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edição 82 - 2007156
Cabelo como Matriz Analítica Alternativa
para a determinação de drogas de abuso
Elizabete Campos de Lima, Clóvis Lúcio da Silva
Universidade Federal do ABC
Artigo
O cabelo é uma matriz analítica interessante para a determinação de drogas de abuso. Amostras de cabelo podem ser estocadas e transportadas sem cuidados es-peciais como refrigeração, controle de pH e adição de preservantes como é feito para amostras de sangue e urina. Existe a possibilidade de obter uma segunda amostra, similar e correspondente à anteriormente coletada, para a realização de uma posterior análise se necessário. Além disso, o cabelo em relação aos demais materiais biológicos apresenta um grande período de detecção dos analitos podendo-se realizar análises estratificadas.
No presente trabalho, alguns aspectos relacionados ao uso do cabelo como matriz analítica alternativa para a determinação de drogas de abuso são considerados. Fatores relacionados com os passos de coleta de amostra e extração são reportados e discutidos com base nos trabalhos publicados em literatura.
Palavras-chave: Cabelo, matriz analítica alternativa, drogas de abuso
Resumo
Summary
Hair as the alternative analytical matrix for determination of drugs of abuse
Hair is an interesting analytical matrix to use for drug testing. Hair samples can be stored or transported without refrigeration, pH control or the addition of preserving agents that are normally needed for other biological samples such as blood and urine. Several samples can be taken at various time intervals if needed in order to expand the analytical information to include additional analytes or to confirm previous findings, a situation that contrasts with blood or urine samplings. In the present work, some aspects related to the use of hair as an alternative matrix for determination of drugs of abuse have been considered. Factors related to the steps of sample collection, descontamination and extraction are reported and discussed with basis on the literature publications.
Keywords: Hair, alternative matrix, abuse drugs
Introdução
Introdução
auto-administração de drogas tem se constituído em uma forma das pessoas bus-carem efeitos prazerosos. Nos últimos 10 anos tornou-se cres-cente, em todo o mundo, o uso abusivo de substâncias psicoati-vas, destacando-se entre elas o crack (derivado da cocaína) e a maconha. No Brasil, o uso dessas
A
substâncias se expandiu devido ao aumento da produção ilícita, intenso tráfico e a crescente popularidade da droga usada de maneira recreativa (1). Estudos realizados pelo CEBRID (Centro Brasileiro de Informações so-bre Drogas Psicotrópicas), pelo GREA (Grupo Interdisciplinar de Estudos de Álcool e Drogas) e pelo DENARC (Departamento de Investigações sobre Narcóticos)
comprovam o progressivo uso da cocaína que é uma das drogas de maior consumo no país depois do álcool, que é uma droga legaliza-da e comercializalegaliza-da livremente (1, 2, 3, 4).
A análise química para a verificação do uso de drogas de abuso vem sendo requisitada com o objetivo de identificar o usuário para que medidas de controle e prevenção sejam
to-madas, já que o seu uso está atingindo indivíduos de variadas faixas etárias e camadas sociais (5). Essas análises vêm sendo utilizadas por diversos segmen-tos da sociedade e aplicadas para verificar o uso de drogas no ambiente de trabalho, esporte, no auxílio e acompanhamento da recuperação de usuários em clínicas de tratamento e com finalidade forense (6).
A análise toxicológica para evidenciar o uso de drogas de abuso pode ser realizada em di-versas amostras biológicas, como sangue, urina, suor, saliva entre outras (7). Atualmente muitas das análises químico-toxicológicas vêm sendo feitas utilizando-se o cabelo como amostra devido às muitas vantagens que esse ma-terial apresenta (8). A coleta das amostras de cabelo é um processo simples, não invasivo, sendo difícil a sua adulteração. Não são ne-cessárias condições especiais de transporte e armazenamento, pois as amostras de cabelo são estáveis por um longo período de tempo (9). Existe a possibilidade de se obter uma segunda amostra, simi-lar e correspondente à amostra anteriormente coletada, para a re-alização de uma posterior análise, se esta for necessária (10).
A maior vantagem do cabelo em relação aos outros materiais de origem biológica é o grande período de tempo de detecção dos analitos (11, 12, 13, 14). Vários
estudos têm sido desenvolvidos para verificar o uso de drogas ilíci-tas, tais como fentanil, morfina, heroína, cocaína, crack, barbitúri-cos, anfetaminas, etc. que podem ser identificados no cabelo meses ou anos após o uso (15, 16).
Sachs (17) em um de seus trabalhos descreve o primeiro caso em que se empregou o cabelo hu-mano para determinar a presença de um agente tóxico. Em 1958, Hoppe constatou a presença de ar-sênio em um corpo exumado após 11 anos de sepultamento. Durante a década de 1960, o cabelo foi am-plamente utilizado como espécime biológico para avaliar a exposição a metais pesados como arsênio, chumbo e mercúrio (18).
Em 1954 foi observada a pre-sença de anfetaminas em pelos de cobaias, mas as discussões sobre o uso da análise toxicológica em amostras de cabelo para a identificação de fármacos tiveram início a partir de 1979, quando em Baumgartner identificou opióides através de radioimunoensaio (19). Mecanismo de incorporação de drogas de abuso no cabelo
Alguns pesquisadores classifi-cam o cabelo como um dosímetro biológico, filamento de registro e até mesmo como um espelho do ambiente onde o indivíduo foi exposto. Isto porque se houver considerável exposição a determi-nado elemento químico, droga por contaminação externa ou através
da ingestão a substância estará presente no cabelo. O cabelo além de ser um adorno, tem a função de proteger a cabeça dos raios solares, o que é feito através da melanina presente nele, a qual também é responsável pela sua coloração. O cabelo possui re-ceptores nervosos que funcionam como sensores, os quais levam a aumentar a proteção da cabeça quando necessário (20).
Os fios de cabelo originam-se de pequenas organelas chama-das folículos capilares localizachama-das na epiderme, 3 a 4 cm abaixo da membrana epitelial. Estão próxi-mos e associados às glândulas secretoras: a sebácea, a sudorí-pora e a apócrina. As secreções produzidas por estas glândulas nutrem os fios de cabelo, sendo possíveis veículos para a trans-ferência de drogas para a estru-tura capilar (20).
Cada fio de cabelo é consti-tuído de três estruturas celulares distintas: a cutícula, o córtex e a medula(20). A cutícula externa é composta por uma única camada de células alongadas justapostas. A cutícula envolve o córtex central composto por células queratini-zadas longas, formando fibras alongadas, que se mantêm unidas através de um cimento químico especial. Nas células corticiais, são encontrados grânulos pig-mentares chamados de melanina, responsáveis pela cor dos fios de cabelo, dos olhos e da pele de cada
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indivíduo. A medula se localiza na região central do pelo e pode não estar presente se este for muito fino. É observada em fios de ca-belo mais espessos.
Na Figura 1 é mostrada esque-maticamente a estrutura de um fio de cabelo.
O ciclo de vida do fio de ca-belo humano consiste de três fases: a anágena, a catágena e a telógena. A fase anágena é a de crescimento do fio de cabelo per-manecendo por dois a três anos. Durante esse período a média de crescimento é de 0,3-0,4 mm/dia (0,9 – 1,2 cm/mês) e os capilares sanguíneos que envolvem o folí-culo fornecem nutrientes e outras substâncias exógenas, como tra-ços de metais, drogas de abuso,
etc. Essas substâncias exógenas são incorporadas ao fio de ca-belo e pressupõe-se que com seu crescimento sejam transportadas ao longo dos fios. (20)
A segunda fase chamada de ca-tágena é de transição entre o cresci-mento ativo e a fase de repouso. Sua raiz torna-se queratinizada, formando uma única estrutura e começa a se separar do bulbo ou papila. Após esse estágio, cessa o crescimento dos pêlos, sendo a fase de repouso, conhecida como telógena podendo durar de dois a três meses. Durante esse período, os pêlos são facilmente removidos se puxados. Começa então a ocor-rer o crescimento de um novo fio de cabelo, na papila pilosa, sendo expulso o fio em repouso (33).
Um dos modelos propostos para explicar o mecanismo de in-corporação de drogas no cabelo é a difusão passiva da droga através da corrente sanguínea durante seu crescimento na base do folículo. Ou ainda, as drogas podem ser incorporadas ao cabelo através das secreções das glândulas apó-crinas e sebáceas ou através da contaminação ambiental (21). O mecanismo pelo qual a droga é depositada nesta matriz e a es-tabilidade das ligações químicas da droga com os sítios ligantes é um dos fatores importantes para a interpretação dos resultados obtidos quando são analisadas amostras de cabelo (22). Em rela-ção aos possíveis sítios de ligarela-ção de drogas, três componentes da estrutura capilar podem ser considerados: proteínas, lipídeos e melanina. Em alguns estudos foi evidenciado que os principais responsáveis pela interação das drogas nos cabelos são a melanina e as proteínas. A quantidade de melanina presente nos cabelos é um fator relevante na deter-minação de drogas nesta matriz, devido a diferenças individuais. Em cabelos escuros encontra-se maior concentração de melanina, quando comparados a cabelos claros ou brancos (23).
Outro fator importante a ser considerado é a estrutura molecu-lar da droga estudada assim como suas propriedades físico-químicas (24). Forças eletrostáticas e for-Figura 1. Estrutura de um fio de cabelo.
Amostragem
ças de van der Waals tambémsão significativas na interação droga/melanina. Supõe-se que formas catiônicas das drogas são atraídas pelos sítios aniônicos da melanina (possivelmente em gru-pos carboxílicos ionizados). Forças secundárias, tais como as forças de van der Waals, podem estar presentes na atração entre as es-truturas aromáticas das drogas e o núcleo aromático indol da mela-nina. Os opióides e a cocaína são compostos que apresentam em sua estrutura esses grupamentos funcionais (50).
Conceitos bioquímicos impor-tantes, citados por Potsch e co-laboradores (51), para o entendi-mento da incorporação das drogas e conservação de fármacos e seus produtos de biotransformação durante a formação das fibras cap-ilares, são baseados no transporte biológico através das membranas celulares, princípios de biotrans-formação de drogas e afinidade da substância à melanina. A rápida proliferação celular é associada com a alta atividade metabólica no folículo capilar. Isso se deve à presença de inúmeras enzimas capazes de promover reações de biotransformação das substâncias presentes. A permanência das drogas na estrutura capilar pode ser explicada pela interação entre a droga e as proteínas presentes na fibra queratinizada.
Processos químicos emprega-dos com finalidade estética,
como descoloração, permanente e tingimentos geralmente são realizados com o objetivo de modificar a aparência dos ca-belos. Os cosméticos utilizados atuam destruindo ou modificando estruturas que constituem os fios de cabelo. Os ingredientes desses produtos podem também reagir com moléculas de drogas presentes no cabelo e degradá-las, causando alterações nos lo-cais onde provavelmente ocorra deposição da droga, ou em seus sítios de ligação (melanina, pro-teínas, lipídeos) (25).
Um histórico sobre o uso de produtos cosméticos com intensidade sobre a estrutura capilar deve ser considerado na realização de análises de drogas em cabelo. Estudos demonstram que tratamentos cosméticos que levam a uma perda de melanina, como a descoloração, afetam a quantidade da droga impregnada nos cabelos, provando que um dos principais fatores na incorpo-ração de drogas nos cabelos é a afinidade pela melanina.
Várias questões relacionadas à análise para identificação de opióides e outras substâncias nos cabelos ainda não estão totalmente esclarecidas. Fatores como a influência de tratamentos cosméticos na concentração da droga, a possibilidade de con-taminação externa e a difusão através dos fios podem inter-ferir na análise. Uma grande
preocupação para os analistas é o tempo em que as substâncias se incorporam nos cabelos após sua administração e o período em que neles permanecem (26).
Amostragem
ColetaNão há referências na lit-eratura sobre um procedimento padrão de coleta de amostra de cabelo. Há um consenso entre os estudiosos na área, que elegem como melhor local para a coleta dos cabelos, a região do vértice posterior, situada na região dis-tal da cabeça. Esta região com-parada com outras regiões da cabeça é a escolhida, pois tem menor variabilidade no cresci-mento capilar, o número de fios é mais constante e o cabelo está menos sujeito a interferências individuais, como sexo e idade. Além disso, a coleta realizada nesta região é menos aparente, esteticamente (27, 28, 29).
Deve-se considerar também questões éticas em relação à co-leta. Realizada na região do vértice posterior apresenta menos prob-lemas do que em outras regiões corpóreas. Amostras de cabelo oferecem menor invasão de pri-vacidade na coleta que amostras de urina (41). É uma tarefa relati-vamente simples, podendo ser re-alizada em público, em um tempo mínimo, se comparada à coleta de urina (30).
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Os cabelos coletados devem pesar de 50 a 200 mg conforme relatos de recentes publica-ções. Como existem diferenças individuais em relação à espes-sura e comprimento dos fios, há dificuldade em estabelecer a quantidade necessária de fios de cabelo para a análise.
Os cabelos crescem em média 1 a 1,5 cm por mês, podendo-se então estimar o período em que o indivíduo fez uso da substân-cia, através da análise do cabelo segmentado nessas medidas a partir da extremidade mais próxima da raiz capilar (48). Sugere-se um segmento com 3 cm de comprimento, medidos a partir da raiz, para procedimen-tos de triagem. Dessa forma, obtêm-se informações relativas a três meses do uso da droga, anteriores à coleta do material, podendo-se provar a abstinência recente (40).
Levando-se em conta a varia-ção dos níveis de crescimento dos cabelos, estes resultados não de-vem ser usados para determinar um período preciso de exposição. Quanto mais distante da raiz capilar, maiores cuidados devem ser tomados na interpretação dos resultados quantitativos nas secções individuais.
Vale a pena ressaltar que o cabelo em si é uma estrutura estável. Muitos problemas as-sociados a outros materiais biológicos, como transporte,
armazenamento, adulteração e preservação podem ser evitados, sendo esta também uma vanta-gem em utilizar o cabelo como espécime biológico (31).
Descontaminação
Como o cabelo pode sofrer con-taminação externa, é necessário um procedimento de descon-taminação prévio à análise, para eliminar os possíveis interferentes depositados (32,33).
Esse procedimento de descon-taminação é importante também para a remoção de tratamentos cosméticos que podem origi-nar resíduos inadequados para análise por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas (GC/MS) e para eletro-forese capilar (34).
A International Society of
Hair Testing recomenda que o
processo de descontaminação deve consistir em uma lavagem inicial com um solvente orgânico, uma segunda com água ou uma solução tampão e uma ter-ceira lavagem com um solvente orgânico (35).
Os procedimentos de lavagem devem ser efetivos na remoção da contaminação externa, mas não dos componentes presentes no interior dos cabelos (59). Segundo Kintz e Mangin (31), soluções tampão ou solventes orgânicos usados nos processos de descontaminação são também usados para a solubilização das
drogas nos cabelos, podendo estas ser extraídas.
Para solucionar esses prob-lemas são propostos alguns critérios, estabelecendo relações entre as concentrações encon-tradas nas soluções de lavagem e aquelas encontradas após a digestão dos cabelos (36). Al-guns pesquisadores propõem a determinação de produtos de biotransformação da substância para evidenciar seu consumo, garantindo maior confiabilidade no resultado encontrado (37). Digestão e extração
O cabelo é uma amostra sólida e muitos laboratórios efetuam sua digestão antes dos demais procedimentos analíticos. Re-comenda-se o uso de ácidos e bases fortes para a digestão (38). Há exceções, por exemplo soluções alcalinas promovem a hidrólise da heroína ou 6-mono-acetilmorfina em morfina, po-dendo não refletir corretamente a concentração de cada analito presente na amostra. Neste caso torna-se necessário tomar precauções para evitar essas reações de transformação, pois poderá ocorrer perda do analito durante a digestão (39).
A solubilização das substân-cias presentes no cabelo pode ser feita através da hidrólise quími-ca, ácida ou alcalina, da hidrólise enzimática, ou ainda da extração direta com solventes (40).
A digestão e extração dos analitos realizada em meio áci-do, com ácido clorídrico (HCl) é o procedimento mais emprega-do (41,42,43). A digestão em meio alcalino, com hidróxido de sódio (NaOH) é pouco utilizada, quando se pretende identificar a presença de cocaína e opióides e seus produtos de biotransfor-mação (44).
Os cabelos segmentados em pequenas partículas podem mel-horar a recuperação de duas a três vezes. A recuperação em uma extração direta de cabelos segmentados é menor do que em cabelos pulverizados, inde-pendente das propriedades de permeabilidade do cabelo em relação ao solvente de extra-ção. Eser e colaboradores (45) obtiveram melhores resultados de análise quando utilizaram amostras de cabelos pulveriza-das comparando a amostras de cabelo segmentadas.
Encontra-se disponível uma vasta bibliografia abordando-se diferentes métodos para extrair substâncias presentes nos cabe-los (53, 58, 63, 64, 46). Além da estabilidade do analito, um dos requisitos para um procedimento de extração apropriado é que o solvente utilizado alcance as di-versas partes do cabelo onde tais substâncias encontram-se pre-sentes. O método mais adequado parece ser a completa digestão do cabelo. Entretanto, para muitas
substâncias, a digestão do cabelo é problemática, em muitos casos impossível, devido à instabilidade do analito em condições químicas necessárias para a digestão da amostra (64).
Vários processos químicos empregados nos cabelos podem impedir a recuperação das drogas ou destruí-las completamente. Processos de descoloração dos cabelos geralmente feitos sob condições fortemente alcalinas podem degradar as substâncias existentes no cabelo (47).
No caso do uso e uma extra-ção empregando-se solventes orgânicos (extração líquido-líquido, por exemplo) o solvente a ser utilizado deve obedecer aos seguintes requisitos para a extração das drogas:
- Deve alcançar os sítios onde as moléculas da droga estão par-ticularmente localizadas
- Não deve decompor os analitos - Deve ter um ótimo coeficiente de partição solvente/cabelo, de acordo com os princípios de ex-tração em fase sólida
Estudos de difusão de coran-tes provaram que os solvencoran-tes orgânicos não penetram na matriz capilar queratinizada com a mesma magnitude que as moléculas de água. Embora muitas drogas em sua forma não ionizada dissolvam-se mel-hor em metanol, moléculas de água são capazes de alcançar todas as estruturas do cabelo
queratinizado e capacitar a difusão da fase capilar e de forma eficiente (48).
Considerando o conceito bio-químico de incorporação de drogas, a ligação das moléculas das drogas pode ocorrer com o complexo da membrana celular, com grânulos de melanina e com proteínas capilares. O complexo da membrana celular é altamente exposto quando os cabelos são pulverizados. De todos os ál-coois, o metanol é reconhecido como o melhor para penetrar o material queratinizado (48).
Pichini e colaboradores (49) avaliaram diferentes processos de digestão e extração para opióides em amostras de cabelo, utilizando meio ácido, metanólico e meio aquoso. Relataram que diferentes concentrações de opióides foram encontradas quando submetidos aos métodos estudados e que a diferença nos resultados da relação entre a 6-monoacetilmorfina e morfina ocorre devido ao fenômeno de hidrólise durante o processo de extração. Segundo esses pesqui-sadores não existe um método ideal de digestão e extração. Deve ser escolhido de acordo com o objetivo de análise a ser atingido, a substância que se pretende identificar e a relação custo/benefício. Concluem que a digestão realizada em meio ácido promove uma melhor recupera-ção dos analitos.
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Agradecimentos
Conclusão
Técnicas analíticas utilizadas para detectar e identificar as drogas de abuso
Fazendo-se um levantamento bibliográfico minucioso nos últi-mos 20 anos, várias metodologias analíticas têm sido desenvolvidas para a determinação de fármacos de relevância clínica e drogas de abuso. O maior interesse na análise de fármacos presentes em fluidos e diferentes tecidos biológicos provém das áreas farmacêuticas (análises clínicas e toxicológicas) e da medicina legal. Os métodos analíticos que se des-tinam à quantificação de fármacos e seus metabólitos em amostras de origem biológica são impor-tantes na obtenção de dados de biodisponibilidade, bioequivalência e farmacocinética (50,51).
Os métodos cromatográficos como HPLC (cromatografia líqui-da de alta eficiência) e GC/GC-MS (cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas) são os mais utilizados para a determi-nação e quantificação de drogas em indivíduos e em seus fluidos e tecidos biológicos (sangue, urina, cabelo etc.) (52,53,54). Entre as técnicas analíticas utilizadas para a separação e identifica-ção de substâncias e, que vem rapidamente crescendo e se desenvolvendo nas últimas duas décadas, destaca-se a eletro-forese capilar (CE) (55). A CE teve um rápido avanço desde a sua implementação na década
de 1980 e, atualmente, é larga-mente empregada na indústria farmacêutica e, a cada dia mais vem ganhando destaque em diversas áreas. A razão deste fenômeno é em virtude da CE ser uma técnica de fácil implementa-ção e que oferece uma variedade de modos de separação, que podem ser efetuados em uma única coluna capilar (56), onde compostos presentes nas mais diversas matrizes podem ser analisados (57).
A análise de drogas, tanto em formulações farmacêuticas como em fluidos biológicos rep-resenta uma das áreas de maior crescimento de uso da CE. Uma excelente revisão abordando o uso da CE na análise de drogas de abuso foi feito por Lurie (58). Mas foi através do trabalho pioneiro de Weimberger e Lurie (59), publicado em 1991, que a CE consolidou-se definitiva-mente como uma ferramenta viável para a análise de drogas de abuso. Neste trabalho é mostrada a separação e quan-tificação de impurezas ácidas e neutras de amostras ilícitas de heroína utilizando-se a CE como técnica analítica. O conheci-mento da composição das dro-gas apreendidas muitas vezes leva as autoridades policiais ao descobrimento dos traficantes que são responsáveis pela fab-ricação e comercialização ilegal de tais drogas. A partir desta
publicação inicial uma série de outros trabalhos foi publicada utilizando a CE como técnica de separação e identificação de fármacos e drogas abuso nas mais diversas matrizes. Destacam-se os trabalhos do pesquisador F. Tagliaro, que é um dos expoentes na área de determinação de drogas de abu-so utilizando-se a eletroforese capilar em aplicações forenses e mais recentemente, no Brasil, foi desenvolvida e aplicada uma metodologia de extração para a determinação de opióides (morfina) em cabelo humano via eletroforese capilar (60).
Conclusão
O uso do cabelo como matriz analítica alternativa para a deter-minação de drogas de abuso no campo forense está a cada dia mais ganhando destaque no cenário internacional não só para elucidar casos de morte por overdose, mas também como contra-prova de exames antidoping no contexto es-portivo, entre outras aplicações.
Agradecimentos
Os autores agradecem à FAPESP pelo apoio financeiro.
Correspondência para:
Elizabete Campos de Lima elizabete.lima@ufabc.edu.br
Referências Bibliográficas
Referências Bibliográficas
1. Andrade AG , Queiroz S , Vilaboim RC , César CLG , Alves CGP, Bassit AZ, Gentil VF, Siqueira AAA, Tolosa EMC. Revista ABP-APAL, 1997, 19,53.
2. Galduróz JCF, Noto AR, Carlini EA. IV Levantamento sobre o uso de drogas de abuso entre estudantes de 1º. E 2o. Graus em 10 capitais brasileiras – 1997. São Paulo: UNIFESP, 1997, 130.
3. São Paulo, Departamento de Investigação sobre Narcóticos (DENARC), Relatório Anual, 2001, 2. 4. São Paulo, Departamento de Investigação sobre Narcóticos (DENARC), Relatório Anual, 2002, 12. 5. Kidwell DA, Blanco MA, Smith FP. Forensic Sci. Int., 1997, 84, 75.
6. Sachs H. Forensic Sci. Int., 1997, 8, 145.
7. Asseborn G, Yegles M, Wennig R. “Chronic multiple drugs abuse with suicidal endpoint: hair and other tissue findings.” In: Annual Meeting of The International Association of Forensic Toxicologists, 35, Padova, 1997, Procedings, Padova Unoversity of Padova, 1997, 141.
8. Selavka CM, Rieders F. Forensic Sci. Int., 1995, 70, 155. 9. Blank DL, Kidwell DA, Forensic Sci. Int., 1993,63, 145.
10. Commissaris RL. “Cocaine pharmacology and toxicology”. In: “Cocaine , marijuana, designer drugs chemistry, pharmacology and behaviour”, Walker, K. K, Barnett, C. A.; Boston: CRC Pres, 1989, 71.
11. Barrera AMB, Rossi SS. Forensic Sci. Int., 1995, 70, 203.
12. Jurado C, Rodriguez-Vicente C. Forensic. Sci. Int, 1997, 84, 61. 13. Kintz P. Ther. Drug Monit., 1996, 18, 450.
14. Mc Bay AJ. J. Anal. Toxicol., 1995, 19, 201.
15. Maggura S, Freeman RC, Siddiqi Q, Lipton DS. Int. J. Addict., 1992, 27, 51. 16. Moeller MR. Ther. Drug Monit., 1996, 18, 444.
17. Sachs H. Forensic Sci. Int., 1997, 84, 7. 18. Kintz P, Mangin P. Forensic Sci. Int., 1995, 70,3.
19. Cairns T, Kippenger DJ, Gordon AAM. Hair analysis for detection of drugs abuse . In: “Analytical therapeutical drug monitoring and toxicology”, Boca Raton: CRC Press, 1997, 237.
20. Bost RO. Forensic Sci. Int., 1993, 63, 31. 21. Handersen GL. Forensic Sci. Int., 1993, 63, 19. 22. Cone EJ. Ther. Drug Monitor., 1996, 18, 438.
23. Pötsh L. Skopp G. Moeller MR. Forensic Sci. Int., 1997, 84, 25. 24. Ankara Y, Takahashi K, Kikura RX. Biol. Pharm. Bull., 1995, 18, 1223. 25. Skopp G, Pötsh L, Moeller MR. Forensic Sci. Int., 1997, 84, 43. 26. Reid WR. J. Toxicol. Clin. Toxicol., 1996, 34, 685.
27. Comissaris RL. “Cocaine Phamacology and Toxicology”. In: K. K. Redda et all., “Cocaine , marijuana, designer drugs: chemistry, pharmacology and behaviour”., Boston: CRC Press, 1989, 71.
28. Goullé JP, Kintz P. Anal. Biol. Clin., 1997, 55, 435. 29. Selavka CM, Rieders F. Forensic. Sci. Int., 1995, 70, 155. 30. Welch MJ. Forensic Sci. Int., 1993, 63, 295.
31. Martinez M. J. Anal. Toxico., 1993, 17, 138. 32. Wang WL, Cone EJ. Forensic Sci. Int., 1995, 70,13. 33. Blank DL, Kidwell DA. Forensic Sci. Int., 1995, 70,13.
34. Kidwell DA, Blank DL. Comments on the papeer by WA Baumgartneer and VA Hill: sample preparation techniques. Forensic Sci. Int., 1993, 63,137.
169
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36. Baumgartner WA. Comments on the paper by D. L. Blank and col.: external contamination of hair cocaine an issue in forensic interpretation. Forensic Sci. Int., 1993, 63,157. 37. Koren G. J. Clin. Pharmacol., 1992, 32, 671.
38. Kidwell DA. J. Forensic. Sci., 1993, 38, 272. 39. Baungartner WA. Forensic Sci. Int., 1993, 63,121. 40. Klein J. Ther. Drug Monit., 1994, 16, 37.
41. Curcuruto O. Rapid Comm. Mass Spectrom., 1992, 6, 434. 42. Fritch D. J. Anal. Toxicol., 1992, 16,112.
43. Springfield AC. Forensic Sci. Int., 1993, 63, 269. 44. Moeller MR. J. Chromatogr. B, 1992, 580, 125.
45. Eser HP, Potsch L, Skopp G, Manfred RM. Forensic Sci. Int., 1997, 84, 271.
46. Offidani C, Strano-Rossi S, Chiarotti M. Forensic. Sci. Int., 1993, 63, 171.
47. Cirimele V, Kintz P, Mangin O. J. Anal. Toxicol., 1996, 20, 555. 48. Chiarotti M. Forensic Sci. Int., 1993, 63, 61.
49. Pichini S. Annual Meeting of Internatioan As-sociation of Forensic Toxicologists 35, Padova, 1997, Proceedings, Padova, University of Padova, 1997, 665.
50. Bressole F, Audran M, Pham TN, Vallon JJ. J. Chromatogr. B; 1996, 687, 303.
51. Levêque D, Gallion-Renault C, Monteil H, Jehl F. J. Chromatogr. B, 1997, 697, 67.
52. Härter S, Jansen B, Hiemke C, Leal M, Weiggmann H, Unger K. J. Chromatogr. B, 1998, 712, 253.
53. Rogawski MA, Porter RJ. Pharmacol. Rev., 1990, 42, 224. 54. Brunner LJ, Diprio JT, Feldman S. J. Chromatogr., 1993, 662, 98.
55. Tavares MFM. Química Nova, 1996, 19, 173.
56. Altria KD. Capillary Electrophoresis Guidebook. principles, instrumentation, operation, and applications; Methods in Molecular Biology, Series 52; Series Editor J. M. Walker; Humana Press, 1995.
57. Landers JP. Handbook of High Performance Capillary Elec-trophoresis; CRC Press, 1993.
58. Lurie IS. Analysis of seized drugs by capillary elec-trophoresis – in “ J.A. Adamovics (ed.). Analysis of Addictive and Misused Drugs”. Marcel Dekker, New York, 1994, 151.
59. Weimberger; R. I, Lurie; S, Anal. Chem., 1991, 63, 823. 60. Lima EC de , Silva CL da, Gauchée MLN, Ta-vares MFM. Journal of Capillary Electrophoresis, ISC, Estados Unidos, v.5/6, p.111 - 116, 2004.
