UNIVERSIDADE DE LISBOA
Faculdade de Medicina Veterinária
MICOBIOTA CUTÂNEA DE COELHO (Oryctolagus cuniculus)
E COBAIO (Cavia porcellus) DE COMPANHIA
RAQUEL MARIA MORGADINHO DE ABREU E SILVA
CONSTITUIÇÃO DO JÚRI
Doutor Virgílio da Silva Almeida
Doutora Sandra de Oliveira Tavares
de Sousa Jesus
Doutora Maria Manuela Castilho
Monteiro de Oliveira
ORIENTADOR
Doutora Maria Manuela Castilho
Monteiro de Oliveira
CO-ORIENTADOR
Mestre Ana Teresa Severino
Caldeira Reisinho
2019
LISBOA
UNIVERSIDADE DE LISBOA
Faculdade de Medicina Veterinária
MICOBIOTA CUTÂNEA DE COELHO (Oryctolagus cuniculus)
E COBAIO (Cavia porcellus) DE COMPANHIA
RAQUEL MARIA MORGADINHO DE ABREU E SILVA
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO INTEGRADO EM MEDICINA VETERINÁRIA
CONSTITUIÇÃO DO JÚRI
Doutor Virgílio da Silva Almeida
Doutora Sandra de Oliveira Tavares
de Sousa Jesus
Doutora Maria Manuela Castilho
Monteiro de Oliveira
ORIENTADOR
Doutora Maria Manuela Castilho
Monteiro de Oliveira
CO-ORIENTADOR
Mestre Ana Teresa Severino
Caldeira Reisinho
2019
LISBOA
– À minha família –
“you do not just wake up and become the butterfly - growth is a process”
i
Agradecimentos
Ao meu Pai e à minha Mãe, que desde sempre me transmitiram que com trabalho, dedicação e preserverança conseguimos atingir todos os nossos objetivos.
Às minhas irmãs Filipa e Paula, por acreditarem nas minhas capacidades e por me inspirarem a ultrapassar as dificuldades sem desistir.
À minha avó Mimi, por todo o carinho e alegria que sempre me transmite.
A toda a minha família, por ser um pilar essencial na minha vida – sem ela nada faria sentido! À Prof.ª Manuela Oliveira, por ter aceitado orientar o meu estágio e dissertação, pela oportunidade, disponibilidade, conhecimento, tranquilidade e, acima de tudo, boa disposição que sempre me transmitiu ao longo do estágio.
À Dr.ª Ana Reisinho, por ter aceitado co-orientar o meu estágio, pelos ensinamentos e comentários sensatos, por ser uma excelente médica veterinária e por perseguir sempre o conhecimento, um aspeto para mim fundamental num médico veterinário.
Ao CIISA, por ter proporcionado todas as condições que tornaram possível o meu estágio laboratorial.
A todos os médicos e enfermeiros veterinários do Hospital Escolar Veterinário da Faculdade de Medicina Veterinária, por tantos ensinamentos, pela paciência, pelos momentos de alegria e por me terem transmitido tantas competências, nomeadamente o estabelecimento de relações profissionais e o trabalho em equipa.
Ao Dr. Ferran, Dr. Jorgi, Dr.ª Montse e Dr.ª Carina pela oportunidade que me concederam em estagiar em Barcelona, pela permissão da recolha de casuística na sua clínica e por todos os ensinamentos preciosos que me transmitiram.
Ao Prof. Tiago e Soraia, pela amabilidade e disponibilidade para me ajudar com a análise estatística.
A todos os colegas do departamento de Microbiologia, especialmente Eva e Miguel, pela sua paciência, ajuda e carinho – sem eles a vida de laboratório teria sido muito mais solitária. À D. Anabela, pelo apoio incondicional no laboratório de Micologia.
Aos meus amigos de faculdade, especialmente Mariana Roque, Beatriz Galrinho, Mariana Estevens, Filipa Vitória, António Camarão, Pedro Santos, Diogo Vieira, Diogo Mendes e Pedro Ruivo – sem eles este curso não teria sido o mesmo!
Por último, mas não menos importante, ao Tiago, a pessoa que acompanhou mais proximamente o meu percurso, que tanto me apoiou e que me mostrou que a palavra “desistir” não existe!
iii
Resumo
O coelho e o cobaio são cada vez mais frequentes como animais de companhia. Entre as infeções zoonóticas que podem existir nestas espécies destaca-se a dermatofitose, e o coelho e cobaio já foram referenciados como possíveis portadores assintomáticos de dermatófitos. Os objetivos deste estudo incluíram a caracterização da micobiota cutânea destas espécies; determinação da frequência de fungos dermatófitos em coelhos e cobaios com e sem lesões cutâneas, nas áreas de Barcelona e Lisboa; avaliação da relação entre os resultados das culturas micológicas e diversas variáveis relacionadas com a caracterização e maneio dos animais; comparação entre dois meios de cultura utilizados para diagnóstico micológico, o meio Sabouraud Chloramphenicol Agar (SCA) e o meio Dermatophyte Test Medium (DTM); por último, comparação entre dois métodos de colheita de amostra para análise micológica – arrancamento de pelos e escovagem do animal (método de Mackenzie).
Foram recolhidas 118 amostras de pelo e pele de coelhos e cobaios através de arrancamento de pelos e recolha de escamas em lesões (quando existentes) ou ao longo do corpo do animal e 51 amostras através de escovagem. As amostras foram semeadas nos meios referidos, incubadas e observadas diariamente. Por fim, as espécies fúngicas foram identificadas por observação da morfologia macro e microscópica das colónias. Foi realizado um questionário aos tutores em Lisboa para recolher informação relativa ao maneio dos animais.
Não foram identificados fungos dermatófitos a partir das amostras; no entanto, foram isolados maioritariamente fungos saprófitas, semelhantes aos encontrados na pele e pelo de outros animais, nomeadamente Aspergillus, Penicillium e Scopulariopsis, muito frequentes no ambiente, tendo sido já reportados como responsáveis por infeções micóticas em humanos e animais. A análise estatística permitiu evidenciar que as variáveis “espécie”, “idade” e “medicação” são significativas em relação à variação da variável “positividade na cultura micológica”, enquanto a “idade”, “acesso ao exterior” e “medicação” são significativas em relação à variação da variável “número de espécies fúngicas isoladas” a partir das amostras. Concluiu-se que existe maior probabilidade de obtenção de uma cultura positiva e de um maior número de espécies fúngicas por amostra se estas forem semeadas em meio SCA do que em DTM; no entanto, apesar de o DTM ser um meio desenvolvido com o objetivo de permitir um diagnóstico fácil de dermatófitos pela ocorrência de alteração da cor do meio, neste estudo houve outras espécies fúngicas que também promoveram esta alteração. Por fim, concluiu-se que com a aplicação do método de Mackenzie há maior probabilidade de concluiu-se isolar mais espécies fúngicas do que através do método de arrancamento, mas não foi possível concluir se havia animais portadores de dermatófitos apenas diagnosticados após sementeira das amostras obtidas pelo método de Mackenzie pois não se obtiveram resultados positivos. Assim, propõe-se a realização de um estudo comparativo entre estes métodos de colheita baseado num maior número de amostras, incluindo resultados positivos a dermatófitos. Palavras-chave: coelho, cobaio, fungos, dermatófitos, saprófitas, micose, zoonose.
v
Abstract
Nowadays, rabbits and guinea pigs are frequently adopted as companion animals. Among the zoonotic infections that can affect these species dermatophytosis is the most frequent, and rabbits and guinea pigs have already been referred as possible asymptomatic carriers of dermatophytes.
The goals of this study included the characterization of the cutaneous mycobiota of these species; determination of the frequency of dermatophytes in rabbits and guinea pigs from Barcelona and Lisbon, including animals with and without cutaneous lesions; evaluation of the relationship between the results from mycological cultures and several variables related to the characterization and management of these animals; comparison between two culture media used for mycological diagnosis, Sabouraud Chloramphenicol Agar (SCA) and Dermatophyte Test Medium (DTM); finally, comparison between two methods for sample collection for mycological analysis – hair pulling and animal brushing (Mackenzie’s technique).
Samples included 118 hair and skin samples, collected from rabbits and guinea pigs by pulling hairs surounding lesions and collecting scales (if present) or along the body of the animal and also 51 hair samples collected using the Mackenzie’s technique. Samples were inoculated in the referred culture media, incubated and observed daily. Finally, fungal species were identified by observing the macro and microscopic morphology of the colonies. A questionnaire was provided to the tutors of animals in Lisbon, to collect information on animal husbandry. No dermatophyte fungi were identified from any of the samples under study; however, saprophytic fungi, similar to those found on the skin and hair of other animals, such as
Aspergillus, Penicillium and Scopulariopsis, were mainly isolated; these fungi have already
been reported as responsible for mycotic infections in humans and animals. The statistical analysis showed that the variables "species", "age" and "medication" are significant in the explanation of the variation of the "positivity in the mycological culture", while "age", "outdoor access" and "medication" are significant in the explanation of the variation of the "number of isolated fungal species" from the samples. It was also concluded that there was a higher probability of obtaining a positive culture and a larger number of fungal species per sample if they were inoculated in SCA medium than in DTM; however, although DTM is a medium developed with the goal of allowing an early diagnosis of dermatophytes by observing the changes in the color of the medium, in this study there were other fungal species that also promoted this change. Finally, it was possible to conclude that Mackenzie’s technique allows the isolation of a higher number of fungal species than the pulling method; however, it was not possible to conclude if this technique is associated with a more frequent dermatophytosis diagnostic since no positive results were obtained. Thus, a comparative study between these collection methods based on a larger number of samples is proposed, in order to include positive results for dermatophytes.
vii
Índice
Agradecimentos ... i Resumo ... iii Abstract ... v Índice ... vii Índice de Gráficos ... x Índice de Figuras ... x Índice de Tabelas ... xiLista de Siglas ... xiii
Parte I – Relatório de estágio ... 1
1. Actividades desenvolvidas no período de estágio ... 1
1.1. Zoològic Veterinaris ... 1
1.2. Hospital Escolar Veterinário da Faculdade de Medicina Veterinária ... 1
1.3. Laboratório de Micologia da FMV-ULisboa ... 6
Parte II – Revisão bibliográfica ... 7
2. Coelho e cobaio como animais de companhia ... 7
3. Dermatologia do coelho e do cobaio ... 8
3.1. Particularidades fisiológicas cutâneas no coelho e cobaio ... 8
3.1.1. Espessura da pele ... 8
3.1.2. Pelagem ... 8
3.1.3. Almofadinhas plantares ... 10
3.1.4. Garras ... 11
3.1.5. Glândulas sebáceas ... 11
3.2. Afeções dermatológicas do coelho e do cobaio ... 12
3.2.1. Abordagem ao diagnóstico dermatológico ... 12
3.3. Impacto do maneio na saúde dermatológica do coelho e cobaio ... 13
4. Infeções micóticas no coelho e no cobaio ... 15
4.1. Introdução à micologia veterinária ... 15
4.2. Características gerais dos fungos ... 15
4.2.1. Morfologia ... 15 4.2.1.1. Fungos filamentosos ... 16 4.2.1.2. Fungos leveduriformes... 17 4.2.2. Nutrição e metabolismo ... 18 4.2.3. Taxonomia ... 19 4.2.4. Reprodução ... 19 4.2.4.1. Reprodução assexuada ... 20 4.2.4.1.1. Fissão ... 20 4.2.3.1.2. Gemulação ... 20
4.2.3.1.3. Fragmentação das hifas ... 21
4.2.4.1.4. Formação de esporos ... 21 4.2.4.2. Reprodução sexuada ... 23 4.3. Infeções micóticas ... 23 4.3.1. Classificação ... 24 4.3.2. Diagnóstico ... 25 4.3.2.1. Recolha de amostras ... 25
4.3.2.2. Exame microscópico direto ... 25
4.3.2.3. Cultura fúngica ... 26
4.4. Infeções cutâneas ... 27
4.4.1. Dermatofitoses ... 27
4.4.1.1. Dermatofitoses no coelho ... 28
4.4.1.2. Dermatofitoses no cobaio ... 29
4.4.1.3. Diagnóstico das dermatofitoses ... 29
4.4.1.3.1. Diagnósticos diferenciais ... 29
4.4.1.3.2. Exame com lâmpada de Wood ... 32
4.4.1.3.3. Exames laboratoriais ... 33
viii 4.4.1.4. Tratamento e prognóstico ... 36 4.4.1.4.1. Tratamento do animal ... 36 4.4.1.4.2. Tratamento ambiental ... 37 4.4.1.5. Prevenção ... 38 4.4.2. Dermatomicoses ... 39 4.4.2.1. Aspergilose ... 39 4.4.2.2. Malasseziose ... 39 4.4.2.3 Candidíase ... 40 4.4.2.4. Criptococose ... 40
4.4.2.5. Outras espécies fúngicas ... 40
Parte III – Estudo ... 41
5. Objetivos do estudo ... 41 6. Materiais e métodos ... 42 6.1. Critérios de inclusão... 42 6.2. Colheita de amostras ... 42 6.3. Questionário ... 42 6.4. Processamento de amostras ... 43 6.4.1. Cultura ... 43 6.4.1.1. Meios de cultura ... 43
6.4.1.2. Inoculação dos meios de cultura ... 43
6.5. Identificação fúngica ... 44 6.5.1. Condições de crescimento ... 44 6.5.2. Morfologia macroscópica ... 44 6.5.3. Morfologia microscópica ... 45 6.5.3.1. Preparação microscópica ... 45 6.6. Análise estatística ... 45 7. Resultados e discussão ... 47 7.1. Caracterização da amostra ... 47 7.2. Espécies isoladas ... 49 7.2.1. Fungos filamentosos ... 50 7.2.1.1. Alternaria sp. ... 50 7.2.1.2. Aspergillus spp. ... 51 7.2.1.3. Chaetomium sp. ... 52 7.2.1.4. Cladosporium sp. ... 52 7.2.1.5. Mucor spp. ... 53 7.2.1.6. Penicillium spp. ... 54 7.2.1.7. Phoma sp. ... 54 7.2.1.8. Rhizopus sp. ... 54 7.2.1.9. Scopulariopsis spp. ... 55
7.2.1.10. Fungos filamentosos não identificados ... 56
7.2.2. Fungos leveduriformes ... 57
7.2.2.1. Candida sp. ... 57
7.2.2.2. Rhodotorula sp. ... 58
7.2.3. Avaliação integrativa ... 58
7.3. Análise da significância das variáveis independentes ... 61
7.3.1. Local ... 61
7.3.2. Espécie ... 62
7.3.3. Género ... 63
7.3.4. Idade ... 64
7.3.5. Proveniência ... 65
7.3.6. Doença dentária adquirida ... 66
7.3.7. Contacto com outros animais ... 67
7.3.8. Higiene ... 69
7.3.9. Acesso ao exterior ... 70
7.3.10. Substrato da jaula ... 71
7.3.11. Alimento ... 73
ix
7.4. Comparação entre meios de cultura ... 76
7.5. Comparação entre métodos de colheita ... 80
8. Conclusão ... 84 Bibliografia ... 86 Anexos... 98 1. Casuística ... 98 1.1. Clínica médica ... 98 1.2. Medicina preventiva ... 100 1.3. Clínica cirúrgica ... 100 1.4. Imagiologia ... 101 2. Taxonomia ... 103 3. Questionário ... 104
4. Espécies fúngicas reportadas na pele e pelo de diversas espécies animais ... 106
5. Descrição das espécies fúngicas isoladas... 107
6. Resultados da análise de regressão... 117
x
Índice de Gráficos
Gráfico 1 – Distribuição das horas de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por serviço ... 2 Gráfico 2 – Proporção de espécies observadas em consulta e Frequência Relativa (FR) das espécies de animais exóticos observadas no HEV da FMV-ULisboa ... 3 Gráfico 3 – Caracterização da amostra relativamente à espécie e ao local de recolha das amostras biológicas ... 47 Gráfico 4 – Distribuição de idades dos animais amostrados ... 48 Gráfico 5 – Frequência Relativa (FR) do motivo primário de consulta dos animais amostrados ... 48 Gráfico 6 – Achados dermatológicos em consulta de medicina preventiva ou consulta por problema noutro sistema, expressos em valor absoluto e em percentagem (n=18) ... 49 Gráfico 7 – Frequência Relativa (FR) (%) do número de espécies fúngicas isoladas nas culturas positivas de acordo com o meio de cultura ... 76 Gráfico 8 – Frequência Relativa (FR) do número de espécies fúngicas isoladas nas culturas positivas de acordo com o método de colheita ... 81
Índice de Figuras
Figura 1 – Esquema da pele do coelho e cobaio, semelhante à dos outros mamíferos (adaptado de National Cancer Institute, 2001): a – Epiderme, b – Derme, c – Hipoderme; 1 – Glândula sebácea, 2 – Haste do pelo, 3 – Folículo do pelo, 4 – Vasos sanguíneos ... 8 Figura 2 – Zonas de alopécia ou hipotricose fisiológicas no coelho: a) Área inguinal – nesta zona localizam-se glândulas sebáceas; b) Zona posterior do pescoço (Originais) ... 10 Figura 3 – Zonas de alopécia ou hipotricose fisiológicas no cobaio: a) Entre o nariz e os lábios e ao redor dos lábios; b) Parte externa dos pavilhões auriculares (1) e atrás das orelhas (2) (Originais) ... 10 Figura 4 – Extremidades do coelho e cobaio: a) O coelho possui pelo a cobrir os dígitos e metatarsos; b) O cobaio possui almofadinhas plantares suaves desprovidas de pelo (Fotografia cedida por Mafalda Paixão) ... 11 Figura 5 – Glândula sebácea acima da cauda no cobaio (Fotografia cedida por Mafalda Paixão) ... 11 Figura 6 – Preparação microscópica de fungos com diferentes pigmentos: a) Fungo dematiáceo, com pigmentos melânicos; b) Fungo hialino, sem pigmentos melânicos, corado com azul de Lactofenol (Originais) ... 16 Figura 7 – Preparações microscópicas de fungos filamentosos onde se podem observar alguns elementos fúngicos: a) Micélio (porção vegetativa onde se visualizam apenas hifas); b) Rizóide (estrutura típica de algumas espécies fúngicas da ordem Mucorales) (Originais) 16 Figura 8 – Diferentes tipos de hifas: a) Hifa septada; b) Hifa asseptada (Originais) ... 17 Figura 9 – Preparações microscópicas de fungos leveduriformes: a) Leveduras em ... 18 Figura 10 – Esquema representativo da multiplicação fúngica por fissão (Original) ... 20 Figura 11 – Multiplicação por gemulação: a) Esquema representativo do processo de gemulação; b) Pseudo-hifas (Originais) ... 21 Figura 12 – Esquema representativo da fragmentação das hifas (Original)... 21 Figura 13 – Esporângio ruturado a libertar esporos (Original) ... 22 Figura 14 – Esquema representativo da formação de artrosporos: 1 – Hifas; 2 – Artrosporo (Original) ... 22 Figura 15 – Clamidosporo (Original)... 23 Figura 16 – Lesões de dermatofitose em coelhos: a) Lesão no pavilhão auricular (Hoppmann & Barron, 2007a); b) Lesão no chanfro (Dey, Rahman, Rimu, Dutta & Sayeed, 2016) ... 29 Figura 17 – Lesão de dermatofitose no cobaio (Bio Agens Research and Development, n.d.) ... 29 Figura 18 – Alteração da cor do meio DTM após incubação de uma amostra de pelo de coelho: a) Superfície e reverso da cultura após 8 dias de incubação;
xi
Figura 19 – Morfologia macroscópica de Alternaria sp. em SCA após 16 dias de incubação: a) Superfície da cultura (seta); b) Reverso da cultura (seta) (Originais) ... 107 Figura 20 – Morfologia microscópica de Alternaria sp.: a) 1 – Hifas septadas; 2 – Conidióforo ramificado; b) Poroconídio (Originais) ... 107 Figura 21 – Morfologia macroscópica de Aspergillus spp. (superfície e reverso: a) Cultura em SCA após 16 dias de incubação; b) Cultura em DTM após 13 dias de incubação (Originais) ... 108 Figura 22 – Morfologia microscópica de Aspergillus spp.: a) Estrutura reprodutora – vesícula com fiálides e conídios; b) Conidióforo longo (seta); c) Conídios rugosos numa espécie de Aspergillus; d) Estruturas visualizadas aquando da reprodução sexuada: d1 – Células de Hülle em Emericella nidulans, a forma telemorfa de Aspergillus nidulans; d2 – Cleistotécias (Originais) ... 108 Figura 23 – Morfologia macroscópica de Chaetomium sp. em SCA após 16 dias de incubação: a) Superfície da cultura (seta); b) Reverso da cultura (seta) (Originais) ... 109 Figura 24 – Morfologia microscópica de Chaetomium sp.: 1 – Peritécio; 2 – Pelos a cobrir o peritécio (Originais) ... 109 Figura 25 – Morfologia macroscópica de Cladosporium sp. em SCA após 16 dias de incubação: a) Superfície da cultura; b) Reverso da cultura (Originais) ... 110 Figura 26 – Morfologia microscópica de Cladosporium sp.: a) Hifa dematiácea septada (1) com conidióforo (2) dematiáceo; b) Cadeias de conídios dematiáceos (Originais) ... 110 Figura 27 – Morfologia macroscópica de Mucor sp. em SCA após 8 dias de incubação: a) Superfície da cultura; b) Reverso da cultura (Originais) ... 111 Figura 28 – Morfologia microscópica de Mucor sp.: 1 – Hifa asseptada; 2 – Esporângio; 3 – Columela (Originais) ... 111 Figura 29 – Morfologia macroscópica de Penicillium spp. em SCA (superfície e reverso): a) Cultura após 20 dias de incubação; b) Cultura após 21 dias de incubação (Originais) .. 112 Figura 30 – Morfologia microscópica de Penicillium sp.: 1 – Conidióforo; 2 – Fiálide; 3 – Cadeia de conídios (Originais) ... 112 Figura 31 – Morfologia macroscópica de Phoma sp. em SCA após 16 dias de incubação: a) Superfície da cultura; b) Reverso da cultura (Originais) ... 113 Figura 32 – Morfologia microscópica de Phoma sp.: a) Picnídio; b) Clamidosporos (Originais) ... 113 Figura 33 – Morfologia macroscópica de Rhizopus sp. em SCA após 5 dias de incubação: a) Superfície da cultura; b) Reverso da cultura (Originais) ... 114 Figura 34 – Morfologia microscópica de Rhizopus sp.: 1 – Esporângio; 2 – Columela; 3 – Esporangiosporos (Originais) ... 114 Figura 35 – Morfologia macroscópica de Scopulariopsis sp. em SCA após 6 dias de incubação: a) Superfície da cultura; b) Reverso da cultura (Originais) ... 115 Figura 36 – Morfologia microscópica de Scopulariopsis sp.: a) Anelóforo (seta); b) Cadeia de aneloconídios; c) Aneloconídio espiculado (Originais) ... 115 Figura 37 – Morfologia macroscópica de Candida sp. em SCA após 8 dias de incubação: a) Superfície da cultura (seta); b) Reverso da cultura (seta) (Originais) ... 116 Figura 38 – Morfologia macroscópica de Rhodotorula sp. em SCA após 6 dias de incubação (seta): a) Superfície da cultura; b) Reverso da cultura (Originais) ... 116
Índice de Tabelas
Tabela 1 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das consultas assistidas em medicina geral, por área médica ... 2 Tabela 2 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das cirurgias assistidas durante o período de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por áreas cirúrgias ... 4 Tabela 3 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das atividades desenvolvidas na área da imagiologia durante o período de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por tipo de exame ... 5 Tabela 4 – Abordagem sistemática para diagnóstico de um problema dermatológico em coelho e cobaio (Meredith, 2006; Scarff, 2008; Mitchell, 2009; Hawkins & Bishop, 2012) .... 13
xii
Tabela 5 – Tipos de infeção micótica em animais de acordo com o local de infeção (Fisher & Cook, 1998; Songer e Post, 2005; Quinn et al., 2011) ... 24 Tabela 6 – Classificação dos fungos relativamente à taxa de crescimento (adaptado de Fisher & Cook, 1998) ... 26 Tabela 7 – Classificação dos dermatófitos isolados de animais domésticos baseada na preferência de hospedeiro e habitat natural (Songer & Post, 2005) ... 27 Tabela 8 – Lesões causadas pelos principais ectoparasitas do coelho e do cobaio e respetiva localização (Harvey, 1995; Hawkins & Bishop, 2012; Miller et al., 2013) ... 31 Tabela 9 – Causas responsáveis por falsos-negativos e falsos-positivos após exame Lâmpada de Wood (Asawanonda & Taylor, 1999; Meredith, 2006; Vaden et al., 2009) ... 32 Tabela 10 – Morfologia macro e microscópia de M. canis e T. mentagrophytes (Fisher & Cook, 1998; Vaden et al., 2009; Miller et al., 2013) ... 34 Tabela 11 – Tratamentos mais frequentes para a dermatofitose em coelho e cobaio ... 37 Tabela 12 – Composição dos meios Sabouraud Chloramphenicol Agar e Dermatophyte Test
Medium e funções dos seus componentes (HiMedia Laboratories; Taplin et al., 1969) ... 43
Tabela 13 – Número de culturas realizadas de acordo com método de colheita, o meio de cultura e na totalidade ... 44 Tabela 14 – Apresentação das variáveis utilizadas nos modelos de regressão ... 46 Tabela 15 – Descrição da população em estudo quanto à espécie, género e idade (FA – Frequência Absoluta; FR – Frequência Relativa) ... 48 Tabela 16 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das lesões ou doenças cutâneas dos animais apresentados em consulta ... 49 Tabela 17 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das diferentes espécies fúngicas isoladas a partir das amostras biológicas colhidas durante os períodos de estágio na clínica Zoològic Veterinaris, em Barcelona, no HEV da FMV-ULisboa e no total ... 49 Tabela 18 – Símbolos utilizados para ilustrar a relação entre as variáveis e o respetivo grau de significância ... 61 Tabela 19 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias da variável “local” ... 61 Tabela 20 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias da variável “espécie” .. 62 Tabela 21 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias da variável “género”, no total e por espécie ... 63 Tabela 22 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias da variável “proveniência” ... 65 Tabela 23 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias da variável “doença dentária adquirida” ... 66 Tabela 24 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias da variável “contacto com outros animais” ... 67 Tabela 25 – Espécies mais frequentes de dermatófitos zoofílicos e respetivos animais portadores (adaptado de Viguié-Vallanet e Paugam, 2009) ... 69 Tabela 26 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias das variáveis “banho” e “produto”, no total e por espécie ... 69 Tabela 27 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias da variável “acesso ao exterior” ... 70 Tabela 28 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias das variáveis “substrato” e “origem do substrato” ... 71 Tabela 29 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias das variáveis “alimento”, “ração” e “origem do alimento” ... 73 Tabela 30 – Frequência Relativa (FR) de cada uma das categorias da variável “medicação” ... 74 Tabela 31 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) do número de culturas negativas e positivas de acordo com o método de colheita e dos falsos-positivos ... 76 Tabela 32 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das diferentes espécies fúngicas nos diferentes meios de cultura e da alteração da cor do meio relativamente a cada espécie fúngica ... 77 Tabela 33 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) do número de culturas negativas e positivas de acordo com o método de colheita ... 80
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Tabela 34 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) dos casos observados em clínica médica durante o período de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por área médica, por diagnóstico e por espécie ... 98 Tabela 35 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) dos actos médicos em medicina preventiva durante o período de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por espécie 100 Tabela 36 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das cirurgias em que a estudante participou durante o período de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por área cirúrgica, por intervenção cirúrgica e por espécie ... 100 Tabela 37 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) dos exames imagiológicos em que a estudante participou durante o estágio no HEV da FMV-ULisboa, por tipo de exame e por espécie ... 101 Tabela 38 – Taxonomia das espécies fúngicas com maior relevância em medicina veterinária (Samanta, 2015) ... 103 Tabela 39 – Apresentação das fontes bibliográficas em que as espécies fúngicas encontradas neste estudo já foram isoladas a partir da pele e pelo tanto nas espécies em estudo, coelho e cobaio, como noutras espécies animais (Legenda: Co – Coelho; Cb – Cobaio; C – Cão; G – Gato; O – Outro) ... 106 Tabela 40 – Descrição da morfologia macro e microscópica das espécies de fungos filamentosos isoladas em cultura ... 107 Tabela 41 –Descrição da morfologia macro e microscópica das espécies de fungos leveduriformes isoladas em cultura ... 116 Tabela 42 – Resultados da análise de regressão entre a variável dependente “positividade na cultura micológica” e as variáveis independentes consideradas ... 117 Tabela 43 – Resultados da análise de regressão entre a variável dependente “número de espécies fúngicas” e as variáveis independentes consideradas ... 118
Lista de Siglas
DNA – DeoxyriboNucleic Acid DTM – Dermatophyte Test Medium
FMV-ULisboa – Faculdade de Medicina Veterinária da Universidade de Lisboa GMS – Grocott's Methenamine Silver
HEV – Hospital Escolar Veterinário ITS – Internal Transcribed Spacer KOH – Hidróxido de Potássio
MIMV – Mestrado Integrado em Medicina Veterinária PAAF – Punção Aspirativa com Agulha Fina
PAS – Periodic Acid-Schiff
PCR – Polymerase Chain Reaction PDA – Potato Dextrose Agar
RFLP – Restriction Fragment Length Polymorphism SA – Sabouraud Agar
SCA – Sabouraud Chloranfenicol Agar SDA – Sabouraud Dextrose Agar TC – Tomografia Computorizada
UIDI – Unidade de Isolamento para Doenças Infeciosas VIH – Vírus da Imunodeficiência Humana
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Parte I – Relatório de estágio
1. Actividades desenvolvidas no período de estágio
O período de estágio final do Mestrado Integrado em Medicina Veterinária (MIMV) decorreu entre 25 de setembro de 2017 e 10 de agosto de 2018, perfazendo um total de aproximadamente 1700 horas de trabalho. Foi dividido em três componentes práticas. Primeiramente a estudante realizou um estágio não curricular na clínica Zoològic Veterinaris em Barcelona, de 25 de setembro a 26 de janeiro. Este estágio é referido pois foi durante esse período iniciada a colheita de amostras para o estudo descrito nesta dissertação. Em segundo lugar, realizou o estágio curricular no Hospital Escolar Veterinário (HEV) da Faculdade de Medicina Veterinária da Universidade de Lisboa (FMV-ULisboa) de 5 de fevereiro a 3 de agosto. Por fim, durante esse mesmo período realizou trabalho prático no Laboratório de Micologia da FMV-ULisboa, durante o tempo de estágio no HEV, com vista ao processamento das amostras recolhidas tanto na clínica Zoològic Veterinaris em Barcelona como no HEV.
1.1. Zoològic Veterinaris
Esta clínica, situada em Barcelona, é uma clínica veterinária para animais de companhia, animais exóticos e zoológicos. A escolha deste local de estágio foi devida ao seu prestígio na área da medicina dos novos animais de companhia, área de grande interesse da estudante, e ao desejo desta em maior contacto com uma maior variedade de espécies, não desprezando a medicina de pequenos animais, tão transversal à atividade de medicina de qualquer espécie. Ao longo deste primeiro estágio, que decorreu ao longo de cerca de 500 horas, foram realizadas atividades no âmbito da medicina interna de animais de companhia e exóticos, cirurgia, medicina preventiva, enfermagem e cuidados primários em internamento. Em situações pontuais foi possível acompanhar médicos e auxiliares veterinários ao banco de sangue da própria clínica e em consultas ao domicílio, nomeadamente centros de criação, coleções privadas e instituições públicas detentoras de animais.
Foram assistidos animais de inúmeras espécies, tanto cão e gato, como pequenos mamíferos exóticos, aves e répteis e foi iniciada a recolha de amostras para o presente estudo.
Por fim, um estágio fora do país não traz apenas conhecimentos académicos como também enriquecimento a nível pessoal. Todo o processo de aprendizagem de um idioma diferente, a vivência numa cidade estrangeira, a oportunidade de conhecer pessoas em contexto profissional e o enquadramento numa cultura diferente foi um desafio extremamente enriquecedor.
1.2. Hospital Escolar Veterinário da Faculdade de Medicina Veterinária
No estágio curricular no HEV da FMV-ULisboa, que decorreu ao longo de aproxidamente 1100 horas, o horário dos estagiários foi distribuído de modo a contactar com todos os serviços do
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hospital, nomeadamente cirurgia, dermatologia, ecografia, internamento, oftalmologia, oncologia, medicina geral, medicina interna, radiologia e Unidade de Isolamento para Doenças Infeciosas (UIDI) (Gráfico 1).
Gráfico 1 – Distribuição das horas de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por serviço
No serviço de medicina geral foram desenvolvidas competências em diversas áreas médicas (Tabela 1), incluindo comunicação com o tutor do animal em consulta, recolha da anamnese, execução de pequenos procedimentos, tais como colocação de catéter venoso periférico, venopunção para colheita de sangue, colheita de material para diagnóstico através de citologias cutâneas, citologias auriculares e Punções Aspirativas com Agulha Fina (PAAF), discussão de diagnósticos diferenciais e exames complementares a aplicar, participação em atos de medicina preventiva (vacinação, desparasitação e identificação eletrónica) e administração de fármacos.
Tabela 1 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das consultas assistidas em medicina geral, por área médica
Área médica FA FR (%) Cardiologia 6 1,67 Comportamento 3 0,83 Dermatologia 59 16,39 Doenças imunomediadas 3 0,83 Doenças infeciosas 22 6,11 Doenças parasitárias 16 4,44 Endocrinologia 14 3,89 Estomatologia 15 4,17 Gastroenterologia 22 6,11 Medicina preventiva 76 21,11 Neurologia 15 4,17 Oftalmologia 31 8,61 Oncologia 33 9,17 Ortopedia 6 1,67 Otorrinolaringologia 5 1,39 Pneumonologia 10 2,78 Teriogenologia 3 0,83 Uronefrologia 21 5,83 Total 360 100,00 0 50 100 150 200 250 300 H o ra s Serviço
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Entre todos os casos observados, a maioria corresponde a consultas de pequenos animais de companhia, cão e gato, como se pode observar no Gráfico 2. No entanto, dado o interesse da estudante em medicina de animais exóticos, foi feito um esforço para seguir mais proximamente este tipo de consultas, acompanhando sempre que possível a sua co-orientadora, Dr.ª Ana Reisinho, e a Dr.ª Ana Carvalho que também realiza consultas em medicina de animais exóticos no HEV da FMV-ULisboa.
Gráfico 2 – Proporção de espécies observadas em consulta e Frequência Relativa (FR) das espécies de animais exóticos observadas no HEV da FMV-ULisboa
Nome comum Espécie FR (%)
Aves Agapornis Agapornis sp. 4,17
Canário Serinus canaria 2,08
Caturra Nymphicus hollandicus 1,04
Galinha Gallus gallus domesticus 1,04
Mandarim Taeniopygia guttata 1,04
Papagaio cinzento Psittacus erithacus 5,21 Periquito de colar Psittacula krameri 1,04 Periquito australiano Melopsittacus undulatus 2,08
Pombo Columba livia 1,04
Mamíferos Cão da pradaria Cynomys luduvicianus 1,04
Chinchila Chinchilla lanigera 3,13
Coelho Oryctolagus cuniculus 36,46
Cobaio Cavia porcellus 20,83
Degu Octodon degus 1,04
Furão Mustela putorius furo 3,13
Gerbilho Meriones unguiculatus 1,04
Hamster roborovki Phodopus roborovskii 1,04
Petauro do açúcar Petaurus breviceps 2,08
Porco Sus scrofa 1,04
Ratazana doméstica Rattus norvegicus 1,04 Répteis Camaleão do Iémen Chamaeleo calyptratus 1,04 Cobra do milho Pantherophis guttatus 1,04
Dragão barbudo Pogona vitticeps 2,08
Piton real Pithon regius 2,08
Tartaruga semi-aquática
Espécies da família
Emididae 3,13
Total 100,00
Na categoria dos animais exóticos os mais frequentemente apresentados a consulta são os mamíferos exóticos, principalmente o coelho (Oryctolagus cuniculus) e o cobaio (Cavia
porcellus). Relativamente às aves, as mais frequentes são os papagaios cinzentos (Psittacus erithacus); por último, os répteis mais comuns são tartarugas da família Emididae (Gráfico 2).
No serviço de cirurgia a estudante desenvolveu atividades tais como a receção dos animais para cirurgia, avaliação e interpretação de análises pré-cirúrgicas, colocação de catéter venoso periférico, preparação e administração de pré-medicação, indução anestésica, entubação endotraqueal, preparação do campo cirúrgico, controlo anestésico, preparação da mesa cirúrgica, posicionamento do animal, realização de suturas e monitorização pós-cirúrgica do animal (Tabela 2).
Animais exóticos Pequenos animais
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Tabela 2 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das cirurgias assistidas durante o período de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por áreas cirúrgias
Área cirúrgica FA FR (%) Cardiovascular 1 1,11 Dermatologia 9 1 Estomatologia 4 4,44 Gastroenterologia 1 1,11 Oftalmologia 5 5,56
Outras cirurgias de tecidos moles 4 4,44
Neurologia 7 7,78
Ortopedia 12 13,33
Teriogenologia 10 11,11
Urologia 2 2,22
Total 90 100,00
No serviço de oncologia as atividades desenvolvidas incluíram a receção dos animais para tratamentos de quimioterapia, auxílio na preparação de fármacos utilizados nos mesmos tratamentos e sua administração, seguimento de animais oncológicos em consultas de reavaliação e assistência em consultas de oncologia, assim como realização de atos médicos de diagnóstico utilizados frequentemente em oncologia (PAAF e citologia) e discussão de casos clínicos.
No serviço de dermatologia foi realizada a recolha da anamnese mais dirigida a problemas dermatológicos, recolha de amostras biológicas através de raspagens, execução de citologias e respetiva coloração e interpretação, tricogramas, biópsias, observação da realização de testes intradérmicos e discussão dos casos observados.
No serviço de oftalmologia foram adquiridas diversas competências, incluindo a realização do exame oftálmico completo – teste de Schrimmer, teste da fluoresceína, medição da pressão intra-ocular, biomicroscopia, exame oftalmoscópico direto e indireto – e foi também prestado auxílio ao médico veterinário oftalmologista na execução de outros exames mais complexos, como eletrorretinografia, gonioscopia e ecografia ocular. Além disso, durante as cirurgias oftalmológicas foi dada a oportunidade de assumir o papel de ajudante de cirurgia, circulante ou anestesista.
No serviço de radiologia a estudante contactou com os métodos de diagnóstico de radiografia e Tomografia Computorizada (TC) (Tabela 3) e executou tarefas tais como receção dos animais para exame, colocação de catéteres venosos periféricos, entubação endotraqueal, indução e monitorização da recuperação anestésica, posicionamento apropriado do animal para o exame e seleção de constantes radiográficas, assim como observação e discussão dos exames e participação na elaboração do respetivo relatório, tendo sido promovida uma aprendizagem da interpretação dos mesmos.
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No serviço de ecografia a estudante recebeu os animais para exame, realizou a tricotomia prévia e, para além da observação da ecografia, foi-lhe dada a oportunidade de realizar o exame em animais internados.
Tabela 3 – Frequência Absoluta (FA) e Frequência Relativa (FR) das atividades desenvolvidas na área da imagiologia durante o período de estágio no HEV da FMV-ULisboa, por tipo de exame
Exame FA FR (%) Tipo de exame FA FR (%)
Ecografia 77 38,50 Abdominal 70 90,91 Cardíaca 6 7,79 Pélvica 1 1,30 Endoscopia 10 5,00 Colonoscopia 1 10,00 Gastroscopia 2 20,00 Rinoscopia 5 50,00 Videotoscopia 2 20,00 Radiografia 68 34,00 Abdómen 7 10,29 Crânio 4 5,88 Esqueleto axial 3 4,41 Esquelo apendicular 23 33,82 Mielografia 3 4,41 Tórax 28 41,18 Tomografia Computadorizada 45 22,50 Abdómen 4 8,89 Crânio 23 51,11 Coluna 10 22,22 Membros 3 6,67 Tórax 5 11,11 Total 200 100,00 200 100,00
No internamento geral, a estudante realizou turnos de doze horas, diurnos e noturnos, e prestou auxílio ao médico e enfermeiro veterinário em todas as tarefas de cuidados básicos dos animais. Assim sendo, participou na monitorização dos animais, alimentação, higiene, preparação e administração dos fármacos, fisioterapia e outros pequenos procedimentos tais como realização de pensos, algaliação e monitorização de transfusões sanguíneas. Deparou-se também com diversos casos de emergência e animais críticos, o que proporcionou uma aprendizagem que contribuiu para uma maior confiança enquanto clínica.
Na UIDI a estudante pôde adquirir competências relativas à monitorização de animais com doenças infeciosas ou suspeita das mesmas, cuidados básicos de internamento e discussão de casos clínicos. Foi adquirido também um conhecimento aprofundado das regras de biossegurança necessárias à abordagem destas doenças.
No Anexo 1 encontram-se discriminadas as frequências absolutas e relativas dos casos observados em cada área médica, bem como os atos de medicina preventiva, as cirurgias e os exames imagiológicos realizados em que a estudante participou, por espécie.
Por fim, fizeram parte do estágio no HEV apresentações sobre variados temas para médicos veterinários e estagiários. A estudante realizou, em junho de 2018, uma apresentação cujo tema foi “Urianálise de gatos – Análise macroscópica da urina”.
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1.3. Laboratório de Micologia da FMV-ULisboa
Durante o estágio no Laboratório de Micologia da FMV-ULisboa foram ocupadas cerca de 150 horas em trabalho laboratorial.
As atividades desenvolvidas foram variadas, desde a recolha e acondicionamento de amostras biológicas, à preparação de meios de cultura para propagação de fungos, sementeira dos mesmos, observação diária das colónias e identificação morfológica e microscópica de fungos filamentosos e leveduriformes. As tarefas desenvolvidas nesta componente do estágio serão descritas mais promenorizadamente na seção “6. Materiais e métodos”.
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Parte II – Revisão bibliográfica
2. Coelho e cobaio como animais de companhia
O coelho (Oryctolagus cuniculus) (lagomorfo) e o cobaio (Cavia porcellus) (roedor caviomorfo) são animais de estimação cada vez mais frequentes, enquadrando-se na categoria de animais exóticos (Campbell-Ward & Meredith, 2014; Johnson-Delaney, 2014), para os quais não existe uma definição única. Um animal exótico pode definir-se como qualquer animal não nativo de determinada zona geográfica, ou como um animal que não pertence aos animais de companhia tradicionais e aos animais de produção, tais como cão, gato, vaca, porco, ovelha, cabra e galinha. No entanto, numa abordagem mais generalista, atualmente considera-se animal exótico qualquer animal de estimação que não os tradicionais animais de companhia cão e gato (Hergovich, Mauerer & Riemer, 2015).
O coelho e o cobaio têm sido utilizados, desde há vários séculos, para criação com vista à obtenção de alimento ou peles e em experimentação animal (Campbell-Ward & Meredith, 2014; Johnson-Delaney, 2014). De facto a pele destes animais tem sido frequentemente utilizada como modelo de estudo correspondente à pele humana (Meredith, 2006), uma vez que o coelho e o cobaio são pequenos mamíferos, cuja pele e pelo apresentam uma estrutura básica e função semelhantes às dos outros mamíferos (Bensignor, 2010a). O cobaio já foi usado como modelo para o estudo da reação inflamatória e da evolução de feridas e queimaduras devido às semelhanças das características fisiológicas da sua pele com a do Homem (Hoar, 1976). No entanto, há algumas diferenças nestas espécies que devem ser tidas em consideração (Meredith, 2006), e que serão descritas posteriormente.
Para além da crescente expansão na popularidade dos animais exóticos nos últimos anos, a atitude dos tutores em relação a estes novos animais de estimação tem-se alterado. Antigamente, estes animais eram considerados uma novidade e alvo de poucos cuidados. Hoje em dia, os seus tutores encontram-se cada vez mais preocupados com a sua saúde, levando-os frequentemente à consulta médico-veterinária (Hoppmann & Barron, 2007b). Os coelhos podem ser transmissores de algumas zoonoses aos tutores. As mais importantes são promovidas por agentes cutâneos, tais como dermatofitose (Trichophyton
mentagrophytes, Microsporum canis) e sarna (Cheyletiella parasitovorax). Menos
frequentemente podem ser transmissores de agentes de doença sistémica, como seja
Encephalitozoon cuniculi, sendo os indivíduos imunossuprimidos um grupo de risco.
Relativamente ao cobaio, as principais zoonoses que podem transmitir ao tutor são também as promovidas por agentes cutâneos, como a dermatofitose (Trichophyton mentagrophytes) e sarna (Trixacarus caviae e Chirodiscoides caviae) (White, Bourdeau & Meredith, 2002; Hawkins & Bishop, 2012; Keeble, Meredith & Richardson, 2016).
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3. Dermatologia do coelho e do cobaio
3.1. Particularidades fisiológicas cutâneas no coelho e cobaio
A pele do coelho e do cobaio tem estrutura e funções semelhantes à dos outros mamíferos (Bensignor, 2010a), assim como o pelo (Meredith, 2006) (Figura 1); no entanto, para avaliar problemas dermatológicos nestas espécies é importante saber reconhecer o que é normal e fisiológico em ambas as espécies e em diferentes raças (Quesenberry, Donnelly & Mans, 2012).
Figura 1 – Esquema da pele do coelho e cobaio, semelhante à dos outros mamíferos (adaptado de National Cancer Institute, 2001): a – Epiderme, b – Derme, c – Hipoderme;
1 – Glândula sebácea, 2 – Haste do pelo, 3 – Folículo do pelo, 4 – Vasos sanguíneos
3.1.1. Espessura da pele
A espessura da pele do coelho e cobaio varia de acordo com a espécie, localização corporal, género e estado hormonal (Harcourt-Brown, 2002; Meredith, 2006).
A pele do coelho é fina e sensível comparativamente com a do cão, gato e outras espécies de animais exóticos (Hess & Tater, 2012; Turner, Brash & Smith, 2018b). O coelho macho inteiro pode desenvolver um espessamento da pele ao longo do dorso (Harcourt-Brown, 2002).
3.1.2. Pelagem
O crescimento do pelo é cíclico e sazonal, passando por fases de crescimento e muda. Cada ciclo consiste numa fase anagénica (ou crescimento), em que o pelo está em crescimento ativo no folículo; fase telogénica (ou descanso), quando o pelo morto é retido no folículo e depois cai; e fase catagénica (ou transicional), que ocorre entre as duas fases referidas (Meredith, 2006).
O ciclo do pelo é controlado por muitos fatores, incluindo o fotoperíodo, temperatura ambiental, nutrição, estado de saúde geral, influência hormonal, stress e genética (Meredith, 2006; Miller, Griffin & Campbell, 2013). A muda no coelho e cobaio ocorre na primavera e no
a b c 1 2 3 4
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outono, mas esta é mais notória quando os animais vivem no exterior e estão mais suscetíveis a alterações sazonais. A temperatura desempenha uma função indireta – se é demasiado elevada o consumo de alimento diminui e a qualidade da pelagem altera-se. As hormonas tiroideias exercem uma ação estimulante na fase anagénica, ao contrário do estrogénio e corticóides (Meredith, 2006; Hadjaje, 2010).
No coelho o ciclo do pelo é sincronizado, o que significa que quando está a ocorrer a muda os folículos pilosos de uma determinada zona sincronizam, sendo que os pelos adjacentes estão na mesma fase do ciclo do pelo. O pelo cresce em ondas, começando na cabeça (Bensignor, 2010a) ou superfície ventral, entre os membros anteriores, e espalhando-se dorsalmente e caudalmente. Este tipo de crescimento ocorre também na maioria dos roedores, com exceção do cobaio (Meredith, 2006).
Os láparos nascem totalmente desprovidos de pelo. Aos quatro dias inicia-se o crescimento de pelo fino ao nível do curvilhão e que depois cresce em todo o corpo. Este é substituído progressivamente até às 9 semanas de vida. Depois disso é iniciada uma muda que dura quatro a cinco semanas, dando lugar ao manto adulto, que se completa aos 6-8 meses de idade (Hadjaje, 2010). A pelagem de inverno é mais comprida e homogénea do que a de verão, e as fibras e colagénio da derme apertam-se, dando à pele um aspeto mais sólido (Hadjaje, 2010). Por sua vez, a pelagem dos cobaios é igualmente mais escassa nos juvenis que nos adultos (Turner, Brash & Smith, 2018a).
Há raças que possuem particularidades ao nível da pelagem. Por exemplo, o coelho Rex é desprovido de pelo no curvilhão (Hadjaje, 2010). Nesta raça existe um defeito no crescimento do pelo, não possuindo pelos primários, o que resulta numa pelagem curta e aveludada. Como o pelo ao nível da superfície plantar também é mais fino, esta raça encontra-se predisposta a pododermatite (Campbell-Ward & Meredith, 2014; Turner et al., 2018b). O coelho Angorá tem um maior comprimento de pelo, no mínimo 7 cm, devido a uma fase anagénica particularmente comprida que dura até 14 semanas, enquanto que o coelho Neozelandês branco dura apenas 5 semanas (Turner et al., 2018b). Os cobaios da raça Abissínia possuem remoinhos na pelagem nos quais o centro, a partir do qual o pelo cresce em círculo, é desprovido de pelo, não devendo ser confundidas com zonas de alopécia ou doença dermatológica. As raças Teddy e Texel têm um pelo mais denso, áspero e bigodes enrolados, apresentando tendência para pele seca e descamação (Hawkins & Bishop, 2012). Por sua vez, a raça Rex não possui pelos primários, tal como a raça Rex do coelho (Meredith, 2006). Existem raças de cobaios desprovidas de pelo (Skinny, Baldwin), sendo que não devem ser confundidos com outros sem pelo devido a imunodeficiências (Turner et al., 2018a).
Podem também existir zonas de alopécia fisiológicas. Na maioria das espécies de pequenos mamíferos o corpo está coberto por uma espessa camada de pelo, exceto à volta da boca e nariz e na superfície plantar das extremidades (Meredith, 2006). No coelho, as áreas inguinais em ambos os sexos e sacos escrotais no macho são desprovidas de pelo (Figura 2-a), assim
10 b) 1 2 a) a) b)
como a área ao redor dos mamilos (O’Malley, 2005). A zona posterior do pescoço é também frequentemente desprovida de pelo ou pode apresentar pelo muito fino (Figura 2-b). A densidade do pelo nesta área varia com a sazonalidade e estado hormonal. Se a alopécia se estender caudalmente para o dorso, já é relevante procurar a sua causa (Harvey, 1995).
Figura 2 – Zonas de alopécia ou hipotricose fisiológicas no coelho: a) Área inguinal – nesta zona localizam-se glândulas sebáceas; b) Zona posterior do pescoço (Originais)
Por sua vez, nos cobaios o pelo é escasso entre o nariz e os lábios, ao redor dos lábios (Figura 3-a), e a parte externa do pavilhão auricular, atrás das orelhas (Figura 3-b) e as almofadinhas plantares são praticamente desprovidas de pelo (Hawkins & Bishop, 2012).
Figura 3 – Zonas de alopécia ou hipotricose fisiológicas no cobaio: a) Entre o nariz e os lábios e ao redor dos lábios; b) Parte externa dos pavilhões auriculares (1) e atrás das orelhas (2) (Originais)
3.1.3. Almofadinhas plantares
Estas estruturas são áreas de epiderme espessada e especializada de modo a proteger contra traumatismos mecânicos e com depósitos de gordura de modo a absorver o impacto (Meredith, 2006).
Os coelhos possuem cinco dígitos nos membros anteriores e quatro dígitos nos posteriores, e não têm almofadinhas plantares; em vez disso, os dígitos e metatarsos estão cobertos por uma pele e pelo espessos (Figura 4a) (Meredith, 2006; Hadjaje, 2010). O cobaio, por sua vez, possui quatro dígitos nos membros anteriores, três dígitos nos membros posteriores e almofadinhas plantares suaves desprovidas de pelo (Figura 4b) (O’Malley, 2005).
11 b) a)
Figura 4 – Extremidades do coelho e cobaio: a) O coelho possui pelo a cobrir os dígitos e metatarsos; b) O cobaio possui almofadinhas plantares suaves desprovidas de pelo (Fotografia cedida por Mafalda Paixão)
3.1.4. Garras
As garras consistem em epiderme espessada cornificada, derivada de células espiteliais especializadas sobrejacentes a derme vascularizada proeminente na ponta das falanges (Meredith, 2006). Nos coelhos e cobaios as garras não são retráteis (Miller et al., 2013).
3.1.5. Glândulas sebáceas
Estas glândulas são importantes na marcação territorial e comunicação (Meredith, 2006). Os coelhos são animais muito territoriais e possuem, tanto o macho como a fêmea, glândulas que servem para marcação de território. As glândulas sebáceas dos coelhos encontram-se na zona do mento (glândula submandibular, que roçam em objetos e pessoas para demonstrar territorialidade), no prepúcio e nas extremidades posteriores. Possuem também glândulas sebáceas modificadas na zona inguinal (Figura 2-a) (glândulas inguinais, uma de cada lado da linha anogenital) e na zona retal (glândulas anais) (Hadjaje, 2010; Turner et al., 2018b). Os cobaios têm uma grande glândula androgeno-dependente acima da cauda (Figura 5), que reduz após a orquiectomia e que não deve ser confundida com uma alteração patológica; possui ainda outras glândulas ao redor do ânus (Meredith, 2006; Viaud, 2010; Quesenberry et al., 2012).
12
3.2. Afeções dermatológicas do coelho e do cobaio
Como referido anteriormente, a qualidade do pelo encontra-se relacionado com o estado de saúde do animal, e é influencida pelo seu estado nutricional e pela presença de doença concomitante (Turner et al., 2018a; Turner et al., 2018b).
A doença dermatológica em coelho e cobaio de companhia é um achado frequente em consulta, seja como afeção primária ou manifestação sistémica de doença (Hoppmann & Barron, 2007a). Pelo contrário, em contexto silvestre os problemas dermatológicos são relativamente raros devido a vários fatores. Em primeiro lugar, os coelhos silvestres têm um pelo curto que não se embaraça tão facilmente como os de algumas raças de coelhos de companhia de pelagem longa (como o Angorá). Têm também uma rotina de limpeza entre animais que faz parte do seu comportamento social, não estão confinados a locais de reduzidas dimensões em possível contacto com urina e fezes, e geralmente não são obesos (Harcourt-Brown, 2002).
Os animais saudáveis limpam a sua pelagem frequentemente. No entanto, muitos coelhos de companhia têm problemas de saúde subjacentes que não lhes permitem a realização de uma limpeza adequada e os animais que vivem isolados não realizam a rotina de limpeza social. Os animais com doença dentária têm maior probabilidade de desenvolver doença dermatológica devido a uma detrioração do estado nutricional e diminuição da condição corporal, devido à humidade resultante da salivação que lhe está associada e à dor que leva a uma redução da capacidade para limpeza da pelagem. A limpeza requer uma certa flexibilidade, impossibilitada em animais obesos ou com problemas músculo-esqueléticos ou neurológicos (Harcourt-Brown, 2002; d’Ovidio & Santoro, 2013; Turner et al., 2018b).
Tendo isto em consideração, é muito importante avaliar a causa subjacente ao problema dermatológico e, para isto, realizar uma anamnese detalhada e um exame físico completo (Harcourt-Brown, 2002).
3.2.1. Abordagem ao diagnóstico dermatológico
No passado, muitos problemas dermatológicos em animais exóticos eram tratados empiricamente; atualmente os médicos veterinários têm consciência que o tratamento adequado destes problemas envolve um diagnóstico completo, tal como acontece com o cão e gato (Mitchell, 2009).
Os princípios do diagnóstico dermatológico utilizados em pequenos mamíferos exóticos são semelhantes aos utilizados na dermatologia dos animais de companhia (Meredith, 2006). Quando estes animais se apresentam à consulta devido a um problema dermatológico, é importante que o médico veterinário não se foque unicamente nessa área, mas que procure outros problemas de saúde ou de maneio subjacentes, pois podem ser a causa primária para a alteração dermatológica. Assim sendo, deve ser realizado um historial detalhado e exame físico completo para formular uma lista de problemas (Harcourt-Brown, 2002; Mitchell, 2009),
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de modo a aplicar uma abordagem sistemática ao diagnóstico do problema dermatológico, como descrito na Tabela 4.
Tabela 4 – Abordagem sistemática para diagnóstico de um problema dermatológico em coelho e cobaio (Meredith, 2006; Scarff, 2008; Mitchell, 2009; Hawkins & Bishop, 2012)
1 Identificação do problema Queixa do tutor
2 Identificação do animal
Espécie Raça Género Idade
Zonas de alopécia fisiológicas Características especiais das raças Predisposição para doenças
3 Historial médico completo
Proveniência
Há quanto tempo foi adquirido Doenças Tratamentos 4 Maneio Tamanho da jaula Temperatura e humidade Substrato Dieta Fornecimento de água
Limpeza e frequência da mesma Animais com que vive
5
História específica relacionada com o problema dermatológico
Duração do problema Se há mais animais afetados Se há pessoas afetadas Tratamentos previamente realizados e resposta
Se já foram detetados parasitas Se o animal exibe prurido ou desconforto
6 Exame clínico
Geral Exame de estado geral
Dermatológico Espessura da pele, qualidade e textura do
pelo, grau de prurido
7 Testes de diagnóstico
Hematologia Avaliar sinais de doença inflamatória
Radiologia
Pesquisa de comprometimento ósseo a partir da lesão cutânea, como nas pododermatites ou abcessos
Raspagem Observação de ectoparasitas
Tricograma
Observação de ectoparasitas ou ovos de ectoparasitas
Deteção de barbering
Teste da fita-cola Observação de ectoparasitas, bactérias ou leveduras após coloração
Citologia Avaliar lesão cutânea
Lâmpada de Wood Dermatófitos (M. canis)
PAAF Abcesso
Neoplasia
Microbiologia Cultura bacteriana
Cultura fúngica
Biópsia Neoplasia ou adenite sebácea
3.3. Impacto do maneio na saúde dermatológica do coelho e cobaio
O maneio tem muita importância a nível da saúde dermatológica de todos os animais. No entanto, nos animais exóticos existem muitas particularidades que podem influenciar em grande escala a sua saúde (Hoppmann & Barron, 2007a).
A temperatura ambiental deve ser adequada, sendo que o coelho é suscetível a temperaturas elevadas e o cobaio não tolera bem variações de temperatura. A temperatura ideal para o coelho situa-se entre 16°C e 22°C e para o cobaio entre 16°C e 24°C. Para ambas as espécies
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deve ser proporcionada uma circulação de ar adequada, sendo que temperaturas e humidade elevadas podem promover o desenvolvimento de doença (Hoppmann & Barron, 2007a; Hoppmann & Barron, 2007b; Vella & Donnelly, 2012; Johnson-Delaney, 2014).
O espaço fornecido deve ser suficiente para os animais que nele habitem. É importante que haja espaço suficiente para dormir, para a realização de várias atividades, tais como comer, beber, realização de exercício e latrina, e deve contar um esconderijo (Hoppmann & Barron, 2007a; Quesenberry et al., 2012; Campbell-Ward & Meredith, 2014; Johnson-Delaney, 2014). A jaula deve conter um substrato adequado, absorvente, não tóxico e este deve ser limpo diariamente. Podem ser utilizados como substrato palha, feno, papel prensado ou papel desfiado que devem ser trocados quando húmidos. Podem também ser utilizadas as aparas de madeira, mas não se de madeiras aromáticas como pinho e cedro pois estas podem libertar vapores responsáveis por infeções respiratórias e dermatites de contacto. Não deve ser utilizado um piso com gradeamento pois estas espécies são predispostas a desenvolver pododermatite (Hillyer, 1994; Hoppmann & Barron, 2007a; Hoppmann & Barron, 2007b; Vella & Donnelly, 2012).
Os coelhos e os cobaios são herbívoros estritos, pelo que a sua dieta deve basear-se em granulado de boa qualidade, feno ad libitum e vegetais frescos, sendo extremamente importante garantir um aporte de fibra adequado de modo a garantir uma boa saúde dentária e gastrointestinal. É igualmente muito importante um fornecimento de água constante, numa taça ou garrafa. Os cobaios não conseguem sintetizar vitamina C, portanto é importante fornecer alimentos que a contenham, tais como folhas verdes escuras, pimento verde e vermelho, tomate, bróculo e laranja. A deficiência nesta vitamina pode resultar numa dificuldade na cicatrização de feridas e alguns autores (White, Bourdeau & Meredith, 2003) afirmam que pode ter um papel influente no desenvolvimento de queilites. Relativamente ao fornecimento de água, a garrafa é mais higiénica pois evita que o substrato se molhe tão frequentemente, mas é necessária alguma vigilância para garantir a patência do fluxo de água (Hillyer, 1994; Hoppmann & Barron, 2007b; Campbell-Ward & Meredith, 2014; Johnson-Delaney, 2014).
Os coelhos são animais sociais e gostam de viver acompanhados, podendo fêmeas inteiras ou coelhos de géneros diferentes castrados viver em conjunto. Quando vários coelhos vivem juntos cada um deve ter o seu esconderijo individual e o seu espaço para dormir, mesmo que partilhem as áreas de alimentação e de exercício (Hoppmann & Barron, 2007a; Campbell-Ward & Meredith, 2014). Por sua vez, os cobaios são também seres sociais e preferem viver aos pares ou em pequenos grupos; cobaios que vivam sozinhos podem desenvolver problemas comportamentais que contribuem para a detrioração da pele e do pelo (Quesenberry et al., 2012; Johnson-Delaney, 2014).
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4. Infeções micóticas no coelho e no cobaio
4.1. Introdução à micologia veterinária
A micologia define-se como a ciência que estuda os fungos. Estão descritas cerca de 80000 espécies de fungos, no entanto apenas menos de 400 têm importância médica e menos de 50 são resposáveis por 90% das infeções fúngicas em animais e no Homem (Mitchell, 2013). Os fungos são ubiquitários. A maioria dos fungos desempenha um papel essencial para o ambiente, degradando e reciclando matéria orgânica, interferindo no ciclo do carbono, azoto e outros nutrientes da biosfera, sendo por isso organismos saprófitas; por outro lado, também contribuem para a produção de alimentos, tais como queijo e cerveja, e de fármacos, tais como penicilina, griseofluvina e ciclosporina (Freitas, 2010).
Por outro lado, estes microrganismos também podem ter uma ação prejudicial, podendo ser responsáveis por infeções nos animais e no Homem, denominadas de micoses. A maioria dos fungos patogénicos são exógenos – vivem no solo, água e matéria orgânica – mas também podem fazer parte da microbiota comensal dos seres vivos e provocar doença quando existe algum desiquilíbrio orgânico (Mitchell, 2013). Existem também alguns fungos com capacidade alergénica para o cão e gato, tal como observado no Homem (Reedy, Miller & Willemse, 1997). Podem ainda exercer um forte impacto ao nível do setor agrícola pois são também fitopatogénicos. Deste modo, podem provocar grandes perdas económicas ao nível da produção de certos alimentos como o arroz e o milho (Mitchell, 2013).
A micologia tem vindo a ganhar destaque devido à emergência e re-emergência de infeções fúngicas tanto em animais como em humanos, com destaque para a emergência de
Prototheca e Lagenidium em animais de estimação, a re-emergência de Candida e Cryptococcus em animais e humanos e de dermatofitoses em animais (Samanta, 2015).
Nas últimas três décadas os fungos têm tido um papel crescente em medicina humana devido ao aumento da prevalência do Vírus da Imunodeficiência Humana (VIH) e dos indivíduos imunocomprometidos devido a transplantes de medula óssea e de órgãos, nos quais são responsáveis por micoses oportunistas (Taboada & Grooters, 2008).
4.2. Características gerais dos fungos
4.2.1. Morfologia
Os fungos são seres eucariotas, unicelulares ou multicelulares, quimio-organicotróficos, que não realizam fotossíntese, sem motilidade e que se reproduzem por meio de esporos (Carter & Wise, 2004; Samanta, 2015).
Estes microrganismos podem apresentar três formas fundamentais: fungo filamentoso ou bolor (multicelular), levedura (unicelular) e pseudo-hifa (Samanta, 2015). Os fungos dimórficos (como Coccidioides immitis e Candida albicans) são capazes de assumir diferentes formas (nestes casos de fungo filamentoso e leveduriforme), dependendo das condições ambientais,
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a) b)
a) b)
nomeadamente da temperatura (Mitchell, 2013). Devido ao seu dimorfismo térmico, à temperatura de 37°C (temperatura corporal) assumem a forma de levedura, enquanto que a 25°C (temperatura ambiente) apresentam-se como fungo filamentoso (Songer & Post, 2005). Existem fungos com pigmentos escuros, melânicos presentes nas hifas ou parede dos esporos (fungos dematiáceos) ou sem este pigmento (fungos hialinos) (Figura 6) (Songer & Post, 2005).
Figura 6 – Preparação microscópica de fungos com diferentes pigmentos: a) Fungo dematiáceo, com pigmentos melânicos; b) Fungo hialino, sem pigmentos melânicos, corado com azul de Lactofenol (Originais)
4.2.1.1. Fungos filamentosos
Os fungos filamentosos são essencialmente constituídos por hifas, cuja acumulação durante o crescimento ativo da colónia forma o micélio. As hifas correspondem a estruturas tubulares, com 2 a 10 μm de largura, e que contêm um lúmen delimitado por uma membrana celular e, externamente a esta, uma parede celular rígida composta maioritariamente por quitina. O lúmen das hifas contém protoplasma (Carter & Wise, 2004; Mitchell, 2013).
Existem vários tipos de hifas. As hifas vegetativas penetram no meio de suporte e têm como funções o suporte da colónia e a absorção de nutrientes a partir do substrato. Qualquer parte do micélio pode absorver nutrientes; no entanto, em alguns fungos da ordem Mucorales existe uma estrutura especializada que se assemelha a uma raíz, o rizóide, que se liga ao substrato para absorver nutrientes (Figura 7) (Mitchell, 2013; Samanta, 2015).
Figura 7 – Preparações microscópicas de fungos filamentosos onde se podem observar alguns elementos fúngicos: a) Micélio (porção vegetativa onde se visualizam apenas hifas); b) Rizóide (estrutura típica de algumas
