UNIVERSIDADE ESTADUAL DE GOIÁS UnU de Ciências Exatas e Tecnológicas
Curso de Ciências Biológicas
KAMILLA MARCELLA NASCIMENTO RODRIGUES
ESTUDO ANATÔMICO E FITOQUÍMICO DE FOLHAS ADULTAS DE
SYAGRUS FLEXUOSA (MART.) BECC. (ARECACEAE)
Anápolis
2012
KAMILLA MARCELLA NASCIMENTO RODRIGUES
ESTUDO ANATÔMICO E FITOQUÍMICO DE FOLHAS ADULTAS DE
SYAGRUS FLEXUOSA (MART.) BECC. (ARECACEAE)
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado à Universidade Estadual de Goiás, UnUCET, como requisito parcial à obtenção do grau de Biólogo Licenciado.
Orientadora: Profª. MSc. Adda Daniela Lima Figueiredo
Anápolis 2012
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente a Deus, fonte inesgotável de força e coragem.
À minha família, em especial, minha mãe, pela confiança e por todo amor e carinho que nunca falta.
À minha vovó Diolira e ao meu Padrinho José Aparecido, pelas sábias palavras e pelo exemplo de vida que são pra mim. À minha irmã Anna Carolina pela grande paciência.
Agradeço a Profª. Adda Daniela pelo voto de confiança. Pela orientação atenta e esforçada, pelo carinho, paciência, preocupação e por todos os momentos que passamos juntas durante o desenvolvimento desse trabalho. Obrigada pelo exemplo de pessoa e profissional.
Aos demais mestres da graduação, meus sinceros agradecimentos pela contribuição à minha formação acadêmica e pessoal.
Agradeço a Universidade Estadual de Goiás pelo respaldo científico e a Pró Reitoria de Pesquisa e Pós-graduação pelo apoio financeiro (PBIC – UEG).
À equipe da Reserva Ecológica do IBGE (RECOR) pela atenção durante a coleta de material e pela oportunidade de utilizar a área da reserva como espaço de pesquisa.
Aos técnicos dos laboratórios de Química e de Biodiversidade do Cerrado pela ajuda durante a realização dos experimentos, e principalmente pela paciência e compreensão.
Aos meus companheiros de coleta, Samanta Oliveira, Francisco Junior e Luana Andrade. Todos Obrigada pela colaboração na coleta da Palmeira, pela diversão, pela cantoria, pelas piadas e pela companhia no laboratório durante os testes fitoquímicos.
Ao meu querido Caio César de Jesus Faria. Agradeço pela amizade, paciência, compreensão e incentivo. Obrigada pelas inúmeras piadas enviadas em momentos quase sempre inadequados, pelas longas horas de estudo, pela companhia nas longas madrugadas de produtividade e pelos momentos de descontração regados a muito café, fofocas e algumas vulgaridades.
As minhas amigas, Franciele Modesto de Souza e Mariana Alves Rodrigues, agradeço a paciência quando meu assunto se limitava a TCC, Syagrus flexuosa e Jussara. À Lanusse Andrade Fernandes, Joyce Marina Pereira Silva, Aline Aparecida Basílio e Taizy Lêda Tavares pela companhia, carinho e amizade. Obrigada pelas agradáveis conversas sobre os mais variados assuntos, pelos conselhos, desabafos, pelos insanos momentos de risos, fofocas, pelo companheirismo, carinho e incentivo.
A todos que direta ou indiretamente contribuíram à execução deste trabalho, o meu mais sincero agradecimento.
RESUMO
O Brasil é um país privilegiado com aproximadamente um terço da flora mundial e grande parte dessa diversidade é encontrada no Cerrado. Dentre a vasta riqueza deste bioma, há famílias que não foram estudadas em relação às suas propriedades bioquímicas e morfológicas. Buscando ressaltar esforços para o conhecimento da composição florística do Cerrado e incentivar ações de preservação, propõe-se o estudo de famílias com carência de trabalhos desenvolvidos quanto suas potencialidades medicinais. Uma das famílias carentes em estudos é a família Arecaceae. Neste sentido, selecionou-se Syagrus flexuosa (Mart.) Becc. com o intuito de produzir conhecimentos pioneiros em farmacognosia e caracterização morfo-anatômica das folhas adultas da espécie. O material vegetal foi coletado na Reserva Ecológica do IBGE (RECOR), Brasília, DF, e exsicatas foram depositadas no Herbário da Universidade Estadual de Goiás - UnUCET (HUEG) sob o nº 7281 e no Herbário IBGE – Reserva Ecológica do IBGE no nº de tombo 73102. Seguindo metodologias adaptadas para a anatomia foliar (KRAUS; ARDUIN, 1997) e para prospecção fitoquímica (COSTA, 2001; MATOS, 1997), S. flexuosa caracterizou-se anfiestomática, com epiderme unisseriada, estômatos tetracíticos, células epidérmicas de parede espessa, sinuosas e alongadas e presença de corpos de sílica. A espécie não apresenta tricomas. No estudo fitoquímico verificou-se a presença total de heterosídeos antraquinônicos, esteróides e triterpenóides, heterosídeos flavonóides, alcalóides, cumarina, resina e taninos. Não foi positivo teste para heterosídeos saponínicos. A análise de pureza da amostra vegetal seguiu determinações da Farmacopeia Brasileira (2010), apresentou para S. flexuosa 0,22% de teor de umidade, colocando espécie dentro dos parâmetros estabelecidos. Para o teor de cinzas totais e cinzas insolúveis em ácido os valores obtidos foram 8, 069% e 8, 207%, respectivamente. Os cortes anatômicos forneceram características de caráter taxonômico para a espécie. Entretanto, destaca-se a necessidade de estudos adicionais que possam melhor caracterizar os princípios ativos de S.
flexuosa e potencializar suas ações.
ABSTRACT
The Brazil is a privileged country with approximately one-third of world flora, much of the floral diversity is found in Cerrado. Despite the vast wealth of this biome, there are still families that have not been studied in relation with morphological and biochemical properties. Seeking to emphasize efforts to knowledge of floristic composition of the Cerrado and encourage preservation actions of existing fragments, is proposed that the study of families with lack of work as medical capability. One of needy families in studies is the Arecaceae family. In this sense, selected Syagrus flexuosa (Mart.) Becc., to produce knowledge pioneers in pharmacognosy and morpho-anatomical characterization of the adult leaves of the species. The plant material was collected in the Ecological Reserve of IBGE (RECOR) in Brasilia, DF, and records of this material were deposited at the Herbário da Universidade Estadual de Goiás - UnUCET (HUEG) under number 7281 and Herbário IBGE – Reserva Ecológica do IBGE in tumbling 73.102. Following methodologies adapted to the foliar anatomy (KRAUS; ARDUIN, 1997) and phytochemical survey (COSTA, 2001; MATOS, 1997), S. flexuosa characterised amphistomatic with plenty of low surface, tetracytic stomata, unisseriated epidermis, thick-walled epidermal cells, elongated sinuous and presence of silica bodies. The species lacks trichomes. In the study phytochemical it was found that the presence the total of the anthraquinone heterosides, steroids and triterpenoids, flavonoids heterosides, tannins, alkaloids, coumarins and resins. The test for saponins was not positive. Following methodologies the Farmacopeia Brasileira (2010) to the purity analysis, of plant sample presented for S. flexuosa 0.22% of moisture, placing species within the established parameters. For the total ash content and acid insoluble ash the values obtained were 8, 069% and 8, 207% respectively. The cuts provided anatomical features of taxonomic character for the species. However, there is the need for additional studies to better characterize the active principles of S. flexuosa and potentiate their actions.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1 - Vista geral da planta adulta de Syagrus flexuosa (Mart.) Becc. (Arecaceae) na área da Reserva Ecológica do IBGE - RECOR, Brasília – DF, em parcela experimental de queima bienal do Projeto Fogo...17 Figura 2 – Área de estudo. A - Imagem de satélite do Google Mapas com a localização da área de coleta na Reserva Ecológica do IBGE - RECOR, Brasília – DF. IBGE F – Parcela de queima bienal do Projeto Fogo onde foi realizada a coleta da amostra vegetal. B – Localização e limites da Reserva Ecológica do IBGE (IBGE, 2004)...20 Figura 3 - Corte paradérmico adaxial de folhas adultas de S. flexuosa coletadas na Reserva Ecológica do IBGE, Brasília – DF. A – Aspecto geral da epiderme superior. Detalhe para a frequência de estômatos tetracíticos dispostos em blocos. B – Detalhe para os estômatos tetracíticos. Presença de células epidérmicas retangulares de paredes sinuosas. Ce – células epidérmicas; Est – estômato tetracítico...30 Figura 4 - Corte paradérmico abaxial de folhas adultas de S. flexuosa coletadas na Reserva Ecológica do IBGE, Brasília – DF. A – Aspecto geral da epiderme inferior. B – Detalhe para a parede celular levemente sinuosa, corpos de sílica e do estômato tetracítico na face abaxial. Ce – célula epidérmica; Csi – corpo de sílica; Est - estômato tetracítico...31 Figura 5 - Secção transversal de folhas adultas de S. flexuosa coletadas na Reserva Ecológica do IBGE, Brasília – DF. A – Aspecto geral do mesofilo. Detalhe da cutícula espessa em toda a borda do limbo. B – Detalhe do mesofilo. Feixes vasculares e bainhas esclerênquimáticas. Cse – cavidade subestomática; Cu – cutícula; Epi – epiderme inferior; Eps – epiderme superior; Es – estômato; Escl – esclerênquima; Hp – hipoderme; Pl – parênquima lacunoso; Pp – parênquima paliçádico...33 Figura 6 - Secção transversal da nervura principal do folíolo de folhas adultas de S. flexuosa. A – Aspecto geral. B – Detalhe da bainha esclerênquimática. Eps – epiderme superior; Hp – hipoderme; Escl – esclerênquima; Cu – cutícula; Fl – floema; Xi – xilema...35
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Prospecção fitoquímica realizada em folhas adultas de Syagrus flexuosa (Mart.) Becc. (Arecaceae). O sinal (+) indica a presença e (-) ausência do constituinte químico...36
LISTA DE ABREVIATURAS
Ce – células epidérmicas cm – centímetro
Cu – cutícula
Cse - cavidade sub-estomática Csi – corpo de sílica
Epi – epiderme inferior Eps – epiderme superior Es – estômato
Est – estômato tetracítico Escl – esclerênquima
F.A.A. – Formaldeído/ Ácido acético glacial/ Álcool etílico Fl - floema
Fv – feixe vascular g – gramas
g/L – grama por litro Hp – hipoderme
IBGE – Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística
IBGE F – Parcela de queima bienal na Reserva Ecológica do IBGE km - quilômetros
m – metro mg – miligramas mL – mililitro
OMS – Organização Mundial de Saúde P.A. – para análise
Pl – parênquima lacunoso Pp – parênquima paliçádico p/p – peso por peso
p/v – peso por volume
RECOR – Reserva Ecológica do IBGE S – leste
SR – solução reagente U.V. – ultra violeta
v/v – volume por volume W – oeste
LISTA DE SÍMBOLOS ºC – graus Celsius HCl – Ácido clorídrico HCl3 - Clorofórmio H2SO4 – Ácido sulfúrico KI – Iodeto de potássio NaOH – Hidróxido de sódio 1N - normal
% - Porcentagem ® - Marca registrada
SUMÁRIO INTRODUÇÃO ... 14 OBJETIVOS ... 19 Objetivo Geral ... 19 Objetivos Específicos ... 19 MATERIAL E MÉTODO ... 20 Área de estudo ... 20 Anatomia foliar ... 21 Prospecção fitoquímica... 21 Heterosídeos Antraquinônicos ... 22 Esteróides e Triterpenóides ... 22 Heterosídeos Flavonóides ... 23 Heterosídeos Saponínicos ... 24 Taninos ... 25 Alcalóides ... 26 Cumarinas ... 27 Resina ... 27
Controle da droga vegetal ... 27
Determinação do Teor de Umidade ... 27
Determinação do Teor de Cinzas Totais ... 27
Determinação do Teor de Cinzas Insolúveis em Ácido ... 28
RESULTADOS E DISCUSSÃO ... 29
Anatomia foliar ... 29
Prospecção fitoquímica... 35
CONCLUSÃO ... 39
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INTRODUÇÃO
O Cerrado apresenta grande diversidade floral e é considerado o segundo maior bioma do Brasil em extensão, abrangendo aproximadamente 23% do território nacional (ALMEIDA et al., 2005). Caracterizado por Alho e Martins (1995) a formação savânica de maior diversidade vegetal do mundo, possui uma flora bastante diversificada com cerca de 6.062 espécies de fanerógamas distribuídas em 1.093 gêneros e 151 famílias e mais 267 espécies de pteridófitas em 51 gêneros e 19 famílias (MENDONÇA et al., 1998).
Considera-se que cerca de 55% do Cerrado já foram desmatados ou transformados pela ação humana (MACHADO et al., 2004). As modificações deste bioma podem ser atribuídas à fragmentação de habitats, extinção da biodiversidade, invasão de espécies exóticas, erosão dos solos, poluição de aquíferos, degradação de ecossistemas, alterações nos regimes de queimadas, desequilíbrios no ciclo do carbono e possivelmente modificações climáticas regionais (KLINK; MACHADO, 2005). Nesse contexto, é necessário ressaltar esforços que forneçam informações para o conhecimento dos constituintes do bioma e subsidiem ações de preservação dos fragmentos existentes (PIVELLO; COUTINHO, 1996).
Uma grande soma da vegetação deste bioma apresenta potencial econômico e de interesse medicinal (GUARIM NETO; MORAIS, 2003). Segundo Martins et al. (2006), as espécies da flora brasileira que apresentam potencial medicinal, e que ainda não foram elementos de pesquisa, compõem uma promissora fonte de inovação terapêutica e farmacológica para as mais diversas áreas da saúde humana. Segundo a Organização Mundial de Saúde (OMS) plantas medicinais são todas aquelas, silvestres ou cultivadas, que se utilizam para prevenir, aliviar, curar ou modificar um processo fisiológico normal ou patológico, ou como fonte de fármacos e de seus precursores (ARIAS, 1999).
A Farmacopeia Popular do Cerrado (2010) catalogou 264 espécies de uso na medicina popular. A medicina popular tem grande contribuição para o desenvolvimento de ações que podem contribuir para preservação da riqueza biológica brasileira, pois o corpo de conhecimento em que se fundamenta está em constante mudança de espaço e tempo e possui um modo de transmissão essencialmente oral e gestual que não se comunica por meio de instituição médica, mas por intermédio da família e da vizinhança (JORGE; MORAIS, 2003). O uso de plantas medicinais tem ganhado espaço à medida que se garante o uso da droga legítima no preparo do extrato vegetal, dessa forma, é necessário que a droga utilizada no preparo de um medicamento passe obrigatoriamente por uma criteriosa análise (OLIVEIRA; AKISUE, 2000). No intuito de garantir os princípios fundamentais a um
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medicamento fitoterápico, o estudo fitoquímico de plantas constitui numa estratégia alternativa na procura de novos agentes terapêuticos. A combinação de dados bibliográficos e científicos e o conhecimento popular servem de base para a identificação da possível atividade farmacológica de plantas medicinais (FACUNDO; MOREIRA, 2005), assim como a realização de investigações experimentais sobre os princípios ativos das plantas utilizadas a fim de garantir sua eficácia e segurança terapêutica (SANTOS; LIMA; FERREIRA, 2008).
Estudos fitoquímicos e anatômicos com plantas se estendem além da importância medicinal, alcançando o campo da economia e ecologia de espécies nativas brasileiras, sendo importantes ainda, devido à ação predatória do homem que acaba causando riscos de extinção. A constante degradação da flora e fauna brasileira juntamente com os prejuízos resultantes da biopirataria (CALIXTO, 2000) motiva a busca de possibilidades para o aproveitamento da biodiversidade do país, sobretudo quando se trata de produtos naturais com potenciais fitoterápicos, o que promoveria uma maior produção de medicamentos e favoreceria a transformação do patrimônio genético natural em riqueza (CALIXTO, 2003). A atual condição da flora brasileira tem motivado estudos com plantas visando à preservação e o aproveitamento racional desses materiais (SOUZA et al., 2003).
O consumo de plantas medicinais é relatado desde tempos remotos, quando eram utilizadas no tratamento de enfermidades. Atualmente, apesar do desenvolvimento de fármacos sintéticos, as plantas ainda são amplamente utilizadas (SOUZA et al., 2005). Mesmo havendo no país normas e legislação que garantem a segurança e a qualidade de produtos fitoterápicos, muitas plantas são ainda utilizadas pela população de forma inadequada, isso por ausência de registros de fácil acesso com dados que permitam a devida identificação do material vegetal e garanta aos usuários desse tipo de material, os três princípios fundamentais para um medicamento: qualidade, eficácia e segurança (ALVES, 2007).
O estudo de plantas com potencialidade medicinal, com novos modos de ação, alta seletividade e atividade, ainda é pouco explorado. Em cerca de 250.000 espécies de plantas existentes no mundo, uma pequena porcentagem tem sido investigada fitoquímica e biologicamente e menos de 2.500 tem sido caracterizada com relação aos metabólitos secundários (CECHINEL; BRESOLIN, 2003). Dentre a vasta riqueza que compõe a flora do Cerrado ainda há famílias que não foram estudadas em relação às suas propriedades fitossociológicas, morfológicas e bioquímicas. Dentre as famílias carentes em estudos farmacobotânicos estão as palmeiras, família Arecaceae, plantas com diferenças morfológicas e estruturais ainda pouco conhecidas a fim de delimitar os padrões de diversidade, estrutura e importâncias ao bioma (LIMA et al., 2003).
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A família Arecaceae é uma das mais comuns entre as monocotiledôneas com mais de 300 gêneros e cerca de 3.500 espécies (LORENZI, 1996) sendo relatada para o Brasil a presença de 132 espécies distribuídas em 29 gêneros (LORENZI et al., 1996). Possuem distribuição pantropical com grande diversidade na Ásia Tropical e na América do Sul (PIVARI; FORZZA, 2004). Os estudos existentes focam sua biologia reprodutiva, mortalidade de plântulas, predação, dispersão de sementes (SCARIOT, 2000) e padrão de distribuição, situação que acaba confirmando relatos de Alho e Martins (1995) que afirmam a carência de estudos sobre as plantas úteis do Cerrado principalmente quando se trata de plantas com possíveis interesses medicinais.
Apesar do grande potencial ornamental, as palmeiras recebem pouco destaque em âmbito comercial devido aos seus hábitos variados desde estipes subterrâneos e de pequeno porte até formas arborescentes ou raramente trepadeiras, com ou sem espinhos no caule e folhas (MARTINS, 2000). Tais características dificultam a adaptação ao manuseio ou acomodação das palmeiras para ornamento, porém apresenta destacada importância econômica devido a variedade de seus produtos utilizados pelo homem, como óleo vegetal, tâmaras, extração de farinhas, ceras, vassouras, material de tecelagem, polpas de doces e sorvetes, palmito, etc. (JOLY, 2002). A rotineira presença das palmeiras na alimentação e cotidiano do homem destaca os gêneros Syagrus, Orbygnia, Acrocomia e Mauritia por serem frequentemente comercializados em feiras e mercados de muitas cidades do Brasil central (PEREIRA, 1996).
As palmeiras também estão presentes em trabalhos etnobotânicos devido seu uso por comunidades que utilizam de seus potenciais medicinais. Segundo Jorge e Morais (2003), a etnobotânica trata de estudar as interrelações (materiais e simbólicas) entre o ser humano e as plantas, somando a essa relação, fatores ambientais e culturais bem como conceitos locais que são desenvolvidos com relação as plantas e ao uso que se faz delas. Em estudos etnobotânicos desenvolvidos em regiões de Cerrado, espécies de palmeiras foram relatadas como medicinais, como alimento ou artesanato em variadas populações.
São espécies de palmeiras comumente relatadas como medicinais em levantamentos etnobotânicos: Euterpe edelis Mart. (FIGUEIRÓ-LEANDRO; CITADINI-ZANETTE, 2008),
Astrocaryum vulgare Mart., Obignya phalerata Mart., Mauritia flexuosa L. F., Copernicia prunifera (Mill.). H. E. Moore (OLIVEIRA; BARROS; MOITA NETO, 2010), Bactris glaucens Drude (PASA; SOARES; NETO, 2005), Acrocomia aculeata (Jacq.) Lodd. ex.
Mart., Allagoptera leucolcalyx (Mart.) O. Kuntze, Arikury schizophylla Bailey, Bactris sp.,
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Burret., Syagrus flexuosa (Mart.) Becc., Syagrus oleraceae (Mart.) (GUARIN NETO; MORAES, 2003) e Syagrus romanzoffiana (Cham.) Glassm. (NEGRELLE; FORNAZZARI, 2007).
Entre as palmeiras brasileiras, o gênero mais rico é o Syagrus, com 25 espécies (LORENZI et al., 1996). Em trabalho de Martins e Filgueiras (2006), um levantamento da família Arecaceae no Distrito Federal (DF), de 16 espécies de palmeiras relatadas, distribuídas em oito gêneros, o gênero Syagrus apresentou-se como o mais rico apresentando cinco espécies, duas de ocorrência em matas ciliares ou proximidades (S. oleraceae e S.
romanziffiana) e outras três (S. comosa, S. flexuosa e S. petraea), espécies tipicamente de área
de Cerrado. O gênero é diversificado nas regiões do Brasil central com espécies de áreas secas, solos arenosos ou rochosos (NOBLICK, 1996).
Syagrus flexuosa (Mart.) Becc (Figura 1), possui de 8 a 12 folhas pinadas, hábito de
vida clonal, formando touceiras ou moitas e facilmente dintinguíveis no campo. Popularmente é conhecida como Acumã, Coco do campo, Coco babão, Ariri, Coqueiro do campo, Palmito do campo, Coco da serra ou Coco de vassoura (LORENZI et al., 1996; MARTINS; FILGUEIRAS, 2006). Devido a escassez de estudos na literatura cientifica que abordem os aspectos fitoquímicos e anatômicos, esta espécie foi selecionada como objeto de estudo no presente trabalho. De acordo com Mamede (2008), a S. flexuosa é comumente encontrada na região do DF e apresenta alta resistência aos eventos de incêndios sazonais do cerrado.
Figura 1 – Vista geral da planta adulta de Syagrus flexuosa (Mart.) Becc. (Arecaceae) na área da Reserva
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Visando ampliar o conhecimento sobre a anatomia foliar e o metabolismo de S.
flexuosa, este trabalho apresenta-se como pioneiro no estudo farmacognóstico de palmeiras
presentes no bioma Cerrado. A espécie em estudo, muito difundida em áreas de Cerrado e mata é presente em levantamentos florísticos sobretudo em porções de Cerrado sensu stricto (ALMEIDA et al., 1998). O trabalho apresenta a anatomia foliar e a prospecção fitoquímica de folhas adultas da planta em questão com o intuito de produzir conhecimentos que venham a subsidiar a perfeita identificação da espécie e padrões fitoquímicos, servindo como dados base de caracterização ecológica.
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OBJETIVOS
Objetivo Geral
O presente trabalho teve por finalidade realizar a caracterização anatômica e a bioprospecção das folhas adultas de Syagrus flexuosa (Mart.) Becc. (Arecaceae) produzindo conhecimentos pertinentes a perfeita identificação da espécie.
Objetivos Específicos
• Realizar cortes anatômicos nas folhas adultas de S. flexuosa para sua caracterização;
• realizar a prospecção fitoquímica das folhas adultas da espécies supracitada;
• determinar os padrões de pureza da droga vegetal;
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MATERIAL E MÉTODO
Aérea de estudo
Folhas adultas de Syagrus flexuosa (Mart.) Becc. (Arecaceae) foram coletadas em área de Cerrado sensu stricto localizada na Reserva Ecológica do IBGE - RECOR, Brasília – DF, em parcela experimental de queima bienal do Projeto Fogo (Figura 2A), desenvolvido na área desde 1990 com o objetivo de conhecer os efeitos da queima na estrutura e dinâmica da fauna e flora do cerrado. A área de coleta do material vegetal está situada a 35 km ao sul do centro de Brasília no km 0 da BR 251, na estrada de acesso à cidade de Unaí - MG, nas coordenadas geográficas de 15o 56' 41" S e 47o 53' 07"W (Figura 2B).
O projeto de pesquisa foi aprovado pelo Conselho Técnico e Cientifico da Reserva Ecológica do IBGE com licença pra execução no Centro de Estudos Ambientais do Cerrado/lBGE-UE-DF, até abril de 2012. O projeto foi cadastrado na base de dados da RECOR com o código "58 PC".
A B
Figura 2 – Área de estudo. A - Imagem de satélite do Google Mapas com a localização da área de coleta na
Reserva Ecológica do IBGE - RECOR, Brasília – DF. IBGE F – Parcela de queima bienal do Projeto Fogo onde foi realizada a coleta da amostra vegetal. B – Localização e limites da Reserva Ecológica do IBGE (IBGE, 2004).
IBGE F
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Anatomia foliar
Para caracterização anatômica, foram coletadas dez folhas adultas de touceiras diferentes distribuídas na mesma área de Cerrado no período da primeira quinzena de julho de 2011, durante a estação de seca, que geralmente começa em maio e termina em setembro. Os meses de junho, julho e agosto são os mais secos nesta área (IBGE, 2004). Foram selecionadas as folhas adultas que estavam à exposição solar do período matutino, sendo retiradas à altura aproximada de 1,20 metros do solo. Em seguida, foram lavadas em água corrente e fragmentos do mesófilo foliar, cortes de 1,0 x 0,5 cm, foram extraídos na região mediana do limbo, ápice, base e bordo foliar.
Tais fragmentos foram fixados em F.A.A. (formaldeído 37-40%, ácido acético glacial e álcool etílico 50% 1:1:18 v/v) por 72 horas, sendo depois transferidos para um recipiente contendo álcool 70% previamente identificado. Os cortes paradérmicos foram feitos a partir de folhas recém-coletadas (KRAUS; ARDUIN, 1997).
Cortes histológicos paradérmicos e transversais foram clarificados em hipoclorito de sódio a 50%, lavadas em água destilada por cinco vezes, um minuto cada, passadas em ácido acético a 5%, lavadas mais uma vez em água destilada e coradas em solução de azul de Alcian e Safraniana 9:1 de 5-6 segundos e montadas entre lamina e lamínula em glicerina aquosa 50% (KRAUS; ARDUIN, 1997). Depois de preparadas, as lâminas contendo os cortes histológicos foram observadas e fotografadas em microscópio óptico modelo LEICA DM® 750, de acordo com as normas de microtécnica vegetal usuais.
Prospecção fitoquímica
Na análise fitoquímica, o material coletado foi lavado em água corrente sendo logo depois colocado sobre bancada do laboratório com ventilação forçada de ar em temperatura ambiente. As folhas permaneceram por três dias na bancada, e após estarem completamente dessecadas foram moídas em moinho de facas tipo Willye para realização da prospecção fitoquímica.
Da amostra pulverizada foram feitos testes qualitativos das classes de metabólitos secundários (heterosídeos antraquinônicos, esteróides e triterpenóides, heterosídeos flavonóides, taninos, cumarinas, resinas, heterosídeos saponínicos e alcalóides) de acordo com metodologias adaptadas de Costa (2001) e Matos (1997). Foram realizadas ainda análises de pureza a partir do teor de cinzas totais, cinzas insolúveis em ácido e umidade das amostras
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em pó, de acordo com a Farmacopéia Brasileira (BRASIL, 2010).
Heterosídeos Antraquinônicos
Em um béquer de 250mL foi colocado 1g da amostra vegetal moída e em seguida, adicionado a esta amostra 30mL de álcool a 75% (v/v), aquecendo-a durante três minutos em chapa aquecedora. Logo após, a solução foi filtrada ainda quente, em um funil através de algodão, sendo em seguida, transferido 10mL do filtrado para um béquer de 40mL (I) e 10mL para outro béquer (II). Foi acidificado o conteúdo do béquer I com 0,5 mL de ácido clorídrico solução reagente (HCl-SR) a 10% (p/p) que em seguida foi levado à fervura por dois minutos. O mesmo foi realizado com o béquer II, entretanto não houve a adição do ácido.
Logo após, a solução dos béqueres I e II foram transferidos para tubos de ensaio, previamente identificados, para que em seguida fosse adicionado a cada um, 10mL de éter etílico P.A., agitando-os levemente. Desta solução foram separados 5mL da fase etérea da solução do tubo I e do tubo II para que fosse adicionado 4mL de amônia SR 50% (v/v), em cada uma, sendo deixadas em repouso por cerca de cinco minutos. Após o repouso foi verificada a coloração da solução na fase amoniacal, sendo que a coloração rósea indica teste positivo, portanto a presença de heterosídeos antraquinônicos.
Esteróides e Triterpenóides
A 2,5g da amostra vegetal moída foi adicionado 25mL de álcool a 50% (v/v) e 10mL de solução de acetato de chumbo a 10% (p/v), a mistura foi fervida por quatro minutos. Após ocorrer o seu resfriamento, a solução teve o seu volume completado para 25mL, sendo em seguida filtrada. Ao filtrado foi adicionado 15mL de clorofórmio P.A., por duas vezes, com agitação, separando-se a fase clorofórmica.
Logo após foi transferido 3mL da solução clorofórmica para um tubo de ensaio I, 5mL para outro tubo de ensaio (II), 3mL para uma cápsula de porcelana e 6mL em um terceiro tubo de ensaio. Os materiais contidos em tubos de ensaio foram levados a banho-maria até a sua completa secura, já o material contido em cápsula de porcelana foi levado à chapa aquecedora (Fisatom - modelo 503) até a completa secura. Em seguida:
No tubo I foi adicionado o reagente Liebermann-Burchard, recém preparado no próprio meio reacional da seguinte maneira: 1mL de clorofórmio P.A. (HCl3) e 1mL de anidrido acético
P.A., mais cerca de 3 a 4 gotas de ácido sulfúrico (H2SO4) pelas paredes do tubo; fazendo ao
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desenvolvida. A cor castanha indica a presença de triterpenos e a coloração verde a presença de esteróis.
Reação de Keller-Killiani: no resíduo do tubo II, foi adicionado o reagente recém preparado (3mL de ácido acético glacial P.A. e 0,1mL de cloreto férrico 9% p/v), fazendo homogeneização e lentamente vertendo a solução para um tubo de ensaio contendo 2mL de ácido sulfúrico concentrado. Em seguida, foram observadas a formação do anel na fase de contato e a coloração adquirida pela camada acética.
Reação do Núcleo Esteroidal: no resíduo encontrado na cápsula de porcelana, após o seu resfriamento, foram adicionadas de 3-6 gotas de ácido fosfórico concentrado, misturando-se com o auxílio de um bastão e, em seguida foi observado sob luz ultravioleta (U.V.) a presença ou não de fluorescência.
Reação de Kedde: ao resíduo do último recipiente, juntou-se 2mL de etanol 50% (v/v), 2mL de água, 2mL de reagente ácido 3,5-dinitrosalicílico 1% (p/v); recém-preparado em etanol 96% (v/v); e 2mL de hidróxido de potássio 0,1 molar. Após cinco minutos observou-se a coloração, que deve variar de castanho-avermelhado a vermelho-violeta.
Heterosídeos Flavonóides
Uma solução inicial contendo 7g da amostra vegetal moída em 60mL de etanol a 70% (v/v) foi fervida por cinco minutos, em seguida esta solução foi filtrada por papel de filtro, previamente umedecido com etanol 70% (v/v) e foram realizadas reações para testes de heterosídeos flavonóides.
Reação de Shinoda ou Reação da Cianidina: esta reação baseia-se na redução dos derivados flavônicos, de cor amarela, em antociânicos, vermelhos. As chacolnas e isoflavonas não determinam o aparecimento de cor. Neste experimento, foram transferidos 3mL do filtrado para um tubo de ensaio, adiciono-se cerca de 1cm de fita de magnésio finamente cortada e em seguida, foi acrescentado 1mL de HCl concentrado, cuidadosamente. Logo após haverá aparecimento de coloração vermelha para teste positivo.
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5mL da solução inicial colocada em cápsula de porcelana, em seguida, foi juntado a este resíduo semi-seco 3mL de solução aquosa de ácido bórico a 3% (p/v) e 1mL de solução aquosa de ácido oxálico a 10% (p/v). Esta última solução foi seca completamente e adicionou-se ao mesmo 7mL de éter etílico P.A., obadicionou-servando então à luz U.V. a preadicionou-sença de fluorescência.
Reação com Ácido Sulfúrico Concentrado: esta reação se baseia na formação de sais de oxônio, e suas soluções apresentam fluorescência variável conforme a posição de íon oxônio na molécula. Foi colocado numa cápsula de porcelana 3mL da solução inicial para ser evaporado até a semi-secura. Em seguida, foram adicionados 0,5mL de ácido sulfúrico concentrado, sendo depois observado à luz U.V. a fluorescência formada.
Reação com os Hidróxidos Alcalinos: em meio alcalino, alguns grupos de flavonóides apresentam cor específica, a partir de variações do tom amarelo. Neste experimento, foi transferido 3mL da solução inicial para um tubo de ensaio, em seguida adicionou-se 1mL de hidróxido de sódio (NaOH) a 20% (p/v) e na seqüência este tubo foi agitado, e no final observou-se a cor desenvolvida.
Reação com o Cloreto de Alumínio: os compostos flavonóides, em presença do cloreto de alumínio, possuem fluorescência variável indo do amarelo ao azul-verde. Neste experimento, foi transferido cerca de 5mL da solução inicial para um béquer ou uma cápsula de porcelana. Em seguida, a solução foi concentrada à metade e transferida para um pedaço de papel de filtro, e este foi espalhado sobre toda a superfície. Logo após, uma das regiões do papel de filtro foi umedecido com solução de cloreto de alumínio a 5% (p/v) e depois foi observada a fluorescência sob luz U.V.
Reação com Cloreto Férrico: foi transferido 3mL da solução inicial para um tubo de ensaio. Em seguida, foram adicionadas duas gotas de cloreto férrico a 4,5% (p/v), e então observou-se a cor desenvolvida.
Heterosídeos Saponínicos
A partir de 1g da amostra vegetal moída colocada em um béquer, foi adicionada 100mL de água destilada que, em seguida, foi levada a fervura por cinco minutos em chapa aquecedora. Durante a decocção foram adicionadas gotas de uma solução de carbonato de sódio a 10% (p/v) até a neutralização, que foi identificada através do papel de tornassol. Após
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esta etapa a solução foi filtrada com o auxílio de um algodão e, em seguida, o volume foi completado para 100mL com água destilada.
A seguir, foram agrupados 10 tubos de ensaio de tamanhos e diâmetros iguais todos previamente identificados e com duas marcações diferentes, a primeira correspondente a 10mL e a segunda 1 cm acima desta primeira marcação.
No tubo I foi adicionado 1mL da solução inicial e, em seguida, 9mL de água destilada. No tubo II foi colocado 2mL de solução inicial e adicionado 8mL de água destilada. Já no terceiro tubo de ensaio foram colocados 3mL de solução inicial e 7mL de água destilada, e esta proporção foi mantida nos tubos de ensaios seguintes, sendo que no último tubo de ensaio só teve a solução inicial (10mL). Após esta etapa, os tubos de ensaio foram agitados vigorosamente por 20 segundos e permaneceram em repouso por 10 minutos. Foi observada na região mais alta dos tubos de ensaio uma camada de espuma.
Caso a altura de espuma em cada tubo de ensaio fosse menor que 1 cm, o índice de espuma deveria ser menor que 100 (WHO, 1998).
Taninos
A solução inicial, composta por 2g da amostra vegetal moída adicionada a 50mL de água destilada, foi fervida por cinco minutos, logo após o filtrado, ainda quente, foi completado para 100mL. Este filtrado foi transferido para seis tubos de ensaio, sendo 5mL para cada tudo.
Reação com gelatina: no tubo de ensaio I, foi adicionado ao filtrado de 4-5 gotas de solução de gelatina a 2,5% (p/v) em solução de cloreto de sódio 5% (p/v), observando logo depois, o aparecimento do precipitado, caso houvesse reação com os aminoácidos da gelatina.
Reação com os alcalóides: no segundo tubo de ensaio foi colocado no filtrado de 4 a 5 gotas de solução de sulfato de quinina a 1% (p/v) em ácido sulfúrico 5% (p/v). No tubo III adicionou-se de 3 a 5 gotas de solução alcoólica de brucina 1% (p/v) sobre o filtrado, observando em ambos os casos, a formação de um precipitado, caso houvesse a reação com o grupo amina dos alcalóides.
Reação com sais metálicos: no quarto tubo de ensaio foi adicionado ao filtrado inicial de 3 a 5 gotas de acetato de cobre 4% (p/v). No tubo V foi adicionado ao filtrado inicial de 1 a 2 gotas de cloreto férrico a 2% (p/v), sendo observados em ambos os casos a formação de uma
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coloração enegrecida devido à reação com os sais metálicos.
Reação com hidróxidos alcalinos: no sexto tubo de ensaio foi adicionado ao filtrado de 4 a 5 gotas de solução de sódio ou potássio 20%(p/v) e, em seguida, não deveria ser observada a formação de precipitado pois hidróxidos alcalinos reagem com grupos fenólicos e formam fenatos solúveis.
Alcalóides
Acrescentou-se a 2g amostra vegetal moída, 20mL de ácido sulfúrico a 5% (v/v) e ferveu a mistura por três minutos, sendo em seguida esta solução filtrada com o auxílio de papel de filtro. O filtrado após ter sido resfriado, foi distribuído em seis tubos de ensaio. Em cada tubo de ensaio, deveria ser observada a formação de um precipitado após ser gotejado de 3 a 9 gotas dos reativos gerais para os alcalóides, relacionadas abaixo:
Reativo de Mayer (tetra-iodomercurato de potássio): foram dissolvidos em água, 2,71g de cloreto de mercúrio e 10g de iodeto de potássio, completando o volume com água para 200 mL. Agitou-se e filtrou-se em seguida, verificando então se houve a formação de precipitado branco.
Reativo de Dragendorff (iodo-bismutato de potássio): foram dissolvidos 8g de subnitrato de bismuto em 20mL de ácido nítrico diluído a 30% (v/v). Dissolveu-se em separado, 22,8g de iodeto de potássio num volume mínimo de água. Em seguida, foi lançada, a primeira solução, pouco a pouco, sobre a segunda, deixando em repouso durante algumas horas, para que em seguida fosse filtrada. O volume foi completado com água ao volume de 100 mL, guardando ao abrigo da luz, verificando se houve a formação de um precipitado na cor vermelho tijolo.
Reativo de Bouchardat (solução aquosa de iodo em iodeto de potássio): foram dissolvidas 4g de iodeto de potássio (KI) e 2g de iodo metálico em 100 mL de água. A solução já neutra ou ácida deveria reagir com alcalóides formando um precipitado marron-avermelhado.
Reativo de Bertrand (ácido sílico-tungstico a 5% p/v): precipitado branco.
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Ácido Tânico a 1% (p/v): precipitado bege.
Cumarinas
A solução composta por 2g de amostra e 30mL de água quente, foi filtrada e, em seguida, foi adicionado 1mL de HCl 1N (normal), até o pH de 1, que extraiu 10mL de éter etílico. A fase etérea foi concentrada até a metade de seu volume e, em seguida, foi aplicada a mesma solução sobre um pedaço de papel de filtro. Logo após, foi adicionado 01 gota de NaOH 1N (hidróxido de sódio a um normal) sobre uma das manchas para que se observasse em seguida a presença de fluorescência, sob luz U.V.
Resina
A solução composta de 2g de amostra com 30mL de etanol absoluto foi aquecida por três minutos. Em seguida, a solução foi filtrada e logo após, adicionado à mesma 10mL de água destilada, para que depois fosse observada a presença de turvação.
Controle da droga vegetal
Os testes que seguem a baixo foram realizados em triplicata de acordo com a metodologia da Farmacopeia Brasileira (BRASIL, 2010).
Determinação do Teor de Umidade
O experimento foi realizado em triplicata. Foram transferidos exatamente 2g da amostra vegetal moída para um cadinho previamente tarado e dessecado e a 100-105ºC durante trinta minutos. A amostra vegetal no cadinho foi mantida em estufa (Fanem - modelo 002 CB) por duas horas, em temperatura de 100-105ºC. Em seguida, este material foi resfriado em dessecador (modelo Pyrobrás) e pesado. Continuando a dessecação, fez-se a pesagem no intervalo de uma em uma hora. O ensaio foi concluído quando duas pesagens sucessivas não diferiram entre si por mais de 5mg. Foi calculada ao final deste período, a porcentagem de água em relação a material moído e seco ao ar livre.
Determinação do Teor de Cinzas Totais
O experimento foi realizado em triplicata. Foram pesados, em balança analítica, cerca de 3g da amostra vegetal moída, sendo transferidas em seguida para um cadinho, previamente, calcinado, resfriado e pesado. A amostra foi distribuída de forma uniforme no
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cadinho, carbonizada em fogão comercial e incinerada em mufla (EDG Equipamentos - modelo 3000), aumentando gradativamente a temperatura até 450ºC para a obtenção de cinzas brancas, por duas horas. Em seguida, o material foi resfriado em dessecador e em seguida foi pesado. Foi calculada a porcentagem de cinzas em relação à amostra vegetal seca ao ar.
Determinação do Teor de Cinzas Insolúveis em Ácido
O resíduo obtido na determinação de cinzas totais foi fervido durante 5 minutos com 20mL de ácido clorídrico (70g/L) SR em cadinho coberto com vidro de relógio. Este foi lavado com 5mL de água quente que foi juntada ao cadinho. A solução do cadinho foi filtrada em papel de filtro quantitativo, acrescentando-se água quente até que o filtrado encontrasse neutro. Foi transferido o papel de filtro contendo o resíduo para o cadinho original, que foi carbonizado em fogão comercial e incinerado a cerca de 500ºC por 1 hora, em mufla (EDG Equipamentos - modelo 3000). O cadinho foi resfriado em dessecador e em seguida pesado em balança analítica. Foi calculada a porcentagem de cinzas insolúveis em ácido em relação à droga seca ao ar.
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RESULTADOS E DISCUSSÃO
As folhas adultas de Syagrus flexuosa são compostas, irregularmente pinadas e desenvolvidas, com cerca de dois a três metros de altura, com aglomeração de dois a quatro folíolos reduplicados isolados ou em grupo e característica dorsiventral. Características semelhantes foram observadas por Leite e Scatena (2001) em trabalho com anatomia de segmentos foliares de espécies de Syagrus Mart. e Mamede (2008) em descrição geral da espécie.
Anatomia foliar
Na superfície adaxial, em vista frontal, evidenciou-se incomum abundância estomática para a espécie (Figura 3A). Foi caracterizada a presença de estômatos tetracíticos dispostos em blocos de 3-4, o que corrobora a anatomia da espécie realizada por Leite e Scatena (2001), que neste trabalho observou maior frequência de estômatos na superfície abaxial. Segundo Cutter (1986), monocotiledôneas com nervuras paralelas apresentam estômatos dispostos em fileiras paralelas ao eixo longitudinal da folha, e os estômatos tetracíticos, com quatro células subsidiárias, são comuns em monocotiledôneas.
As folhas adultas de S. flexuosa, na superfície adaxial, apresentam em vista frontal, células epidérmicas retangulares de parede espessa, levemente sinuosa e alongadas no eixo maior (Figura 3B). Segundo Araújo e Mendonça (1998), a parede celular sinuosa está diretamente relacionada à exposição da planta ao sol ou sombra, e o espessamento dessa parede deve-se a alta intensidade luminosa. O material vegetal coletado para este trabalho foi coletado em região de intensa exposição solar, o que pode justificar a espessura da parede celular das células epidérmicas observadas. Santiago et al. (2001) diz que as paredes de células epidérmicas apresentam-se mais espessas e retas em folhas a pleno sol. Leite e Scatena (2001) obtiveram estes mesmos resultados em cortes paradérmicos de S. flexuosa e outras espécies do gênero.
30
A
B
Figura 3 - Corte paradérmico adaxial de folhas adultas de S. flexuosa coletadas na Reserva Ecológica do IBGE,
Brasília – DF. A – Aspecto geral da epiderme superior. Detalhe para a frequência de estômatos tetracíticos dispostos em blocos. B – Detalhe para os estômatos tetracíticos. Presença de células epidérmicas retangulares de paredes sinuosas. Ce – células epidérmicas; Est – estômato tetracítico.
O corte paradérmico da superfície abaxial de S. flexuosa mostrou células epidérmicas com paredes espessas e levemente sinuosas no sentido longitudinal (Figura 4A). Foram observados corpos de sílica irregularmente esféricos e dispostos de forma aleatória na superfície. Nesta face ainda observou-se a presença de estômato tetracítico (Figura 4B). Para a superfície abaxial, as mesmas características foram observadas por Leite e Scatena (2001).
Ce
Est
Ce
Est
31
A
B
Figura 4 - Corte paradérmico abaxial de folhas adultas de S. flexuosa coletadas na Reserva Ecológica do IBGE,
Brasília – DF. A – Aspecto geral da epiderme inferior. B – Detalhe para a parede celular levemente sinuosa, corpos de sílica e do estômato tetracítico na face abaxial. Ce – célula epidérmica; Csi – corpo de sílica; Est - estômato tetracítico.
Em estudos com espécies do gênero Syagrus realizado por Tomlinson (1961), os estômatos foram observados somente na superfície abaxial. A observação das secções paradérmicas da face abaxial e adaxial de S. flexuosa realizada neste estudo caracteriza a espécie como anfiestomática. Leite e Scatena (2001) também observaram esta característica para S. flexuosa, S. coronata, S. harleyi, S. microphylla, S. vagans e S. werdermannii identificando ainda que os estômatos na face abaxial são restritos à região da nervura de maior porte ocorrendo também na margem foliar. Rossato (2011) observou para S. flexuosa, S.
Ce
Csi
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comosa e S. petrea, coletadas também na RECOR (Reserva Ecológica do IBGE) durante a
estação chuvosa (fevereiro), estômatos somente na superfície abaxial, confrontando este resultado com o observado neste trabalho quando a amostra vegetal de S. flexuosa foi coletada em período de seca.
A presença dos corpos silicosos também foi descrita por Tomlinson (1961) sendo irregularmente esféricos e dispostos em fileiras, podendo esta característica ser um caráter taxonômico do gênero Syagrus uma vez que foi observado em todas as espécies do gênero. A dureza dos caules e folhas de palmeiras é resultado da presença desses corpos de sílica em células especiais chamadas de “stegmata” que se associam com fibras vasculares e não vasculares, sendo este caráter de grande importância na identificação do gênero (UHL; DRANSFIELD, 1987). Para Metcalfe (1985) corpos de sílica na epiderme foliar previnem o colapso dos tecidos em situação de seca servindo também como proteção mecânica ao ataque de insetos.
Em secção transversal do folíolo foi possível observar epiderme unisseriada, com cutícula espessa em toda a região do limbo, células de tamanho pequeno e predominantemente com formato quadrado (Figura 5A). O mesofilo é homogêneo e possui uma camada unicelular de hipoderme circundando toda a extensão do limbo, sendo esta camada mais definida na superfície abaxial. Apresenta uma a duas camadas de parênquima paliçádico compactado, e de uma a cinco camadas de parênquima lacunoso, sendo bem discreta a diferença entre estes dois tecidos (Figura 5B). Para S. flexuosa, S. comosa e S.
petrea, Rossato (2011) também observou em secção transversal para estas espécies epiderme
unisseriada e presença de hipoderme.
Tomlinson (1961) cita que para o gênero Syagrus podem ser observadas fibras entre as camadas de hipoderme na face abaxial e adaxial, fibras que o autor citado denomina como não vasculares, de frequência variável e que podem ser utilizadas no agrupamento das espécies. Estas fibras em S. flexuosa foram encontradas principalmente na face abaxial com característica semelhante à das células de esclerênquima. Próximo à região do feixe vascular, observou-se células epidérmicas globosas. Leite e Scatena (2001) observaram em espécies de
Syagrus epiderme com cutícula espessa, cera e células epidérmicas delgadas, e atribuiram
essas características a defesa da planta contra dessecação, já que são plantas que crescem em ambiente sob estresse hídrico.
33
A
B
Figura 5 – Secção transversal de folhas adultas de S. flexuosa coletadas na Reserva Ecológica do IBGE, Brasília
– DF. A – Aspecto geral do mesofilo. Detalhe da cutícula espessa em toda a borda do limbo. B – Detalhe do mesofilo. Feixes vasculares e bainhas esclerenquimáticas. Cse – cavidade subestomática; Cu – cutícula; Epi – epiderme inferior; Eps – epiderme superior; Es – estômato; Escl – esclerênquima; Hp – hipoderme; Pl – parênquima lacunoso; Pp – parênquima paliçádico.
Não foi identificada presença de tricomas ao longo do limbo foliar de S. flexuosa. A ausência de tricomas no gênero Syagrus foi observada por Rossato (2011) em anatomia de S.
flexuosa, S. comosa e S. petrea. Os tricomas não são comuns à família Arecaceae e segundo
Silva e Potiguara (2008), geralmente os tricomas são ausentes em palmeiras porque o material utilizado para trabalhos anatômicos já estão herborizados ou em estágio de desenvolvimento foliar que já não é característico à presença desses apêndices. Mesmo não sendo comum, na
Cu
Epi
Hp
Hp
Pp
Pl
Escl
Cse
Es
Epi
Eps
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literatura há relatos de espécies que apresentam tricomas, como a Mauritia flexuosa L. F. (PASSOS; MENDONÇA, 2006), Euterpe edulis Mart. e Euterpe oleracea Mart. (PEREIRA; QUADROS, 2007) e Oenocarpus sp. Mart. (SILVA; POTIGUARA, 2008).
O feixe vascular lateral em S. flexuosa é colateral, de pequeno porte e com forma elíptica. Em torno de todos os feixes vasculares observa-se grande quantidade de esclerênquima circundando-os. Na nervura principal do folíolo de S. flexuosa, destaca-se a presença de alargamento das camadas de hipoderme e cutícula bem desenvolvida na superfície superior (Figura 6A). A hipoderme comum a todos as espécies de Syagrus analisadas por Leite e Scatena (2001) é constituída de uma a duas camadas de células de parede espessa e de forma retangular. As células da epiderme abaxial nesta região também apresentam paredes fina e estrutura globosa. As fibras não vasculares também podem ser encontradas próximas a região da nervura principal do folíolo, sobretudo na porção abaxial.
Na nervura principal do folíolo, o feixe vascular tem proeminência orientada para a face abaxial, tendo forma elíptica. O feixe é colateral e totalmente circundado por esclerênquima. Observa-se também que o floema é pouco interrompido por xilema ou outra camada de célula (Figura 6B). As mesmas características foram observadas por Leite e Scatena (2001) para a espécie em estudo e demais espécies do gênero. Para estes autores, S.
flexuosa tem características dissonantes às demais. Em S. harleyi, S. microphylla, S. vagans e S. werdermannii, o floema é dividida em blocos. A característica de floema pouco
interrompido para a espécie é compartilhada apenas por S. coronata e essa disposição do feixe também colabora para a identificação das espécies.
O corte transversal da região do pecíolo e nervura principal apresentou características histologicamente semelhantes à estrutura da nervura principal do folíolo. As células, de formas esféricas e elípticas, formam em geral, uma bainha parenquimática que envolve os feixes vasculares colaterais (Figura 6B). As outras células se dispõem em faixas contínuas e são intercaladas por feixes mais desenvolvidos com deposição semelhante no centro da estrutura, que em seu bordo é rodeado por feixes menos calibrosos. Segundo Tomlinson (1961), os feixes vasculares periféricos são encontrados, geralmente, envolvidos por uma bainha fibrosa mais espessa que os demais e, mesmo estes feixes não estando fundidos, formam uma rígida crosta mecânica que em conjunto com os feixes de fibras, são responsáveis pela sustentação, proteção e dureza do órgão, funções que Fahn (1990) atribui ao tecido esclerenquimático.
35
A
B
Figura 6 - Secção transversal da nervura principal do folíolo de folhas adultas de S. flexuosa. A – Aspecto geral. B – Detalhe da bainha esclerênquimática. Eps – epiderme superior; Hp – hipoderme; Escl – esclerênquima; Cu –
cutícula; Fl – floema; Xi – xilema.
Prospecção fitoquímica
Os testes de prospecção fitoquímica foram realizados com a droga vegetal obtida a partir das folhas adultas de S. flexuosa e detectou-se os seguintes metabólitos: heterosídeos antraquinônicos, esteróides e triterpenóides, heterosídeos flavonóides, alcalóides, cumarina, resina e taninos após realização dos testes qualitativos. Não foi positivo o resultado do teste para heterosídeos saponínicos. Os resultados obtidos com a análise fitoquímica da amostra em
Eps
Hp
Xi
Fl
Escl
Cu
Hp
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pó estão apresentados na tabela 1.
Tabela 1: Prospecção fitoquímica realizada em folhas adultas de Syagrus flexuosa (Mart.) Becc. (Arecaceae). O
sinal (+) indica a presença e (-) ausência do constituinte químico.
Os heterosídeos antraquinônicos estão presentes na composição metabólica da espécie e foram detectados pela reação de Borntrager, que por possuir base apolar é direcionada para detecção de aglicona antraquinônica. No Brasil, a utilização de antraquinonas em especialidades farmacêuticas tem indicação de atividade laxativa, e seu uso ocorre em associação com outros extratos vegetais, podendo também incluir outras substâncias ativas de origem não vegetal (FALKENBERG, 2003).
Alguns esteróides naturais são caracterizados pela especificidade e ação que exercem no músculo cardíaco e o uso de extratos de plantas contendo potenciais para tônico cardíaco tem relatos de séculos antes da era cristã. Vários povos já conheciam plantas contendo glicosídeos cardioativos e as utilizavam como diuréticos, tônicos cardíacos e eméticos (RATES; BRIDI, 2003).
Classes de metabólitos secundários Reagente/Reação Resultados
Heterosídeos antraquinônicos Reação de Borntraeger + Esteróides e triterpenóides Reação de Liebermann-Burchard + Reação de Keller-Killiani + Reação do Núcleo Esteroidal +
Reação de Kedde +
Heterosídeos flavonóides Reação de Shinoda +
Reação Oxalo-bórica +
Reação com ácido sulfúrico concentrado + Reação com os hidróxidos alcalinos + Reação com o cloreto de alumínio + Reação com cloreto férrico +
Heterosídeos saponínicos Índice de espuma -
Taninos Reação com gelatina +
Sulfato de quinina 1% -
Solução alcoólica de brucina 1% + Reação com acetato de cobre 4% +
Cloreto férrico a 2% +
Reação com hidróxidos alcalinos +
Alcalóides Reação com Reativo de Mayer +
Reação com reativo de Dragendorff + Reação com reativo de Bouchardat + Reação com reativo de Bertrand + Reação com reativo de Hager + Reação com Ácido Tânico a 1% +
Cumarinas Teste da fluorescência +
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A atividade antiviral atribuída aos flavonóides tem sido estudada a partir do restrito grupo das flavonas de maior ocorrência: flavonóis, chalconas e seus análogos sintéticos (HUDSON, 1990). Para as plantas, a presença de flavonóides parece estar relacionada com funções de defesa. Constituindo um grupo de pigmentos de ampla distribuição na natureza, os flavonóides podem proteger as plantas de raios ultravioletas, ações antifúngicas e antibacterianas e ainda como atrativas a polinizadores (ZUANAZZI; MONTANHA, 2005).
O desenvolvimento dos estudos com taninos deve-se a importância farmacológica e ecológica que apresentam essas substâncias (SANTOS; MELO, 2003). Plantas ricas em tanino tem emprego na medicina tradicional para o tratamento de doenças como diarréia, hipertensão arterial, reumatismo, hemorragias, feridas, queimaduras, problemas estomacais, renais, sistema urinário e problemas inflamatórios em geral (DUFRESNE; FARNWORTH, 2001).
Os alcalóides tem indicações de ação antifúngica e antitumoral (AQUINO, 2006) e ainda dependendo de sua classe, pode apresentar em humanos, ações como estimulante, sedativo, tranquilizante, analgésico ou alucinógeno (TAIZ, 2006). Este metabólito apresenta um grande espectro de atividades biológicas e isso pode ser relacionado às suas variedades estruturais (HENRIQUES et al., 2003).
As cumarinas podem ter efeitos antioxidantes como os flavonóides por possuírem capacidade de quelar íons de ferro e evitar peroxidação lipídica (MÀRTIN-ARAGÓN et al., 1996). São heterosídeos com propriedades anticoagulantes, antibióticas, bronco dilatadora, fungicida, analgésica e podem ser utilizadas como aromatizantes alimentícios e em produtos de limpeza (RODRIGUES, 2005).
A presença de resina potencializa as folhas da espécie estudada em relação ao seu balanço hídrico e na proteção contra patógenos já que são produtos complexos do metabolismo secundário das plantas (TAIZ, 2006; SILVA; ALQUINI; CAVALLET, 2005).
A umidade excessiva em matérias prima vegetais permite a ação de enzimas o que pode levar a degradação de constituintes químicos e o desenvolvimento de fungos e bactérias. O teor máximo de umidade estabelecido nas diferentes farmacopéias varia entre 8 a 14% com poucas exceções (FARIAS, 2003). A amostra de S. flexuosa apresentou 0,22% de teor de umidade, estando a espécie então, dentro dos parâmetros do teor de umidade para drogas vegetais.
Na amostra de S. flexuosa os resultados de cinzas totais e cinzas insolúveis em ácido foram respectivamente, 8, 069% e 8, 207%.A determinação de cinzas totais permitem verificar a presença de impurezas inorgânicas não-voláteis que podem estar presentes como
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contaminantes na amostra (FARIAS, 2003) e o teste de cinzas insolúveis em ácido destina-se à verificar a presença de sílica e constituintes silicosos na droga (FARMACOPEIA BRASILEIRA, 2010). Essas determinações constituem referências de qualidade e caracterização da matéria-prima vegetal.
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CONCLUSÃO
O conhecimento das características morfológicas de palmeiras é fundamental para fornecer informações que possibilitem a perfeita identificação da espécie dentre seu grupo, contribuindo assim a estudos posteriores, uma vez que, dentro da família Arecaceae são escassos os dados sobre a significância da estrutura foliar e suas variações ecológicas. A caracterização anatômica de S. flexuosa fornece características aplicáveis a identificação da espécie e de seu grupo, pois marcadores taxonômicos foram evidenciados na anatomia foliar da espécie.
Os resultados fitoquímicos apresentam a triagem dos metabólitos secundários presentes na espécie. A detecção desses metabólitos e os padrões de pureza vegetal forneceram parâmetros que podem ser aplicados ao controle de qualidade de folhas adultas de
S. flexuosa que venham a ser comercializadas no futuro. Não foi abordada neste trabalho a
influência do meio nas características farmacognósticas da espécie, evidenciando a necessidade de trabalhos subsequentes que abordem essa variável quanto as características anatômicas das folhas adultas e sua prospecção fitoquímica.
É notável a necessidade de que o trabalho aqui apresentado seja complementado com estudos futuros que utilizem frações do extrato bruto de S. flexuosa com a finalidade de identificar os princípios ativos a nível molecular, buscar sintetizá-los ou potencializar sua ação assim como realizar ensaios biológicos com substâncias purificadas.
As pesquisas com plantas do Cerrado tem mostrado cada vez mais a biodiversidade e o potencial farmacológico dessa flora, ressaltando assim a importância da conservação deste habitat.
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REFERÊNCIAS
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