBJETIVOS 11
2.1 Geral 11
2.2 Específicos 11
3 MATERIAL E MÉTODOS 13
3.1 Área de estudo
13
3.2 Coletas de solo e matéria orgânica 15
3.3 Comparação entre amostras de base de árvore e chão desabrigado da
floresta 16
3.4 Processamento das amostras 18
3.4.1 Flotaçâo-peneiramento com solução saturada de açúcar
20
3.4.1.1 Amostra consistindo principalmente de solo 21
3.4.1.2 Amostra rica em pedaços de folhas, pequenos galhos, e cascas 22 3.4.1.3 Amostras consistindo principalmente de folhas e galhos 22
3.4.2 Aparelho de Berlese-Tullgren modificado 23
3.4.4 Exame direto
26
3.5 Criação de imaturos
26
3.6 Armadilha de emergência
27
3.7 Montagem e identificação
28
3.8 Fauna associada
29
3.9 Fatores microclimáticos
29
3.10 Confecção de equipamentos para estudo de criadouros de flebotomíneos
30
3.11 Determinação dos estádios dos imaturos de flebotomíneos no momento
da coleta das amostras de solo e matéria orgânica
31
3.12 Análises estatísticas 31
3.12.1 Eficácia das técnicas de extração
32
3.12.2 Comparação qualitativa e quantitativa da fauna imatura de
flebotomíneos entre base de árvore e chão de floresta 32
3.12.3 Fauna associada
32
3.12.4 Fatores microclimáticos (temperatura e pH)
33
3.12.5 Caracterização da fauna imatura de flebotomíneos extraídos do solo e a
de adultos coletados em bases de árvores 33
3.13 Licença para coleta de material zoológico
33
4
RESULTADOS
34
4.1 Produção por amostra, micro-hábitat e técnica de extração
34
4.1.1 Amostras de solo e matéria orgânica de micro-hábitats
34
4.1.2 Produção mensal das amostras de solo e matéria orgânica
w
4.2 Eficácia das técnicas de extração 37
4.2.1 Recuperação de imaturos e adultos de flebotomíneos 37
4.2.2 Tempo empregado em cada técnica de extração em relação ao volume
de amostras processado e
aos imaturos e adultos recuperados
38
4.2.3 Emergência de adultos obtidos a partir da criação de imaturos
recuperados 39
4.3 Comparação entre base de árvore e chão desabrigado (agosto
-dezembro/2002) 40
4.4 Imaturos recuperados 42
. /
4.4.1 Estádios do ciclo de vida 42
4.4.1.1 No momento da coleta 42
4.4.1.2 No momento da recuperação 44
4.4.2 Criação 44
4.5 Faunas imatura e adulta de flebotomíneos recuperados de potenciais
criadouros naturais 45
4.5.1 Espécies de flebotomíneos obtidas a partir de imaturos e adultos
recuperados de amostras de solo e matéria orgânica 45
4.5.2 Armadilha de emergência 49
4.5.3 Comparação entre a faunas flebotomínicas imatura e adulta de bases de
árvores 50
4.5.4 Comparação entre o período de emergência de adultos obtidos a partir
de imaturos de amostras de solo em base de árvore, produção de
adultos coletados em base de árvore, armadilha de emergência, e
pluviosidade
"V
" /
4.6 Produtividade e distribuição de flebotomíneos em amostras de solo e
matéria orgânica de base de árvore 53
4.6.1 Produtividade das amostras de solo e matéria orgânica de base de
árvore 53
4.6.2 Distribuição interespecífica de flebotomíneos em amostra de solo e
matéria orgânica de base de árvore 54
4.6.3 Distribuição intra-específica de flebotomíneos em amostra de solo e
matéria orgânica de base de árvore 57
4.7 Fauna associada 57
4.8 Fatores microclimáticos 58
5
DISCUSSÃO
62
6
CONCLUSÕES
77
7
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
79
ANEXO
1 - Informações sobre amostras de solo e matéria orgânica coletas em
Pitinga 91
ANEXO 2 - Informações sobre os imaturos encontrados em amostras de solo
e matéria orgânica coletas 92
ANEXO 3 - Dados sobre fauna de solo 93
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Fases do ciclo de vida dos flebotomíneos 2
Figura 2 - Adulto de flebotomíneo 3
Figura 3 - Mapa com localização da Vila do Pitinga 14
Figura 4 - Vista aérea da Vila do Pitinga 14
Figura 5 - Coleta de amostra de solo em base de árvore em Pitinga 16
Figura 6 - Coleta em copa de árvore 17
Figura 7
-
Mapa esquemático da localização das árvores na área de estudo
em Pitinga 19
Figura 8
- Esquema das áreas de coleta em base de árvore e chão
desabrigado de floresta 20
Figura 9 - Etapas da técnica de flotação-peneiramento 21
Figura 10 - Esquema da retenção de imaturos de flebotomíneos em malhas
de peneira durante o processo de flotação-peneiramento 23
V
Figura 11 - Aparelho de Beriese-Tuilgren (modificado) 24
Figura 12 - Gaiola de incubaçâo 25
Figura 13 - Exame direto 26
Figura 14 - Potes de criação 27
Figura 15
-
Armadilha de emergência com esquema do funil e
do copo coletor
(corte longitudinal) 28
Figura 16 - Volume (L) das amostras processadas 34
Figura 17 - Produção mensal de flebotomíneos em amostras de solo e
matéria orgânica 37
Figura 18
-
Rendimento das técnicas de extração de imaturos em amostras
de solo e matéria orgânica de base de árvore e chão de floresta
coletadas de agosto-dezembro/2002 38
Figura 19 - Freqüências de morte e de emergência de imaturos recuperados
em relação às técnicas de extração 40
t,
relação ao número de flebotomíneos recuperados 41
Figura 21 - Produção mensal de flebotomíneos obtidos de amostras de base
de árvore 42
Figura 22 - Freqüência dos estádios em que provavelmente se encontravam
os imaturos no momento da coleta das amostras de solo 43
Figura 23
-
Pluviosiodade e
freqüência mensal dos estádios dos imaturos de
flebotomíneos no momento da coleta de amostras 43
Figura 24 - Freqüência de emergência e morte de imaturos em relação ao
estádio em que se encontravam no momento da recuperação 45
Figura 25 - Larva de L flaviscutellata, coletada em amostra de solo de base
de palmeira 47
Figura 26
-
Pupa de L
umbratilis coletada em amostra de solo
48
Figura 27
-
Pupa de L. serícea coletada em amostra de solo
48
Figura 28
-
Pupa de L
sordellH coletada em amostra de solo
48
Figura 29 -
Emergência de adultos capturados em base de árvore, adultos
obtidos da criação de imaturos extraídos solo de base de árvore
e armadilhas de emergência, em relação à pluviosidade em
Pitinga 52
Figura 30 - Diagrama de correlação entre temperatura e n® de imaturos
recuperados de amostras de bases de árvore 60
Figura 31 - Diagrama de correlação entre pH e n® de imaturos recuperados de
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Sumário dos resultados do processamento por técnicas de extração de amostras de solo e matéria orgânica coletadas em
diferentes micro-hábitats em floresta de terra firme na Vila do
Pitinga-AM 36
Tabela 2 - Eficácia das técnicas de extração quanto ao tempo (h) empregado
no processamento das amostras e recuperação de imaturos e
adultos de flebotomíneos 39
Tabela 3
-
Espécies de imaturos de Lutzomyia encontradas em amostras de
solo e matéria orgânica em floresta de terra firme na Vila do
Pitinga-AM 49
Tabela 4
-
Espécies de adultos de Lutzomyia capturados em armadilha de
emergência no período de julho a dezembro/2002 em floresta de
terra firme na vila do Pitinga-AM
50
Tabela 5 - Abundâncias total e relativa de adultos de Lutzomyia obtidos da
criação de imaturos recuperados de amostras de solo de base de
árvore, e adultos coletados em base de árvore em uma floresta
de terra firme na Vila do Pitinga-AM 52
V ( >
Tabela 6 - Produção de imaturos de flebotomíneos recuperados de amostras
de bases de 20 árvores no período de agosto a dezembro/2002
em uma floresta de terra-firme na Vila do Pitinga-AM 55
Tabela 7 - Distribuição interespecífica de flebotomíneos por espécie de
árvore, de cujas bases os imaturos foram extraídos, no período
de agosto a dezembro/2002, em uma floresta de terra-firme na
Vila do Pitinga-AM 56
Tabela 8
-
Distribuição intra-específica de flebotomíneos por espécie de
árvore, de cujas bases os imaturos foram extraídos, no período
de agosto a dezembro/2002, em uma floresta de terra-firme na
Vila do Pitinga-AM 58
Tabela 9
-
Abundâncias total e relativa de artrópodes da fauna recuperada de
amostras de solo de base de árvore e chão desabrigado de
floresta coletadas em agosto e setembro/2002 em uma floresta
de terra-firme na Vila do Pitinga - AM 59
Tabela 10 - Temperatura e pH de criadouros naturais de flebotomíneos em
bases de árvores e chão desabrigado em uma floresta de
1 INTRODUÇÃO
1.1 Flebotomíneos
Os flebotomíneos do gênero Lutzomyia são dípteros cujas fêmeas possuem
hábitos hematófagos. No Brasil são conhecidos vulgarmente como mosquitos-palha,
biriguis, cangalinhas, tatuquiras, entre outros. Pertencem à família Psychodidae e à
subfamília Phlebotominae, a qual, além de Lutzomyia, apresenta outros dois gêneros
para o Novo Mundo (Brumptomyia e Waríleya) e três para o Velho Mundo
(Phlebotomus, Sergentomyia e Chinius). Mais de 400 espécies de flebotomíneos do
gênero Lutzomyia foram descritas até o presente (Young & Duncan, 1994), sendo que
a identificação destas somente pode ser realizada com segurança mediante a
verificação de caracteres morfológicos dos adultos. Estes insetos são holometábolos,
passando por sete fases ou estádios distintos no seu ciclo de vida (ovo, 4
de larva,
pupae adulto)
(Figurai).
Os ovos (Figura 1B) são escuros, elípticos, alongados, e na sua superfície são
observadas saliências ou outras protuberãncias que formam típicos padrões por
espécie ou complexo de espécies. A quantidade de ovos postos por uma
fêmea pode
variar de 40 a 70 ou mais, dependendo da espécie, tamanho do flebotomíneo,
natureza da fonte sangüínea, dieta larval e outros fatores (Young & Duncan, 1994). O
tamanho do ovo pode variar de 320 a 450pm (Ward & Ready, 1975; Queiroz, 1995). A
fase larval (Figura 1C) compreende quatro estádios larvais que diferem notavelmente
entre si quanto ao tamanho. As larvas são pequenas e no último estádio raramente
cerdas caudais, implantadas no último segmento abdominal. Sua movimentação, lenta
no primeiro estádio, aumenta consideravelmente com o desenvolvimento, sendo mais
móveis no quarto estádio (Forattini, 1973). As pupas (Figura 1D) caracterizam-se pela
posição ereta que normalmente assumem quando fixas ao substrato pela extremidade
posterior. São imóveis, porém reagem bruscamente quando estimuladas (Forattini,
1973). Os adultos (Figuras IA e 2) medem normalmente entre 2 e 4 mm de
comprimento, possuem corpo recoberto por numerosas cerdas com coloração que
varia de castanho-claro a escuro (Forattini, 1973).
Figura 1 - Fases do ciclo de vida dos flebotomíneos: A - Adulto; B - Ovo; C - Larva; D
-Pupa. Fotos: adulto (www.who.int/tdr); ovo (Queiroz, 1995); larva e pupa
(Silvio Vieira & Ronildo Alencar). Barras em A, C, e D indicam escala aproximada de Imm. Barra em B indica escala de lOOpm.
a:
1.2 Importância médica
Entre os gêneros do Novo Mundo, Lutzomyia possui maior importância médica,
pois inclui espécies que são hospedeiros vetores de arboviroses, bartonelose, e
lelshmaniose, esta última causada por protozoários tripanossomatídeos do gênero
Leishmania.
Figura 2 - Adulto de flebotomíneo. Foto;
www.who.int/tdr. Barra indica
escala de 1mm.
Lutzomyia umbratilis tem sido incriminada no Brasil como principal
transmissora de Leishmania guyanensis, no norte do Pará, Brasil (Lainson et al.,
1979; Ready et a/., 1986). e na região de Manaus, Amazonas, Brasil (Árias &
Freitas,
1977; 1978; Barrett et ai., 1991; Barrett, 1993), e na Vila do Pitinga (Queiroz, dados
não publicados). Populações desta espécie ocorrem em todo o norte da América do
Sul: Venezuela, Colômbia, Peru, Suriname, Bolívia, Guiana Francesa, e Brasil
(Estados do Acre, Rondônia, Amazonas, Roraima, Pará, Amapá, Maranhão e Mato
Grosso) (Young & Duncan, 1994). Mais recentemente, sua ocorrência foi registrada em
Pernambuco (Balbino et ai, 2001).
Outras espécies de Lutzomyia têm sido apontadas como transmissoras potenciais ou comprovadas de leishmaniose tegumentar na Região Amazônica (Lainson et ai, 1994), entre a quais se destacam as seguintes: L wellcomei, vetor de
Leishmania braziliensis em Serra dos Carajás, Pará; L anduzei, vetor de Leishmania
guyanensis ao norte do Rio Amazonas e leste do Rio Negro; L flaviscutellata e L olmeca nociva, vetores de Leishmania amazonensis] L paraensis, L ayrozai e L.
squamiventris squamiventris, vetores de Leishmania naiffi. Populações de todas estas
espécies ocorrem na Amazônia Central.
1.3 Críadouros naturais
As poucas informações disponíveis sobre a biologia dos estádios imaturos de
flebotomíneos têm sido resultantes da criação de algumas espécies em laboratório.
Por sua vez, a manutenção em cativeiro de muitas espécies é dificultada ou até
impossibilitada pelo pouco conhecimento de seu comportamento de oviposição e as
particularidades de seus criadouros naturais. Algumas espécies de flebotomíneos parecem ser extremamente exigentes quanto a sua manutenção em cativeiro, o que sugere especialização a determinadas condições microambientais (nutrientes, pH,
umidade, temperatura, iluminação, etc.). Em tentativas recentes, a criação de L
umbratilis só foi possível com a utilização de uma ração larval especial que incluía
larvas dessa espécie criadas em laboratório apresentam antenas e cerdas caudais
relativamente curtas, características que as enquadrariam como "escavadoras" em
ambientes naturais (Hanson, 1961). De fato, parecem demonstrar uma tendência a
permanecerem sob a ração e
os detritos em potes de criação.
Os primeiros relatos sobre criadouros naturais de flebotomíneos referem-se
ao encontro de Phlebotomus mascittii na Itália (Grassi,1908). Desde então, outros
autores dedicaram-se à procura dos possíveis criadouros naturais na Europa, índia e
Sudão: Marett (1910), Newstead (1911), Howlett (1913), King (1914), Mitter (1919),
Whittingham & Rook (1923), McCombie-Young et ai (1926), Shortt et ai (1930),
Smith et ai (1936), Jerace (1939), Nájera (1946), Ghosh (1950), Quate (1964) e
Kiilick-Kendrick (1987).
Na América, o primeiro registro de recuperação de imaturos de flebotomíneos
ocorreu no Brasil (Ferreira et ai, 1938). Destacam-se ainda os trabalhos de
Coutinho & Barretto (1941), Forattini (1954; 1960), Deane (1956). Deane & Deane
(1957a,b) e Sherlock (1962), também no Brasil, além de Pifano (1941) e Scorza et
ai (1968), na Venezuela, e Hertig (1942) no Peru. Até então os resultados obtidos não eram considerados satisfatórios, devido à pouca quantidade de larvas
encontradas em relação ao esforço de coleta, contrastando com a grande
abundância de adultos normalmente encontrados nos mesmos locais.
Entretanto, um importante passo foi dado ao estudo de criadouros naturais,
quando Hanson (1961) relatou o encontro de 2.258 larvas e pupas de flebotomíneos,
das quais 600 foram criadas até o estádio adulto (75,3% do gênero Brumptomyia e
24,7% do gênero Lutzomyia). Das 13 espécies do gênero Lutzomyia, nove foram
encontradas em raízes tabulares (sapopemas), seis das quais somente nesse
micro-hábitat, destacando-se L serrana e L ovallesi (35 e 24 indivíduos respectivamente),
^
ambas do grupo Verrucarum, e L dysponeta (23 indivíduos), do subgênero
Pressatia. Outra importante informação, advinda desse estudo, refere-se às
espécies L panamensis e L carrerai carrerai (ambas do subgênero
Psychodopygus), L trapidoi e L ylephiletor (ambas do subgênero Nyssomyia), as
quais foram recuperadas exclusivamente de folhas mortas no chão da floresta
(serapilheira), com 8, 4, 10 e 2 indivíduos respectivamente, com exceção de L
trapidoi que apresentou um indivíduo em raízes tabulares. A maioria (94%) das
larvas encontradas por Hanson
(1961)
foi de sapopemas
(raízes tabulares), embora
o autor tenha também examinado amostras de buracos em árvores, tocas de animais silvestres, bases de árvores, chão desabrigado de floresta, entre outros
locais.
As raízes tabulares são extensões achatadas da parte superior das raízes
superficiais, que funcionam como estruturas de sustentação das árvores (Ribeiro et aí., 1999). Essas raízes podem muitas vezes proporcionar uma ampla variedade de condições. Em muitos casos fornecem proteção contra a luz solar, chuva e vento, ' f além de acumularem matéria orgânica, constituída por folhas, detritos vegetais,
restos de artrópodes, fezes de animais, etc. São também normalmente freqüentadas
por comunidades animais muito variadas (moluscos, aracnídeos, lepidópteros,
ortópteros, dípteros e pequenos vertebrados) (Hanson, 1961).
Rutiedge & Ellenwood (1975a) sugerem que o solo desabrigado de floresta
seja um ambiente de difícil desenvolvimento para as larvas de algumas espécies,
pois de 67 espécies conhecidas no Panamá, apenas seis foram encontradas
Assim como outros flebotomíneos adultos de comportamento dendrobático\
L umbratilis parece apresentar uma limitada amplitude de vôo, desenvolvendo uma lenta migração vertical sobre troncos de árvores (ascendente ao final da tarde e
descendente no início da manhã), o que pode sugerir que os criadouros naturais
desta e de outras espécies se localizem próximo a esses locais de repouso ou de
agregação de adultos (Chaniotis et ai., 1974; Ready et ai., 1986). Há evidências de
que não só as fêmeas recém-emergidas ou ingurgitadas^, mas também as fêmeas
grávidas de L
umbratilis, apresentam o mesmo comportamento migratório (Ready et
ai, 1966). Em áreas de extração seletiva de madeira em Itacoatiara, AM, Pessoa
(2000) observou que as populações de flebotomíneos dendróbatas foi menos
abundantes em áreas nas quais haviam sido extraídas árvores que serviam de
abrigos ou locais de agregação de fêmeas grávidas. É possível que a dispersão de
adultos para áreas não alteradas e/ou a destruição de eventuais criadouros em
micro-hábitats arbóreos ou em solo antes sombreado pelas árvores extraídas
tenham provocado tal impacto sobre as populações dendróbatas.
Apesar de sugerida por esses estudos mais recentes, Thatcher (1968) foi o único até o presente momento a demonstrar a existência de criadouros arbóreos de
flebotomíneos, tendo conseguido recuperar, em floresta do Panamá,
larvas de duas
espécies (L. micropyga, L dysponeta), entre 6
e 12m acima do solo, sendo esta
última encontrada também por Hanson (1961) e Rutiedge & Ellenwood (1975a).
Imaturos da primeira espécie, até onde se sabe, ainda não tinham sido encontrados.
Todavia, segundo Thatcher (1968), não se conhece espécie que oviposite
exclusivamente em matéria orgânica acumulada em galhos de árvores. Em seu
^ Ocorrem mais abundantemente sobre troncos e em copas de árvores.
estudo, concluiu que condições favoráveis a potenciais criadouros possam ser
criadas mediante o acúmulo de folhas mortas, insetos mortos, fezes de animais e outros detritos em galhos e buracos de árvores, e que em um eventual controle
destes insetos os criadouros arbóreos também sejam considerados.
A relativa escassez de imaturos de
flebotomíneos encontrados, até agora, em
seus potenciais criadouros na floresta tropical, contrasta com a grande abundância
de adultos observados sobre troncos de árvores ou capturados em armadilhas.
Apesar de bem-sucedido em suas tentativas de recuperar imaturos de amostras no
Panamá, Hanson (1961) concluiu que o resultado mostra pouca relação entre o
número de larvas e
adultos das espécies encontradas nas raízes tabulares.
Em estudos realizados por Árias &
Freitas (1982) na região de Manaus, L.
umbratilis foi apenas a quarta espécie em número de adultos capturados em
armadilhas de emergência, apesar de ser normalmente a população de adultos
dendróbatas mais abundante na mesma área. No mesmo estudo, não foi registrada
a emergência de nenhum indivíduo de L shannoni, outra espécie considerada
dendróbata e freqüentemente encontrada sobre troncos de árvores.
1.4 Técnicas para identificação de
criadouros naturais
O baixo rendimento resultante de estudos sobre criadouros naturais de
flebotomíneos na região neotropical é devido principalmente às dificuldades de
extração dos imaturos das amostras de solo e matéria orgânica onde normalmente
são encontrados (Forattini, 1973). Entre as técnicas mais utilizadas para
identificação dos criadouros estão: flotação com solução saturada de açúcar e
*7'
armadilha de emergência e com menos freqüência gaiola para incubação de amostras de solo para emergência de adulto, aparelho de Berlese-Tullgren e exame
direto.
A técnica de flotação com solução saturada de açúcar foi aplicada pela
primeira vez por McCombie-Young et al. (1926) na índia. Mediante o uso dessa
mesma técnica, Hanson (1961) recuperou 95,7% das larvas encontradas em amostras de solo. Rutiedge & Mosser (1972) processaram 111 amostras de solo de
bases de árvores, obtendo 117 larvas e pupas de três espécies: Brumptomyia
hamata, L ovallesi e L
insólita. Mais recentemente, Gosh & Bhattacharya (1991)
analisaram 131 amostras, recuperando 19 larvas de Phlebotomus argentipes.
A armadilha de emergência é a técnica mais utilizada para busca indireta dos criadouros. Rutiedge & Ellenwood (1975a), usando esta técnica no Panamá,
apontaram as camadas superficiais do chão da floresta como sendo os criadouros
preferenciais de algumas espécies, sugerindo inclusive que as populações são mais
ou menos gregárias e que cada espécie é caracterizada por um padrão particular do
local de ocorrência, resultando em adaptações das espécies (ou especialização).
Entre as espécies obtidas por esses autores destacaram-se L trapidoi e L
rorotaensis, com 90 e 42 indivíduos, respectivamente. Essa característica de criadouros preferenciais é observada nos dados de Hanson (1961), ao coletar
espécies do subgênero Psychodopygus (L panamensis e L carrerai carrerai)
somente em folhas caídas no chão da floresta e espécies do grupo verrucarum (L.
ovallesi e L serrana) apenas em bases de raízes tabulares. Já na Amazônia Central,
m
16 espécies no solo da floresta, incluindo L umbratilis, L anduzei, L georgii, L
rorotaensis e L trichopyga, as quais somaram 83,2% de toda a amostragem.
No presente estudo são apresentados os resultados da investigação de
criadouros naturais de flebotomíneos em diversos micro-hábitats de uma floresta de
terra-firme na área de Pitinga, Estado do Amazonas. Diversas técnicas de extração
de imaturos e recuperação de adultos a partir de amostras de matéria orgânica e
solo foram empregadas e sua eficácia avaliada. Também são apresentados e
discutidos os resultados de análises comparativas de temperatura e pH e da fauna
imatura flebotomínica e da fauna imatura e adulta não-flebotomínica de diferentes
micro-hábitats, assim como de diversidade específica e abundância relativa entre as
populações imaturas e adultas de flebotomíneos presentes na mesma área.
Espera-se que as informações advindas desse estudo possam contribuir para
caracterizar os potenciais criadouros naturais de flebotomíneos, principalmente de L.
umbratilis, em área de floresta de terra-firme, e oferecer subsídios para o
aprimoramento das técnicas atualmente utilizadas na criação em laboratório,
visando aumentar a produtividade de colônias e viabilizar a criação em massa de
espécies mais exigentes. Caso seja detectada agregação de imaturos de
flebotomíneos em determinados micro-hábitats, novas estratégias de controle focai
poderão ser propostas, inclusive utilizando eventuais inimigos naturais presentes na
2 OBJETIVOS
2.1 Geral
Investigar os potenciais criadouros de flebotomíneos em floresta de
terra-firme em Pitinga, Estado do Amazonas.
2.2 Específicos
(i)
Comparar quantitativamente e qualitativamente os imaturos encontrados em
bases de árvores e os encontrados entre as árvores (chão desabrigado de
floresta), a
fim de testar as seguintes hipóteses:
Ho: Não há diferenças qualitativas e quantitativas entre os imaturos de flebotomíneos
encontrados em bases de árvores e aqueles encontrados entre as árvores (chão
desabrigado de floresta).
Hi: Há diferenças qualitativas e quantitativas entre os imaturos de flebotomíneos
encontrados em bases de árvores e aqueles encontrados entre as árvores (chão
desabrigado de floresta).
(ii)
Comparar a diversidade específica e a abundância relativa da fauna imatura
encontrada em amostras de bases de árvores com as da fauna adulta de
flebotomíneos capturados em bases de árvores.
(iii)
Detectar outros potenciais criadouros de flebotomíneos em diversos
micro-hábitats na floresta, tais como matéria orgânica acumulada em cascas e
galhos do dossel, ocos em troncos, tocas de animais, cupinzeiros e solo sob
troncos caídos.
(iv) Avaliar a eficácia das técnicas utilizadas para extração de imaturos de
flebotomíneos das amostras de solo e matéria orgânica.
(v) Caracterizar os fatores microclimáticos (temperatura, pH) dos potenciais
criadouros.
(vi) Caracterizar a fauna associada aos potenciais criadouros naturais de
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Área de estudo
As coletas de solo e matéria orgânica foram realizadas em floresta de
terra-firme do tipo floresta de platô na Vila do Pitinga, Município de Presidente Figueiredo,
Amazonas, Brasil (00°47'28.7" S; 60°04'12.2" W)
(Figuras 3
e 4). A Vila do Pitinga
situa-se a 280 km ao norte de Manaus e 55 km a leste da BR-174, pela qual é
acessada. Sua principal atividade é a exploração de minério de estanho, realizada
pela empresa Mineração Taboca S.A. É uma área de acesso restrito, onde apenas
os empregados da empresa (e de suas associadas) e suas famílias têm acesso, assim como os visitantes, mediante autorização. Essa Vila, atualmente com 2.758
habitantes, foi construída para dar apoio ao projeto de mineração que ali se instalou.
A geração de empregos diretos e indiretos e a implantação de infra-estruturas de
habitação, educação, saúde, energia e telecomunicações fizeram de Pitinga um dos
mais importantes projetos de mineração do país.
Toda a região da Mineração Taboca, com exceção da área urbanizada e
daquelas devastadas pelas atividades de mineração, é coberta por vegetação
arbórea do tipo floresta tropical úmida, com dossel normalmente de 35-40 m e
árvores emergentes (>45 m), como o angelim {Dinizia excelsa). Apresenta um clima
caracterizado pela ausência de uma estação seca definida e sua pluviosidade
média, nos últimos 11 anos, é de 2.432 mm/ano. A temperatura é bastante estável
durante todo o ano oscilando em torno de 28®C.
60° »-V-^«^.-- -•-■ -A - ■■ •••\''- <••' /-^ " fe'l'^.>*^''-^."'»afeít¥ ^lOwA.Orr .v r?»,. ->-BRASL ^«Pí^nso^tn ■■•Ç • ■'• > rV ■" ^ '•• " iV " ■ •" ^ -!-. w - -. -V .; OK£BK(OOUATifiU fp-ífep.A,!'Jí¥ríí,rilí. „ .-.^/
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R£ BALB AÍ>AESCAV? QMSrOAOA, I tt tra VCGA b£^ >/Et3 .-í' Snífesto^ft-tt ^TOUinCfun.vviica üiu><Ki L-C -.AGi^ín^í-WSETA^s ,-rTAP'íHáN :^-^0A JATUAK Ííça G-andc (, ía-,Vlan?C30i"A' 5 r«arii MfítiTd 50 km Li". .00Figura 3 - Mapa com localização da Vila do Pitinga. Fonte; Instituto Brasileiro de
Geomorfologicamente a área é dominada por feições do tipo platô de cotas
próximas a 280 metros, correspondente a uma superfície de aplainamento de idade
antiga. Essa superfície de aplainamento, com o soerguimento relativo ao nível do
mar, passou a ser erodido com profundo entalhamento das drenagens, formando
vales com talvegues de até 150 metros abaixo do topo da superfície. Esta feição tipo
platò é sustentada por espessa camada de laterita, que ocorre em toda a superfície,
com espessura de 15 a 20 metros.
3.2 Coletas de solo e matéria orgânica
As coletas foram realizadas no período de março/2002 e de junho a
dezembro/2002. As amostras foram coletadas de vários micro-hábitats nas matas
próximas à Vila: bases de árvores (Figura 5), chão desabrigado de floresta, matéria
orgânica acumulada em galhos em copas de árvores, buraco em tronco de árvore,
solo sob tronco caído, cupinzeiro abandonado, casca de tronco, toca de animal, solo
sob raiz, oco em base de árvore, solo sobre raiz, solo sobre cipó, buraco em raiz e
base de palmeira.
As amostras foram retiradas a uma profundidade de até 15 cm com o auxílio
de equipamentos como pá, ancinho, facão e outros, sendo imediatamente
armazenadas em potes plásticos com capacidade, cada um, de 1 L, devidamente
etiquetados e cuidadosamente fechados para evitar perda de umidade. Em seguida,
foram transportadas até o laboratório em caixas de isopor e mantidas a temperatura
de 27®C até seu processamento.
Figura 5 - Coleta de amostra de solo em base de árvores em
Pitinga. Foto: Raul Queiroz.
Para coletas de matéria orgânica acumulada sobre ramificações ou em
buracos próximos ao dossel, foi utilizado equipamento para "rape!" (corda,
mosquetão, freio em oito. ascensor, lançador de corda, capacete, etc.)
(Figura 6).
Todas as observações de campo foram anotadas em uma caderneta e em
seguida repassadas para uma ficha de dados no laboratório (Anexo 1).
3.3 Comparação entre amostras de base de árvore e chão desabrigado da
floresta
Para fins de comparação da fauna imatura de flebotomíneos entre base de
árvore e chão de floresta, as coletas no período de agosto a dezembro/2002 foram
sistematizadas: 30 árvores ou pontos de coleta foram previamente selecionados
pela presença de adultos em repouso sobre seus troncos durante as horas
iluminadas do dia. Destas, 20 foram sorteadas e marcadas para as devidas
m
Figura 6 - Coleta em copa de árvore. A Início da subida; B -Subida em curso; 0 - Coleta em ramificações da
copa da árvore. Fotos: Raul Queiroz.
As coletas consistiram na retirada de 1 L de amostras de solo ou matéria
orgânica de cada micro-hábitat (base de árvore e cháo desabrigado da floresta) uma
vez por mês, durante todo o período de coleta sistemática. As amostras de base de
árvores foram retiradas aleatoriamente de um só ponto em uma área de até 1 m de
raio a partir da base de cada uma das 20 árvores, e as amostras do chão da floresta
em área localizada entre 5 m a 10 m a partir das mesmas árvores (Figura 8).
Quarenta amostras foram coletadas mensalmente (20 por micro-hábitat),
totalizando 200 amostras durante todo o período de coleta sistemática. Tomou-se
ainda o cuidado para que as amostras do chão não fossem retiradas de área
próxima a outras árvores (incluindo as 30 originalmente selecionadas).
3.4 Processamento das amostras
O processamento das amostras foi realizado no Insetário de Flebotomíneos
(Casa 14) do Laboratório de Leishmaniose e Doença de Chagas, da Coordenação
de Pesquisas em Ciências da Saúde - CPCS/INPA, Manaus, Amazonas.
Quatro técnicas foram utilizadas para a extração de imaturos de amostras de
solo e matéria orgânica: (1) flotação-peneiramento com solução saturada de açúcar;
(2) aparelho de Berlese-Tullgren modificado; (3) gaiola de incubação e
(4) exame
direto sob microscópio estereoscópio.
Cada amostra das coletas sistemáticas foi dividida em quatro partes, sendo
1/2 (0,5 L) destinado á flotação e 1/6 (0,17 L) a cada uma das demais técnicas de
extração.
Devido ao limitado tempo de estudo e por não se dispor de suficiente auxílio técnico para o rápido processamento das amostras, optou-se por se processar
AEROPORTO I-l Estrada — Trilha Escala I—rr 1 Árvore do estudo sistemático Árvore não incluída no estudo sistemático
Figura 7 - Mapa esquemático da localização das árvores na área de
estudo em Pitinga.
Chão
Base
Area de coleta
Árvore
lOm 5m 1m Om
Figura 8 - Esquema das áreas de coleta em base de árvore e chão desabríaado de floresta.
3.4.1 Flotação-peneiramento com solução saturada de açúcar
O uso desta técnica foi baseada no modelo de Hanson (1961), com algumas
modificações no procedimento conforme o tipo de material coletado. Esta técnica foi
usada para isolar imaturos com a menor quantidade de material possível. As
amostras processadas eram constituídas de material que se enquadravam em três
categorias: (i) partículas de solo, que afundam por serem mais densas; (ii) insetos
vivos e outros membros da fauna de solo que afundam em água, mas que flutuam
em um líquido denso, como a solução saturada de açúcar; (iii) material leve, como
pedaços de folhas, galhos e cascas, os quais estiveram presentes em considerável
quantidade, dificultando a busca pelos imaturos. A seguir o detalhamento do
3.4.1.1 Amostra consistindo principalmente de solo
Era colocada em um recipiente plástico, transparente, com capacidade para 2
L, ao qual era adicionado uma solução saturada de açúcar, cobrindo-a por até 5
centímetros de profundidade. Em seguida, era realizada uma considerável agitação
por meio de ar injetado através de um tubo (Figura 9A) e a mistura deixada em
repouso por 10 minutos. Após o repouso retirava-se o material flutuante com uma
pequena concha, colocando-o sobre um conjunto de 2 peneiras com liem de
diâmetro, cada uma com número de malha progressivamente maior (36 e 1936/cm )
(Figura 9B).
Figura 9
-
Etapas da técnica de flotação-peneiramento. A - Agitação da amostra e
solução açucarada; B - Transferência do material flutuante para as
peneiras; C - Lavagem do material sobre a peneira. Fotos: Raul
Queiroz.
3.4.1.2 Amostra rica em pedaços de folhas, pequenos galhos, e cascas
Para este tipo de material, uma flotação preliminar apenas com água era
realizada e o material flutuante descartado. A água do recipiente era em seguida
lançada no conjunto de peneiras, pois alguns imaturos poderiam estar em
suspensão. O material depositado no fundo do recipiente era misturado com a solução açucarada e em seguida repetido o mesmo processo citado anteriormente.
3.4.1.3 Amostra consistindo principalmente de folhas e galhos
Esta era ligeiramente lavada com água. As folhas e galhos eram descartados e o material flutuante juntamente com a água era lançado no conjunto de peneiras. Este tipo de material não apresentava partículas de solo, ou apresentava muito
pouco, não sendo necessária a sua mistura com solução saturada de açúcar.
A primeira peneira tinha como principal finalidade evitar a passagem de
material, tais como pequenos galhos e pedaços de folhas, permitindo, no entanto, a
passagem de larvas, pupas de flebotomíneos e outros organismos menores que o
diâmetro da abertura da malha. No entanto, o material retido nesta primeira peneira
era ainda banhado com leves jatos de água para o caso de haver algum imaturo
preso (Figura 9C). Na segunda peneira eram retidos os imaturos, e também
algumas impurezas (Figura 10). A segunda peneira era então colocada dentro de
outro recipiente contendo solução açucarada, de modo que o material retido na
malha se desprendesse e ficasse sobrenadando na solução, facilitando a
1® Peneira
processamento de uma amostra de solo com volume de 0,5 L foi estimado em
aproximadamente 40 minutos.
funis do aparelho de Berlese-Tulígren (Figura 11 A), modificado a partir de Lincoln &
Sheals (1979). Nessa técnica, as amostras iam sendo dessecadas gradualmente
pela constante ação do calor (gerado por lâmpadas incandescentes) (Figura 11B),
com intensidade regulada por um dispositivo ("dimmer"). A temperatura inicial na
3.4.2 Aparelho de Berlese-Tulígren modificado
Logo após a chegada ao laboratório, parte das amostras era colocada nos Figura 10 - Esquema da retenção de imaturos de flebotomíneos em
malhas de peneira durante o processo de flotação-peneiramento. Fonte: Larva do esquema (Young &
Duncan, 1994).
parte superior das amostras no funil era de 29°C, sendo aumentada 1°C a cada dia
do período de processamento (total de 10 dias) A medida da temperatura era feita
por um termômetro (Figura 11C) munido de uma pequena sonda, a qual ficava
deixada permanentemente sobre um das amostras no interior do aparelho de
Berlese-Tullgren para maior controle. Ao migrarem para a parte inferior das amostras
nos funis, as larvas caiam em potes coletores (Figura 11 D) situados logo abaixo, na
parte externa do aparelho. Os potes coletores foram preparados especialmente para
manterem a umidade interna adequada para a sobrevivência dos imaturos, com
fundo forrado em gesso e sobre uma placa de petri com areia umedecida. Esses
potes eram monitorados diariamente, e as larvas encontradas transferidas
imediatamente para potes de criação.
m
Figura 11 - Aparelho de Berlese-Tullgren (modificado). A - Funil; B
-Lâmpada; C - Termômetro; D - Pote coletor. Foto: Raul
3.4.3 Gaiola para incubação de amostras
Esta outra técnica consistiu na incubação de parte das amostras no interior de
gaiola de armação metálica e rede de filó (20x20x20 cm)
(Figura 12A), sobre a qual
foi colocada uma placa de petri com algodão umedecido e em seguida envolvida por
um saco plástico para evitar a perda de umidade (Figura 12B). As gaiolas eram
mantidas à temperatura de 27°C e umidade relativa do ar (U.R.A.) de 90% por 2
meses para a emergência de adultos, sendo as mesmas observadas diariamente.
Os adultos recém-emergidos eram retirados por meio de um capturador manual e
em seguida preservados em álcool 70% para serem posteriormente montados e
identificados.iá»
Figura 12 -
Gaiola de incubação. A Amostra no interior da gaiola; B
-Gaiola envolvida por saco plástico. Fotos: Raul Queiroz.
m
3.4.4 Exame direto
Parte das amostras era colocada sobre uma placa de petri e cuidadosamente
analisada sob uma lupa com auxílio de pinças e estiletes (Figura 13). Mediante esta
técnica, parte (0,17 L) de cada amostra de solo e matéria orgânica era processada
em cerca de 30 minutos.
Figura 13 - Exame direto. Foto:
Raul Queiroz.
3.5 Criação de imaturos
Todos os imaturos (larvas e pupas) obtidos nos processos de
flotação-peneiramento, Berlese-Tullgren e exame direto eram mantidos separadamente em
potes de criação, devidamente etiquetados (procedência da amostra)
(Figura 14). As
larvas eram alimentadas com ração usada no Insetário de
pote uma pequena quantidade do substrato natural do qual o Imaturo era extraído.
Foram anotados, em uma planilha, os seguintes dados: data de coleta das amostras,
data de recuperação dos imaturos, estádio em que se encontrava cada imaturo no
momento da recuperação, data de emergência e método pelo qual o imaturo foi
extraído (Anexo 2). Os adultos emergidos deste processo foram preservados em
álcool para posterior identificação.
Figura 14 - Potes de criação de Imaturos extraídos de amostras de solo e
matéria orgânica. Foto: Raul Queiroz.
3,6 Armadilha de emergência
A armadilha de emergência foi mais uma ferramenta utilizada em campo, na
tentativa de localizar potenciais criadouros (Figura 15). Esta consiste em uma
estrutura piramidal de armação metálica, à qual é fixada uma rede de filó. Sua base
quadrada apresenta lados de 50 cm. Na parte superior encontra-se um funil plástico
0, sobre este, um recipiente coletor com solução conservadora ("Solução de Vidal")
composta por água, álcool 96%, ácido acético 10% e caulim (João Vidal,
comunicação pessoal). As armadilhas foram mantidas no chão da floresta (em um
mesmo ponto), por até 60 dias para a captura de adultos recém-emergidos, sendo
transferida para um ponto adjacente após esse período. Sobre a armadilha é
colocada, ainda, uma cobertura plástica para evitar chuva direta e/ou respingos das
copas das árvores que pudesse danificá-la. A retirada dos adultos capturados e a
troca de solução era realizada uma vez por mês, sendo os espécimes preservados
em álcool 70% para posterior identificação.
Copo
coletor Solução
de Vidal
I
Figura 15 - Armadilha de emergência com esquema do funil e do copo coletor (corte
longitudinal). Foto: Raul Queiroz.
3.7 Montagem e identificação
Todos os adultos de flebotomíneos conservados em álcool foram montados e
fêmea) de cada espécie foram depositados na coleção de invertebrados do IN PA, e
os demais na coleção de lâminas do Insetário de Flebotomíneos (Casa 14) da CPCS.
3.8 Fauna associada
Para o estudo da fauna associada, foram considerados somente indivíduos
capturados pelo aparelho de Berlese-Tullgren das amostras sistemáticas. Estes
eram retirados diariamente e preservados em álcool para posterior identificação ao
nível de classe, ordem ou família (Anexo 3).
3.9 Fatores microcllmáticos
As medidas de temperatura foram realizadas com o auxílio de um termômetro
no momento da coleta. Uma pequena sonda era introduzida no solo no ponto da
retirada da amostra e a leitura feita após a estabilização dos dígitos.
Para a medição do pH utilizou-se o método adotado no Laboratório Temático
de Solos e Plantas da Coordenação de Pesquisas em Ciências Agronômicas
-CPCA/INPA. Esse método consistiu na extração de 10 g da amostra coletada, desidratada em estufa (45°C) e passada em peneira de 2 mm de malha. Esse
material foi em seguida misturado com 25 ml de água destilada por cerca de 30
segundos e deixado em repouso por 30 minutos. Antes da leitura do pH mediante o
uso de um potenciômetro, a mistura foi novamente agitada. Os valores do pH de
cada amostra foram inicialmente anotados em uma planilha (Anexo 4).
A umidade relativa do ar (U.R.A.) era um dos fatores microclimáticos dos
potenciais criadouros naturais de flebotomíneos a ser investigado no presente
estudo. Entretanto, por motivos técnicos não foi possível essa averiguação.
3.10 Confecção de equipamentos para estudo de criadouros de flebotomíneos
Todos os equipamentos utilizados no campo e no laboratório para a extração
e recuperação de imaturos e adultos de flebotomíneos foram construídos com material disponível no mercado local e previamente testados utilizando imaturos e adultos das colônias do Insetário de Flebotomíneos (Casa 14/CPCS/INPA). As
peneiras da técnica de flotação-peneiramento foram montadas com potes de
Naigene® (500 ml). Suas tampas foram cortadas no centro, o qual foi preenchido
com malhas de nylon.
O aparelho de Berlese-Tullgren (modificado), foi construído com folha de
compensado e peças de madeira e apresentava as seguintes dimensões: altura =
0,5 m; largura = 0,5 m; comprimento = 1 m. Os funis no seu interior eram de
garrafas PET
(2 L), das quais foi aproveitada a metade superior.
As gaiolas de íncubação de solo e matéria orgânica são as mesmas utilizadas
no insetário, contendo uma bandeja plástica no seu interior sobre a qual era
colocada a amostra de solo.
A armadilha de emergência foi construída utilizando-se em parte o mesmo
tipo de material das gaiolas de incubação: eixos de ferro galvanizado (2 mm),
cantoneiras de cobre, e rede suspensa de filé de formato piramidal. Era
parte superior era fixado um estojo, formado por 2
potes de Naigene® (125 e
500 ml)
e um funil plástico.
3.11 Determinação dos estádios dos imaturos de flebotomíneos no momento
da coieta das amostras de solo e matéria orgânica
Para a determinação dos prováveis estádios em que se encontravam os
imaturos de flebotomíneos no momento da coleta das amostras, foram consideradas
as seguintes informações sobre cada um dos indivíduos que atingiram o estádio
adulto: (i) tempo decorrido entre as coletas das amostras até a recuperação dos
imaturos pelas técnicas de extração (flotação-peneiramento, exame direto,
Berlese-Tullgren), ou emergência de adulto em gaiola de incubação; (ii) estádios em que se
encontravam no momento da recuperação; (iii) tempo decorrido desde o início da
criação até a emergência. Estes parâmetros foram comparados com o tempo de
cada estádio do ciclo de vida das mesmas espécies ou de espécies do mesmo
subgênero criadas em laboratório (Johnson & Hertig, 1961; Forattini, 1973; Ward &
Kiilick-Kendrick, 1974; Ward, 1977; Queiroz, 1995; Justiniano ef a/, 2003, no prelo).
3.12 Análises estatísticas
As análises estatísticas foram realizadas utilizando os programas estatísticos
SYSTAT® 9.0 e EXCEL®
(WINDOWS® 98) para as análises Inferencíal e descritiva,
respectivamente.
3.12.4 Fatores microclímâticos (temperatura e pH)
Para estes fatores foi realizada uma análise de regressão linear somente com
os dados de bases de árvores, já que chão de floresta apresentou um número muito
reduzido de imaturos e poucas amostras positivas.
3.12.5 Caracterização da fauna imatura de flebotomíneos extraídos do solo e a
de adultos coletados em bases de árvores
Todos os imaturos extraídos de amostras de bases de árvores e que se
desenvolveram até a fase adulta foram comparados, quanto à diversidade específica e abundância relativa, aos adultos coletados na mesma área no período de 1999-2000 (Queiroz, dados não publicados).
3.13 Licença para coleta de material zoológico
Este projeto foi realizado em conformidade com a Portaria N® 332, de 13 de março de 1990, do Ministério de Meio Ambiente, dos Recursos Hídricos e da Amazônia Legal, e amparado legalmente pela licença N° 40/2001 (Processo N®
02005004063/0166), concedida pelo Instituto Brasileiro de Meio Ambiente e dos
4 RESULTADOS
4.1 Produção por amostra, micro-hábitat e técnica de extração
4.1.1 Amostras de solo e matéria orgânica de micro-hábitats
Um total de 384 amostras equivalente a aproximadamente 371 L foi
processado por meio das quatro técnicas (flotação-peneiramento, Berlese-Tullgren,
gaiola de incubação e exame direto) para extração de imaturos e adultos de
flebotomíneos. As amostras positivas representaram 16% (59 L) e as negativas 84%
(312,1 L)
(Figura 16).
59,0 312.1 Amostra positiva Amostra negativaFigura 16 - Volume (L) das amostras processadas.
Das 384 amostras processadas, 59 (59 L) foram positivas e renderam 167
indivíduos (Tabela 1). Todas as amostras positivas procederam de 5
micro-hábitats,
dentre os quais base de árvore foi aquele de onde se coletou a maior quantidade de
amostras (197), e destas, 45 (22,8%) foram positivas e renderam 147 indivíduos.
IP
Chão de floresta foi o segundo micro-hábitat com maior número de amostras (101),
totalizando 8 (7,9%) amostras positivas.
O maior número de flebotomíneos obtido por volume de amostra positiva foi
observado para base de palmeira (4/L), seguido de base de árvore (3,3/L) e em
terceiro, solo sob tronco caído (2/L). O número de flebotomíneos obtido por volume
total foi maior também para base de palmeira (4/L) seguida de solo sob raiz (0,8/L) e
base de árvore (0,75/L). O número total de flebotomíneos por volume de amostra
positiva foi de 2,8/L, enquanto que por volume total de amostras processadas esta
relação foi de 0,45/L.
4.1.2 Produção mensal das amostras de solo e matéria orgânica
(março-dezembro/2002)Os meses de março e
julho/2002 foram os de menor
(15)
e maior (62) número
de amostras coletadas, respectivamente (Figura 17). Julho e dezembro/2002 foram
os que apresentaram maior número de amostras positivas (12 e 13,
respectivamente), enquanto que junho e dezembro/2002 renderam maior quantidade
de imaturos (38 cada). Março e outubro foram os meses com menor número de
amostras positivas (3 cada), e outubro o que rendeu o menor número de
m
Tabela 1 - Sumário dos resultados do processamento por técnicas de extração de amostras de solo e matéria orgânica coletadas em diferentes
micro-hábitats em floresta de terrafirme na Vila do Pitinga
-Amostra Micro-hábitat Cód. Volume (L)
N° de imaturos recuperados Ind./L Ind./L
(amostra (amostra
N®
Total Positivo %
Positivo Negativo Flotação
Exame Direto
Berlese-Tullgren Gaiola Total
total) positiva)
Base de árvore BA 197 197,0 45 22,8 152,0 58 47 14 28 147 0,75 3,3
Chão desabrigado CH 101 101,0 8 7,9 93,0 7 0 0 1 8 0,08 1.0
Copa de árvore CO 33 26,7 0 0,0 26,7 0 - - - 0 0,00 0.0
Buraco em tronco BT 13 9,4 0 0,0 9,4 0 - - - 0 0,00 0,0
Solo sob tronco caído TC 10 9,7 2 20,6 7,7 4 - - - 4 0,41 2,0
Cupinzeiro abandonado CA 7 7.0 0 0,0 7,0 0 0 0 0 0 0,00 0,0
Casca de tronco CT 7 5,8 0 0,0 5,8 0 0 0 0 0 0,00 0,0
Toca de animal TA 5 4.1 0 0,0 4,1 0 - - - 0 0,00 0,0
Solo sob raiz SR 5 6,0 3 60,0 2,0 1 2 1 0 4 0,80 1.3
Oco em base de árvore GB 2 2.0 0 0,0 2,0 0 0 0 0 0 0,00 0,0
Solo sobre raiz RA 1 1.0 0 0,0 1.0 0 - - - 0 0,00 0,0
Solo sobre cipó SC 1 0.8 0 0,0 0.8 0 - - - 0 0,00 0,0
Buraco em raiz BR 1 0,6 0 0.0 0,6 0 - - - 0 0,00 0,0
Base de palmeira'**^ BR 1 1.0 1 100,0 0,0 4 - - - 4 4,00 4,0
Total - 384 371,1 59 16,0 312,1 74 49 15 29 167 0,45 2,8
Período: Março/2002 e Junho a Dezembro/2002. (**) Provavelmente Attalea sp.
Cód. = Código para micro-hábitat; Ind. = n" de flebotomíneos imaturos.
CO
@ Total de amostras lü Amostra positiva □ N°de indivíduos
MAR JUN JUL AGO SEF OLTT NOV DEZ
Mês
Figura 17 - Produção mensal de flebotomíneos em amostras de solo e matéria
orgânica.
4.2 Eficácia das técnicas de extração
4.2.1 Recuperação de imaturos e adultos de flebotomíneos
Das quatro técnicas de extração utilizadas para recuperação de imaturos ou
adultos de flebotomíneos, flotação-peneiramento e exame direto foram as que
renderam maior número de indivíduos do total recuperado durante todos os meses
de coleta, 74 (44,3%) e 49 (29,3%), respectivamente. Berlese-Tullgren foi a técnica
que rendeu menor número de indivíduos, 15 (9%) (Tabela 1).
Com base nos dados dos meses de coleta sistemática (agosto a
dezembro/2002) para base e chão, flotação-peneiramento e gaiola de Incubação
foram as técnicas de extração mais produtivas, rendendo 42 e 20 flebotomíneos,
(Figura 18). Para as demais técnicas esta relação foi de 0,36 e 0,33 para exame
direto e Beríese-Tuligren. respectivamente.
-'■o 30 F.P. E.D. B.T. Técnicas de extração T • 0,6 • 0.5 H Volume (L) ■0,4_, O -0.3 3 >
■■ 0.2^
11 N" de indivíduos » Indívíduo/L -■ 0,1 -• 0,0Figura 18 - Rendimento das técnicas de extração de Imaturos em amostras de solo e matéria orgânica de base de árvore e chão de floresta
coletadas de agosto-dezembro/2002. F.P. -
Flotação-peneiramento; E.D. - Exame direto; B.T. - Beriese-Tullgren; G.l.
- Gaiola de incubação.
4.2.2 Tempo empregado em cada técnica de extração em relação ao volume de amostra processado e aos Imaturos e adultos recuperados
Levando-se em consideração volume total de amostras processado por cada
técnica de extração no período de coleta sistemática (agosto-dezembro/2002),
flotação-peneiramento foi a técnica pela qual se processou maior volume de
amostras e rendeu maior número de flebotomíneos por unidade de tempo (hora).
m
m
0,75 L/h e 0,32/h, respectivamente (Tabela 2). Exame direto foi a segunda, com
0,333 L/h e 0,12/h, enquanto que gaiola de incubação foi a menos eficaz com 0,005
L/h e 0,003/h.
Tabela 2 ~ Eficácia das técnicas de extração quanto ao tempo (h) empregado no
processamento das amostras e recuperação de imaturos e adultos de
flebotomíneos/*^ Técnica Volume de amostra (L) de indivíduos Tempo (h) Volume de amostra/h N° de indivíduos/h Flotação-peneiramento 100,0 42 133 0,750 0,320 Gaiola de incubação 33,3 20 7200 0,005 0,003 Exame direto 33,3 12 100 0,333 0,120 Berlese-Tullgren 33,3 11 1200 0,030 0,009 Total 200,0 85 8633 0,023 0,010
Dados referentes às coletas sistemáticas (agosto - dezembro/2002).
4.2.3 Emergência de adultos obtidos a partir da criação de imaturos
recuperados
A técnica de flotaçâo-peneiramento foi a mais rentável na produção de
imaturos, porém a taxa de emergência de adultos oriundos de imaturos extraídos por
esta técnica foi menor, aproximadamente 60% (Figura 19). Exame direto rendeu 49
Berlese-Tullgren foi a que menos rendeu imaturos (14), porém apresentou uma taxa
de emergência superior à flotação-peneiramento. cerca de 71%.
3 O E c (<ü ^ e .2 I = «> <0) 0) :3 -0 a-0) 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% i 30 ^ '1' • 12 -iri,-/ m -Vei.áj' B Morte ■ Emergência F.P. E.D. B.T. Técnicas de extração
Figura 19 - Freqüências de morte e de emergência de imaturos recuperados em relação às técnicas de extração. F.P. Flotaçãopeneiramento; E.D. Exame direto; B.T. -Berlese-Tullgren. N° absoluto de indivíduos indicado nas
barras.
4,3 Comparação entre base de árvore e chão desabrigado (agosto
-dezembro/2002)
O número de larvas foi significativamente (Mann-Whitney. U2020, P = 0,001)
