Luisa Bastos Domingos(1),
Amanda Bontempo(2)
Everaldo Antônio Lopes(3)
PANORAMA GERAL DA PODRIDÃO-BRANCA
A podridão-branca, causada pelo fungo Sclerotium cepivorum, é considerada a doença de solo mais importante para os cultivos comerciais de alho (Allium sativum L.) e cebola (Allium cepa L.). No Reino Unido e Canadá, as perdas em plantações de alho chegam a 65% (Entwistle, 1990; Earnshaw et al., 2000); enquanto no México e no Brasil perdas de até 100% já foram relatadas (Fuga et al., 2012).
Em áreas infestadas pode ocorrer redução considerável nos rendimentos dos agricultores e quatro anos sucessivos de infecção podem diminuir a produção para níveis totalmente não rentáveis. O risco do ressurgimento da doença em áreas previamente infestadas
1 Programa de Pós-Graduação em Produção Vegetal, Universidade Federal de Viçosa –
Campus de Rio Paranaíba, Rod. MG 230, Km 07, Caixa Postal 22, 38810-000, Rio Paranaíba, MG, Brasil. E-mail: luisa.domingos@ufv.br. (2)Programa de Pós-Graduação em Produção
Vegetal, Universidade Federal de Viçosa – Campus de Rio Paranaíba. E-mail: amanda. bontempo@ufv.br. (3)Programa de Pós-Graduação em Produção Vegetal, Universidade
requer métodos de controle rigorosos, complexos e caros. Assim, a busca por áreas não infestadas é cada vez maior, dando caráter de nomadismo às principais aliáceas suscetíveis ao patógeno (Brewster, 2008).
O fungo pode atacar desde a fase de emergência das plântulas, resultando na morte antes da colheita, até durante o armazenamento (Figura 1), causando deterioração dos bulbos (Entwistle, 1990). O sintoma inicial da doença é o amarelecimento e ‘dieback’ das folhas, seguido de morte das folhas afetadas. Devido à morte das raízes, as plantas infectadas são facilmente arrancadas do solo. O bulbo apresenta podridão-mole nos tecidos e crescimento micelial esbranquiçado na base da planta, progredindo para a produção de massas de pequenos escleródios pretos, dando aspecto enegrecido aos bulbos (Nunes; Kimati, 2004).
A doença é disseminada quando escleródios ou material infectado são transportados durante o cultivo, o que pode ocorrer por meio de implementos agrícolas e sapatos contendo solo infestado aderido, enxurrada ou água de irrigação capaz de carrear solo. A disseminação da doença pode ainda ocorrer de planta para planta em culturas mais adensadas, resultado do contato entre os bulbos ou raízes. O foco inicial no primeiro ano de cultivo pode ser pequeno; porém, aumenta rapidamente na lavoura pelo movimento de máquinas e implementos e com o uso de irrigação (Entwistle, 1990). O plantio em larga escala de alho e cebola ocorre principalmente em regiões com temperaturas sazonais entre 20ºC e 25ºC. Estas culturas são frequentemente cultivadas no inverno e com irrigação, de modo a permitir condições ótimas de temperatura e umidade para o desenvolvimento das plantas. Entretanto, a germinação dos escleródios e a infecção de S. cepivorum são favorecidas em ambientes úmidos e frios (Maude, 2006). O conhecimento sobre o patógeno e os possíveis métodos a serem adotados no manejo
da doença são fundamentais para evitar perdas no campo. Assim, pretende-se com esse capitulo abordar aspectos da biologia de S. cepivorum e discutir as principais estratégias recomendadas para o controle do fungo.
Figura 1. Formação de escleródios de Sclerotium cepivorum no interior do bulbo de alho, que seria utilizado como semente.
ETIOLOGIA, ECOLOGIA E EPIDEMIOLOGIA DA PODRIDÃO-BRANCA
A doença é causada pelo fungo filamentoso Sclerotium
cepivorum Berk. (Sinônimo: Stromatinia cepivora (Berk.) Whetzel,
1945), um ascomiceto pertencente à ordem Helotiales e família
Sclerotiniaceae (Kirk, et al., 2008), descrito na Inglaterra por
Berkeley em 1841, com capacidade de infectar apenas espécies do gênero Allium.
Este patógeno não possui estágio telial (sexual) reconhecido e, por isso, sua reprodução é realizada a partir da formação de micélio estéril e pela produção de numerosos e pequenos escleródios, que servem tanto como propágulos como inóculo (Couch & Kohn, 2000).
Escleródios são estruturas multicelulares de sobrevivência, resistente às condições adversas, formados por alguns fungos ¿ODPHQWRVRV H Ki XPD GLVWLQomR IXQGDPHQWDO HQWUH HVFOHUyGLRV produzidos por fungos patogênicos transportados pelo ar e os produzidos por fungos que infectam raízes (Chet & Henis, 1975), FDVR HVSHFt¿FR GH S. cepivorum. Escleródios do primeiro grupo são variáveis em tamanho e podem atingir diâmetro máximo de 2 FP(OHVFRVWXPDPSURGX]LUFRUSRVGHIUXWL¿FDomRFRPRDSRWpFLR (espécies de Sclerotinia) ou peritécios (espécies de Claviceps). Em contraste, escleródios de fungos que infectam o sistema radicular são menores que 0-2 mm de diâmetro, mais uniformes em tamanho, e possuem forma regular (Coley-Smith & Cooke, 1971).
Os escleródios formados por S. cepivorum são pequenos, de 200 a 600 µm de diâmetro (Scott, 1956; Maude, 2006), com formato esférico, e sua coloração varia de marrom à preta, de acordo com o estágio de formação (Figura 2). Possuem casca composta por inúmeras camadas de células pigmentadas e espessadas. Não possuem córtex, como outras espécies do gênero, apenas uma medula interna composta por hifas espessadas e preenchidas com géis de polissacarídeos e corpos proteicos (Backhouse & Stewart, 1987). A cor escura da casca é devido à presença de melanina, que auxilia na defesa contra o dessecamento (Willetts & Bullock, 1992).
Escleródios representam o inóculo primário para o desenvolvimento da doença e podem permanecer viáveis de 10 a 20 anos em condições de campo, sem a necessidade da presença do hospedeiro (Entwistle, 1990; Coventry et al., 2002). A porcentagem de sobrevivência e viabilidade dos escleródios irá variar de acordo com o tempo e a profundidade em que estiverem enterrados no solo.
Figura 2. Escleródios esféricos e pretos de Sclerotium cepivorum na superfície de bulbilho de alho.
Os escleródios de S. cepivorum possuem um mecanismo denominado de latência constitutiva, que pode variar de 1 até 3 meses (Coley-Smith, 1990). A latência é um período de repouso em que há interrupção do desenvolvimento de um organismo (Lucas, 1998). Uma vez que a latência constitutiva é superada, os escleródios podem estar sujeitos à latência exógena, imposta por fatores como microbiostase, temperatura, luz e aeração (Coley- Smith & Cooke, 1971).
A germinação dos escleródios ocorre de forma miceliogênica (Coley-Smith, 1979). O primeiro sinal da germinação é o aparecimento de uma protuberância na superfície do escleródio.
Logo, a casca se rompe e um ou mais ‘plugs’ grandes e densos de KLIDVVmRH[WHULRUL]DGRV$VKLIDVLQLFLDPRFUHVFLPHQWRHUDPL¿FDP se a partir de cada ‘plug’ radialmente, pela superfície das raízes do hospedeiro (Coley-Smith & Cooke, 1971).
O processo de germinação ocorre somente na presença de exsudatos radiculares das espécies do gênero Allium. Os exsudatos são constituídos por substâncias voláteis de sulfóxido de alquil e alquil-cisteína, que são metabolizados pela microbiota do solo, especialmente por bactérias presentes na rizosfera, para produzir compostos voláteis (sulfuretos e tióis alquil). Esses compostos ativam os escleródios latentes localizados a até 30 cm de distância (Figura 3) (Coley-Smith, 1987; Crowe & Hall, 1980; Crowe, 1995).
Adaptado de COLEY-SMITH, 1987, p. 165.
Figura 3.([VXGDWRVHVSHFt¿FRVGDVUDt]HVGHAllium spp. estimulam escleródios de Sclerotium cepivorum a germinar.
O escleródio germinado penetra nas raízes por meio do apressório, cresce intra e intercelularmente entre as células parenquimáticas, desintegrando as células do córtex e do tecido vascular. A maceração dos tecidos ocorre principalmente pela produção sequencial de enzimas que degradam a parede celular, principalmente através de endopoligalacturonases (EPGs) e pectinases. À medida que as hifas vão penetrando no tecido vegetal, há produção de ácido oxálico, que atua de forma sinérgica com as EPGs e quelatos de Ca2+, reduzindo o pH perto do ótimo de
funcionamento das enzimas, provocando a podridão característica do patógeno. O sistema enzima-ácido continua a degradar o tecido permitindo que o fungo penetre ainda mais e absorva os nutrientes liberados a partir dos tecidos vegetais. A temperatura e o pH ideais para o desenvolvimento do patógeno são de aproximadamente 15 °C e 6,1, respectivamente.
O patógeno coloniza rapidamente o sistema radicular. Em seguida, infecta o tecido dos bulbilhos, se estendendo para o exterior do tecido vegetal, na forma de micélio, que alcança raízes sadias localizadas ate 2 cm de distancia. Uma vez que o bulbo está infectado, a planta logo perde o vigor, as folhas amarelecem e murcham (Figura 4). O micélio branco formado no exterior dos bulbos irá produzir novos escleródios, resultando em novos ciclos de infecção (Maude, 2006).
Devido à longevidade dos escleródios dormentes no solo, campos infestados por S. cepivorum podem se tornar impróprios ao cultivo de Allium spp. por muitos anos.
Figura 4. Áreas cultivadas com alho (Allium sativum), infestadas com Sclerotium cepivorum e sintomas foliares de amarelecimento (A), seguido de murcha das plantas (B). A podridão-branca é uma doença monocíclica, com distribuição espacial agregada e disseminação passiva dos propágulos, principalmente por água de irrigação, movimento de maquinário e implementos agrícolas, animais e mesmo por ação humana (Crowe, 1995).
Existe alta correlação entre a densidade de escleródios no solo na ocasião do plantio, a incidência da podridão-branca em alho HDH¿FLrQFLDGRFRQWUROHDGRWDGR'HQVLGDGHVGH 30, 32-40, 42-60, 62-80 e mais de 80 escleródios por quilo de solo causaram incidências da doença em alho de 25, 31, 40, 46, 54, 60 e 69%, respectivamente (Trichelar, citado por Entwistle, 1986). Em outro estudo, as densidades de 1, 1-10, 10-100 e mais de 1000 escleródios por quilo de solo estiveram associadas com incidências de <10, 10-85, 85-100 e 100% da podridão nas culturas do alho
e cebola (Crowe et al., 1980). Assim, quanto maior a densidade do patógeno no solo, maiores serão as perdas e mais difícil será o controle.
MEDIDAS DE CONTROLE
2SULQFtSLRPDLVH¿FLHQWHGHFRQWUROHGDSRGULGmREUDQFDp a exclusão, evitando que o patógeno seja introduzido na área de cultivo, visto que sua erradicação é praticamente inviável em termos práticos. O uso de apenas um método de controle é usualmente LQH¿FD] VHQGR UHTXHULGR D LQWHJUDomR GH GLIHUHQWHV HVWUDWpJLDV como, por exemplo, controle químico, biológico, físico e cultural.
&21752/(&8/785$/()Ë6,&2
8PGRVPpWRGRVGHFRQWUROHPDLVH¿FLHQWHVFRQWUDDSRGULGmR branca é a limpeza de maquinários e implementos agrícolas, pois evita a disseminação dos escleródios para áreas ainda não contaminadas. Uma pequena porção de solo contendo escleródios pode dar origem a um foco da doença, que pode aumentar com o constante transito na área infestada em função das práticas agrícolas. O acompanhamento periódico de áreas cultivadas com plantas suscetíveis é importante para localizar possíveis focos da doença e isolar as áreas infestadas (reboleiras). O trânsito de máquinas, trabalhadores e o escorrimento de água de irrigação nessas áreas devem ser evitados, para conter a dispersão do patógeno.
Detectado o foco da doença, o manejo da área deve ser diferenciado em relação aos locais não infestados, sendo necessário adotar medidas para reduzir a população do fungo. A solarização do solo é um desses métodos. A técnica consiste em cobrir o solo LQIHVWDGRFRP¿OPHSOiVWLFRWUDQVSDUHQWHSULQFLSDOPHQWHGXUDQWHRV
períodos de maior radiação. A umidade do solo deve estar próxima da capacidade de campo. A energia solar passa pelo plástico e eleva a temperatura do solo entre 36 a 50 °C durante parte do dia, matando ou enfraquecendo propágulos de patógenos (Katan, 1981). Em locais quentes e com radiação solar elevada durante o dia, a viabilidade de escleródios de S. cepivorum pode ser reduzida em níveis superiores a 90% (Satour et al., 1989). Além do efeito nocivo direto do calor sobre o patógeno, parte da microbiota antagônica ao fungo é favorecida. Na Nova Zelândia, a solarização reduziu em 90% a população de S. cepivorum e favoreceu a colonização dos escleródios por espécies de Trichoderma, Aspergillus e quatro HVSpFLHVGHEDFWpULDVQmRLGHQWL¿FDGDV 0F/HDQHWDO 1R entanto, os elevados custos em revestir os campos infestados, a exigência de que o solo permaneça coberto com plástico por até 3 meses e a inviabilidade destas áreas com cultivos alternativos limita o uso da solarização apenas a pequenas áreas e regiões e épocas do ano onde o clima seja favorável (McLean et al., 2001).
A utilização de estimulantes de germinação também pode ser usada no manejo integrado da doença. A aplicação de substâncias no solo que mimetizem os compostos voláteis liberados pelas raízes de alho pode induzir a germinação de escleródios de S. cepivorum. Se tal aplicação ocorrer em condições favoráveis de temperatura (13-18 °C), umidade do solo (em torno da capacidade de campo) e na ausência de plantas hospedeiras, o fungo germinará, mas não encontrará hospedeiro para infectar, resultando em redução da viabilidade do escleródio ou mesmo a morte do propágulo. Isso porque as reservas do escleródio são usadas para germinar e o fungo QmRFRQVHJXHVREUHYLYHUFRPRVDSUy¿WD2SURGXWRDUWL¿FLDOPDLV comumente pesquisado e aplicado em alguns países para estimular a germinação de escleródios de S. cepivorum é o dialil dissulfeto - DADS (Stewart & McLean, 2007). Extratos de alho também podem
ser usados em substituição ao DADS, requerendo apenas ajustar IDWRUHVSDUDDXPHQWDUDH¿FLrQFLDGDSUiWLFDFRPRFRQFHQWUDomR de alho na calda, doses e números de aplicações.
2VHVWLPXODQWHVGHJHUPLQDomRVmRPDLVH¿FD]HVTXDQGRD temperatura do solo permanece entre 13 e 18 °C durante várias semanas. No entanto, escleródios em dormência constitutiva não UHVSRQGHP DR HVWtPXOR GH JHUPLQDomR R TXH UHGX] D H¿FLrQFLD GHVVDSUiWLFD &ROH\6PLWK 3DU¿WW
A solarização e a aplicação de indutores de germinação usualmente não são viáveis em áreas maiores, o que reforça a importância do produtor evitar a dispersão do fungo. No entanto, podem ser medidas úteis no manejo da doença em reboleiras pequenas, principalmente para reduzir a densidade do patógeno na ausência de plantas suscetíveis, durante pousio de verão (solarização) e de inverno (indutores de germinação).
&21752/(48Ë0,&2
A aplicação de fungicidas não controla a podridão-branca com RPHVPRQtYHOGHH¿FLrQFLDTXHRXWUDVGRHQoDVSULQFLSDOPHQWHVH considerarmos doenças de parte aérea. Com isso, o controle químico deve ser encarado como estratégia adicional de manejo da doença. Os primeiros produtos usados para o manejo da doença visavam principalmente a proteção das sementes e tinham benomyl, thiram e captan como ingredientes ativos (Zewide et al., 2007). Nos últimos anos, fungicidas do grupo dicarboximida passaram a ser usados no tratamento de sementes e em pulverizações foliares, principalmente a base de procimidona, iprodiona e vinclozolina (Fullerton & Stewart, 1991). No entanto, os resultados práticos da aplicação desses produtos são variáveis. Em alguns casos, a incidência da doença foi reduzida com o uso desses fungicidas,
enquanto em outros não houve controle (Fullerton & Stewart, 1991; Miñambres et al., 2010). Além dos fungicidas em geral não serem H¿FLHQWHVHPFRQGLo}HVGHHOHYDGDSUHVVmRGHLQRFXORSDUWHGD LQH¿FiFLD GRV SURGXWRV GR JUXSR GDV GLFDUER[LPLGDV RFRUUH SHOD degradação microbiana desses produtos no solo (Garcia-Cazorla & Xirau-Vayreda, 2005).
Fungicidas do grupo dos triazóis também são utilizados para o controle da doença (Fullerton et al., 1995; Zewide et al., 2007; Villalta et al., 2012), com aplicações direcionadas a base da planta HFRPH¿FLrQFLDVXSHULRUDVGLFDUER[LPLGDV 'XIIHWDO GH até 85% (Fullerton et al., 1995). Tebuconozale e triadimenol são as principais moléculas usadas (Villalta et al., 2012).
Atualmente, não existem produtos registrados para o controle da podridão-branca em cebola no Brasil e poucas moléculas estão registradas para a cultura do alho (MAPA, 2015). As substâncias registradas para o controle da doença no alho pertencem aos grupos químicos dicarboximida (iprodione – Rovral®; procimidone – Sialex®,
Sumilex® e Sumiguard®, todos recomendados para tratamento de
bulbilhos) e benzimidazol (tiofanato metílico – Metiltiofam® e Viper®,
recomendados para aplicação foliar). Algumas fungicidas registrados SDUDRXWUDVGRHQoDVGRDOKRFRPUHODWLYDH¿FLrQFLDGHPDQHMRGD doença na Austrália e na Nova Zelândia e que poderiam ser avaliadas no Brasil, são o tebuconazole, o triadimenol e a boscalida (Villalta et al., 2012).
A aplicação dos fungicidas direcionada a região da raiz é fundamental para otimizar a ação dos produtos. Após o plantio, pulverizações foliares seguidas de irrigação tem sido o método mais adequado para facilitar a chegada do ingrediente ativo até o sistema radicular das plantas. Se não forem dadas condições para o fungicida LQ¿OWUDU QR SHU¿O GR VROR R SURGXWR ¿FDUi DGHULGR DRV WHFLGRV foliares ou sobre a superfície do solo, reduzindo consideravelmente
DH¿FLrQFLDGRLQJUHGLHQWHDWLYRDSOLFDGR 3XQJ $OpPGLVVR D H¿FLrQFLD GHVVHV SURGXWRV GHSHQGH GD SUHVHQoD GH PLFpOLR GR patógeno, uma vez que a ação sobre os escleródios é limitada. É LPSRUWDQWHVDOLHQWDUTXHDH¿FiFLDGRVIXQJLFLGDVSDUDRFRQWUROHGH
S. cepivorum depende em grande parte da densidade de escleródios
presentes no solo. Assim, torna-se essencial o conhecimento do nível de inóculo no campo para o planejamento da frequência de aplicação dos fungicidas (Sánchez et al., 2002).
&21752/(%,2/Ï*,&2
Algumas espécies de fungos e bactérias são antagonistas de
S. cepivorum e também podem ser usados no manejo da doença
no campo (Clarkson et al., 2002; Mello et al., 2007). Fungos do gênero Trichoderma são capazes de atuar como agentes de controle GHYiULDV¿WRSDWyJHQRVLQFOXVLYHS. cepivorum (Figura 5). Esses IXQJRV LQLEHP ¿WRSDWyJHQRV SRU PHLR GH FRPSHWLomR SURGXomR de metabólitos secundários e hiperparasitismo de estruturas de resistência de patógenos, como, por exemplo, os escleródios. No Reino Unido, dois isolados de Trichoderma viride e um isolado de
T. pseudokoningii degradaram até 80% de escleródios de quatro
isolados de S. cepivorum em solo argiloso (Clarkson et al., 2004). No México, a cepa C4 de T. harzianum, aplicado na forma de farelo de trigo colonizado, no sulco antes do plantio (25 g m-1) atrasou
o aparecimento da doença por 40 dias em relação ao tratamento controle, fornecendo proteção temporária contra a podridão-branca do alho (Avila-Miranda et al., 2006). A aplicação de T. harzianum, T.
asperellum e T. ÀDYXVvia tratamento de sementes, também foram
H¿FLHQWHVQRPDQHMRGDGRHQoDHPFDPSR 0DKGL]DGHKQDUDJKLHW al., 2015).
Na UFV – Campus de Rio Paranaíba, dez isolados de
Trichoderma spp. (GF 424, GF 426, GF 420, GF 417-1, GF 425- 1,
GF 423, GF 39, GF 427-2, GF 371 e GF 337) foram selecionados quanto à capacidade de crescimento a 11 °C e, destes, cinco (GF 424, GF 420, GF 426, GF 417-1 e GF 425-1) colonizaram e reduziram a germinação de escleródios de S. cepivorum em laboratório. Em razão disso, tais isolados estão sendo avaliados em condição de campo, com o objetivo de desenvolver um biofungicida para o manejo da podridão-branca.
Figura 5. Colonização de bulbo de alho por Trichoderma sp. (micélio verde) infectado com Sclerotium cepivorum (micélio branco).
$ H¿FLrQFLD GRV DJHQWHV GH FRQWUROH ELROyJLFR WDPEpP p dependente da densidade do patógeno no solo (Stewart & McLean, 2007). Além disso, as condições ambientais podem afetar as a sobrevivência e a ação dos antagonistas. A aplicação conjunta com fungicidas também deve ser devidamente planejada, pois alguns agentes de controle biológico são sensíveis aos mesmos fungicidas que o patógeno. Por exemplo, o isolado T. harzianum C52, controla
S. cepivorum, mas é altamente sensível à tebuconazole, thiran
e mancozeb (Stewart & McLean, 2007). Assim, ao considerar a integração de medidas e a inclusão de agentes de biocontrole, torna-se importante saber o momento correto de aplicar o microrganismo EHQp¿FRHHYLWDUTXHHOHWHQKDVXDYLDELOLGDGHUHGX]LGD
0(/+25$0(172*(1e7,&2
Ate o momento, não se conhece nenhum cultivar de Allium spp. resistente a S. cepivorum. É possível que a resistência/suscetibilidade ao fungo esteja correlacionada com a quantidade de exsudatos radiculares voláteis liberados pelas raízes (Brix & Zinkernagel,1992). Alguns cultivares de aliáceas produzem níveis inferiores de compostos voláteis ou mesmo liberam exsudatos não estimulantes de escleródios, como sulfóxidos metilcisteína. Essas características poderiam ser exploradas no melhoramento. O tamanho das raízes também poderia afetar diretamente a incidência da doença, tanto por aumentar a probabilidade de contato com os escleródios, quanto pela propagação GDGRHQoDSODQWDDSODQWD %UL[ =LQNHUQDJHO ,VWRVLJQL¿FD que espécies de Allium com raízes menores e que explorem menor volume de solo possam estar sujeitas ao ataque do patógeno. No entanto, essa característica depende diretamente das condições ambientais, como disponibilidade de água e aeração do solo, e tais plantas não seriam muito produtivas (Brix & Zinkernagel, 1992).
CONSIDERAÇÕES FINAIS
A podridão-branca ameaça toda a cadeia produtiva de alho e cebola e ainda nenhum método de controle oferece proteção total contra a doença (Zewide et al., 2007). É de suma importância que os agricultores evitem introduzir o patógeno em áreas indenes e, para isso, usem materiais sadios e adotem a limpeza dos implementos como rotina operacional. As áreas infestadas devem ser isoladas e a densidade de inóculo nas áreas deve ser mensurada, para direcionamento das estratégias de manejo.
A integração de diversas medidas de controle é a melhor opção para minimizar o efeito da doença em áreas infestadas. Durante pousio de verão, recomenda-se a adoção de solarização, biofumigação com brássicas ou fumigação com produtos químicos, como, por exemplo, o metam sodium. Durante o pousio de inverno, a aplicação de indutores de germinação e agentes de controle biológico adaptados a temperaturas entre 13-18 °C ajudará a reduzir o inóculo do patógeno. Essas estratégias durante o pousio podem ser repetidas algumas vezes, até que a densidade do patógeno seja reduzida a níveis próximos de zero. Estudos epidemiológicos sobre níveis de dano no Brasil ainda precisam ser feitos, mas, de forma geral, o patógeno é capaz de causar doença mesmo sob condições de baixa densidade populacional no solo (Fuga et al., 2012; Villalta et al., 2012). No entanto, em áreas infestadas com poucos escleródios viáveis do fungo, é possível cultivar plantas suscetíveis e manejar a doença com a aplicação de fungicidas e agentes de controle biológico (Villalta et al., 2005). Assim, quanto maior for o esforço dos produtores em minimizar a densidade do patógeno, maior será a chance de conviver com a doença.
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