MUTAÇÃO
Aparecida Maria Fontes
Ribeirão Preto – Julho/ 2016
!
e
MUTAGÊNESE
Roteiro:
Mutação de Ponto no dia a dia
Classificação Mutações Gênicas (6 categorias)
Variabilidade Genética Humana - Perspectivas Exercícios
Mutação: Definição
Agentes Mutagênicos e seus Mecanismos de Ação Tipos de Danos e Mecanismos de Reparo
Origem Tipo Celular Expressão Efeito na Função Alteração Molecular Efeito na Tradução
Mutação Gênica no dia a dia:
Mutação Gênica no dia a dia:
Mutação – Definição:
n Qualquer alteração herdada no material genético.
Fonte de
Variabilidade
Genética
Matéria-prima da
Evolução
Efeitos
Prejudiciais
Causa de muitas
doenças genéticas
e distúrbios
Mutação – Definição:
n Qualquer alteração herdada no material genético.
Mutação
Gênica
Afeta um único
gene
Mutação
cromossômica
Afeta o número
ou estrutura dos
cromossomos
n Erros na replicação do DNA – fase S do ciclo celular
n Agentes mutagênicos
n Erros nos sistemas de reparo do DNA
Ø RCG115: Replicação de DNA -
uma característica da
replicação do DNA é sua precisão – denominada
FIDELIDADE ou “proofreading” – isto é – a enzima DNA polimerase tem atividade de exonuclease 3’ para 5’ com função de REVISÃO, ao excisar bases inseridas erroneamente.
v 1 erro a cada 100.000 nucleotídeos
Mutação – causas:
DNA polimerase: Fidelidade
Ø A DNA polimerase apresenta também uma atividade
exonuclease que cliva a base mal-pareada no terminal 3’da fita de DNA em crescimento.
Agentes Mutagênicos e seus Mecanismos de Ação
Mutagênicos Agentes Exemplos Mecanismo de Mutagênese
1 Agente
Oxidante Ácido Nitroso
Desaminação (adenina convertida em hipoxantina)
2 Análogo de
Base 5- Bromodeoxiuridina
Aumenta a taxa de mal-pareamento 3 Agente Alquilante Etilmentano sulfanato e mustarda de nitrogênio
Adição de radicais nos grupos laterais nas bases
4 Agente
Intercalante Proflavina
Topoisomerase II causa quebras no DNA e como consequência inserção ou deleção em um ou poucos
nucleotídeos
5 Luz
Ultravioleta
Luz solar e lâmpada UV
Formação de dímeros de pirimidina em uma mesma fita
Tipos de Dano no DNA e Mecanismos de Reparo
Tipos de Dano Principal Mecanismo de Reparo 1 Quebras na fita de DNA Reparo pela DNA ligase
2 Base modificada
quimicamente BER - Reparo por excisão de base 3 Mal pareamento de
bases Mismatch Repair
4
Danos em regiões do DNA por cisplatina,
carboplatin e nitrosoureias
NER - Reparo por excisão de nucleotídeo
5 Dímeros de Pirimidina NER - Reparo por excisão de nucleotídeo
6 Quebras na fita dupla do DNA
NHEJ - Junção das extremidades
não homológas e HR - recombinação homóloga
Classificação das Mutações Gênicas
Bases da
Classificação Tipos de Mutação Principais características 1 Origem
Espontânea Ocorre na ausência de um agente mutagênico conhecido
Induzida Ocorre na presença de um agente mutagênico conhecido
2 Tipo Celular Somática Ocorre nas células não reprodutivas Germinativa Ocorre nos gametas
Classificação das Mutações Gênicas
Bases da Classificação
Tipos de
Mutação Principais características
3 Expressão
Condicional Expressa somente em situações restritivas (ex. Alta temperatura) Não condicional Expressa em condições permissivas,
bem como, condições restritivas
4 Efeito na Função
Perda de Função Elimina função normal Hipomórfica Reduz função normal Hipermórfica Aumenta função normal
Ganho de Função Expressa em tempo incorreto ou tipo celular incorreto
Classificação das Mutações Gênicas
Bases da
Classificação Tipos de Mutação Principais características
5 Alteração Molecular
Substituição de Base Uma base é substituída por outra base Transição Pirimidina (T ou C) por pirimidina, ou
Purina (A ou G) por purina
Transversão Pirimidina (T ou C) por purina, ou Purina (A ou G) por pirimidina Inserção Presente um ou mais nucleotídeos
extras
Deleção Presente um ou mais nucleotídeos extras
6 Efeito na Tradução
Sinônima (silenciosa) Nenhuma mudança nos aminoaácidos Missense (não
sinônima) Mudança no aminoácido Nonsense (código de
término)
Criação de novo sítio de término (TAA, TAG ou TGA)
1. ORIGEM
Espontânea
e
1.1. Mutação Espontânea
Ocorre ao acaso, sem a interferência de um agente capaz de provocá-lo.
Produtos do metabolismo celular podem causar danos no DNA.
Cada gene tem uma taxa de mutação e varia conforme a espécie.
n Gene bacteriano típico: 1x10-8 a 1x10-10 (1 a 100 por 10
bilhões de células).
n Gene eucarioto típico: 1x10-5 a 1x10-6 (1 a 10 por 1
1.1. Mutação Espontânea
Diferenças nas taxas de mutação entre células procariotas e eucariotas pode ser explicado porque a taxa de mutação em bactérias é calculada por divisão celular e em eucariotos por gameta e são necessárias várias divisões celulares para produzir um gameta.
Variação na taxa de mutação entre as espécies
n Diferentes capacidade de reparar mutações
n Exposições desiguais a mutágenos
n Diferenças biológicas nas taxas de mutações que
1.1. Mutação Espontânea
n Diferentes capacidade de reparar mutações
n Exposições desiguais a mutágenos
n Diferenças biológicas nas taxas de mutações que
surgem espontaneamente
n Erro de incorporação de base
n Erro de replicação de DNA
n Alterações químicas espontâneas: depurinacão ou
Desaminação de citosina
n É a remoção de um grupo amino
Ø Desaminação da citosina: é a
m a i s c o m u m e r e s u l t a n a formação de uma uracila.
§ Se não reparada U se pareia com
A e resulta em uma mutação de transição: C-G para T-A.
§ A base G mudou para A.
Desaminação de adenina
n É a remoção de um grupo amino
Ø Desaminação da adenina: é
menos frequente e resulta na hipoxantina.
§ Se não reparada a hipoxantina
pareia com a citosina e resulta em outra mutação de transição A-T para G-C.
Depurinação
n É a remoção total da base de um nucleotídeo
§ Nesse caso, a fita mutada tem um nucleotídeo a
menos no local que ocorre depurinação
§ 1 par A-T é removido.
n Cria um sítio AP – apurínico ou apirimidínico
Página'|'13'' '
Na' depurinação' há' remoção' total' da' base' de' um' nucleótido,' por' clivagem' da' ligação' entre' essa' base' e' a' desoxirribose.' No' local' do' nucleótido' fica' apenas' a' base' associada' ao' grupo' fosfato'e'designaAse'esse'local'por'local.AP'A'local'apurínico'ou'apirimidínico.' ' ' ' À'semelhança'do'que'acontece'na'deaminação,'a'replicação'de'uma'região'danificada'vai'dar' origem'a'uma'cadeia'mutada'e'outra'cadeia'intacta.'Só'que'neste'caso,'a'cadeia'mutada'tem' um'nucleótido'a'menos'no'local'em'que'ocorre'depurinação'pois'não'apresenta'nenhuma'base' que' permita' a' ligação' de' uma' base' complementar.' Esta' mutação' pode' ter' consequências' gravíssimas' para' a' célula,' visto' que' se' ocorrer' numa' região' codificante' pode' modificar' completamente'a'proteína'resultante.' ' '' ' Das'alterações'induzidas'por'radiação'ou'químicos,'podemos'destacar'a'formação'de'dímeros' de'timina'e'de'aductos'de'DNA,'e'a'alquilação.' '
A' exposição' à' radiação' UV' induz' a' formação' de' ligações' entre' timinas' de' nucleótidos' adjacentes,'dando'origem'a'um' dímero.de.timina.'As'duas'bases'de' timina'ligamAse' entre'si' formando'um'anel'de'ciclobutano'e'deixam'de'estabelecer'ligações'com'as'adeninas'da'cadeia' complementar'(ligação'TAT'é'mais'forte'que'a'ligação'AAT).'Consequentemente'há'distorção'da' estrutura'das'cadeias'de'DNA,'o'que'pode'bloquear'a'transcrição'ou'replicação.'
A'reparação' directa' dos'dímeros'de' timina'dáAse' através'de' fotoreactivação.'Nesta'reacção,' inversa'à'dimerização,'é' utilizada'energia'da'luz'visível'para'quebrar'o'anel'de' ciclobutano'e' permitir'que'as'timinas'se'liguem'de'novo'às'adeninas'complementares.'Apesar'de'as'bactérias' utilizarem' este' processo' muito' frequentemente' os' mamíferos' e,' nomeadamente,' os' seres' humanos' não' são' capazes' de' corrigir' os' dímeros' de' timina' directamente,' estando' por' isso' mais'sujeitos'aos'efeitos'noviços'da'radiação'UV.'
Página'|'13'' '
Na' depurinação' há' remoção' total' da' base' de' um' nucleótido,' por' clivagem' da' ligação' entre' essa' base' e' a' desoxirribose.' No' local' do' nucleótido' fica' apenas' a' base' associada' ao' grupo' fosfato'e'designaAse'esse'local'por'local.AP'A'local'apurínico'ou'apirimidínico.' ' ' ' À'semelhança'do'que'acontece'na'deaminação,'a'replicação'de'uma'região'danificada'vai'dar' origem'a'uma'cadeia'mutada'e'outra'cadeia'intacta.'Só'que'neste'caso,'a'cadeia'mutada'tem' um'nucleótido'a'menos'no'local'em'que'ocorre'depurinação'pois'não'apresenta'nenhuma'base' que' permita' a' ligação' de' uma' base' complementar.' Esta' mutação' pode' ter' consequências' gravíssimas' para' a' célula,' visto' que' se' ocorrer' numa' região' codificante' pode' modificar' completamente'a'proteína'resultante.' ' '' ' Das'alterações'induzidas'por'radiação'ou'químicos,'podemos'destacar'a'formação'de'dímeros' de'timina'e'de'aductos'de'DNA,'e'a'alquilação.' '
A' exposição' à' radiação' UV' induz' a' formação' de' ligações' entre' timinas' de' nucleótidos' adjacentes,'dando'origem'a'um' dímero.de.timina.'As'duas'bases'de' timina'ligamAse' entre'si' formando'um'anel'de'ciclobutano'e'deixam'de'estabelecer'ligações'com'as'adeninas'da'cadeia' complementar'(ligação'TAT'é'mais'forte'que'a'ligação'AAT).'Consequentemente'há'distorção'da' estrutura'das'cadeias'de'DNA,'o'que'pode'bloquear'a'transcrição'ou'replicação.'
A'reparação' directa' dos'dímeros'de' timina'dáAse' através'de' fotoreactivação.'Nesta'reacção,' inversa'à'dimerização,'é' utilizada'energia'da'luz'visível'para'quebrar'o'anel'de' ciclobutano'e' permitir'que'as'timinas'se'liguem'de'novo'às'adeninas'complementares.'Apesar'de'as'bactérias' utilizarem' este' processo' muito' frequentemente' os' mamíferos' e,' nomeadamente,' os' seres' humanos' não' são' capazes' de' corrigir' os' dímeros' de' timina' directamente,' estando' por' isso' mais'sujeitos'aos'efeitos'noviços'da'radiação'UV.'
1. 2. Mutação Induzida
n Vários agentes ambientais são capazes de danificar o
DNA
n Mutágeno = agente ambiental capaz de aumentar de
forma significativa a taxa de mutação acima da taxa espontânea
q Análogo de Base
q Agente Alquilante
q Substância química que causa desaminação
q Substância química que causa hidroxilação
q Espécies reativas de oxigênio
q Agentes intercalantes
Análogo de Base
n Substância química com estrutura semelhante a de
Agente Alquilante
n Substâncias químicas que doam grupos alquila, como
metila (CH3) e etila (CH3-H2) às bases dos nucleotídeos.
q Etilmetilsulfonato – adiciona grupo etil a guanina.
O6-metil guanina no próximo ciclo de replicação pareia com Timina.
Substância Química que causa desaminação
n Além da ocorrência espontânea, a desaminação podeser induzida por algumas substâncias químicas.
q Ácido Nitroso – desamina a citosina criando a
uracila, que no próximo ciclo de replicação pareia com adenina.
Substância Química que causa hidroxilação
n Existem substâncias químicas que adiciona um grupo
hidroxila à citosina.
q H i d r o x i l a m i n a – c o n v e r t e a c i t o s i n a e m
hidroxilaminacitosina. Produz um tautâmero raro que pareia com adenina.
Espécies reativas de oxigênio
n Substâncias químicas produzidas durante durante o
metabolismo aeróbico normal, assim como por radiação ozônio, peróxidos e algumas drogas.
q Espécies reativas de oxigênio – convertem a
guanina em 8-oxi-7,8-di-hidrodesoxiguanina.
Espécies Reativas de
Agentes intercalantes
n Substâncias químicas que produzem mutações ao se
intercalarem entre as bases adjacente no DNA.
q Proflavina, laranja de acridina, brometo de etídeo – distorcem a
estrutura tridimensional da hélice e provocam inserções e deleções de um nucleotídeo durante a replicação.
2. TIPO CELULAR
Germinativa
e
v Linhagem Somática
v Linhagem Germinativa
n Mutação germinativa: ocorre nas células que vão formar
os gametas. É transmitida para gerações futuras e geram indivíduos que carregam as mutações em todas as suas somáticas e da linhagem germinativa.
n Mutação somática: ocorre nos tecidos somáticos, que não
produzem gametas. Quando uma célula somática com uma mutação se divide (mitose) a mutação é transmitida para suas células-filhas.
2. Mutações Germinativas e Somáticas
o Mutações somáticas estão presentes em somente alguns
tipos de células, mas não em todas as células do nosso organismo.
2. Mutações Germinativas e Somáticas
n Organismo humano: 1014 células. Uma divisão surge
uma vez a cada 1 milhão de divisões celulares. Portanto, centenas de mutações somáticas surgem em cada pessoa.
o Muitas mutações somáticas não tem efeito claro no
fenótipo do organismo, porque a função da célula mutante é substituída por células normais.
o Entretanto, mutações somáticas que estimulam a
divisão celular podem ser a base para muitos cânceres.
2. Mutações Germinativas e Somáticas
o Em alguns casos mutação ocorre no ovo fertilizado,
após a formação dos gametas. A medida que o embrião divide cada célula do corpo irá apresentar a mutação.
n Mosaicisimo: mutação somática que ocorre em uma
única célula durante o desenvolvimento embrionário l e v a n d o a o m o s a i c i s m o . C o m o c o n s e q u ê n c i a genotipicamente o indivíduo é uma mistura.
o Mutações adquiridas em células somáticas não
3. EXPRESSÃO
Condicional
e
3. Mutações: Condicional e Não condicional
v Não Condicional - constitutiva
v Condicional
o Exemplo: mutação temperatura-sensitiva – mutação
condicional cuja expressão depende da temperatura.
n Definição: Expressa somente sob condições restritivas
n Definição: Expressa sob condições permissivas, bem
4. EFEITO NA FUNÇÃO
Perda de Função
,
Hipomórfica,
Hipermórfica
e
4.Mutações: Efeito na Função
v Ganho de Função
o Muitas mutações ganho de função são dominantes.
n Definição: Leva o surgimento de um novo traço ou
função ou leva o surgimento de um traço em um tecido inadequado ou em um momento inadequado.
o Muitas vezes a expressão de um gene selvagem em um
v Hipermórfica
o Ocorre a hiperexpressão de determinado gene.
n Definição: Mutação na região reguladora do gene que
induz a expressão gênica.
4. Mutações: Efeito na Função
v Hipomórfica
o Muitas vezes ocorre na região reguladora do gene.
n Definição: Mutação que reduz, mas não elimina o nível
de expressão do gene ou a atividade da proteína.
o Outras vezes resulta de uma substituição de aminoácido
4. Mutações: Efeito na Função
v Perda de Função
o Também denominado Knockout ou null mutation.
n Definição: Mutação que resulta em completa inativação
gênica ou um produto gênico não funcional.
o Exemplo: deleção do gene completo, ou parte do gene
5. ALTERAÇÃO
MOLECULAR
Substituição de base
,
Transição,
Transversão,
Inserção
e
Deleção
5. Mutações: Alteração Molecular
v Substituição de Base
5. Mutações: Alteração Molecular
v Transição
n Definição: Substituição de uma purina por outra purina
5. Mutações: Alteração Molecular
v Transversão
n Definição: Substituição de uma purina por uma pirimidina
5. Mutações: Alteração molecular
v Inserção
n Definição: Mutação que resulta na adição de um ou mais
5. Mutações: Alteração Molecular
v Inserção
5. Mutações: Alteração Molecular
v Deleção
n Definição: Mutação que resulta na remoção de um ou mais
Mutação deleção – Fibrose cística
q CFTR: gene que codifica a proteína transmembranal que regula o
6. EFEITO NA
TRADUÇÃO
Sinônima - silenciosa
,
Missense – não sinônima,
Nonsense – código de término
e
6. EFEITO NA
TRADUÇÃO
6. Mutações: Efeito na Tradução
v Sinônima - silenciosa
n Definição: substituição implica em um códon sinônimo, que
não altera o aminoácido
q Ex. ACT por ACC = ambos codificam treonina
q Ex. CGT por CGG = ambos codificam arginina
6. Mutações: Efeito na Tradução
v Não sinônima - Missense
n Definição: Substituição implica em um códon que altera
o aminoácido.
• Substituição conservativa ou Mutação Neutra – troca
por um aminoácido quimicamente similar ou quando o aminoácido afetado tem pouca influência na função da proteína.
• Substituição não conservativa – troca por um
aminoácido quimicamente diferente e induz mudança importante na estrutura e função da proteína
6. Mutações: Efeito na Tradução
6. Variantes estruturais da Hemoglobina: Mutação
Missense Neutra
q Hb Porto Alegre: α2β29(cis) apresenta uma cistéina em vez
de serina, na posição 9 da cadeia β.
ü Apresenta polimerização in vitro, mas não in vivo;
ü Essa substituição de aminoácido cria um grupo de
sulfidrila na superfície da molécula da hemoglobina, possibilitando a formação de pontes de dissulfeto intermoleculares.
ü Os homozigotos para essa hemoglobina são clínica e
hematologicamente normais, por isso ela pode ser considerada uma variante silenciosa da hemoglobina.
6. Hemoglobina S: Anemia Falciforme
v Aminoácido 6 – ácido glutâmico - da cadeia β da
hemoglobina é substituido por uma valina
o Altera a afinidade de ligação ao oxigênio
o Sob condições de baixa tensão de oxigênio leva a uma
distorção na estrutura terciaria da hemoglobina. Como consequência, as hemácias apresentam um formato alterado – estrutura em foice
o Molécula de hemoglobina apresenta carga alterada
6. Doença de Gaucher: Missense
n Tipos I: (N370S) – não neuronopática (95% casos).
n Tipo II: (L444P) – neuronopática (1% casos)
6. Mutações: Efeito na Tradução
6. Mutações: Efeito na Tradução
v Frame shift – Mudança de fase de leitura
6 Hemoglobina de Tak
v Frame shift – Mudança de fase de leitura
n Inserção de um nucletído AC entre a His 146 e o stop
codon 146
Proc. Nat. Acad. Sci. USA 72
(1975)
3613
composition
of this
peptide
in
fTkis
verysimilar
to
what
we
have
obtained
for the
C-terminal
tryptic
peptide
of
hemo-globin
Cranston.
Furthermore,
the
C-terminal
sequences
of
the
two
chains
areidentical:
-Phe-Tyr-COOH.
It is
verylikely
that these
two
peptides
areidentical.
Accordingly,
the
structure
of
hemoglobin
Tak
would
be:
145 150 155
ITak Lys-Tyr-His-Thr-Lys-Leu-Ala-Phe-Leu-Leu-Ser-Asn-Phe-Tyr-COOH
It
is
likely that
hemoglobin
Tak
arosebecause
of
anonho-mologous
crossoverat
position 146
(two
residues
beyond
the
postulated
crossoverof
I3Cranston)
with the
insertion
of
are-peated
nucleotide base
pair AC between the 146 His codon
(CAC)
and
the
UAA
termination
codon:
144
145
146
Lys
Tyr
His
Term
A
AAG
UAU
AA
GCNOA
AAG
UAU
CAC
UAA
GCN
...OTak
AAGLys
144
UAU
Tyr
145
CAC
His
146
ACU
AAG
...Thr
Lys
...147
148
Recently, Fitch (25) suggested that hemoglobin Tak could
be
due
to
the
insertion
of
AC
at
position 146.
This
postulated
mechanism involves
amatch of
only
five bases
in
sequence.However,
the similarity
in
structure
between
f3Takand
ICr
strongly
supports
the
contention
that there
is
a crossoverat
position
146.
If
this explanation
is
correct,
#Crand
1#Ta"
would differ by only
two
residues (positions
145
and 146).
It
is
unlikely that
in
hemoglobin
Tak the
oxygen-linked
salt
bonds
at
fl146
His
would be
preserved, because of the
adja-cent
large hydrophobic
group.Accordingly, hemoglobin
Cranston and
hemoglobin
Tak
should
have
verysimilar
functional
properties. It
is
interesting,
however,
that
individ-uals
having
hemoglobin
Tak
arehematologically normal,
while those
with
hemoglobin
Cranston
have
acompensated
hemolytic
state.
The
structure
of
hemoglobin
Cranston
provides
newin-formation
onthe
base
sequenceat
the
3'
end of human
mRNA.
In
the
following
paper,Forget
et
al.
(26)
present
nucleotide
sequencesfrom normal human
f3
chain
mRNA
which
fit
the
C-terminal
amino-acid
sequenceof
hemoglo-bin
Cranston.
It is interesting
to
note
that the
UAA
termina-tion
codon
of
both human
aand fB globin
mRNA
is
followed
by
the
same sequenceof
three
bases:
GCU. However,
be-yond this
point,
there
is
noobvious homology between the
apparent
base
sequenceof
the
aand
(#
mRNAs
deduced
from the
structures
of
variants
with extended
chains (ref.
25,
this
report) and from
sequencestudies
onhuman globin
mRNA
(6,
7,
26).
The
untranslated
portions
of
globinmRNA
maybe
im-portant
in
stabilizing the
mRNA
orin
the
control of
tran-scription
ortranslation
It
is
of
interest
that individuals who
are
heterozygous for
hemoglobins
Cranston
and
Tak
pro-duce
arelatively large
amount
of the abnormal
chain.
It
appears as
if
reading through the chain
termination
codon
has
nodrastic effect
onsynthetic
rate.In
contrast,variants
with
elongated
achains
(hemoglobins
Constant
Spring,
Icar-ia,
Koya Dora,
Seal
Rock, and
Wayne)
appear as
minor
com-ponents in
the
hemolysates
of affected individuals.
Note
Added in
Proof: Following
submission
of this paper,
we
learned that the structural analysis
of Hb
Tak has been
completed
(27). The
sequence of
its
C-terminal tryptic peptide
is
identical
to
that of Hb
Cranston. This finding
strongly supports
the
proposal
that
both
variants are
frameshift
mutants.
We are
indebted
to
Dr.
Richard A. Laursen
for making the
facili-ties
of
his
laboratory
available
for automatic
sequencing
determina-tions.
We
also
thank Dr. Lowell Ericsson for valuable technical
ad-vice
and
Dr.
Bernard
Forget
for
helpful
discussion and
reviewing
the manuscript.
This work was
supported
in
part
by
NIH Grant HL
16927
and The Nehemlas Gorin Foundation.
1.
Clegg,
J.
B.,
Weatherall,
D.
J.
&
Milner,
P. F.
(1971)
Nature
234,337-340.
2.
Clegg,
J.
B. &
Milner,
P. F.
(1973)
Ann.
N.Y.
Acad.
Sci.
232,
168-177.
3.
Clegg,
J. B.,
Weatherall,
D.
J.,
Contopolou-Griva,
I.,
Carout-sos, K., Poungouras,
P. &
Tsevrenis,
H.
(1974)
Nature
251,
245-247.
4.
DeJong,
W.
W.,
Khan,
P. &
Bernini,
L. F.
(1975)
Am.
J.
Hum. Genet.
27,81-90.
5.
Seid-Akhavan,
M., Winter,
W.
P.,
Abramson,
R. K.
&
Ruckna-gel,
D. L.
(1972)
Blood 40,927.
6.
Forget,
B.
G., Marotta,
C.
A.,
Weissman,
S.
M., Verma,
I.
M.,
McCaffrey,
R. P. &
Baltimore,
D.
(1974)
Ann. N.Y.
Acad.
Sci.
241,290-309.
7.
Marotta, C. A., Forget,
B.
F., Weissman,
S.
M., Verma,
I.
M.,
McCaffrey,
R.
P. &
Baltimore,
D.
(1974)
Proc.
Nat.
Acad.
Sci.
USA
71,
2300-2304.
8. Flatz,
G.,
Kinderlerer,
J. L.,
Kilmartin,
J.
V. &
Lehmann,
H.
(1971)
Lancet
i,
732-733.
9.
Drabkin,
D. L.
(1946)
J.
Biol. Chem.
164,
703-723.
10.
Drysdale,
J. W.,
Righetti,
P. &
Bunn,
H.
F.
(1971)
Biochim.
Biophys.
Acta
229,
42-50.
11.
Clegg,
J.
B.,
Naughton,
M. A. &
Weatherall,
D.
J.
(1966)
J.
Mol. Biol.
19,91-108.
12.
Jensen, M.,
Oski,
F. A.,
Nathan,
D.
G.
&
Bunn,
H.
F.
(1975)
J.
Clin.
Invest.
55,469-477.
13.
Easley,
C.
(1965)
Biochim.
Biophys.
Acta
107,386-388.
14.
King,
T. P. &
Craig,
L.
C.
(1961)
Methods
Biochem.
Anal.
10,
201-228.
15.
Gray,
W. R.
(1972)
in
Methods
in
Enzymology,
eds.
Hirs, C.
H.
W.
&
Timasheff,
S.
N.
(Academic
Press,
New
York), Vol.
XXV,
pp. 121-138.
16.
Peterson,
J.
D.,
Nehrlich,
S., Oyer, P.
E.
& Steiner, D. F.
(1972)
J.
Biol.
Chem.
247,4866-4871.
17.
Hermodson,
M.
A.,
Ericsson, L.
H., Titani, K.,
Neurath,
H. &
Walsh,
K. A.
(1972) Biochemistry
11,
4493-4499.
18.
Laursen,
R. A.
(1971)
Eur.
J.
Biochem.
20,89-102.
19.
Laursen, R.
A.,
Bonner,
A.
G.
& Horn, M. J.
(1975)
in
Instru-mentation in
Amino
Acid
Sequence
Analysis, ed. Perhorn,
R.
N.
(Academic
Press, New
York),
in
press.
20.
Boyer,
P. D.
(1954)
J.
Am.
Chem.
Soc.
76,
4331-4337.
21.
Carrell,
R. W. & Kay, R.
(1972)
Br. J.
Haematol.
23,615-619.
22.
Rachmilewitz,
E. A.
(1974)
Semin.
Hematol.
11, 441-462.
23.
Jacob,
H.
&
Winterhalter,
K.
(1970)
Proc. Nat.
Acad.
Sci.
USA
65,697-701.
24.
Benz,
E.
J.
& Forget, B.
G. (1974)
Semin.
Heniatol.
11,
463-523.
25.
Fitch,
W. M.
(1974)
Ann. N.Y.
Acad.
Sci. 241,
439-448.
26.
Forget,
B.
G.,
Marotta, C. A., Weissman, S. M. &
Cohen-Solal,
M.
(1975)
Proc.
Nat.
Acad.
Sci. USA
72,
this
issue.
27.
Lehmann,
H.,
Casey,
R.,
Lang, A.,
Stathopoulou,
R., Imai,
K.,
Tuchinda,
S., Vinai,
P.
&.Flatz,
G.
(1975)
Br.
J.
Haematol.
31,
(Suppl.)
119-131.
Genetics:
Bun-n
et
al.
Proc. Nat. Acad. Sci. USA 72
(1975)
3613
composition
of this
peptide
in
fTkis
verysimilar
towhat
wehave
obtained
for the
C-terminal
tryptic
peptide of
hemo-globin
Cranston.
Furthermore,
the
C-terminal
sequencesof
the
twochains
areidentical:
-Phe-Tyr-COOH.
It is
verylikely that
these
twopeptides
areidentical.
Accordingly,
thestructure
of
hemoglobin
Tak would
be:145 150 155
ITak Lys-Tyr-His-Thr-Lys-Leu-Ala-Phe-Leu-Leu-Ser-Asn-Phe-Tyr-COOH
It is
likely
that
hemoglobin
Tak
arosebecause of
anonho-mologous
crossover at position 146(two
residues
beyond
the
postulated
crossoverof
I3Cranston)
with the
insertionof
are-peated
nucleotide base
pairAC between the 146 His codon
(CAC)
and
the
UAA terminationcodon:
144 145 146
Lys Tyr His Term
A AAG UAU AA GCN
OA
AAG UAUCAC
UAA
GCN ...OTak
AAG Lys 144 UAU Tyr 145 CAC His 146 ACU AAG ... Thr Lys ... 147 148Recently, Fitch (25) suggested that hemoglobin Tak could
be
due
tothe
insertionof
AC
at position 146.This
postulated
mechanism
involves
amatch
of
only five bases
in sequence.However,
the similarity
in structurebetween
f3Takand
ICrstrongly
supportsthe
contentionthat there
is a crossover atposition 146.
If
this explanation
is correct, #Crand
1#Ta"
would
differ
by only
tworesidues (positions
145and 146).
It isunlikely that
inhemoglobin Tak the oxygen-linked salt
bonds
atfl146 His
would be
preserved, because of the
adja-cent
large hydrophobic
group.Accordingly, hemoglobin
Cranston
and
hemoglobin
Tak
should
have
verysimilar
functional
properties. It is interesting,however,
that
individ-uals
having
hemoglobin
Tak
arehematologically
normal,
while those
with
hemoglobin
Cranston
have
acompensated
hemolytic
state.The
structureof
hemoglobin
Cranston
provides
newin-formation
onthe
base
sequence atthe
3'
end of human
mRNA.
In thefollowing
paper,Forget
et al.(26)
presentnucleotide
sequencesfrom normal human
f3
chain
mRNAwhich fit the
C-terminal
amino-acid
sequenceof
hemoglo-bin
Cranston.
It is interesting to notethat the
UAAtermina-tion
codon
of
both human
aand fB globin
mRNA isfollowed
by
the
same sequenceof three bases:
GCU. However,be-yond this
point,there
is noobvious homology between the
apparent
base
sequenceof
the
aand
(#
mRNAsdeduced
from the
structuresof
variantswith extended chains
(ref.
25,this
report)
and from
sequencestudies
onhuman globin
mRNA
(6,
7,26).
The
untranslated
portionsof
globin mRNA maybe
im-portant in
stabilizing the
mRNA or inthe
control of
tran-scription or
translation
It isof
interestthat individuals
who
are
heterozygous for
hemoglobins
Cranstonand Tak
pro-duce
arelatively large
amountof the abnormal
chain.
Itappears as
if
reading through the chain
terminationcodon
has
nodrastic effect
onsynthetic
rate. In contrast, variantswith
elongated
achains
(hemoglobins
Constant Spring,Icar-ia,
Koya
Dora,
Seal
Rock,
and
Wayne)
appear asminor
com-ponents in
the
hemolysates
of affected individuals.
Note Added in Proof: Following submission of this paper, we
learned that the structural analysis of Hb Tak has been completed (27). The sequence of its C-terminal tryptic peptide is identical to that of Hb Cranston. This finding strongly supports the proposal that both variants are frameshift mutants.
We are indebted to Dr. Richard A. Laursen for making the facili-ties of his laboratory available for automatic sequencing determina-tions. We also thank Dr. Lowell Ericsson for valuable technical
ad-vice and Dr. Bernard Forget for helpful discussion and reviewing the manuscript. This work was supported in part by NIH Grant HL 16927 and The Nehemlas Gorin Foundation.
1. Clegg,
J.
B., Weatherall, D. J. & Milner, P. F.(1971)
Nature 234,337-340.2. Clegg, J. B. & Milner, P. F. (1973) Ann. N.Y. Acad. Sci. 232,
168-177.
3.
Clegg,
J. B.,Weatherall,
D. J.,Contopolou-Griva,
I.,Carout-sos, K., Poungouras, P. & Tsevrenis, H.
(1974)
Nature 251,245-247.
4. DeJong, W. W., Khan, P. & Bernini, L. F. (1975) Am. J. Hum. Genet.
27,81-90.
5.
Seid-Akhavan,
M., Winter, W. P.,Abramson,
R. K. &Ruckna-gel, D. L. (1972) Blood 40,927.
6. Forget, B. G., Marotta, C. A., Weissman, S. M., Verma, I. M., McCaffrey, R. P. &
Baltimore,
D.(1974)
Ann. N.Y. Acad. Sci.241,290-309.
7. Marotta, C. A., Forget, B. F., Weissman, S. M., Verma, I. M.,
McCaffrey,
R. P. &Baltimore,
D. (1974) Proc. Nat. Acad. Sci.USA 71, 2300-2304.
8. Flatz, G.,
Kinderlerer,
J. L., Kilmartin, J. V. & Lehmann, H.(1971)
Lancet i, 732-733.9. Drabkin, D. L. (1946) J. Biol. Chem. 164, 703-723.
10. Drysdale, J. W., Righetti, P. & Bunn, H. F. (1971) Biochim.
Biophys.
Acta 229, 42-50.11. Clegg, J. B., Naughton, M. A. & Weatherall, D. J. (1966) J.
Mol.
Biol. 19,91-108.12. Jensen, M., Oski, F. A., Nathan, D. G. & Bunn, H. F. (1975) J.
Clin. Invest. 55,469-477.
13. Easley, C. (1965)
Biochim.
Biophys. Acta 107,386-388.14. King, T. P. & Craig, L. C.
(1961)
Methods Biochem. Anal. 10,201-228.
15. Gray, W. R. (1972) in Methods in Enzymology, eds. Hirs, C. H. W. & Timasheff, S. N. (Academic Press, New York), Vol.
XXV, pp. 121-138.
16. Peterson, J. D., Nehrlich, S., Oyer, P. E. & Steiner, D. F.
(1972) J.
Biol.Chem.
247,4866-4871.17. Hermodson, M. A., Ericsson, L. H., Titani, K., Neurath, H. & Walsh, K. A. (1972) Biochemistry 11, 4493-4499.
18. Laursen, R. A. (1971) Eur. J. Biochem. 20,89-102.
19. Laursen, R. A., Bonner, A. G. & Horn, M. J. (1975) in
Instru-mentation in Amino
Acid
Sequence Analysis, ed. Perhorn, R.N. (Academic Press, New York), in press.
20. Boyer, P. D. (1954)
J.
Am. Chem. Soc. 76, 4331-4337.21. Carrell, R. W. & Kay, R. (1972) Br. J. Haematol. 23,615-619.
22. Rachmilewitz, E. A. (1974) Semin. Hematol. 11, 441-462.
23.
Jacob,
H. & Winterhalter, K. (1970) Proc. Nat. Acad. Sci.USA 65,697-701.
24. Benz, E. J. & Forget, B. G. (1974) Semin.
Heniatol.
11, 463-523.25.
Fitch,
W. M. (1974) Ann. N.Y. Acad. Sci. 241, 439-448.26. Forget, B. G., Marotta, C. A., Weissman, S. M. & Cohen-Solal,
M. (1975) Proc. Nat. Acad. Sci. USA 72, this issue.
27.
Lehmann,
H.,Casey,
R., Lang, A.,Stathopoulou,
R., Imai, K.,Tuchinda,
S., Vinai, P.&.Flatz,
G.(1975)
Br. J. Haematol. 31,(Suppl.)
119-131.Bibliografia:
Thompson e Thompson – Genética Médica 7a Edição – 2008 – Editora Elsevier
Strachan e Read – Genética Molecular Humana 4a Edição – 2011 – Editora Artmed
Pierce – Genética – Um enfoque conceitual
5a Edição – 2016 – Editora Guanabara - Koogan
Hartl – Essential Genetics – A genomics perspective 6a Edição – 2014 – Editora Guanabara - Koogan