Universidade de Trás-Os-Montes e Alto Douro
Efusões Pleurais em Cães e Gatos: Estudo
Retrospetivo
Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária
Sónia Filipa Torres Morgado
Orientadora:
Prof. Dra. Justina Maria Prada Oliveira
Co-orientadora:
Dra. Carla Susana Reis Marrinhas
Universidade de Trás-Os-Montes e Alto Douro
Efusões Pleurais em Cães e Gatos: Estudo
Retrospetivo
Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária
Sónia Filipa Torres Morgado
Orientadora:
Prof. Dra. Justina Maria Prada Oliveira
Co-orientadora:
Dra. Carla Susana Reis Marrinhas
Composição do Júri:
Prof. Dr. Carlos Alberto Silva Venâncio
Prof. Dra. Ana Cristina Silvestre Ferreira
Prof. Dra. Fernanda Seixas Travassos
Prof. Dra. Justina Maria Prada Oliveira
I
AGRADECIMENTOS
À minha orientadora, Professora Maria Justina Prada Oliveira, por me ter orientado no estudo, pela sua disponibilidade e ensinamentos ao longo do curso, e sobretudo pelo positivismo.
À minha co-orientadora, Dra. Carla Marinhas, por ter aceite acompanhar-me neste trabalho com paciência e dedicação, e pelo que me ensinou durante o meu percurso no Hospital Veterinário do Baixo Vouga.
Aos meus pais por terem acreditado em mim, por suportarem que a caçula fosse estudar apesar das dificuldades, pelo apoio que sempre me deram e por olharem pelos meus “meninos” na minha ausência.
Ao Renato, porque sem ele nada disto seria possível e porque me fez lutar sempre por mais e melhor e nunca desistir quando as coisas se complicavam. Muito obrigada pela paciência e compreensão ao longo destes anos todos!
Às minhas irmãs e ao meu irmão, por me terem acompanhado neste percurso da forma como puderam, mais de perto ou mais de longe, pelas palavras de conforto e carinho quando precisei delas.
Ao resto da minha família, especialmente aos meus sobrinhos e ao meu padrinho de coração que estiveram sempre presentes e, de diferentes formas, me ajudaram a chegar aqui.
Às minhas colegas de curso, Cathy, Catarina, Diana, Iolanda, Daniela e Helena por terem sido uma verdadeira família ao longo destes anos, pelo apoio incondicional, amizade e paciência perante o meu pessimismo. Obrigada por estarem sempre ao meu lado, nos bons e maus momentos!
A todos os professores da Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro que fizeram parte do meu percurso académico por todos os conhecimentos que me transmitiram.
II
A toda a equipa do Hospital Veterinário do Baixo Vouga agradeço tudo que me ensinaram, o bom ambiente e bons momentos ao longo dos 5 meses de estágio curricular e por terem feito desta etapa da minha vida um período a recordar com carinho.
Aos meus companheiros de estágio, Daniela, Iolanda, Sofia, Laura, Marta, João, Lara e Rita pelos conhecimentos partilhados, apoio nos maus momentos e pelo bom trabalho de equipa que fizemos.
III
RESUMO
As efusões pleurais caracterizam-se pela acumulação anormal de fluido na cavidade pleural. A ocorrência de derrames pleurais é relativamente comum na clínica de pequenos animais, tanto em cães como em gatos, e pode ser consequência de uma ou mais condições, nomeadamente trauma, neoplasias, infeções, doenças sistémicas, entre outras.
As alterações clínicas que resultam da acumulação de líquido a nível pleural variam com a causa subjacente, com o volume da efusão e a taxa de acumulação de líquido, destacando-se, porém, as alterações a nível respiratório. O diagnóstico é sugerido pela anamnese e exame físico e confirmado através de métodos imagiológicos ou toracocentese.
O presente estudo teve como objetivo fazer a caracterização epidemiológica de uma população de 42 animais, incluindo cães e gatos, examinados no Hospital Veterinário do Baixo Vouga (HVBV) e diagnosticados com efusão pleural, no período de Janeiro de 2014 a Dezembro de 2016. Trata-se de um estudo retrospetivo, pelo que são descritas as informações que constavam nos arquivos e sistema informático do hospital, incluindo identificação do animal, quadro clínico, exames complementares efetuados e respetivos resultados, tratamento instituído e desfecho do caso.
Após o tratamento dos dados e análise dos mesmos, concluiu-se que a amostra total era composta por uma maioria, pouco significativa, de gatos e de fêmeas. A maioria dos casos dizia respeito a animais de média idade a sénior, em ambas as espécies, levando a crer que as causas das efusões pleurais estão relacionadas, muitas vezes, com doenças resultantes do envelhecimento.
A maioria das efusões inseriu-se na classe dos exsudados e efusões neoplásicas. Na análise por espécies, nos cães predominaram as efusões hemorrágicas e nos gatos os exsudados e efusões neoplásicas, em igual número.
A citologia teve um papel importante na classificação das efusões e no diagnóstico etiológico da mesma. Trata-se de um exame pouco dispendioso, simples e de elevada repetibilidade que para além de possibilitar, juntamente com a análise bioquímica, a identificação do processo fisiopatológico responsável pela formação da efusão, permite instituir a terapia mais adequada, ou mesmo redirecionar o tratamento, levando a um desfecho satisfatório na maioria dos casos, tal como se verificou nos resultados deste estudo.
V
ÍNDICE GERAL
Resumo ... III Índice Geral ... V Índice de Tabelas ...VII Índice de Figuras ...VII Índice de Gráficos ... VIII Lista de abreviaturas... IX
1. Revisão Bibliográfica
...
11.1. Anatomia e fisiologia da cavidade pleural... 1
1.2. Fisiopatologia das efusões pleurais... 2
1.3. Apresentação clínica da efusão pleural... 2
1.4. Classificação das efusões ... 3
1.4.1. Transudados puros... 4
1.4.2. Transudados modificados ... 5
1.4.3. Exsudados... 5
1.4.3.1. Exsudados não sépticos... 6
1.4.3.2. Exsudados sépticos ... 7
1.4.4. Efusão hemorrágica ... 8
1.4.5. Efusão neoplásica ... 9
1.4.6. Efusão quilosa ... 10
1.5. Etiologia das efusões pleurais ... 11
1.6. Diagnóstico de efusão pleural ... 13
1.6.1. Radiografia torácica ... 13
1.6.2. Ecografia torácica ... 16
1.7. Colheita de fluido pleural ... 17
1.8. Processamento da amostra ... 178
1.9. Avaliação laboratorial da efusão... 19
1.9.1. Avaliação macroscópica ... 19
1.9.2. Concentração de proteínas totais (PT)... 20
1.9.3. Contagem total de células nucleadas (CTCN) ... 21
1.9.4. Provas bioquímicas e cultura de microrganismos ... 21
1.9.5. Citologia ... 23
1.9.6. Citobloco ... 27
1.10. Tratamento e Prognóstico ... 28
2. Material e Métodos
...
31VI
2.1.1. Identificação dos animais ... 31
2.1.2. Quadro clínico ... 34
2.1.3. Meios de diagnóstico ... 36
2.1.4. Análise do líquido pleural ... 37
2.1.5. Classificação das efusões ... 38
2.1.6. Etiologia das efusões pleurais ... 40
2.1.7. Tratamento... 41
2.1.8. Desfecho do caso ... 43
2.2. Discussão ... 43
2.3. Conclusão... 50
VII
ÍNDICE DE TABELAS
Tabela 1 - Classificação das efusões segundo a concentração total de proteínas (PT) e a contagem total de células nucleadas (CTCN) ... 3 Tabela 2 - Classificação das efusões segundo a CTCN (contagem total de células nucleadas), PT (proteínas totais) e avaliação citológica ... 4 Tabela 3 – Bactérias comummente isoladas de piotórax em cães e gatos... 8 Tabela 4 – Possíveis causas das diferentes efusões pleurais e correspondentes exames complementares de diagnóstico... 12 Tabela 5 - Diferentes testes de diagnóstico utilizados na avaliação de efusões ... 22 Tabela 6 – Detalhes da identificação dos 42 casos de efusão pleural em cães e gatos ... 33 Tabela 7 – Distribuição dos animais do estudo, em função da espécie, por escalões etários .. 34 Tabela 8 – Frequência da ocorrência dos sinais clínicos em função da espécie ... 35 Tabela 9 – Exames complementares utilizados, em cães e gatos, para diagnóstico de efusão pleural e suas causas ... 36 Tabela 10 – Parâmetros avaliados nas efusões pleurais ... 37 Tabela 11 – Microorganismos isolados nas efusões pleurais submetidas a cultura, com resultado positivo ... 38 Tabela 12 – Causas dos diferentes tipos de efusões pleurais em função da espécie ... 40 Tabela 13 – Frequência relativa e absoluta da utilização dos métodos de tratamento (sintomático e etiológico) ... 42 Tabela 14 – Desfecho dos casos clínicos de efusão pleural ... 43
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1 - Imagens microscópicas de exsudados não sépticos ... 7 Figura 2 - Imagens microscópicas de exsudados sépticos... 8 Figura 3 – Imagem microscópica de uma efusão quilosa... 11 Figura 4 - Projeção torácica lateral de um gato com efusão pleural. Caso de um gato (Tequila) com exsudado séptico... 15 Figura 5 - Projeção torácica lateral de uma gata (Kaká) com CMH, após drenagem de algum líquido pleural... 15
VIII
Figura 6 - Imagem ecográfica de efusão pleural e efusão pericárdica. Caso de uma gata Persa
(Tsuky) diagnosticada com CMH ... 17
Figura 7 - Local de realização da toracocentese. Caso de uma gata Persa (Kaká) diagnosticada com CMH ... 18
Figura 8 - Aspeto macroscópico de a) transudado b) transudado modificado c) exsudado séptico d) efusão quilosa e) efusão hemorrágica ... 20
Figura 9 - Representação da execução da técnica de esfregaço em linha. ... 24
Figura 10 - Representação da execução da técnica de esfregaço do esmagamento de amostras mucosas/líquidas ... 25
Figura 11 – a) Células mesoteliais binucleadas com o característico bordo frisado (400X); b) Conjunto de células mesoteliais ... 26
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1 – Frequência absoluta da ocorrência de efusões pleurais em função da espécie e sexo. ... 32Gráfico 2 - Distribuição relativa dos cães com efusão pleural de acordo com a raça ... 32
Gráfico 3 - Distribuição relativa dos gatos com efusão pleural de acordo com a raça. ... 33
Gráfico 4 – Distribuição dos casos de efusão pleural por escalões etários ... 34
Gráfico 5 - Resultados da cultura de microorganismos em função da espécie ... 38
Gráfico 6 – Frequência relativa dos diferentes tipos de efusão pleural... 39
Gráfico 7 – Frequência absoluta dos diferentes tipos de efusão pleural em função da espécie 39 Gráfico 8 – Frequência absoluta dos tumores, como causa de efusão neoplásica, em função da espécie ... 41
Gráfico 9 – Distribuição dos métodos de tratamento (sintomático e etiológico) em função da espécie. ... 42
IX
LISTA DE ABREVIATURAS
células/µl – Células por microlitro Cl – Ião cloro
CMH – Cardiomiopatia Hipertrófica
CTCN – Contagem total de células nucleadas ECG – Electrocardiograma
EDTA – Ácido etilenodiamino tetra-acético FCoV – Coronavírus felino
FeLV – Vírus da leucemia felina FIV – Vírus da imunodeficiência felina G – Gauge
g/dl – Grama por decilitro HCO3 – Ião bicarbonato
HVBV – Hospital Veterinário do Baixo Vouga Kg – Quilograma
mg/dl – Miligrama por decilitro ml/kg – Mililitro por quilograma mmol/dl – Milimol por decilitro N – Número de casos total n – Número de casos Na+ – Ião sódio
PARR – Polimerase chain reaction antigen receptor rearrangements PCR – Polimerase chain reaction (Reação em cadeia da polimerase) PIF – Peritonite infeciosa felina
PT – Proteínas totais
TP e TTPA – Tempo de Protrombina e Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada RBC – Red Blood Cells (Contagem de eritrócitos)
rpm – Rotações por minuto SRD – Cães sem raça definida
TSA – Teste de sensibilidade aos antibióticos TC – Tomografia Computorizada
1
1. Revisão Bibliográfica
1.1. Anatomia e fisiologia da cavidade pleural
A pleura é a membrana serosa que reveste os pulmões e a parede torácica internamente, formando assim um espaço denominado cavidade pleural (Fossum, 2013). Esta membrana, assim como as que revestem outras cavidades corporais, nomeadamente a cavidade peritoneal e pericárdica, é constituída por uma fina camada de epitélio pavimentoso simples (o mesotélio), sobre uma fina camada de tecido conjuntivo que contém vasos sanguíneos e linfáticos. Dentro destas cavidades mantém-se uma pequena quantidade de líquido seroso (Seeley et al., 2011). A pleura é constituída por um folheto visceral e um folheto parietal. A pleura parietal recebe ainda diferentes denominações consoante a região, dividindo-se em pleura costal, diafragmática e mediastínica. A pleura visceral, por sua vez, reveste a superfície pulmonar, incluindo as fissuras interlobares. O espaço pleural separa a pleura visceral da parietal e envolve os pulmões de um lado e do outro da cavidade torácica, formando dois sacos pleurais, separados pelo mediastino. Ao nível do mediastino estão presentes fenestrações que permitem a comunicação de cada lado com o contralateral, permitindo o movimento de líquido de um lado para o outro . Esta comunicação pode estar ausente em alguns animais, sendo este tema alvo de controvérsia (Epstein, 2014; Frame & King, 2008).
Normalmente, na cavidade pleural existe uma pequena quantidade de líquido, 0,1 ml/kg nos cães e 0,3 ml/kg nos gatos (Epstein, 2014). Este fluido atua como um lubrificante, reduzindo o atrito entre a superfície dos órgãos com os movimentos e entre os pulmões e a parede torácica durante a respiração (Dempsey & Ewing, 2011). É formado ao nível da pleura parietal, por um processo de filtração do sangue circulante nos capilares da mesma. Por sua vez, a remoção do fluido dá-se ao nível da pleura visceral por gradientes de pressão, drenagem linfática através dos “estomas” da pleura parietal (importante na remoção de células e proteínas da cavidade pleural) e mecanismos celulares (Zocchi, 2002). Tal como noutras cavidades corporais, as células mesoteliais da pleura são células ativas, ao contrário do que se pensava anteriormente. Estão envolvidas em funções estruturais e metabólicas, têm um papel importante no transporte de solutos, sintetizam macromoléculas e respondem a estímulos inflamatórios e hormonais. Além disso possuem microvilosidades que aumentam a área de superfície e sintetizam glicoproteínas que contribuem para a redução do atrito (Dempsey & Ewing, 2011; Zocchi, 2002).
2
A quantidade e as características do líquido pleural está dependente das forças de Starling (relacionadas com os gradientes de pressão hidrostática e pressão oncótica), assim como do grau de permeabilidade do endotélio e integridade da drenagem linfática (Dempsey & Ewing, 2011).
A composição normal do fluido pleural é semelhante à do plasma sanguíneo quando filtrado por uma dupla membrana (Zocchi, 2002). A concentração proteica é baixa, normalmente menos de 2,5 g/dl (Alleman, 2003), sendo a maior fração proteica constituída por albumina. O pH é mais baixo que o do sangue, aproximadamente 7, e a concentração de glucose é semelhante. No que diz respeito a iões, existem algumas variações em relação ao sangue: a quantidade de Na+ e Cl- é menor no líquido pleural, enquanto o HCO3- é menor no plasma sanguíneo. Estas diferenças sugerem a participação de mecanismos de transporte ativo e difusão seletiva no transporte de iões. Existe sempre alguma quantidade de células nucleadas no fluido pleural, cerca de 1500 a 2500 células/µl (em cães), nomeadamente monócitos/macrófagos na sua maioria, linfócitos, neutrófilos e células mesoteliais (Zocchi, 2002).
1.2. Fisiopatologia das efusões pleurais
Quando a taxa de filtração do fluido excede a taxa de reabsorção do mesmo, há uma acumulação de líquido no espaço pleural, ou seja, formação de uma efusão ou derrame (Zocchi, 2002). Existem vários mecanismos que podem favorecer a acumulação de líquido nas cavidades, nomeadamente o aumento da pressão hidrostática e gradiente de pressão oncótica entre os capilares e as cavidades, o comprometimento da drenagem linfática e, por fim, o aumento da permeabilidade capilar ou linfática (Epstein, 2014). Estas alterações podem ser despoletadas por diversas razões.
A maioria das efusões pleurais são bilaterais, tanto em cães como em gatos. No entanto é possível a existência de efusões unilaterais ou bilaterais desiguais. Isto pode acontecer devido ao encerramento das fenestrações ao nível do mediastino (alteração congénita ou em efusões reativas), presença de fluido encapsulado ou preso (por exemplo devido a aderências) ou acumulação de fluido junto a um lobo colapsado como resultado da diminuição da pressão intrapleural (Frame & King, 2008).
1.3. Apresentação clínica da efusão pleural
A acumulação de fluido ao nível do espaço pleural compromete a expansão normal dos pulmões durante a inspiração, pelo que o sinal clínico mais frequente em cães e gatos é dispneia
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(Hawkins, 2014a; Rizzi et al., 2007). Normalmente, os proprietários não se apercebem dos sinais clínicos associados a este tipo de patologia, até que estas se tornem severas. Numa fase inicial o único sinal evidente poderá ser intolerância ao exercício. À medida que a efusão se agrava podem manifestar-se outros sinais como a adoção de posições pouco comuns (decúbito esternal com o pescoço e cabeça esticados, relutância em deitar-se), respiração com a boca aberta, taquipneia, respiração abdominal, tórax distendido ou em forma de barril (especialmente em gatos) ou mesmo cianose. Em situações crónicas a tosse pode ser o único sinal clínico presente e normalmente é uma tosse persistente que não responde à terapia de rotina. Nos gatos a manifestação de sinais clínicos pode acontecer apenas quando estão stressados ou numa situação já bastante crítica (Frame & King, 2008; Mertens et al., 2004; Rizzi et al., 2007). Ao exame físico verifica-se, muitas vezes, que os animais possuem uma frequência respiratória aumentada, assim como sons cardíacos e pulmonares diminuídos ou ausentes à auscultação (Hawkins, 2014a; Rizzi et al., 2007). Na percussão torácica é possível identificar ventralmente sons maciços, que correspondem à zona de acumulação de fluidos. A presença de outras alterações está dependente da causa da efusão e podem incluir perda de peso, febre, mucosas pálidas, entre outros (Mertens et al., 2004).
1.4. Classificação das efusões
O método tradicional de classificação categoriza as efusões em três grupos principais, segundo a concentração de proteínas totais (PT) e a celularidade, em transudados, transudados modificados e exsudados (Dempsey & Ewing, 2011), como é possível ver na Tabela 1.
Tabela 1 - Classificação das efusões segundo a concentração total de proteínas (PT) e a contagem total de células nucleadas (CTCN). Adaptado de Alleman, 2003.
PT CTCN
Transudado <2,5 g/dl <1000 células/µl
Transudado modificado 2,5 – 5,0 g/dl 1000 – 8000 células/µl
Exsudado >3 g/dl > 3000 células/µl
Ocasionalmente pode haver sobreposição nesta classificação, ou seja, um fluido pode ter, por exemplo, uma CTCN típica de um transudado e as PT de um transudado modificado. Neste caso, para a classificação dá-se importância às PT. Na diferenciação de transudados
4
modificados e exsudados, o critério mais importante é a CTCN (Rizzi et al., 2007; Tyler & Cowell, 1989).
Em alternativa, foram propostos outros esquemas de classificação que agrupam as efusões de acordo com a etiologia, e que, clinicamente, revelam ter mais utilidade e permitem ao clínico selecionar melhor os testes de diagnóstico (Dempsey & Ewing, 2011; Hawkins, 2014a). Com base no exame citológico, para além dos parâmetros referidos anteriormente, esta classificação inclui os seguintes tipos de efusão: transudados puros, transudados modificados, exsudados (sépticos e assépticos), efusão hemorrágica, efusão neoplásica (Alleman, 2003) e efusão quilosa (Tabela 2).
Tabela 2 - Classificação das efusões segundo a CTCN (contagem total de células nucleadas), PT (proteínas totais) e avaliação citológica. Adaptado de Alleman, 2003 e Tyler & Cowell, 1989.
PT (g/dl) CTCN
(células/ µl) Tipo de células Características particulares Transudado <2,5 <1000 Mononuclear Baixa celularidade
Transudado
modificado 2,5 – 5,0 1000 – 8000 Mononuclear
O tipo celular varia com a etiologia
Exsudado séptico >3 >3000 Neutrófilos Neutrófilos degenerados Exsudado
asséptico >3 >3000 Neutrófilos Neutrófilos não degenerados Efusão
hemorrágica >3 Variável
Semelhante ao sangue
Hemossiderina ou eritrofagia nos macrófagos
Efusão neoplásica >2,5 Variável Células
neoplásicas População de células neoplásicas
Efusão quilosa 2 – 6,5 1000 - 17000 Linfócitos
Linfócitos pequenos
Neutrófilos e macrófagos em efusões crónicas
1.4.1. Transudados puros
Em medicina veterinária a acumulação de transudados é, na maioria das vezes, resultado de hipoproteinemia, seja por perda de proteína ou por diminuição da produção (Alleman, 2003; Dempsey & Ewing, 2011). Não se verifica perda de integridade do endotélio ou mesotélio. O fluido entra no espaço pleural devido à diminuição da pressão oncótica, e como não é reabsorvido à mesma taxa, acumula. A contagem total de células nucleadas é baixa, <1000
5
células/µl (Alleman, 2003), uma vez que há um efeito de diluição dos constituintes normais do fluido (Dempsey & Ewing, 2011) e as PT inferiores a 2,5 g/dl (Alleman, 2003). Tratam-se normalmente de efusões descoradas e límpidas. Citologicamente a população celular é pouco diferente daquela que se observa num fluido normal (Santos & Marcos, 2011). Predominam as células mononucleares, nomeadamente macrófagos, linfócitos e células mesoteliais (Alleman, 2003; Hawkins, 2014a). Podem ainda aparecer neutrófilos degenerados em pequeno número (Alleman, 2003).
1.4.2. Transudados modificados
Os transudados modificados são efusões de cor variável, desde brancas a vermelhas e leve ou moderadamente turvas (Tyler & Cowell, 1989).
Desenvolvem-se a partir de transudados crónicos, do aumento da pressão hidrostática ou do aumento da permeabilidade dos vasos sanguíneos ou linfáticos (Tyler & Cowell, 1989). Estas alterações levam à perda de um fluido com moderado teor proteico para o espaço pleural. Forma-se assim uma efusão com PT moderada a alta, de 2,5 a 5 g/dl, mas com celularidade baixa a moderada (Tyler & Cowell, 1989) 1000 a 8000 células/µl (Alleman, 2003). Um fluido com estas características pode ainda representar a transição de um transudado para um exsudado (Tyler & Cowell, 1989).
Na citologia é possível encontrar neutrófilos degenerados, macrófagos, células mesoteliais, linfócitos e ainda células tumorais, dependendo da causa da efusão (Tyler & Cowell, 1989).
1.4.3. Exsudados
Os exsudados resultam da resposta inflamatória perante um material estranho na cavidade corporal (Dempsey & Ewing, 2011), neste caso na cavidade pleural. Este material pode ser exógeno (por exemplo, vírus, bactérias, fungos, protozoários, parasitas, matéria inerte), endógeno (urina, enzimas pancreáticas, sais biliares, imunocomplexos) ou neoplásico (Dempsey & Ewing, 2011). A sua presença promove uma resposta inflamatória, que por sua vez induz a libertação de citocinas a nível local e sistémico. Estas citocinas são responsáveis pelo aumento da permeabilidade do mesotélio e endotélio, que permite a saída de fluido e formação de exsudado rico em proteína (>3 g/dl) e moderada a elevada celularidade (>3000 células/µl). A concentração de células inflamatórias e fibrina leva à obstrução dos estomas linfáticos, o que favorece ainda mais a acumulação de fluido (Dempsey & Ewing, 2011). Os
6
exsudados são divididos em sépticos e assépticos, consoante a presença de agentes infeciosos no fluido (identificados citologicamente ou através de cultura) (Alleman, 2003).
A nível macroscópico a coloração é variável, desde branco, âmbar a vermelho, mas normalmente são turvos (Alleman, 2003). Os exsudados sépticos podem ainda ter mau odor (Hawkins, 2014a).
Citologicamente, as células presentes nos exsudados variam, dependendo da causa inicial e se se trata de um exsudado séptico ou asséptico: os neutrófilos predominam, indicando que se trata de um processo inflamatório, mas estão presentes outras células, tais como macrófagos, linfócitos, células mesoteliais ou mesmo células neoplásicas (Alleman, 2003; Mertens et al., 2004).
Em algumas situações, para além de predominarem os neutrófilos, pode haver uma quantidade significativa de eosinófilos (>10%). Nestes casos, o exsudado é chamado especificamente de exsudado eosinofílico e pode ser consequência de neoplasias como linfoma, mastocitose sistémica, hemangiossarcomas, parasitismo, entre outras. São situações raras em medicina veterinária (Alleman, 2003).
1.4.3.1. Exsudados não sépticos
Nos exsudados assépticos podem observar-se neutrófilos, macrófagos, linfócitos e eosinófilos. Os neutrófilos são, na maioria das vezes, não degenerados e não há evidência de microrganismos (Hawkins, 2014a). Apesar disso, deve ser efetuada cultura microbiológica para determinar se é séptico ou não (Tyler & Cowell, 1989). Algumas características de exsudados assépticos podem aparecer em exsudados sépticos em fase de resolução (quando foi iniciado o tratamento com antibiótico), como a presença neutrófilos não degenerados e ausência de microrganismos (Hawkins, 2014a). É, por isso, importante analisar a efusão antes de iniciar qualquer tratamento. Por outro lado, qualquer transudado modificado pode evoluir para um exsudado não séptico (Alleman, 2003). As possíveis causas para um exsudado deste tipo estão representadas na Tabela 4.
7
1.4.3.2. Exsudados sépticos
Relativamente aos exsudados sépticos, normalmente a contagem celular é mais elevada. Na citologia predominam os neutrófilos degenerados e é possível identificar microrganismos extracelulares ou mesmo no interior de neutrófilos e macrófagos (Hawkins, 2014a). Se as bactérias produzem fracas ou pouca quantidade de toxinas, os neutrófilos degenerados podem não ser o tipo celular predominante (Rizzi et al., 2007).
Como já foi referido, é importante fazer a recolha asséptica e análise do fluido antes de iniciar a terapia, uma vez que isto pode dificultar a deteção de bactérias intracelulares (Dempsey & Ewing, 2011). No entanto, a ausência de microrganismos não exclui o diagnóstico (Alleman, 2003). Quando se diagnostica um exsudado, é oportuno realizar coloração Gram, cultura de bactérias aeróbias e anaeróbias e testes de sensibilidade aos antibióticos (TSA), principalmente quando são identificados neutrófilos degenerados (Alleman 2003; Hawkins, 2014a). A identificação de bactérias extracelulares deve ser examinada cuidadosamente, pois podem tratar-se de microrganismos contaminantes (Alleman, 2003).
Figura 1 - Imagens microscópicas de exsudados não sépticos: a) numerosos neutrófilos não degenerados, macrófagos (setas) e um linfócito (cabeça de seta). Adaptado de Rizzi et al., 2007; b) aglomerado de células mesoteliais reativas e neutrófilos sem sinais deg enerativos. Adaptado de Thompson & Rebar, 2006.
b) a)
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A fonte mais provável de microrganismos responsáveis por piotórax em cães e gatos é a cavidade oral e o trato respiratório superior (Stillion & Letendre, 2015; Walker et al., 2000). São isolados com mais frequência microrganismos anaeróbios obrigatórios ou uma mistura destes com bactérias aeróbias facultativas (Stillion & Letendre, 2015). Os microorganismos isolados com mais frequência estão representados na Tabela 3.
Tabela 3 – Bactérias comummente isoladas de piotórax em cães e gatos. Adaptado de Epstein., 2014.
Aeróbios Anaeróbios Escherichia coli Pasteurella spp. Actinomyces spp. Nocardia spp. Sreptococcus spp. Staphylococcus spp. Corynebacterium spp. (cão) Mycoplasma spp. (gato) Fusobacterium spp. Peptostreptococcus anaerobius Bacteroides spp. Prevotella spp. Porphyromonas spp.
Relativamente aos fungos, estes são raramente isolados nas efusões pleurais caninas e felinas. No entanto, os mais frequentemente isolados são Cryptococcus spp., Candida albicans, e
Blastomyces dermatitidis (Stillion & Letendre, 2015).
1.4.4. Efusão hemorrágica
As efusões hemorrágicas torácicas estão associadas com variadas etiologias (Tabela 4). Normalmente a aparência macroscópica e microscópica do fluido é sugestiva pois trata -se de
Figura 2 - Imagens microscópicas de exsudados sépticos: a) neutrófilos degenerados, bactérias fagocitadas (cabeça de seta) e bactérias extracelulares (setas). Adaptado de Rizzi et al., 2007;b) neutrófilos degenerados e bactérias intracelulares (400X). Fotografia gentilmente cedida pelo HVBV.
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fluido serosanguinolento a vermelho (Thompson & Rebar, 2016). O hematócrito da amostra deve ser 10% a 25% o do sangue periférico para se confirmar uma efusão hemorrágica (Alleman, 2003).
É importante distinguir se estamos perante uma hemorragia ou se houve contaminação iatrogénica durante o procedimento de recolha da amostra (punção de vasos ou vísceras). Para tal, a avaliação do esfregaço pode ser útil: nas efusões hemorrágicas não muito recentes pode haver eritrofagocitose (macrófagos contendo eritrócitos) e não se identificam plaquetas, pois quando o sangue entra numa cavidade as plaquetas rapidamente se agregam e desaparecem. Isto não acontece quando há contaminação da amostra ou quando a hemorragia é recente (Rizzi
et al., 2007). Para além disso, a presença de produtos de degradação dos eritrócitos como a
hemossiderina e hematoidina sugerem que há uma hemorragia já crónica (Skeldon & Dewhurst, 2014). Se a hemorragia ocorreu há menos de 45 minutos pode ser difícil fazer esta distinção (Alleman, 2003). Efusões hemorrágicas geralmente não coagulam (Dempsey & Ewing, 2011). A presença de eritrócitos fagocitados pode ainda acontecer se a amostra repousar por um período longo de tempo antes da preparação das lâminas (Alleman, 2003; Skeldon & Dewhurst, 2014).
A avaliação citológica de efusões hemorrágicas por vezes não permite um fácil diagnóstico pois há uma diluição das células anómalas pela presença de grande quantidade de células do sangue periférico. Desta forma, a análise da camada flogística ou do sedimento é recomendada, principalmente quando a origem é neoplásica ou infeciosa (Dempsey & Ewing 2011).
1.4.5. Efusão neoplásica
As neoplasias da cavidade torácica podem afetar qualquer um dos órgãos intratorácicos: pulmões, coração, pleura, linfonodos e estruturas do mediastino (Hawkins, 2014a) e são, com frequência, causa de efusão pleural em cães e gatos (Thompson & Rebar, 2016). Podem originar transudados modificados, exsudados, efusões quilosas e efusões hemorrágicas (Alleman 2003; Hawkins, 2014a). O termo efusão neoplásica deve ser utilizado apenas quando é identificada na citologia uma população de células neoplásicas (Alleman, 2003), o que não acontece na maioria das efusões associadas a neoplasia (Santos & Marcos, 2011).
Nas efusões neoplásicas, a aparência macroscópica, a CTCN e a mensuração das PT geralmente não são úteis na sua classificação (Thompson & Rebar, 2016), no entanto, normalmente, é um fluido com alto teor proteico (> 3 g/dl) (Alleman, 2003), devido ao aumento da permeabilidade vascular associada aos tecidos neoplásicos (Tyler & Cowell, 1989).
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Por outro lado, a citologia pode, em alguns casos, ajudar na classificação, uma vez que há possibilidade de esfoliação das células tumorais para o fluido, como é o caso dos linfomas (Hawkins, 2014a). Nestes casos a CTCN é relativamente alta (Tyler & Cowell, 1989). Contudo, nem sempre é possível identificar as células neoplásicas em efusões provocadas por tumores e as células mesoteliais reativas podem ser confundidas com células neoplásicas (Alleman, 2003). Apesar disso, a citologia é um método bastante específico e relativamente sensível para o diagnóstico de tumores malignos que provocam efusões (Hirschberger et al., 1999). Podem ainda usar-se colorações especiais, como o azul de alcião e o PAS, para ajudar a diferenciar as células mesoteliais das epiteliais neoplásicas (Santos & Marcos, 2011).
Dadas as limitações da citologia no diagnóstico de efusões neoplásicas, sempre que uma massa é detetada, é conveniente realizar citologia por aspiração com agulha fina para um diagnóstico mais fiável (Thompson & Rebar, 2016). Outros métodos podem ser necessários para alcançar o diagnóstico definitivo, incluindo ecografia, radiografia, tomografia computorizada (TC), (Hawkins, 2014b) ou mesmo a técnica do citobloco, na qual se pode aplicar técnicas de imunohistoquímica.
Nos cães, os carcinomas são a causa mais comum de efusão pleural neoplásica, enquanto nos gatos são os linfomas. Em ambas as espécies os mesoteliomas pleurais podem também originar efusões (Santos & Marcos, 2011). As efusões carcinomatosas podem ser resultado de tumores primários ou de metástases, sendo que o tumor primário mais comum no tórax é o adenocarcinoma pulmonar. No entanto as efusões pleurais carcinomatosas resultam geralmente de metástases de carcinomas mamários nas fêmeas, e de carcinomas prostáticos e das células de transição nos machos (Thompson & Rebar, 2016). Relativamente aos linfomas, os que estão associados á produção de efusão pleural são os tímicos e mediastínicos (Santos & Marcos, 2011).
1.4.6. Efusão quilosa
A efusão quilosa ocorre com mais frequência no tórax e resulta da perda de linfa para o interior da cavidade torácica (Alleman, 2003; Tyler & Cowell, 1989). A maioria das vezes deve-se à obstrução do canal torácico, por diversas causas, e não á rutura (Santos & Marcos, 2011). O seu aspeto macroscópico é altamente sugestivo, por tratar-se de um fluido leitoso, que se mantém mesmo após centrifugação (Alleman, 2003; Santos & Marcos, 2011). No entanto, devem ser realizados testes complementares que confirmem o diagnóstico (Tabela 4) (Alleman, 2003). A
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contagem celular e a mensuração das proteínas é semelhante à dos transudados modificados (Alleman, 2003).
Citologicamente, a efusão quilosa é caracterizada pelo predomínio de linfócitos pequenos, porém, macrófagos de aspeto espumoso, eosinófilos e neutrófilos não degenerados podem aparecer nos casos crónicos (Santos & Marcos, 2011; Tyler & Cowell, 1989).
O termo efusão pseudoquilosa aplica-se a fluidos que macroscopicamente são semelhantes ao quilo, no entanto são constituídos por colesterol. Estas situações podem ser causadas por pleurites e peritonites crónicas (Santos & Marcos, 2011).
1.5. Etiologia das efusões pleurais
A categorização das efusões segundo os grupos referidos anteriormente permite identificar o processo que deu origem à acumulação de fluido e deste modo chegar ao diagnóstico etiológico (Rizzi et al., 2007). A Tabela 4 lista as causas mais comuns dos vários tipos de efusões pleurais e os testes complementares de diagnóstico correspondentes.
Figura 3 – Imagem microscópica de uma efusão quilosa: predomínio de linfócitos pequenos. Adaptado de Rizzi et al., 2007.
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Tabela 4 – Possíveis causas das diferentes efusões pleurais e correspondentes exames complementares de diagnóstico. Adaptado de Skeldon & Dewhurst, 2014; Hawkins, 2014a; Santos & Marcos, 2011. ECG: eletrocardiograma; TC: tomografia computorizada; PCR: Polimerase Chain Reacti on.
Tipo de efusão Doença/causa subjacente Testes complementares de diagnóstico
Transudado e
transudado modificado
Hipoalbuminemia (cirrose, nefropatias, enteropatia por perda de proteínas)
Concentração sérica de albumina
Insuficiência cardíaca congestiva Avaliação do pulso, auscultação, ECG, radiografia torácica e ecografia Doenças do pericárdio
Neoplasias Ecografia e radiografia torácica, TC,
toracoscopia e toracotomia Hérnias diafragmáticas Ecografia e radiografia torácica
Exsudado séptico
Piotórax (feridas penetrantes, migração de corpos estranhos, disseminação hematógena, pneumonia)
Coloração Gram, cultura de micro-organismos aeróbios e anaeróbios
Exsudado asséptico
Peritonite Infeciosa Felina (PIF) Citologia, PCR …
Neoplasia Ecografia e radiografia torácica, TC,
toracoscopia e toracotomia Hérnia diafragmática Ecografia e radiografia torácica Torção de lobos pulmonares Ecografia e radiografia torácica,
broncoscopia, toracotomia
Efusão
quilosa/Quilotórax
Neoplasias (linfoma, timoma) Dirofilariose Hérnia diafragmática Granulomas mediastínicos Doença Cardiovascular Congestiva Idiopática
Teste éter (ultrapassado)
Provas bioquímicas (triglicéridos) Citologia
Efusão hemorrágica
Trauma História clínica
Coagulopatias Testes de coagulação, contagem de
plaquetas
Neoplasia Ecografia e radiografia torácica, TC,
toracoscopia e toracotomia Torção de lobos pulmonares Ecografia e radiografia torácica,
13 Efusão neoplásica
Tumores epiteliais (carcinomas, adenocarcinoma, mesotelioma), linfomas, mastocitomas, hemangiossarcomas
Ecografia e radiografia torácica, TC, toracoscopia e toracotomia
Citobloco
1.6. Diagnóstico de efusão pleural
O diagnóstico é feito com base na anamnese e exame físico do animal e confirmado com o recurso a exames complementares, nomeadamente exames imagiológicos, nos quais estão incluídos a radiografia e ecografia torácicas. A toracocentese para além de ser um exame complementar de diagnóstico constitui ainda uma medida terapêutica. Para um diagnóstico correto, deve sempre reunir-se e integrar toda a informação obtida nos exames realizados (Hawkins, 2014a).
É importante minimizar a manipulação de animais dispneicos, uma vez que o seu estado se pode agravar ao fazê-lo. Deste modo, perante um animal com dispneia severa, antes de efetuar qualquer exame complementar, este deve ser suplementado com oxigénio (máscara ou jaula) e monitorizado quanto à sua função respiratória (frequência respiratória, tempo de repleção capilar e coloração das mucosas). Nestes casos, se houver forte suspeita de efusão pleural deve ser feita toracocentese, mesmo antes da realização da radiografia torácica (Fossum, 2013). A remoção de pequenas quantidades de fluido da cavidade pleural melhora muito a capacidade de ventilação do animal e deste modo, permite a realização dos exames previstos (Fossum, 2013; Mertens et al., 2004). Nestes casos deve ser evitada anestesia geral. Regra geral, os animais toleram bem a toracocentese se mantidos numa posição confortável e com contenção mínima. Em alternativa, a anestesia local pode ser suficiente (Fossum, 2013).
Pelo contrário, se o animal se encontra estável, a realização da radiografia torácica pode passar para primeiro plano, e assim confirmar a presença e localização do fluido antes de ser efetuada toracocentese (Fossum, 2013; Hawkins, 2014a).
1.6.1. Radiografia torácica
O espaço pleural apenas é visível radiograficamente quando distendido com fluidos, gás, fibrina ou células (Frame & King, 2008). No que diz respeito á acumulação de fluido, normalmente, só é possível identificar uma efusão pleural na radiografia quando existe cerca de 50 ml a 100 ml de fluido acumulado, dependendo do tamanho do animal (Hawkins, 2014b).
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A distribuição do fluido na cavidade pleural muda consoante a posição do animal (Frame & King, 2008), dificultando por vezes a identificação das estruturas intratorácicas. No entanto, é importante colocar o animal numa posição confortável, que não prejudique a função respiratória e comprometa a sua vida.
A projeção ventrodorsal permite visualizar melhor a silhueta cardíaca e massas no mediastino craneal em casos de efusão pleural, no entanto, em animais dispneicos a posição de decúbito dorsal é perigosa. Nos casos em que a acumulação de fluido é mínima, é difícil identificar o derrame pleural com esta projeção. A projeção dorsoventral é mais segura para um animal com dificuldades respiratórias. Neste caso, o fluido tende a distribuir-se ventralmente, rodeando o coração e dificultando a visualização do mesmo e de outras estruturas na radiografia (Frame & King, 2008). Adicionalmente, deve ser avaliada uma projeção lateral direita e esquerda, pois aumenta a sensibilidade na deteção de massas (Hawkins 2014b). Após ser removida a maior quantidade de fluido possível e os pulmões terem-se expandido novamente na cavidade torácica, a radiografia deve ser repetida para se poder avaliar todas as estruturas do tórax, assim como o parênquima pulmonar (Hawkins, 2014a).
Numa efusão pleural os achados radiográficos incluem (Figura 4):
Opacidade de tecidos moles no espaço pleural com mascaramento da silhueta cardíaca e diafragmática;
Afastamento das margens pulmonares da parede torácica;
Retração uniforme dos pulmões (apesar de algumas partes colapsarem mais facilmente) com aumento da radiopacidade do parênquima;
Fissuras interlobares visíveis (achados consistentes em cada projeção realizada); Arredondamento das margens pulmonares (especialmente os ângulos dorsocaudais dos
lobos caudais);
Elevação da traqueia e hilo pulmonar.
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Diferentes volumes de fluido dão origem a imagens radiográficas diferentes, pelo que há uma acentuação destas características à medida que a quantidade de fluido aumenta. Os achados radiográficos acima mencionados, nomeadamente a separação e retração dos lobos pulmonares, tornam-se evidentes em todas as projeções, à medida que o volume de fluido aumenta, sendo que em fases iniciais são mais fáceis de ser identificados nas projeções laterais (Frame & King, 2008).
Após remoção do líquido pleural, a radiografia torácica deve ser repetida, pois assim permite uma melhor avaliação das estruturas intratorácicas (Mertens et al., 2004) (Figura 5).
As efusões unilaterais são mais facilmente identificáveis nas projeções ventrodorsal e dorsoventral. Nas projeções laterais também é possível fazê-lo, especialmente se o fluido estiver no hemitórax não dependente, sendo possível observar radiopacidade de tecidos moles dorsalmente ao esterno (Frame & King, 2008).
Quando as efusões se tornam crónicas pode ocorrer formação de aderências de fibrina com aprisionamento ou encapsulamento de fluido, o que acontece mais frequentemente em efusões reativas (piotórax ou quilotórax). Nestes casos, os achados radiográficos incluem: margens pulmonares irregulares e onduladas; distribuição desigual e anormal do fluido, que se movimenta com ação da gravidade (aprisionado); ou cuja posição e forma se mantém sem alterações pela gravidade (encapsulado) (Frame & King, 2008).
Existem determinadas situações que dão origem a imagens radiográficas semelhantes às de efusões, dando origem às pseudoefusões. É o caso da presença de gordura ao nível do mediastino, que é uma característica normal, mas que numa projeção radiográfica lateral pode provocar ligeira elevação da silhueta cardíaca e delimitar as margens ventrais dos pulmões .
Figura 4 - Projeção torácica lateral de um gato com efusão pleural. Caso de um gato (Tequila) com exsudado séptico. Fotografia gentilmente cedida pelo HVBV.
Figura 5 - Projeção torácica lateral de uma gata (Kaká) com CMH, após drenagem de algum líquido pleural. Fotografia gentilmente cedida pelo HVBV.
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Porém é possível distinguir de uma efusão pois nesta há mascaramento da silhueta cardíaca. Em cães com peito estreito, a margem ventral dos pulmões pode aparecer afastada do esterno, podendo levar erradamente a um diagnóstico de efusão pleural. Também nos gatos o recesso lumbodiafragmático aparece normalmente com um triângulo com opacidade de tecidos moles, devido à presença do músculo psoas menor, não devendo isto ser interpretado como efusão pleural (Frame & King, 2008).
1.6.2. Ecografia torácica
Se a situação do animal é estável, está indicada a realização de uma ecografia torácica mesmo antes da remoção do fluido. A presença de fluido a nível do espaço pleural fornece uma janela acústica que permite melhor visualização de estruturas intratorácicas (como massas mediastínicas, linfonodos, vasos), que de outro modo não seriam identificadas devido ao ar presente naturalmente nos pulmões e que não permite a transmissão adequada do ultrassom (Hawkins, 2014a; Mertens et al., 2004).
Por outro lado, a ecografia permite avaliar um animal em estado crítico com o mínimo de stress, confirmando a presença de fluido e orientando a toracocentese (essencial para melhorar o estado do animal) (Hawkins, 2014a). A realização da toracocentese não ecoguiada implica alguns riscos, incluindo pneumotórax e hemotórax (Ferreira et al., 2006).
A ecografia torácica também é uma ferramenta útil na medida em que permite detetar a presença de anomalias, que poderão ser causa da efusão pleural, como massas mediastínicas, insuficiência cardíaca, hérnias, torção de lobos pulmonares, identificação de corpos estranhos, orientando desde logo a abordagem ao animal e terapias a instituir, assim como permite identificar consequências da mesma como atelectasia pulmonar e presença de membranas de fibrina (Frame & King, 2008; Hawkins, 2014b).
A ecografia tem a vantagem de detetar pequenas quantidades de fluido (pode ser necessário examinar várias janelas e do lado dependente), que na radiografia poderiam passar despercebidas. Para além disso permite estimar com mais precisão o volume de efusão pleural. (Ferreira et al., 2006; Frame & King, 2008; Pires et al., 2015).
A apresentação ecográfica de uma efusão pleural consiste num espaço anecoico entre a pleura visceral e a pleura parietal, que representa o líquido pleural (Figura 6). A ecogenicidade do líquido é variável e pode fornecer informação qualitativa acerca da natureza do mesmo. Transudados, transudados modificado e efusões quilosas são geralmente anecoicos a
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hipoecóicos enquanto exsudados, efusões hemorrágicas e carcinomatosas são mais ecogénicas (Ferreira et al., 2006; Neelis et al., 2015).
No caso de efusões crónicas é possível ocorrer formação de fibrina, que aparecem na ecografia como estruturas ecogénicas, lineares e irregulares que flutuam no fluido (Neelis et al., 2015).
1.7. Colheita de fluido pleural
A colheita de fluido pleural por toracocentese tem como finalidade não só a estabilização do animal, mas também a obtenção de amostras de fluido para ajudar na classificação e determinação da etiologia da efusão (Alleman, 2003; Hawkins, 2014b).
Durante este procedimento, sempre que possível, deve evitar-se a anestesia geral, no entanto em animais mais ansiosos ou quando se pretende retirar grande quantidade de fluido pode ser necessária uma ligeira sedação. O uso de anestesia local também facilita o procedimento (Mertens et al., 2004; Tyler & Cowell, 1989).
O animal pode estar posicionado em decúbito lateral, esternal ou em estação, dependendo de qual é a posição mais confortável e do lado que está a efusão. Normalmente as efusões são bilaterais, devido à permeabilidade do mediastino, por isso a remoção de fluido de um lado é suficiente para drenar também o hemitórax contralateral. No entanto quando se trata de um piotórax ou quilotórax pode ocorrer espessamento do mediastino pela reação inflamatória, impedindo o movimento de fluido (Alleman, 2003; Fossum, 2013).
A área deve ser preparada com assepsia. Geralmente, é usada uma agulha butterfly de 21G (Hawkins, 2014b) (em alternativa também se pode usar um cateter acoplado a um extensor), conectada a uma torneira de três vias e a uma seringa. O local apropriado para a toracocentese é escolhido com base no exame físico ou exames complementares (radiografia e ecografia),
Figura 6 - Imagem ecográfica de efusão pleural (F) e efusão pericárdica (P). Caso de uma gata Persa (Tsuky) diagnosticada com CMH. Fotografia gentilmente cedida pelo HVBV. P
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uma vez que se pode tratar de fluido unilateral ou compartimentado. No entanto, e se não houver indicação para o não o fazer, a toracocentese deve ser realizada no sexto, sétimo ou oitavo espaço intercostal, perto das junções costocondrais (Figura 7) (Fossum, 2013; Hawkins, 2014b; Tyler & Cowell, 1989). A agulha ou cateter são inseridos no espaço escolhido, próximo do bordo craneal da última costela (para evitar os vasos e nervos próximos do bordo caudal das costelas) e o líquido é aspirado (Fossum, 2013). Caso não se verifique saída de líquido, muda-se o local de punção ou a posição do animal. O reposicionamento da agulha pode levar à laceração de órgãos internos, pelo que o uso do cateter traz benefícios neste aspeto (Hawkins, 2014b) .
Apesar de ser raro, existe a possibilidade de ocorrerem complicações como pneumotórax causado pela laceração do pulmão, hemotórax e piotórax iatrogénico (Hawkins, 2014b).
1.8. Processamento da amostra
Uma parte do líquido obtido na toracocentese deve ser reservado para a realização de análises com o objetivo de determinar a etiologia da efusão.
Geralmente, cerca de 2-3 ml são guardados num tubo com ácido etilenodiamino tetra-acético (EDTA), refrigerado, para a contagem total de células nucleadas (CTCN) e análise citológica. Uma segunda porção num tubo seco que permite a quantificação de proteínas totais (PT) e análise de parâmetros bioquímicos (triglicerídeos, ureia, creatinina, entre outros) e outra parte num recipiente estéril, sem anticoagulante para o caso de ser necessária fazer cultura de microrganismos aeróbios ou anaeróbios (Alleman, 2003; Dempsey & Ewing, 2011). Pode optar-se ainda pela realização imediata de esfregaços diretamente do fluido obtido do tórax
Figura 7 - Local de realização da toracocentese. Caso de uma gata Persa (Kaká) diagnosticada com CMH. Fotografia gentilmente cedida pelo HVBV.
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(quatro a seis lâminas), uma vez que as características citológicas dos fluidos corporais se alteram rapidamente (Perman et al., 1974). Outros tubos específicos podem ser utilizados para a realização de testes como PCR (Dempsey & Ewing, 2011). Quando a quantidade de fluido é pequena para a realização de todos os testes, as amostras devem ser priorizadas de acordo com o volume disponível e a patologia suspeita (Dempsey & Ewing, 2011).
O EDTA, sendo um anticoagulante, previne a formação de coágulos que poderiam levar a uma diminuição na CTCN (Alleman, 2003). Alguns tubos de EDTA contêm um aditivo que induz o aumento de proteínas, levando a falsos resultados. A turbidez da efusão, devido à presença de detritos celulares ou hemólise, assim como a refrigeração da amostra podem levar à obtenção de falsos resultados na quantificação das PT, quando medidas no refratómetro. Para evitar estas situações é aconselhado fazer a mensuração à temperatura ambiente e, em amostras turvas, realizar inicialmente centrifugação das mesmas e fazer a medição utilizando o sobrenadante (Dempsey & Ewing, 2011).
Para além disso o EDTA ajuda a preservar a morfologia das células (Rizzi et al., 2007) e tem propriedades bacteriostáticas, portanto, a amostra deste tubo não deve ser utilizada na realização de cultura de microrganismos (Dempsey & Ewing, 2011).
Note-se que atrasos na realização dos testes podem influenciar os resultados: os níveis de glicose descem e os de lactato sobem, por exemplo (Dempsey & Ewing, 2011). A realização de culturas de microrganismos anaeróbios deve ser feita dentro de 24 horas após a colheita. (Dempsey & Ewing, 2011; Stillion & Letendre, 2015).
1.9. Avaliação laboratorial da efusão 1.9.1. Avaliação macroscópica
A avaliação macroscópica do líquido extraído é o primeiro exame realizado, no momento da colheita, e pode dar-nos desde logo uma ideia da sua origem e das análises que se devem seguir. No entanto, não é correto classificar o fluido somente pelo seu aspeto, apesar de muitas vezes ter uma aparência típica (Hawkins, 2014a).
O fluido deve ser avaliado quanto à cor e transparência. Normalmente líquidos sem cor a cor-de-palha são característicos de transudados (Dempsey & Ewing 2011), enquanto amarelos e vermelhos podem ser transudados modificados ou exsudados. Relativamente à transparência, os transudados são límpidos, os transudados modificados são levemente turvos e os exsudados tem já uma turvação moderada a severa (Tyler & Cowell, 1989).
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Amostras opacas brancas (de aspeto leitoso) e vermelhas são indicativas de efusão quilosa e hemorrágica, respetivamente (Dempsey & Ewing, 2011; Tyler & Cowell, 1989). Na Figura 8 estão representados exemplos característicos do aspeto macroscópico de vários tipos de efusões.
1.9.2. Concentração de proteínas totais (PT)
A quantificação das PT pode ser feita através de vários métodos, entre os quais a refratometria, a técnica do biureto, a técnica Bradford e a utilização de tiras de urina (Alleman, 2003). A amostra deve ser centrifugada, sendo o sobrenadante utilizado para a medição. Isto é particularmente importante nos fluidos mais turvos, uma vez que partículas em suspensão (lipoproteínas, colesterol, glucose e ureia por exemplo) podem resultar em valores de PT incorretos, neste caso elevados (Rizzi et al., 2007; Tyler & Cowell, 1989).
A refratometria é o método de eleição para a mensuração de PT nos fluidos corporais. Para tal, é usado um instrumento, o refratómetro portátil, que torna o procedimento relativamente barato, fácil e com resultados rápidos. Muitos destes aparelhos têm uma escala com limite inferior de 2,5 g/dl, no entanto, valores mais baixos de PT podem ser determinados com o auxílio de tabelas de conversão (George, 2001).
As tiras de urina são um teste semi-quantitativo e incluem a amostra num de dois grupos: PT com valores abaixo ou acima de 2,0 g/dl (Alleman 2003; Braun et al., 2001).
Outros métodos quantitativos podem ser utilizados, como o método do biureto e de Bradford. O primeiro mostra-se mais preciso que o segundo em amostras com elevadas concentrações de proteína (Braun et al., 2001), no entanto, alterações no reagente ou alterações nas condições de reação podem levar à obtenção de valores de PT discordantes com outros testes (George, 2001).
Figura 8 - Aspeto macroscópico de a) transudado b) transudado modificado c) exsudado séptico d) efusão quilosa e) efusão hemorrágica. Adaptado de Hawkins, 2014a.
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1.9.3. Contagem total de células nucleadas (CTCN)
A contagem de células nucleadas inclui neutrófilos, macrófagos, células mesoteliais assim como outras células nucleadas presentes no fluido (Tyler & Cowell, 1989). A contagem pode ser feita por diversos métodos, manuais ou automáticos, que incluem contagem através do esfregaço (valor aproximado), contagem manual com hemocitómetro e contagem de células automática (Alleman, 2003).
A CTCN realizada através de um esfregaço é muitas vezes imperfeita, no entanto, pode ser útil enquanto se aguarda por resultados de testes mais precisos. Só pode ser aplicada em amostras que não foram centrifugadas e a objetiva do microscópio deve permitir visualizar, no mesmo campo, uma a dez células. A fórmula de cálculo do número aproximado de células nucleadas é a seguinte:
𝐶𝑇𝐶𝑁 (𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠/ µ𝑙) = (𝑁ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑚é𝑑𝑖𝑜 𝑑𝑒 𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠 𝑒𝑚 10 𝑐𝑎𝑚𝑝𝑜𝑠) × (𝐴𝑚𝑝𝑙𝑖𝑎çã𝑜 𝑑𝑎 𝑜𝑏𝑗𝑒𝑡𝑖𝑣𝑎)2 (Alleman, 2003)
Outra forma de realizar a contagem é utilizando o hemocitómetro. Mais uma vez é um método propício a erros, uma vez comparado com os métodos automáticos. Nestes, é necessário ter em conta que amostras turvas, com detritos e aglomeração de células, podem também originar contagens incorretas (Alleman, 2003; Tyler & Cowell, 1989).
1.9.4. Provas bioquímicas e cultura de microrganismos
Por vezes está indicada a realização de provas bioquímicas, seja na clínica/hospital ou referenciadas para um laboratório externo. Dependendo da história clínica, aspeto macroscópico da efusão pode ser determinada a concentração de ureia, creatinina, colesterol, triglicerídeos, bilirrubina, albumina, entre outros (Dempsey & Ewing, 2011; Tyler & Cowell, 1989). A avaliação destes parâmetros pode ser útil para a confirmação do diagnóstico ou aumentar a suspeita relativamente a uma doença específica (Dempsey & Ewing, 2011). Na Tabela 5, seguem-se alguns exemplos de provas bioquímicas e testes específicos que podem ser realizados a partir de uma efusão.
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Tabela 5 - Diferentes testes de diagnóstico utilizados na avaliação de efusões. Adaptado de Dempsey & Ewing 2011; Epstein, 2014. CTCN: contagem total de células nucleadas; PCR: Polimerase Chain Reaction; FCoV: coronavírus felino; PARR: Polimerase Chain Reaction Antigen Receptor Rearrangements.
Tipo de efusão/Patologia Espécie Testes de diagnóstico
Exsudado séptico Cão e gato
CTCN > 13,000 células/µl;
Diferença entre a concentração de glucose no sangue e na efusão > 20 mg/ dl;
Diferença entre a concentração de lactato no sangue e na efusão < -1,5 mmol/dl;
Presença de bactérias intracelulares na citologia.
Peritonite Infeciosa Felina
(PIF) Gato
Teste Rivalta;
Anticorpos FCoV 1:1,600;
Concentração de gamaglobulinas na efusão > 1,0 g/dl; Rácio albumina-globulina da efusão < 0,9;
PT efusão > 8,0 g/dl; CTCN efusão;
Imunofluorescência de antigénios FCoV nos macrófagos da efusão;
PCR para FCoV.
Efusão Hemorrágica Cão e gato Hematócrito da efusão > 10%.
Efusão quilosa Cão e gato
Triglicéridos efusão > triglicerídeos soro; Colesterol efusão < colesterol soro;
Concentração de triglicéridos efusão > 100 mg/dl. Efusão associada a
Bartonella spp. Cão
Cultura em meio de crescimento para Bartonella alfa-proteobactéria seguida de PCR.
Efusão biliar Rácio bilirrubina efusão: soro > 1: 1.
Linfossarcoma Cão e gato PARR;
Citometria de fluxo.
Exceto nos casos em que os fluidos têm aparência de transudados, deve ser sempre colhido e reservado material para cultura de microrganismos. Em todo o caso, a realização da citologia e testes bioquímicos vão determinar se a cultura é necessária ou não. Esta análise deve ser feita o mais rápido possível após a colheita, caso contrário deve ser refrigerada (Perman et al., 1974). A partir de líquido guardado em recipientes estéreis pode ser feita cultura de bactérias aeróbias, anaeróbias, micoplasma e fungos (Dempsey & Ewing, 2011). Assim, determina-se o(s) microrganismo(s) patogénico(s) e institui-se ou adapta-se a terapia antimicrobiana baseada nos TSA (Stillion & Letendre, 2015) . Nos exsudados sépticos estão presentes normalmente microrganismos anaeróbios, porém, é comum encontrar-se mais que um tipo de bactéria. Existe
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a possibilidade de não crescerem microrganismos nas culturas do laboratório, apesar de serem evidentes na citologia, possivelmente devido à competição entre microrganismos ou mesmo ao efeito inibitório do próprio fluido, o que não exclui o diagnóstico de piotórax. Actinomyces e
Nocardia são microrganismos que usualmente não crescem nos meios de cultura de rotina
(Hawkins 2014c). A escolha incorreta do meio de cultura ou o facto de ter já sido iniciada uma terapia antimicrobiana justifica também o não crescimento de microorganismos nos meios de cultura.
1.9.5. Citologia
A citologia permite identificar o tipo de células predominantes no fluido, a presença de agentes infeciosos e de células neoplásicas, e por isso, constitui um método de diagnóstico importante, levando em muitos casos à descoberta da etiologia. É um procedimento relativamente barato, que se faz rápida e facilmente (Tyler & Cowell, 1989).
O esfregaço pode ser realizado diretamente do líquido recolhido, não ultrapassando um período de 30 minutos, de forma a evitar artefactos pelo envelhecimento da amostra (Skeldon & Dewhurst, 2014), no entanto também pode ser feito a partir da amostra conservada no tubo de EDTA (Dempsey & Ewing, 2011).
Podem ser feitos esfregaços diretos do fluido, se as amostras são turvas, caso contrário deve ser feita uma centrifugação (1000 a 1500 rpm durante 5 minutos), e o esfregaço feito a partir do sedimento ressuspendido em algumas gotas de sobrenadante (Dempsey & Ewing, 2011). A centrifugação está ainda indicada nos casos em que a contagem celular é inferior a 1000 células/µl (Alleman, 2003).
Neste mesmos casos, em que é necessário proceder a uma concentração celular porque a celularidade é baixa, e para ser mais fácil identificar as populações celulares predominantes, existem outras opções para além da centrifugação habitual, e com obtenção de melhores resultados. Podem ser usadas câmaras de sedimentação artesanais, feitas com material acessível a todos os laboratórios, ou citocentrífugas, que são aparelhos mais dispendiosos (Skeldon & Dewhurst, 2014). Neste último método, a concentração celular e o esfregaço são feitos simultaneamente, obtendo-se um esfregaço circular no centro da lâmina, em monocamada (Marcos & Santos, 2011). É importante relembrar que estimativas de contagens celulares não podem ser feitas a partir de amostras concentradas (Thompson & Rebar, 2016). Para além das técnicas mencionadas, existe ainda a possibilidade de centrifugar a amostra num tubo capilar numa centrífuga de microhematócrito. Esta técnica é particularmente importante nas efusões
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hemorrágicas ou serosanguinolentas, uma vez que se obtém a separação das células vermelhas das restantes células.
As características da amostra vão determinar qual a técnica a usar para obter o esfregaço, entre as quais estão: a técnica do “esfregaço em linha”, do esfregaço sanguíneo e técnica do esmagamento (“squash”).
Para amostras claras e translúcidas, com pouca celularidade, ou se não é possível fazer centrifugação ou outra forma de concentração celular, recomenda-se o uso da técnica de “esfregaço em linha” uma vez que esta concentra as células (Rizzi et al., 2007; Tyler & Cowell, 1989). Esta técnica consiste em colocar uma gota da amostra numa extremidade da lâmina, e com uma outra lâmina (“spreader”), ligeiramente inclinada (45°) na outra extremidade, faz-se deslizar na direção da gota. Quando a lâmina toca na amostra, faz-se deslizar novamente, na direção oposta, tal como num esfregaço sanguíneo (Figura 9). No entanto, o movimento é interrompido no final da lâmina, retirando-se verticalmente. Forma-se, assim, uma linha onde se encontram as células concentradas (Marcos & Santos, 2011; Rizzi et al., 2007).
Por outro lado, a técnica de esmagamento mostra ter também benefícios quando as amostras têm baixa celularidade. Para além disso, distribui uniformemente as células no esfregaço (Alleman, 2003). Nesta técnica uma gota de amostra é colocada na extremidade de uma lâmina e uma segunda lâmina (“spreader”) é colocada sobre a primeira, paralelamente. As lâminas são deslizadas continuamente uma sobre a outra, sem demasiada pressão, espalhando a amostra (Figura 10) (Alleman, 2003; Marcos & Santos, 2011).
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No que diz respeito a amostras com elevada celularidade (> 5000 células/µL), opacas ou turvas, a técnica de esfregaço sanguíneo é suficiente (Alleman, 2003).
Independentemente da técnica utilizada, o esfregaço deve secar ao ar e depois ser corado com uma coloração do tipo Romanowsky, como por exemplo o Diff-Quick® (Alleman, 2003). Na avaliação microscópica das efusões podem ser encontradas células nucleadas como leucócitos (neutrófilos, linfócitos, monócitos, eosinófilos e basófilos), células mesoteliais, macrófagos, plasmócitos e células tumorais. Os eritrócitos estão presentes na maioria das situações e em particular nas seguintes: hemorragia, contaminação com sangue periférico ou diapedese. As plaquetas, por sua vez, aparecem quando há hemorragias recentes (Tyler & Cowell, 1989).
As células mesoteliais (Figura 11) estão presentes em número variável em muitas efusões (Rizzi
et al., 2007). Qualquer tipo de efusão tem uma ação irritante sobre o mesotélio, resultando em
hiperplasia e, por vezes, descamação das células mesoteliais para o fluido (Alleman, 2003). São células grandes e redondas que podem estar isoladas ou em grupos (Tyler & Cowell, 1989). Normalmente possuem citoplasma moderado e um único núcleo, oval a redondo, no entanto, podem ser multinucleadas quando reativas (Alleman, 2003). As células mesoteliais reativas, particularmente no cão, podem apresentar alterações citoplasmáticas e nucleares que imitam critérios de malignidade e portanto não devem ser confundidas com células tumorais (Santos & Marcos, 2011).
Figura 10 – Representação da execução da técnica de esfregaço de esmagamento de amostras mucosas/líquidas.
