• Nenhum resultado encontrado

Efeitos preventivos do exercício físico na expressão da miostatina em ratos tratados com Dexametasona

N/A
N/A
Protected

Academic year: 2017

Share "Efeitos preventivos do exercício físico na expressão da miostatina em ratos tratados com Dexametasona"

Copied!
48
0
0

Texto

(1)

Departamento de Educação Física

EFEITOS PREVENTIVOS DO EXERCICIO FÍSICO NA EXPRESSÃO DA MIOSTATINA EM RATOS TRATADOS COM DEXAMETASONA

Aline Mio Martuscelli

(2)

EFEITOS PREVENTIVOS DO EXERCICIO FÍSICO NA EXPRESSÃO DA MIOSTATINA EM RATOS TRATADOS COM DEXAMETASONA

Monografia apresentada ao Departamento

de Educação Física da Faculdade de Ciências da Universidade Estadual Paulista, como requisito parcial para conclusão do curso de Licenciatura em Educação Física

Orientadora: Profª Drª Sandra Lia do Amaral

(3)

Dedico a Deus que com

toda sua generosidade possibilitou

(4)

Agradeço primeiramente a Deus, que se faz presente comigo a todo instante, me concede força a cada momento que encontro um desafio, me fortalece e me encoraja para a vida. Agradeço também ao meu pai Humberto (eterna saudade), que mesmo não estando mais presente me ofereceu ter a honra de ser uma das suas filhas e que junto com minha mãe Iolanda e irmãs Alethea, Alessandra e Alik, compomos uma família maravilhosa, unidos no amor. Vocês são meus verdadeiros inspiradores na vida.

Mãe serei imensamente grata por você, por estar presente comigo em cada passo da vida, por ter me dado o amor mais puro do mundo, por oferecer os melhores meios para que eu concluísse minha graduação, incentivando e acreditando em mim. Minha força vem do seu amor, desejo do fundo do meu coração te oferecer muitos e muitos dias felizes, Te amo!!

A vocês Lik e Lê, que junto comigo tivemos todos os cuidados do pai, mãe e theia, por compartilhar comigo momentos felizes e tristes, meu conforto é saber que isso nunca mudará e que estaremos juntas pra sempre, peço desculpa a vocês que privaram tantos momentos das suas vidas para que eu pudesse continuar no caminho da graduação, muito obrigada!! Amo vocês.

A minha mãe –irmã, Theia, meu maior anseio é retribuir o que fez por mim, minha admiração e amor por você é sem tamanho. Desde pequena possui tantas responsabilidades e por esse motivo, também peço desculpas por ter tirado (junto com a Lê e Lik) a atenção do pai e da mãe no momento que você deveria ter atenção, por ter pulado tantas etapas da sua vida para que nós pudéssemos te-las, obrigada por ter nos dado junto com meu cunhado Marco nossa esperança de vida, Manuela.

Marquinho, agradeço a você, por acreditar em mim desde quando era apenas uma criança na beira do rio, rs. Obrigada pelas conversas, experiências compartilhadas, risadas, piadas, por todo o apoio e por amar minha irmã. Te amo.

Ao meu também cunhado Stefan, que nos últimos anos se faz presente não apenas na vida da Lê, mas de todos nós, obrigada pelas infinitas caronas, rs, viagens, risadas, etc. Amo você!

(5)

estimado Cláudio, por me fazer se sentir tão querida. Amo todos vocês.

Aos meus primos Willian e Lena, que me adotaram literalmente como filha, que com muito amor me acolheram diversas vezes na casa de vocês, por terem se preocupado e cuidado de mim, tenham minha maior gratidão. Amo vocês.

Aos meus queridos amigos de Estreito, que no real sentido da amizade que dura á mais de 12 anos compartilham comigo desejos, sentimentos, pensamentos, momentos, sonhos, vitórias, alegrias, choros, etc. De modo muito especial a você Danilo, pelas nossas infinitas histórias, a você que se fez tão presente nessa etapa da minha vida morando comigo em Bauru, que foi e é meu maior parceiro na vida, obrigada por tamanha afinidade. Amo todos vocês.

A vocês meninas da república, Bruna, Mari e Sofis que neste último ano me alegraram com as palhaçadas, os churrascos, os almoços, vídeos engraçados (homem cobra, rs), foi um prazer morar com todas vocês e sei que nossa amizade não ficará restrita apenas no período da faculdade e sim para toda vida. De modo muito especial a você Bruna (Tata), que me proporcionou muitas e muitas risadas, obrigada por saber que posso contar com você, meu sentimento por você é mais que fraternal.

A turma Integral do curso de Educação Física, Unesp- Bauru, 2007-2010. Por terem feito parte comigo de uma das melhores fases da vida, a Faculdade. Na e Cá, obrigada pela amizade que construímos nesses anos, sentirei saudades dos vários almoços no restaurante universitário, das festas, trabalhos, viagens, conversas, academia (Na), corridas (Cá), falta de grana, rs, enfim, da nossa história. Aos meninos China, Anderson e Macau, por todo o respeito, por me tratarem como irmã. China, meu querido, que pude contar com você por muitas vezes, que passamos pelos primeiros perregues de morar longe de casa. Fábio, pela nossa amizade, por passarmos várias noites estudando e conversando, desculpa pelas vezes que meu sono deixava você falar sozinho, rs. Fer, por estar perto de mim não apenas nos bons momentos, mas nos ruins também, foi você que me cedeu o ombro amigo em um dos meus dias mais tristes, muito obrigada! Amanda, que sem esforço possuímos uma sintonia que é difícil explicar. Amo todos.

(6)

A toda equipe “família” LAPE e LEFEx, que com certeza tiveram comigo os momentos de maior dedicação, esforço e estudos. Aos meus queridos veteranos, Jú, Ma e Chiquetto, que muito mais que veteranos se tornaram grandes amigos, obrigada por toda aprendizagem e momentos compartilhados.

Agradeço muito a minha orientadora, Drª Sandra Lia do Amaral, sem você seria impossível concluir com satisfação este trabalho, que por muitas vezes me fez perder o sono com tantas tarefas dadas, mas que com muita sabedoria me mostrou o lado fascinante da ciência e da pesquisa, foi graças as suas oportunidades que hoje minha vida tomou uma outra direção, obrigada pelos conselhos durante as milhares viagens Bauru-SP, rs, pelas broncas, pelos ensinamentos que ultrapassaram o conhecimento profissional, por ter acreditado em mim. Muito obrigada San.

Agradeço também a FAPESP e a PROEX pelas bolsas cedidas, sem elas teria vivido com mais dificuldade na graduação e possivelmente não teria aproveitado realmente todos os conteúdos e estágios na faculdade.

Deixo aqui meu sentimento de missão cumprida, minha gratidão por todas as pessoas que em algum momento se fizeram extremamente importante nesta etapa da minha vida, a todos meus professores, familiares e amigos que ao longo dos anos construíram minha identidade.

“A busca apenas é válida quando o que se busca é a sabedoria, ela nos trás felicidade e nos encaminha para Deus.”

(7)

Figura 1: Sinalização protéica responsável pela hipertrofia ou atrofia muscular (Adaptado de CLASS., 2005)...14

Figura 2: Linha do tempo do protocolo experimental...21 Figura 3: Capacidade física avaliada em minutos na esteira ergométrica nos testes máximos realizados durante o protocolo experimental. Avaliações 1,2,3 e 4 correspondem aos TEM-1, TEM-2, TEM-3 e TEM-4. Nos grupos sedentário controle (SC, n=20), sedentário tratado com dexametasona (SD, n=20), treinado controle (TC, n=20) e treinado tratado com dexametasona (TD, n=20) do TEM-1 ao TEM-3. Apenas 10 ratos de cada grupo realizaram o TEM-4. Significância: # vs início p<0,05 * vs controle p<0,05...25

Figura 4: Variação da distância percorrida em metros entre a realização do terceiro teste máximo (TEM-3) e o primeiro teste máximo (TEM-1) nos grupos avaliados: treinados (n=40) e sedentários (n=40). Significância: *p < 0,05...26

Figura 5: Comportamento do peso corporal durante as 8 semanas de treinamento físico (painel esquerdo) e no período de tratamento com dexametasona (10 dias, painel direito) nos grupos sedentário controle (SC, n=20), sedentário tratado com dexametasona (SD, n=20), treinado controle (TC, n=20) e treinado tratado com dexametasona (TD, n=20). Significância: # vs início,* vs controle, p<0,05...27

Figura 6: Valores de peso corporal de todos os ratos no dia do experimento. Sedentário controle (SC, n=20), sedentário tratado com dexametasona (SD, n=18), treinado controle (TC, n=19) e treinado tratado com dexametasona (TD, n=16). Significância :* vs controle, p<0,05...27

(8)

(n=20), TC (n=20), TD (n=20). Significância: * vs controle, p< 0,05...28

Figura 9: Painel superior. Gel representativo dos resultados de Western Blot para a proteína Miostatina (PM 12kDa) no músculo tibial anterior (A) e sóleo (B). Painel inferior: Análise quantitativa da expressão da proteína Miostatina dos animais dos grupos sedentário controle (SC, n=20, 20), sedentário tratado com dexametasona (SD, n=14 e 10), treinado controle (TC, n=15 e 12) e treinado tratado com dexametasona (TD, n=14 e 8) no músculo tibial anterior (TA) =A e sóleo (SOL)=B, respectivamente. Significância: + vs sedentário, p<0,05...29

(9)

A dexametasona (Dexa) é amplamente utilizada no uso clínico, devido ao seu potente efeito antialérgico e anti-inflamátorio, entretanto o uso crônico pode induzir diversos efeitos colaterais, tais como hiperglicemia, hipertensão, hipercolesterolemia e atrofia muscular. Demonstramos recentemente que o exercício físico parece atenuar alguns dos efeitos colaterais da Dexa, mas pouco tem sido estudado sobre a atrofia muscular. Foram utilizados 80 ratos wistar, separados em 4 grupos: sedentário controle (SC), sedentário tratado com dexa (SD: 0,5mg/kg por dia), treinado controle (TC) e treinado tratado com dexa (TD). Após adaptação na esteira, os animais foram submetidos ao protocolo de treinamento (T, 60% capacidade máxima, 5 dias por semanas/ 8 semanas) ou mantidos como sedentários. Os ratos foram pesados semanalmente durante o T e diariamente durante o tratamento. O músculo tibial anterior (TA) e sóleo (SOL) foram coletados para avaliar a expressão protéica de miostatina e p70S6K. O treinamento aumentou o tempo de exercício nos grupos treinados (97% vs -35% , para treinados e sedentários, respectivamente). Dez dias de tratamento determinou aumento da glicemia de jejum no grupo SD (62%), no entanto o treinamento prévio atenuou este aumento (TD =20%, p<0,05), mostrando o papel preventivo do exercício físico no aumento na glicemia. O aumento de peso corporal (PC) foi semelhante durante o treinamento, entretanto, a administração da Dexa determinou diminuição significativa de PC no grupo TD (-22%) e SD (-25%) acompanhado de redução de peso muscular no TA, para TD (-20) e SD (-23%). A expressão da miostatina não foi alterada nem pelo tratamento com dexa nem pelo treinamento no músculo TA, no entanto, no músculo sóleo, a miostatina aumentou significativamente nos grupos treinados, independente do tratamento (TC=23% e TD=25%), comparado com seus grupos controles. Já a expressão protéica de p70S6K não sofreu alterações em nenhum músculo e em nenhuma condição. Os resultados do presente estudo nos permitem concluir que o treinamento prévio atenua o aumento de glicemia induzida pela Dexa, no entanto não previne a redução de peso corporal ou muscular. Mesmo na presença de atrofia muscular, a expressão de miostatina e p70S6k não justificam os mecanismos da perda muscular induzida pela Dexa, o que sugere que outras proteínas catabólicas e anabólicas devem estar envolvidas no processo de atrofia muscular após 10 dias de tratamento com Dexa.

(10)

Muscle atrophy is always associated with Dexamethasone (Dexa) treatment, however the mechanisms are not completely understood. This study investigated the effects of Dexa on myostatin and p70S6K protein expression and if previous exercise training (T) can attenuate these effects. Eighty rats were distributed into 4 groups: sedentary control (SC), sedentary treated with Dexa (SD; 0,5 mg/kg per day, i.p., 10 days), trained control (TC) and trained treated with Dexa (TD) and underwent a training period where they were either submitted to a running protocol (60% of physical capacity, 5 days/week for 8 weeks) or kept sedentary. After T period, animals underwent Dexa treatment concomitant with training. Western Blot was performed to identify myostatin and p70S6k protein expression in the tibialis anterior (TA) and soleus (SOL) muscle. Ten days of Dexa treatment increased fasting glucose (SD=+62%), however previous T attenuated this increase (TD=+20%, p<0.05). Dexa determined significant decrease in body weight in TD (-22%) and SD (-25%), followed by TA weight reduction in SD (-23%) and TD (-20%). Previous training could not avoid these decreases. Myostatin protein expression was not altered by dexa treatment or training in TA muscle but in SOL muscle it was significantly modified after T, regardless of treatment (TC= +%23 and TD=+25) compared with their respective controls. The protein p70S6K was not modified neither by dexa nor training in any of the analyzed muscle or condition. The results of this study allowed us to conclude that previous training attenuates the hyperglycemia induced by Dexa, however it did not prevent the body or muscle weight reductions. Even in the presence of muscle atrophy, the expression of myostatin and p70S6K do not justify the mechanisms of muscle loss induced by Dexa, which suggests that other catabolic or anabolic proteins could be involved in the process of muscle atrophy after 10 days of treatment with Dexa.

(11)

1 Introdução....11

1.1Efeitos da dexametasona na musculatura esquelética...12

1.2Efeitos do Exercício Físico...15

2 Justificativa e Objetivo...19

3 Materiais e Métodos...20

3.1 Avaliação da capacidade física máxima dos animais...20

3.2 Grupos experimentais...21

3.3 Protocolo de treinamento físico...22

3.4 Determinação da Glicemia de Jejum...22

3.5 Retirada dos músculos esqueléticos...22

3.6 Protocolo de dosagem de proteína...23

3.7 Procedimentos de Western Blotting...23

3.8 Métodos estatísticos...24

4 Resultados...25

5 Discussão dos Resultados ...31

6 Conclusão...37

(12)

1. INTRODUÇÃO

A dexametasona é um glicocorticóide sintético que pertence à classe dos corticosteróides que, em nosso organismo, mimetiza os efeitos do cortisol. Os glicocorticóides são produzidos e secretados pelo córtex adrenal, regulados pelo eixo hipotálamo-hipofisário e atuam em diversos órgãos e sistemas, têm como principal papel mobilizar carboidratos, lipídios e proteínas em uma situação de estresse, como por exemplo, ao final de exercícios de longa duração e na reação de luta e fuga (FARIA e LONGUI., 2006).

A dexametasona é um importante fármaco utilizado em processo inflamatório e alérgico para diversas doenças tais como asma, artrite, febre reumática, entre outras, (NISHIOKA, 2000; MARCHIONNI et al., 2006). Entretanto, o uso crônico deste componente pode induzir diversos efeitos colaterais que comprometem o organismo.

Os efeitos colaterais dos glicocorticóides estão associados às altas taxas de ácido graxos livres liberados (lipólise) para a formação de energia, assim como a quebra de aminoácidos e aumento da gliconeogênese hepática. O acúmulo desses componentes promove um aumento da glicemia e um estresse, por esse motivo os glicocorticóides atuam de maneira antagônica à insulina.

Vários estudos vêm sendo realizados para identificar os efeitos colaterais do uso crônico da dexametasona. Eles demonstram reduções de peso corporal, aumentos na resistência periférica à insulina, acompanhados de hiperglicemia e hiperinsulinemia, lipólise, proteólise (AHTIKOSKI et al., 2004; LUNDGREN et al., 2004; CRESPILHO et al., 2006; GILSON et al., 2007; RAFACHO et al., 2007; YAMAMOTO et al., 2008, BAREL et al., 2010).

(13)

et al., 2010). No entanto, o exercício físico não foi eficaz em reverter o quadro de atrofia muscular induzida pelo tratamento crônico com dexametasona. Portanto maiores estudos são necessários para se compreender os mecanismos responsáveis pela atrofia muscular.

1.1Efeitos da dexametasona na musculatura esquelética.

A degradação protéica ocorre de forma natural, com o avanço da idade e, tal fato é denominado como sarcopenia, sendo marcada por uma diminuição do número e tamanho das fibras musculares. Entretanto a perda muscular também está associada com síndromes metabólicas complexas, ocorridas por algumas doenças, tais como, câncer, doenças crônicas renais, pulmonares e cardíacas, neste caso a degradação protéica é denominada de caquexia. (LENK et al., 2010).

Resultados recentes do laboratório (LOUZADA et al, 2009, DIONÍSIO et al, 2009; BAREL et al., 2010, AMARAL et al., 2010) têm demonstrado constantemente que existe uma redução significativa de peso corporal nos ratos tratados por 10 dias com 1mg/kg por dia de dexametasona. Esta diminuição de peso corporal pode ser explicada por uma redução significativa na ingestão alimentar dos animais, uma vez que dados preliminares de nossos colaboradores têm demonstrado que ratos tratados por 5 dias com dexametasona (1mg/kg/dia) diminuem significativamente sua ingestão alimentar (SANTOS et al, 2007).

(14)

Ma et al (2003) e Gilson et al (2007) demonstraram que o uso crônico de dexametasona, na mesma dosagem utilizada por Barel et al (2010), ou seja, 1 mg/kg por peso muscular, promovia uma perda significativa de peso corporal, acompanhada de atrofia muscular, a qual era implicado o papel fundamental da proteína miostatina, uma vez que a deleção deste gene impedia completamente estes efeitos. Tem sido demonstrado que miostatina (diferenciação do fator-8 do crescimento, GDF-8) é uma das principais proteínas que limita o crescimento muscular no organismo e tem sido implicada na perda muscular provocada por diversas doenças, tais como câncer, HIV (Human Immunodeficiency Virus) e distrofia muscular (TAYLOR et al., 2001; MCPHERRON et al., 1997; CHELH et al., 2009). Há evidências mostrando que a miostatina pode reduzir a massa muscular por reduzir a síntese de proteína e por estimular a via dependente de ubiquitina-proteosoma (MCFARLANE et al., 2006). A miostatina é considerada um membro da superfamília do TGF-β entre os fatores das proteínas que regulam negativamente a massa do músculo esquelético. Esta proteína se liga ao receptor de activina tipo IIa, que fosforila o receptor de activina tipo I que por sua vez induz a traduções intracelulares pela fosforilação de Smad 2/3 que, quando ativados, se dirigem ao núcleo iniciando a transcrição de genes alvos. (MCPHERRON et al., 1997).

Os resultados de Gilson et al, (2007) estão em acordo com os achados de Salehian, et al (2006) que já haviam demonstrado um papel importante da miostatina na atrofia muscular, uma vez que os ratos tratados com glutamina reduziram em 50% a expressão da miostatina e consequentemente atenuaram em 50% da perda muscular induzida por dexametasona. Artaza et al. (2002) observaram, em células C2C12, que o aumento da miostatina induzida por glicocorticoides é encontrado principalmente no núcleo celular quando comparado ao citoplasma, sugerindo um papel de transcrição da miostatina. Yang et al, (2007) demonstraram que a miostatina pode inibir a fosforilação de PI3K ou AKT, reduzindo desse modo a síntese de proteínas que são dependentes deste processo de sinalização e, deste modo, reduz o processo de hipertrofia muscular.

(15)

proteínas catabólicas no controle da atrofia muscular em animais tratados com dexametasona.

Por outro lado existem proteínas que estão diretamente envolvidas no processo de crescimento muscular, ou seja, no desenvolvimento de hipertrofia muscular. Dentre estas proteínas pode-se citar o fator de crescimento semelhante à insulina-1 (IGF-1), proteína quinase B (igualmente chamado de Akt) e a p70 S6K (PETLEY et al., 1999; ZHENG et al., 2000).

O IGF-1 (fator de crescimento semelhante à insulina-1) é sintetizado principalmente no fígado, além de ser produzido também em vários tecidos locais (ADAMS., 2002). Sua função é controlar o processo de sinalização intracelular miogênica. Desse modo, principalmente durante o exercício, é responsável pelo processo de síntese protéica, participa do crescimento muscular, além de regular as vias metabólicas como a da insulina. (BOFF., 2006). A hipertrofia induzida pelo IGF-1- ocorre por meio da via PI3-kinase, que estimula a Akt que por sua vez, iniciará a sinalização na cascata de transdução necessária para diferenciação celular (BOFF., 2006). A proteína Akt pode tanto ativar a via da mTor (proteína responsável pelo aumento muscular) como inibir a via da FOXO (proteína inibidora da hipertrofia). Se a mTor for ativada, ela ativará a p70S6k que, por sua vez, promoverá a síntese protéica (BODINE et al., 2001; ROMMEL et al., 2001).

Abaixo, a figura 1 mostra as vias de sinalização responsáveis pela hipertrofia muscular (verde) e atrofia muscular (vermelha).

(16)

Pouco se sabe sobre os efeitos do tratamento com dexametasona na expressão das proteínas envolvidas no processo de hipertrofia muscular. YAMAMOTO et al., (2008) demonstraram que o tratamento com dexametasona por 5 dias era capaz de reduzir significativamente a expressão gênica de IGF-1 no músculo sóleo de ratos. Da mesma forma, Shakman et al (2008) encontraram recentemente uma diminuição significativa da expressão de Akt, p70S6K e GSK-3β no músculo tibial anterior após sete dias de tratamento com dexametasona. Dados recentes do Laboratório (Louzada, proc. no 2008/00821-6) demonstraram que 10 dias de tratamento com a Dexa, apesar de determinar atrofia muscular, não reduziram significativamente a expressão proteica de p70S6 na musculatura esquelética. Long, Wei e Barret (2001) demonstraram que o tratamento com dexametasona (0.3g/kg/dia) durante 5 dias diminuia a síntese protéica e bloqueiava o aumento na fosforilação da proteína p70S6 induzida pela insulina, embora o tratamento não tenha alterado a expressão dessa proteína no músculo esquelético. Do mesmo modo, Shah, Kimbal e Jefferson et al (2000) observaram redução na fração de síntese protéica e na fosforilação da proteína p70S6 no músculo íliopsoas de ratos tratados por 4 horas com dexametasona (1g/kg). Portanto, mais estudos são necessários para a compreensão dos efeitos da dexametasona nas proteínas responsáveis pelo crescimento muscular, uma vez que na maioria dos trabalhos ocorre atrofia induzida pela droga, mas nem todos encontram redução na expressão protéica.

1.2Efeitos do Exercício Físico.

O exercício físico regular tem sido amplamente utilizado para tratamentos e prevenção de varias doenças, como asma, hipertensão, diabetes, obesidade (AMARAL et al., 2000; MONTEIRO et al., 2004; ROLIN et al., 2007; COIMBRA, et al., 2008; ELIAS et al., 2008; CLANS et al., 2009). Dentre seus diversos efeitos, a prática regular de exercício físico atua melhorando a captação periférica de glicose, diminui a resistência vascular periférica, aumenta a sensibilidade a insulina e melhora o perfil lipídico (CLANS et al., 2009; CHRISTOS et al., 2009; LOIMAALA et al., 2009; NUNES e MELLO., 2009).

(17)

perda de peso e consequentemente nos diversos distúrbios associado à obesidade, como a hipertensão, intolerância a glicose, resistência à insulina, diabetes tipo II e a dislipidemias.

No sistema nervoso simpático o exercício atua diminuindo significativamente a atividade no nervo simpático na musculatura esquelética em pacientes cardiopatas (ROVEDA et al., 2003). Já na musculatura esquelética, o exercício promove a hipertrofia muscular, aumentando o número de fibras, de vasos sanguíneos e da quantidade de mitocôndrias. (HUNTER et al., 2005; ADAMS et al., 2007; AMARAL et al., 2008;).

Poucos estudos avaliaram o efeito do exercício aeróbio na expressão de proteínas que controlam o processo de crescimento/atrofia muscular. Leiter et al. (2010) demonstraram recentemente aumento das células sátelites musculares no gastrocnêmio em ratos jovens treinados durante 3 semanas, mostrando dessa forma a possibilidade de sintese proteíca. Por outro lado, Durigan et al., (2009) evidenciaram que o exercício físico aeróbio moderado, durante três meses, foi capaz de diminuir significativamente a expressão de gene da Atrogina-1 e Murf-1 no músculo tibial anterior, em ratos com inflamação alérgica crônica do pulmão. Da mesma forma, Matsakas et al (2006) demonstraram que o exercício crônico aeróbio diminuiu significativamente a expressão de miostatina no músculo gastrocnêmico branco quando comparado com o exercício agudo, e esta diminuição foi maior no músculo com maior porcentagem de miostatina, ou seja, no branco quando comparado ao vermelho.

Adams et al, (2007) e Heinemeier et al., (2007) demonstraram aumentos significativo de IGF-1, MGF e MyoD, acompanhados de diminuições na expressão gênica da miostatina, após a realização de estímulos elétricos concêntricos, excêntricos e isométricos por 4 a 5 dias. Sabe-se que uma única sessão de exercício excêntrico não é suficiente para diminuir a expressão de RNAm da miostatina e da MyoD no músculo vasto lateral (JENSKY et al., 2007). Nos indivíduos com insuficiência cardíaca o exercício físico compensa os mecanismo envolvidos na perda muscular, no entanto não estão totalmente claros os mecanismo envolvidos, os possíveis são: sinalização intracelular de IGF-1/ PI3k/AKT, estimuladores de síntese protéica promovido pelo exercício físico, e a diminuição dos níveis de RNAm de Murf-1 e Atrogina (BRUM et al, 2011).

(18)

sessão de treino. Já em exercício de resistência com intensidade moderada, realizada em humanos, foi encontrado que o fator de formação muscular (miogenina) nas células satélites, estavam alto no músculo quadríceps (KADI et al, 2004). Do mesmo modo, Liu et al (2008) mostraram que os fatores de crescimento muscular como os MGF, IGF-1, e MyoD, ativados pela células satélites, estavam significativamente maiores após a realização de exercícios de contração máxima durante seis semanas.

Recentes resultados do laboratório (Louzada, proc. no 2008/00821-6) demonstraram que o exercício físico aeróbio foi capaz de aumentar a expressão protéica de p70S6 somente no músculo tibial anterior, mas não no sóleo, no entanto, não observou hipertrofia nestes músculos.

(19)

essa proteína é fator que contribui para elevar a síntese de proteínas neste tipo de fibra muscular.

Ainda não estão totalmente claros os efeitos do exercício físico nas proteínas positivas e negativas ao crescimento muscular e, quase nada se sabe sobre a prevenção do exercício físico na atrofia muscular causada pelos glicocorticóides.

(20)

2. JUSTIFICATIVA E OBJETIVO.

Os glicocorticóides sintéticos são amplamente utilizados no uso clínico, devido ao seu potente efeito anti-alérgico e antinflamátorio. Entretanto, seu uso crônico, dependente da dose e/ou tempo de administração, pode induzir diversos efeitos colaterais no organismo, entre eles, resistência periférica à insulina, hiperglicemia, lipólise, perda de peso, atrofia muscular e rarefação.

A regulação miogênica é dada pelo balanço de proteínas positivas e negativas do crescimento muscular, ou seja, pelo controle de síntese e degradação de proteína. Tem sido demonstrado que o tratamento crônico com dexametasona promove atrofia muscular principalmente por aumentar a expressão da Miostatina. Pouco se sabe sobre os efeitos da dexametasona na expressão de p70S6K. Por outro lado, o exercício físico pode aumentar significativamente a expressão da p70S6K ou diminuir a expressão de miostatina. Porém nada se sabe sobre os efeitos preventivos do exercício físico nas vias que controlam a homeostase muscular em ratos tratados com dexametasona.

(21)

3. MATERIAIS E MÉTODOS.

Foram utilizados ratos machos (Wistar) de 7-8 semanas de idade (200-250g, jovens), provenientes do Biotério da UNESP no Campus de Botucatu. Durante todo o protocolo, os animais foram mantidos em gaiolas com até cinco animais, no biotério do Departamento de Biologia do campus da UNESP de Bauru, com ciclo claro escuro de 12:12 horas e temperatura controlada (22oC). Ração e água foram fornecidas atlibitum. Os ratos foram pesados semanalmente do início ao fim dos estudos (balança Fillizola).

3.1 Avaliação da capacidade física máxima dos animais.

A capacidade máxima foi avaliada de forma indireta por meio de teste de esforço máximo (TEM) em esteira ergométrica. Após um período inicial (10 dias), os ratos foram adaptados e selecionados segundo sua habilidade em andar/correr na esteira ergométrica adaptada para ratos (Inbramed, com 10 raias suspensas de ferro). Após esta pré-seleção, eles realizaram um teste de esforço máximo (TEM-1), utilizando um protocolo escalonado previamente validado e publicado por Silva et al (1997), com incrementos de 3 m/min a cada 3 min. Depois de 4 semanas de treinamento, foi aplicado um novo TEM para readequação da carga de treino (TEM-2). Ao término dos 60 dias de protocolo experimental, foi aplicado um novo teste de esforço máximo (TEM-3) para se avaliar o efeito do treinamento físico antes do início do tratamento com a droga. A carga máxima foi determinada quando o animal não conseguia correr espontaneamente. Os ratos sedentários realizaram os testes de capacidade máxima no mesmo período que os treinados e permaneceram sedentários durante o período de treino. A Figura 2 representa a linha de tempo do protocolo experimental desta pesquisa:

(22)

Figura 2. Linha do tempo do protocolo experimental.

3.2 Grupos experimentais.

Após a avaliação da capacidade física, os ratos foram pesados e divididos aleatoriamente em quatro grupos experimentais, seguindo protocolo de 70 dias.

Grupo 1: 20 animais que permaneceram sedentários durante todo o período e não receberam tratamento com dexametasona (SC).

Grupo 2: 20 animais que ficaram sedentários por todo o período e receberam tratamento com dexametasona nos últimos 10 dias (0,5mg / kg por dia, via-intraperitoneal) – (SD).

Grupo 3: 20 animais que foram submetidos a um protocolo de treinamento físico por 8 semanas e não receberam tratamento com dexametasona (TC)

Grupo 4: 20 animais que foram submetidos a um protocolo de treinamento físico por 8 semanas seguido de tratamento com dexametasona por 10 dias (0,5 mg / kg por dia, via-intraperitoneal) – (TD). Os animais treinados continuaram treinando durante o período de tratamento medicamentoso.

Os animais não tratados com dexametasona receberam placebo pelo mesmo período de treinamento.

(23)

3.3 Protocolo de treinamento físico.

O treinamento físico foi realizado em esteira ergométrica durante uma hora por dia, por 8 semanas, com intensidade de 60 % da velocidade máxima atingida no teste de esforço. A velocidade e o tempo de treinamento foram aumentados gradativamente a cada dia, sendo que na segunda semana de treino os animais já estavam realizando o treino na intensidade e tempo desejados. A intensidade do treinamento foi readaptada após 4 semanas de treinamento. Os ratos sedentários permaneceram sedentários durante o período de treino.

3.4 Determinação da Glicemia de Jejum

Após 12 horas de jejum os animais foram submetidos à avaliação da glicemia de jejum. Foi realizado um pequeno furo com uma agulha na cauda de cada animal para que pudesse ser colhida uma única gota de sangue. A glicemia dos animais foi aferida com glicosímetro “One-Touch” Ultra (Johnson & Johnson).

A avaliação da glicemia foi realizada antes e após 8 semanas do treinamento físico e antes e após do tratamento com dexametasona).

3.5 Retirada dos músculos esqueléticos.

Os animais foram eutanasiados por excesso de anestésioco ANASEDAN® (cloridrato de xilasina) e DOPALEN® (cloridrato de quetamina), VETBRANDS do Brasil (1:1, 1mg/kg de peso corporal).

(24)

homogeneizadas imediatamente após a retirada com um homogeneizador Polytron em uma solução RIPA concentrado 10x contendo: 0.5M Tris-HCl, pH 7.4, 1.5M NaCl, 2.5% ácido deoxicólico, 10% NP-40, 10mM EDTA e adicionado 1% de PMSF na hora de usar.

As amostras foram centrifugadas a 10.000g por 5 minutos e em seguida o sobrenadante foi coletado e transferido para um novo tubo, que foi armazenado em freezer a -20°C para futuras análises de expressão proteica. Os tecidos não homogeneizados foram armazenados em freezer -80oC.

3.6 Protocolo de dosagem de proteína.

A concentração de proteína foi determinada pelo método de Bradford utilizando um kit comercial (Bio-Rad Kit, Hercules, CA) com albumina como padrão, como previamente publicado (AMARAL et al., 2001). Este procedimento foi realizado em colaboração com o Laboratório do Prof. Livre Docente Carlos Ferreira dos Santos, na FOB/USP. Após a dosagem as amostras foram estocadas a –20oC até serem utilizadas para os experimentos de Western Blotting.

3.7 Procedimentos de Western Blotting.

(25)

proteína colocada em cada coluna foi conferida com a colocação com Ponceau. As membranas foram lavadas em solução basal (Tris 1M, NaCl 5M, Tween 20), bloqueadas em solução a 5% de leite sem gordura em solução basal por 2 horas e incubadas por toda a noite, a 4oC, com diluição apropriada do anticorpo anti-miostatina (1:500, em leite desnatado) e anticorpo monoclonal para sequências de p70S6 humano (1:700, em albumina). As membranas foram então lavadas e incubadas com um anticorpo secundário, IgG anti-mouse e anti habbit (Miostina e p70S6, respectivamente), por 2 horas. O anticorpo foi detectado por luminescência química aumentada (Super signal Pico) e as membranas foram expostas a filme de radiografia. As bandas foram analisadas utilizando um programa de computador (Scion Image, Corporation)

3.8 Métodos estatísticos.

(26)

4. RESULTADOS.

A figura 3 representa o resultado dos 4 testes máximos realizados na esteira durante o período de treinamento físico, expresso em minutos. Pode-se observar um aumento significativo dos valores de tempo de exercício nos grupos TC, quando comparados ao início do treinamento (de 10 ± 1 min para 13,2 ± 0,6 min, no TEM-2, 18,6 ± 0,6 min, no TEM-3 e para 19,7 ± 0,8 min no TEM-4, p<0,05). Da mesma forma, o grupo TD também aumentou seu desempenho na esteira (de 9,5 ± 0,8 min para 14,6 ± 0,5 min, no TEM-2, 18 ± 0,8 min no TEM-3 para 20,4 ± 1,6 no TEM-4, P<0,05). Para o grupo sedentário controle (SC) observa-se diminuição significativa, quando comparado com o inicio do treinamento (de 10,6 ± 0,6 min para 7,5 ± 0,5 no TEM-2, 7,4 ± 0,6 min no TEM-3 para 6,8 ±0,5 min no 4), assim como para o grupo tratado (SD: 10± 0,5 min para 7,2±0,5 min para o TEM-2, 8,4±0,5 min doTEM-3 para 5,8±0,7 min no TEM-4 ) é importante ressaltar que todos os grupos partiram de valores semelhantes no início do treinamento, o que garante a homogeneidade dos grupos. Os grupos sedentários não alteraram significativamente sua capacidade física como pode ser observados (SC e SD). Vale ressaltar que o tratamento com dexametasona não alterou a capacidade física dos animais, como observado na Figura 3 (SD e TD)

Figura 3: Capacidade física avaliada em minutos na esteira ergométrica nos testes máximos

(27)

A figura 4 mostra a variação (delta) da distância percorrida entre o 3º e 1º TEM nos grupos treinados (de 115 ± 16 m no TEM-1 para 336 ± 22 m no TEM-3) e sedentários (de 121 ± 11 m no TEM-1 para 78 ± 9 m no TEM-3).

Figura 4: Variação da distância percorrida em metros entre a realização do terceiro teste máximo

(TEM-3) e o primeiro teste máximo (TEM-1) nos grupos avaliados: treinados (n=40) e sedentários (n=40). Significância: *p < 0,05.

O comportamento do aumento de peso corporal durante as 8 semanas de treinamento foi semelhante entre os grupos, como pode ser observado na Figura 5 (SC: 292 ± 13 para 401 ± 20g; SD: 301±11 para 412 ±15 g; TC: 279 ± 16 para 419 ± 24 g; TD: 305 ± 9 para 383 ± 18 g, respectivamente para 1ª e 8ª semana de treino). Importante ressaltar que os pesos corporais dos 4 grupos eram semelhantes no início do treinamento.

(28)

Figura 5: Comportamento do peso corporal durante as 8 semanas de treinamento físico (painel esquerdo) e no período de tratamento com dexametasona (10 dias, painel direito) nos grupos sedentário controle (SC, n=20), sedentário tratado com dexametasona (SD, n=20), treinado controle (TC, n=20) e treinado tratado com dexametasona (TD, n=20). Significância: # vs início,* vs controle, p<0,05.

O treinamento físico não atenuou a perda de peso corporal, uma vez que os animais SD e TD apresentaram valores de PC menores que seus respectivos controles no final do tratamento. A Figura 6 ilustra os valores de PC no dia do sacrifício. Pode-se observar que houve perda significativa de 21% no PC no grupo TD quando comparado com seu controle, já para o grupo SD a perda significativa foi de 25% quando comparado com seu controle.

Figura 6: Valores de peso corporal de todos os ratos no dia do experimento. Sedentário controle

(SC, n=20), sedentário tratado com dexametasona (SD, n=18), treinado controle (TC, n=19) e treinado tratado com dexametasona (TD, n=16). Significância :* vs controle, p<0,05.

(29)

A Figura 7 mostra os valores de glicemia analisados durante o protocolo experimental. Durante as primeiras 8 semanas de treinamento físico, pode-se observar que não houve variação significativa nos valores de glicemia basal. Por outro lado, a dexametasona determinou aumento significativo da glicemia de jejum nos grupos SD (de 83 ± 2 mg/dL para 135 ± 9 mg/dL, p<0,05) e TD (de 86 ± 2 mg/dL para 104 ± 8 mg/dL, p<0,05). No entanto, o aumento observado no grupo TD foi significativamente menor que o observado no grupo SD, demonstrando uma atenuação do aumento da glicemia nos grupos treinados (104 ± 8 mg/dL vs 135 ± 9 mg/dL, para TD vs SD, p<0,05).

Figura 7 Valores de glicemia de jejum nas avaliações: 1-antes do treinamento; 2- antes tratamento

e 3- após tratamento, nos diferentes grupos analisados: SC (n=20), SD (n=20), TC (n=20) e TD (n=20). Significância: # vs início do tratamento, * vs controle, + vs sedentário, p<0,05.

Figura 8: Valores de peso muscular: A- músculo Sóleo (SOL) e B-Tibial Anterior (TA)

(30)

Da mesma forma que o observado no peso corporal, o tratamento com dexametasona determinou redução significativa do peso muscular, como pode ser observado na Figura 8 para o músculo TA. O efeito da dexametasona no peso do TA foi de 23% nos sedentários e de 20% para os treinados, o que demonstra que o treinamento físico não foi efetivo para evitar a perda do peso do TA.

Resultados relativos à expressão protéica:

Figura 9: Painel superior. Gel representativo dos resultados de Western Blot para a proteína

Miostatina (PM 12kDa) no músculo tibial anterior (A) e sóleo (B). Painel inferior: Análise quantitativa da expressão da proteína Miostatina dos animais dos grupos sedentário controle (SC, n=20, 20), sedentário tratado com dexametasona (SD, n=14 e 10), treinado controle (TC, n=15 e 12) e treinado tratado com dexametasona (TD, n=14 e 8) no músculo tibial anterior (TA) =A e sóleo (SOL)=B, respectivamente. Significância: + vs sedentário, p<0,05.

(31)

(1:700) e secundário (1:5000), uma vez que dá mesma forma que a miostatina, a p70S6 não era uma proteína analisada com frenquência.

A Figura 9 ilustra os resultados da quantificação da expressão protéica da Miostatina no músculo tibial anterior e sóleo (TA e SOL), com um número de ratos analisado maior (n= ± 15 ratos por grupo) quando comparado com os dados do relatório parcial (n=3 ratos por grupo). Pode-se observar que não houve diferença significativa da expressão protéica da Miostatina no músculo TA nos grupos estudados. Por outro lado, no músculo SOL a expressão protéica está significativamente maior no grupo treinado (TC e TD).

Figura 10: Painel superior. Gel representativo dos resultados de Western Blot para a proteína p70S6 (PM 70-85 kDa) no músculo tibial anterior (A) e sóleo (B). Painel inferior: Análise quantitativa da expressão da proteína p70S6 no músculo tibial anterior (TA) =A e sóleo (SOL)=B, respectivamente, nos animais dos grupos sedentário controle (SC, n=20, n=20), sedentário tratado com dexametasona (SD, n=17 e n=11), treinado controle (TC, n=15 e n= 12) e treinado tratado com dexametasona (TD, n=13 e n=10)

(32)

5. DISCUSSÃO

Os principais resultados do presente projeto mostraram que o tratamento com 0,5mg/kg por dia de dexametasona promoveu aumento da glicemia de jejum, redução de peso corporal e atrofia muscular no TA. O treinamento físico aeróbio, realizado anterior e concomitante ao tratamento farmacológico, foi eficiente em atenuar o aumento da glicemia nos ratos tratados, mostrando o papel preventivo do exercício no aumento dos valores glicêmicos. Por outro lado, o exercício crônico não foi efetivo em evitar a redução do peso corporal nem tampouco a atrofia muscular. Com o intuito de investigar um dos mecanismos da atrofia muscular, a análise da expressão protéica de miostatina e P70S6 foi realizada e pode-se observar que o tratamento com dexametasona não determinou aumento de miostatina nem redução de P70S6. Da mesma forma, o exercício físico não alterou a expressão destas proteínas nos animais tratados. Estes resultados sugerem que a atrofia muscular, presente nos animais após 10 dias de tratamento com dexametasona, deve ser resultado de uma combinação de outros mecanismos diferentes de miostatina e P70S6.

O uso crônico da dexametasona como terapia farmacêutica para processos inflamatórios e alérgicos vem sendo amplamente utilizada. Vários são os efeitos colaterais do seu uso crônico, como aumento da resistência periférica à insulina, hiperinsulimenia, diminuição de peso corporal, atrofia muscular, entre outros. (AHTIKOSKI et al., 2004; LUNDGREN et al., 2004; CRESPILHO et al., 2006; GILSON et al., 2007; RAFACHO et al., 2007; YAMAMOTO et al., 2008; LOUZADA et al, 2009, DIONÍSIO et al, 2009; BAREL et al., 2010).

(33)

(+20%), como observado anteriormente no estudo de Barel et al (2010), onde os treinados aumentaram somente 97% vs 136% nos sedentários. Portanto, estes resultados demonstram um efeito protetor promovido pelo exercício físico.

Os resultados anteriores de nosso laboratório haviam demonstrado que 1mg/kg por dia de dexametasona eram capazes de reduzir significativamente o peso corporal e muscular e que o exercício não era efetivo em atenuar estes efeitos (BAREL et al, 2010). Uma de nossas hipóteses era que em doses menores o exercício pudesse ter um efeito mais expressivo sobre estas variáveis. No entanto, as análises estudadas, mostraram que o uso de dexametasona durante 10 dias (0,5mg/kg) causou perda significativa de peso corporal nos dias de tratamento (18%) e de peso muscular, que não foi evitada pelo exercício. Concordando com estes resultados, Ma et al, (2003), utilizando uma dosagem de 0,6 mg/kg por dia de dexametasona, também encontraram perda significativa de peso corporal nos animais (-4%). Uma das diferenças observadas entre os resultados do presente estudo e os encontrados anteriormente pelo laboratório em dosagens maiores é que o efeito da droga acontece mais tardiamente, ou seja, com 1 mg/kg os efeitos surgem a partir do primeiro dia de tratamento (BAREL et al, 2010) ou a partir do terceiro dia (GILSON et al 2007) e, com dose 50% menor, a redução de PC somente é observada a partir do quarto dia de tratamento, como observado no presente trabalho.

Uma das possíveis causas de perda do peso corporal após tratamento com a dexametasona é a redução da ingesta alimentar, uma vez que a dexametasona pode diminuir os níveis do neuropeptídeoY (NPY) e do hormônio corticotropina (CRH) no núcleo paraventricular (PVN) (MCKIBBIN, COTTON, MCCARTHY et al. 1992; MICHEL e CABANAC, 1999; GINSBERG, CAMPEAU, DAY et al. 2003; KARSSEN, MEIJER, BERRY et al. 2005). O NPY e o hormônio liberador de corticotropina (CRH) regulam o apetite e a termogênese no hipotálamo, mais especificamente no núcleo paraventricular (PVN).

(34)

demonstrado constantemente que existe uma redução significativa de peso muscular dos ratos tratados por 10 dias com 1mg/kg por dia de dexametasona, que não é atenuada pelo exercício físico, entretanto, o papel da dexametasona ou do exercício no controle deste balanço ainda não está totalmente estabelecido.

A miostatina tem sido apontada como uma importante proteína no controle da atrofia muscular, uma vez que animais “knockout” para este gene não apresentam atrofia muscular induzida pela dexametasona (GILSON et al, 2007). Alguns estudos apontam o aumento da expressão da proteína miostatina promovida pelo uso de glicocorticóides após 5 dias de tratamento (SALEHIAN et al, 2006 e MA et al., 2003). Por outro lado, Smith et al, (2010), recentemente não encontraram alteração significativa na expressão protéica da miostatina no músculo EDL, após duas horas de tratamento com dexametasona (10mg/kg). Os resultados do presente estudo concordam com os achados de Smith et al. (2010) e demonstram que a expressão da miostatina não estava aumentada no grupo sedentário (SD) no TA e Sol após 10 dias de tratamento. De acordo com os estudos de Ma et al. (2003), a miostatina apresenta uma resposta bifásica após tratamento com dexametasona, ou seja, 5 dias de tratamento aumenta a expressão genética e protéica de miostatina, no entanto, estes valores retornavam aos basais após 10 dias. Portanto, acredita-se que a miostatina tenha um papel no início do processo da atrofia muscular, mas cronicamente não parece ter mais relevância. Nada se sabe sobre os efeitos preventivos do exercício aeróbio na expressão desta proteína após tratamento com dexametasona.

Sabe-se que uma única sessão de exercício excêntrico não é suficiente para diminuir a expressão gênica da miostatina no músculo vasto lateral (JENSKY et al., 2007). Por outro lado, Heinermeier et al. (2009) mostraram diminuição da expressão gênica da miostatina no músculo gastrocnêmico após 4 dias consecutivos de estímulos elétricos concêntricos, excêntricos e isométricos. Matsakas et al (2006) demonstraram diminuição significativa de RNAm de miostatina nos músculos gastrocnêmico e vasto lateral, após 5 dias de treinamento aeróbio. Mais recentemente, Konopta et al, (2010) mostraram diminuição significativa da expressão de miostatina em mulheres idosas após realização de exercício físico aeróbio durante 12 semanas.

(35)

não houve diminuição significativa na expressão protéica da miostatina no músculo tibial (Leiter et al., 2010) e no gastrocnêmico branco (Bueno et al., 2011) após 3 semanas de treinamento aeróbio. Por outro lado, Bueno et al. (2011) evidenciaram que a miostatina é também expressa no tecido adiposo. Neste sentido, estes autores confirmaram que a miostatina estava aumentada no tecido adiposo em ratos obesos e diminuída quando estes animais realizaram exercício aeróbio. Lenk et al. (2009) encontraram diminuição da miostatina no coração e no músculo gastrocnêmico em ratos com insuficiência cardíaca treinados durante quatro semanas, entretanto, não houve diferença significativa em ratos treinados e sedentários controles. Desta forma pode-se evidenciar que os efeitos do exercício na expressão protéica de miostatina ainda é controverso. Tem sido encontrado redução da miostatina após a prática de exercício físico (HEINERMEIER et al., 2009; MATSAKAS et al; 2006; KONOPTA et al., 2010), não alteração (BUENO et al., 2011; LEITER et al.,2011) ou ainda aumento da expressão da miostatina após a prática de exercício físico (WILLOUGHBY et al., 2004; PETERS et al., 2003).

Willoughby (2004) encontraram aumento significativo do RNAm e no conteúdo da miostatina, tanto no músculo como no plasma, após 12 semanas de treinamento resistido de alta intensidade (85-90% 1RM). Além disso, este autor (WILLOUGHBY, 2004) encontrou aumento significativo de cortisol e receptores de cortisol após treinamento físico, sugerindo que a prática regular de exercícios de alta intensidade possui relação direta com o aumento do cortisol e da miostatina. Por outro lado, Jensky et al. (2010) recentemente mostraram que após realização de exercício excêntrico e concêntrico em mulheres a expressão gênica da miostatina não estava modificada em nenhum dos protocolo de treinamento. Já Wilborn et al. (2009) encontraram, após 6 horas da sessão de exercício de resistência (60-85%), diminuição significativa do gene da miostatina (RNAm). O presente estudo e os resultados dos estudos acima citados sugerem que a expressão de miostatina responde diferentemente ao tipo, duração e intensidade de exercício físico.

(36)

independente do tratamento. Interessante notar que neste músculo (SOL) não houve atrofia. Por outro lado, no TA, houve atrofia muscular sem alteração nos níveis de miostatina, nem nos animais sedentários nem nos treinados. Estes resultados, em conjunto com os achados de Ma et al. (2003), sugerem que a miostatina pode ser importante no início do processo de atrofia muscular, mas após 10 dias outros fatores devem estar atuando para manter a redução significativa de peso muscular observada nos animais tratados.

(37)
(38)

6. CONCLUSÃO

(39)

7 REFERÊNCIAS

ADAMS, G.R. Autocrine/paracrine IGF-I and skeletal muscle adaptation. J Appl Physiol, v. 93, p.1159–1167, 2002.

ADAMS, G.R; HADDAD, F; BODELL, P.W; TRAN, P.D;K. M. BALDWIN, K.M. Combined isometric, concentric, and eccentric resistance exercise prevents unloading-induced muscle atrophy in rats. J Apll Physiol, v.103, p. 1644-1654, 2007.

AHTIKOSKI, A.M; RISO, E.M; KOSKINEN, S.O.A; RISTELI, J; TAKALA, T.E.S. Regulation of type IV collagen gene expression and degradation in fast and slow muscles during dexamethasone treatment and exercise. Eur J Physiol, v. 448, n. 1 p. 123-130, 2004.

AMARAL, S.L; ZORN, T.M.T; MICHELINI, L.C. Exercise training normalizes wall-to-lumen ratio of the gracilis muscle arterioles and reduced pressure in spontaneously hypertensive rats. Jornal of Hypertension, v. 18, n. 11, p. 1563-1572, 2000.

AMARAL, S.L. et al. Angiogenesis induced by electrical stimulation is mediated by angiotensin II and VEGF. Microcirculation, v. 8, n.1, p. 57-67, 2001 (b).

AMARAL, S.L; SANCHEZ, L.S; CHANG, A.J.B.A; ROSSONI, L.V; MICHELINI, L.C. Time course of training-induced microcirculatory changes and of VEGF expression in skeletal muscles of spontaneously hypertensive female rats. Braz J Med Biol Res, v. 41, n. 5, p. 424-431, 2008.

AMARAL, S. L., PEREZ, O.A. B., BAREL, M., BECHARA, L. R. G., TANAKA, L. Y., DIONISIO, T.J., LOUZADA, J. C.A., DIONISIO, E. J., VISCELLI, B. A.,

MARTUSCELLI, A. M., BOSQUEIRO, J.R., SANTOS, C. F., RAMIRES, P. R.

Preventive effects of exercise training on dexamethasone-induced hypertension, oxidative stress and peripheral insulin resistance InExperimental Biology, Anaheim, CA, USA. Faseb Journal. v.24. p.982.7 2010.

ARTAZA, J.N; BHASIN, S; MALLIDIS, C; TAYLOR, W; MA, K; CADAVID, N.F.G. Endogenous expression and localization of myostatin and its relation to myosin heavy chain distribution in C2C12 skeletal muscle cells. Jornal of cellular physiology, v.190, p.170-179, 2002.

BAREL. M; PEREZ, O.A. B; GIOZZET, V.A; RAFACHO, A; BOSQUEIRO, J.R;

(40)

BAAR, K; ESSER,K. Phosphorylation of p70(S6k) correlates with increased skeletal muscle mass following resistance exercise. Am. J. Physiol, p. 120-127, 2009.

BOFF, S.R. A influência do exercício de resistência associado ao esteróide anabólico sobre o perfil fenotípico da cadeia pesada de miosina do músculo de ratos. 2006 70f. Dissertação (mestrado em Educação Física). Universidade Metodista de Piracicaba, 2006.

BODINE, S.C; STITT, T.N; GONZALEZ, M; KLINE, W.O; STOVER, G.L;

BAUERLEIN, R; ZLOTCHENKO, E; SCRIMGEOUR, A; LAWRENCE, J.C; GLASS, D. J; YANCOPOULOS, G.D. Akt/mtor pathway is a crucial regulator of skeletal muscle hypertrophy and can prevent muscle atrophy in vivo. Nature Cell. Biology, v. 3, p. 1014-1019, 2001.

BUENO, P.G;BASSI,D; CONTRERA, D.G; CARNIELLI, H.M; SILVA,R.N; NONAKA, K.O; SELISTRE-DE-ARAÚJO, H.S; LEAL, A.M. Post-exercise changes in myostatin and actRIIB expression in obeso insulin-resistant rats. Moll Cell Endocrinol, v6, p.159-164, 2011.

BRUM, P.C; BACURAU, A.V.N; MEDEIROS, A; FERREIRA, J.C.B; VANZELLI, A.S; NEGRAO, C.E. Aerobic exercise training in heart failure: impact n sympathetic

hyperactivity and cardiac and skeletal muscle function. Braz J Med Biol Res, v,44, p. 827-835, 2011.

CHELH, I; MEUNIER, B; PICARD, B; REECY, M.J; CHEVALIER, C; HOCQUETTE, J. F; MALEK, I. C. Molecular profiles of quadriceps muscle in myostatin-null mice reveal PI3k and apoptotic pathways as mysotatin targets. BMC genomics, v. 10, p. 1-13, 2009. CHRISTOS, Z.E; TOKMAKIDIS, S.P; VOLAKLIS, K.A; KOTSA, K; TOUVRA, A.M; DOUDA, E; YOVOS, I. G. Lipoprotein profile, glycemic control and physical fitness after strength and aerobic training in post-menopausal women with type 2 diabetes. Eur J Appl Physiol, p. 1078-1084, 2009.

CLANS, F; ERIKSSON, K.F; SEGERSTROM, A; THORSSON, O; WOLLMER, P; GROOP, L. Evaluation of the effects of exercise on insulin sensitivity in Arabian and Swedish women with type 2 diabetes. DIAB, v. 4506, p. 1-6, 2009.

CLASS, D.J. Skeletal muscle hypertrophy and atrophy signaling pathways. The International Journal of Biochemistry e Cell Biology, v.37, p. 1974-1984.

COIMBRA, R; SANCHEZ, L. S; POTENZA, J.M; ROSSONI, L. V; AMARAL, S.L; MICHELINI, L.C. Is gender grucial for cardiovascular adjustments induced by exercise training in female spontaneously hypertensive rats? Hypertension, v. 52, p. 514-521, 2008.

CRESPILHO, D.M; PAULF, J.R; LEITE, J.A.C.A; LUCIANO, E. Efeitos do treinamento físico sobre aspectos metabólicos e imunológicos em ratos administrados com

(41)

DALLMAN, M.F; AKANA, S.F; LEVIN, N, WALKER, C.D; BRADBURY, M.J; SUEMARU, S; SCRIBNER, K.S. Corticosteroids and the control of function in the hypothalamo-pituitary-adrenal (HPA) axis. Brain Corticosteroid Receptors, v. 746, p. 22–32, 1994.

DARDEVET, D; SORNET, C; GRIZARD, J. Glucocorticoid-induced insulin resistence of protein synthesis is independent of the rapamycin-sensitive pathways in rat skeletal

muscle. Journal of Endocrinology, v. 162, p.77-85, 1999.

DIONISIO, T.J.; DIONISIO, E. J.; LOUZADA, J.C.A.; VISCELLI, B. A.;

MARTUSCELLI, A. M.; AMARAL, S. L. Treinamento Físico Atenua A Resistência Periférica À Insulina Em Ratos Tratados Com Dexametasona. In:Congresso ANAD, p.40 (resumo), 2009.

DURIGAN, J.L.Q; PEVIANI, S.M; RUSSO, T.L; SILVA, A.C.D; VIEIRA, R.P; MARTINS, M.A; CARVALHO, C.R.F; SALVINI, T.F. Effects of exercise training on atrophy gene expression in skeletal muscle of mice with chronic allergic lung

inflammation. Braz J Med Biol Res, v.42, p. 339-345, 2009.

ELIAS, R.G.M; FERNANDES, C.A.M; FONTES, C.E.R; CUMAN, R.K.N. Influência da atividade física sobre a prevalência de síndrome metabólica, em mulheres atendidas em uma unidade básica de saúde, Maringá-PR. Cienc Cuid Saúde, v. 7, p. 88-93, 2008. FARIA,C.D.C; LONGUI, C.A. Aspestos moleculares da sensibilidade aos

glicocorticóides. Arq. Bras. Endocrinol. Metab; São Paulo, v.50, nº.6, 2006.

GINSBERG, A.B.; CAMPEAU, S.; DAY, H.E.; SPENCER, R.L. Acute glucocorticoids pretreatment suppresses stress-induced hypothalamic-pituitary-adrenal axis hormone hnRNA but does not affect c-fos mRNA or fos protein expression in the paraventricular nucleus of the hypothalamus. J Neuroendocrinology, v.15, p.1075-1083, 2003

GILSON, H; SCHAKKMAN, O; COMBARET, L; LAUSE, P; GROBET, L; ATTAIX, D; KETELSLEGERS, J.M; THISSEN, J.P. Myostatin gene deletion prevents

glucocorticoidinduced muscle atrophy. Endocrinology, v.148, n.1, p.452-460, 2007. HANKIN, M.E; THEILE, H.M; STEINBECK, A.W. An evaluation of laboratory tests for the detection and differential diagnosis of Cushing's syndrome. Clin Endocrinol, v. 6, n. 3, p.185-96, 1977.

HEINEMEIER, K.M; OLESEN, J.L; SCHJERLING, P; HADDAD, F; LANGBERG, H; BALDWIN, K.M; KJAER, M. Short-term strength training and the expression of

(42)

HUNTER, G.R; BAMMAN, M.M; LARSON-MEYER, D.E; JOANISSE, D.R;

MCCARTHY, J.P; BLAUDEAU, T.E; NEWCOMER, B.R. Inverse relationship between exercise economy and oxidative capacity in muscle. Eur J Appl Physiol, v. 94, n. 5-6, p. 558-568, 2005.

KADI, F; JOHANSSON, F; JOHANSSON, R; SJOSTROM, M; HENRIKSSON, J. Effects of one bout of endurance exercise on the expression of myogenin in human quadriceps muscle. Histochem Cell Biol, v. 121, p. 329-334, 2004.

JENSKY, N.E; SIMS, J.K; RICE, J.C; DREYER, H.C; SCHROEDER, E.T. The influence of eccentric exercise on mRNA expression of skeletal muscle regulators. Eur J Appl Physiol, v. 101, p. 473-480, 2007.

JENSKY, N.E; SIMS, J.K, CONWRIGTH, C.M.C; SATTLER, F.R; RICE, J.C; SCHROEDER, E.T. Exercise does not influence myostatin and follistatin mRNA expression in yound women. J Strength Cond Res, v. 24, 2010.

JESSEN, N.; POLD, R.; BUHL, E.S.; JENSEN, L.S.; SCHMITZ, O.; LUND, S. Effects of AICAR and exercise on insulin-stimulated glucose uptake, signaling, and GLUT-4 content in rat muscles. J Appl Physiol, v.94, p.1373-1379, 2003

LANG, C.H; SILVIS, C; NYSTROM, G; FROST, R.A. Regulation of myostatin by glucocorticoids after thermal injury. The FASEB Journal, v. 15, n. 10, p. 1807-1809, 2001.

LASER, M; KASI, V.S; HAMAWAKI, M; COOPER, G.T; KERR, C.M,

KUPPUSWAMY, D.Differential activation of p70 and p85 S6 kinase isoforms during cardiac hypertrophy in the adult mammal. J Biol Chem, v. 273, p. 24610–24619, 1998. LEITER, J. R. S; PEELER, J; ANDERSON, J. Exercise-induced muscle growth is muscle-specific and age-dependent. Wiley periodicals, p. 828-838, 2011.

LENK, K; SCHUR, R; LINKE, T; ERBS, S; MATSUMOTO, Y; ADAMS, V; SCHULER, G. Impact of exercise training on myostatin expression in the myocardium and skeletal muscle in a chronic heart failure model. European Journal of Heart Failure, v. 11, p. 342-348, 2009.

LENK, K; SCHULER, G; ADAMS, V. Skeletal muscle wasting in cachexia and sarcopenia: molecular pathophysiology and impact of exercise training. J Cachexia Sarcopenia Muscle, v. 1, p. 9-21, 2010.

(43)

LIU, Y; HEINICHEN, M; WIRTH, K; SCHMIDTBLEICHER, D; STEINACKER. Response of growth and myogenic factors in human skeletal muscle to strength training. Br J Sports Med, v. 42, p. 989-993, 2008.

LONG, W.; WEI, L.; BARRET, E.J. Dexamethasone inhibits the stimulation of muscle protein synthesis and PHAS-I and p70 S6-kinase phosphorylation. Am J Physiol Endocrinol Metab, n.280, p.E570–E575, 2001.

LOIMAALA,A; GROUNDSTROEM, K; RINNE, M; NENONEN, A; HUNHTALA, H; PARKKARI, J; VUORI, I. Effect of long-term endurance and strength training on

metabolic control and arterial elasticity in patiens with type 2 diabetes mellitus. The Am J Cardiol, v. 103, p. 972-977, 2009.

LOUZADA, J.C.A.; VISCELLI, B.A.; DIONISIO, T.J.; DIONISIO, E. J.;

MARTUSCELLI, A. M.; AMARAL, S. L. Exercício Físico atenua redução da proteína CaMK II induzida pela Dexametasona. In:17º Simpósio Internacional De Iniciação Científica SIICUSP (resumo), 2009.

LUNDGREN, M; BUREN, J; RUGE. T; MYRNAS, T; ERIKSSON, J.W. Glucocorticoids down-regulate glucose uptake capacity and insulin-signaling proteins in omental but not subcutaneous human adipocytes. The J Clin Endodrinol e Metabol, v.86, n. 6, p. 2989-2997, 2004.

MA, K; MALLIDIS, C; BHASIN, S; MAHABADI, V; ARTAZA, J;

GONZALEZCADAVID, N; ARIAS, J; SALEHIAN, B. Glucocorticoid-induced skeletal muscle atrophy is associated with upregulation of myostatin gene expression. Am J Physiol Endocrinol. Metab, v.285, n.2, p. E363-371, 2003.

MACFARLANE, C; PLUMMER, E; THOMAS, M; HENNERBRY, A; ASHBY, M; LING, N; SMITH, H; SHARMA, M; KAMBADUR, R. Myostatin induces cachexia by activating the ubiquitin proteolytic system through an NF-kB-independent, FoxO1-dependent mechanism. Journal of Cellular Physiology,v.209, p.501-514, 2006

MARCHIONNI, A.M.T; PAGNONCELLI, R.M; REIS, S.R.A. Influência do meloxicam e da dexametasona no processo inflamatório e no reparo tecidual. Revista Odonto Ciência, v.21, n.51, 2006.

MCPHERRON, A.C.; LAWLER, A.M.; LEE, S.J. Regulation of skeletal muscle mass in mice by a new TGF-b_ superfamily member. Nature, v. 387, p.83–90, 1997.

(44)

MASSON, G.S; CRUZ, L.C; SANCHES, E; GOMES, F.D; MEIRELLES, L.R; TURA, B.R; SALGADO, A.A; ALBURQUERQUE, C; ROCHA, R.M. Influência da terapia com exercícios supervisionados na pressão arterial de pacientes com doenças cardiovasculares. Rev SOCERJ, v. 19, n. 4, p. 302-307, 2006.

MATSAKAS, A; BOZZO, C; CACCIANI, N; CALIARO, F; REGGIANI, C;

MASCARELLO, F; PATRUNO, M. Effecto of swimmimng on myostatin expression in White and red gastrocnemius muscle and in cardiac muscle of rats. Exp Physiol, v. 91, n. 6, p. 983-994, 2006.

MEDIANO, M.F.F; BARBOSA, J.S.O; SICHIERI, R; PEREIRA, R.A. Efeito do exercício físico na sensibilidade á insulina em mulheres obesas submetidas a programa de perda de peso: um ensaio clinico. Arq Bras Endocrinol Metab, v. 51, n. 6, p. 993-999, 2007. MCKIBBIN, P.E.; COTTON, S.J.; MCCARTHY, H.D.; WILLIAMS, G. The effect of dexamethasone on neuropeptide y concentrations in specific hypothalamic regions. Life Sciences, v.51, p.1301-1307, 1992.

MICHEL, C.; CABANAC, M. Effects of dexamethasone on the body weight set point of rats. Physiology & Behavior, v.68, p.145-150, 1999

MONTEIRO, M. F; SOBRAL, D. C. F. Exercício físico e o controle da pressão arterial. Rev Bras Med Esporte; Niterói, v. 10, n. 6, 2004.

MORTON, N.M. Obesity and corticosteroides: 11ß-hydroxysteroid type 1 as a cause and therapeutic target in metabolic disease. Molecular and Cellular Endocrinology, v. 316, p. 154-164, 2010.

MUNCK, A; GUYRE, P.M; HOLBROOK, N.J. Physiological functions of glucocorticoids in stress and their relation to pharmacological actions, Endocr. Rev, v. 5, p. 25–44, 1984. NADER, G.A; ESSER, K.A. Intracellular signaling specificity in sketetal muscle in response to different modes of exercise. J Appl Physiol, v. 90, p. 1936-1942, 2001. NEILL, D.S; ZHENG, D; ANDERSON, W.K; DOHM, G.L; HOUMARD, J.A. Effect of endurance exercise on myosin heavy chain gene regulation in human skeletal muscle. Am. J. Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol, v. 276, p. 414-419, 1999.

(45)

NUNES, W.M.S; MELLO, M.A.R. Metabolismo glicídico em ratos submetidos a

desnervação do músculo esquelético e ao exercício de natação. Rev Bras Med Esporte, v. 15, n.1, p. 42-45, 2009.

PARKINGTON, J. D; SIEBERT, A. P; LEBRASSEUR, N.K; FIELDING, R. A.

Differential activation of mTOR signaling by contractile activity in skeletal muscle. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol, v.285, p.1086-1090, 2003.

PELLEGRINO, M.A; ANTONA, G; BORTOLOTTO, S; BOSCHI, F; PASTORIS, O; BOTTINELLI, R; POLLA, B; REGGIANI, C. Clenbuterol antagonizes glucocorticoid-induced atrophy and fibre type transformation in mice. Exp Physiol, v. 899, p. 89-100, 2004.

PETLEY, T; GRAFF, K; JIANG, W; YANG, H; FLORINI, J. Variation among cell types in the signaling pathways by which IGF-I stimulates specific cellular responses. Horm. Metab. Res, v. 31, p. 70 – 76, 1999.

PETERS, D; BARASH, I.A, BURDI, M; YUAN, P.S; MATHEW, L; FRIDÉN, J; LIEBER, R.L. Asynchronous functional, cellular and transcriptional changes after a bout of eccentric exercise in the rat. J Physiol, v 533.3, p. 947-957, 2003.

PREZANT, D.J; KARWA, M.L; RICHNER, B; MAGGIORE, D; GENTRY, E.I;

CHUNG, V; CAHILL, J. Short term vs long term dexamethasone treatment: Effects on rat diaphragma structure and function. Lung, v. 176, p. 267-280, 1998.

RAFACHO, A; ROMA, L.P; TABOGA, S.R, BOSCHERO, A.C, BOSQUEIRO, J.R. Dexamethasone-induced insulin resistance is associated with increased connexin 36 mRNA and protein expression in pancreatic rat islets. Can J Physiol Pharmacol, v. 85, p. 536-45,2007.

RICHTER, E.A.; DERAVE, W.; WOJTASZEWSKI, J.F.P. Glucose, exercise and insulin: emerging concepts. J Physiol, v.535, p.313-322, 2001

ROLIM, L.M.C; AMARAL, S.L; MONTEIRO, H.L. Hipertensão e exercício: custos do tratamento ambulatorial, antes e após a adoção da prática regular e orientada de

condicionamento físico. Hipertensão, v. 10, n. 2, p. 55-62, 2007.

ROMMEL, C; BODINE, S. C; CLARKE, B. A; ROSSMAN, R; NUNEZ, L; STITT, T. N; YANCOPOULOS, G.D; CLASS, D.J. Mediation of IGF-1-induced skeletal myotube hypertrophy by PI(3)K/Akt/mTORand PI(3)K/Akt/GSK3 pathways. Nat. Cell. Biol., v. 3, p. 109–113, 2001.

(46)

ROSCHEL, H; UGRINOWISTCH, C; BARROSO, R; BATISTA, M. A. B; SOUZA, E. O; AOKI, M. S; FILHO, M. A. S; ZANUTO, R; CARVALHO, C. R. O; JUNIOR, M. N; MELLO, M. T; TRICOLI, V. Effect of eccentric exercise velocity on akt/mtor/p70S6 signaling in human skeletal muscle. Appl. Physiol. Nutr. Metab. v. 36, p. 283-290, 2011. SACHECK, J.M; OHTSUKA, A; MCLARY, C; GOLDBERG, A.L. IGF-I stimulates muscle growth by suppressing protein breakdown and expression of atrophy-related ubiquitin ligase, atrogin-1 and MuRF1. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab, v. 287, 2004. SALEHIAN, B; MAHABADI, V; BILAS, J; TAYLOR, W.E; MA, K. The effect of glutamine on prevention of glucocorticoid-induced skeletal muscle atrophy is associated with myostatin suppression. Metab Clin Expe, v.55, p. 1239-1247, 2006.

SANTOS, C.L; RAFACHO, A. BOSQUEIRO, J.R. Effects of dexamethasone administration in vivo on glycaemia, insulinaemia and circulating substrates are dependents of time of treatment. Biosci. J, v. 23, n. 3, p. 101-110, 2007.

SMITH, I.J; AVERSA, Z; ALAMDARI, N; PETKOVA, V; HASSELGREN, P. Sepsis downregulates myostatin mRNA levels without altering myostatin protein levels in skeletal muscle. Jornal of cellular biochemistry, v.111, p.1059-1073, 2010.

SCHAKMAN, O; GILSON,H; THISSEN,J.P. Mechanisms of glucocorticoid-induced myopathy. Jornal of Endocrinology, v.197,p.1-10, 2008.

SHAH, O.J; ANTHONY, J.C; KIMBALL, S.R; JEFFERSON, L.S. Glucocorticoids oppose translational control by leucine in sketetal muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab, v. 279, p. 1185-1190, 2000.

SILVA, G.J. et al. Acute and chronic effects of exercise on baroreflexes in spontaneously hypertensive rats. Hypertension, v.30, n.3 Pt 2, p. 714-9, 1997.

TANNERSTEDT, J; APRÓ, W; BLOMSTRAND, E. Maximal lengthening contractions induce different signaling responses in the type I and type II fibers of human skeletal muscle. J Appl Physiol, v. 106, p. 1412-1418, 2009.

TERZIS, J.et al. Resistance exercise-induced increase in muscle mass correlates with p70S6 kinase phosphorylation in human subjects. Eur J Appl Physiol, n.102, p.145-152, 2008.

TAYLOR, W.E; BHASIN, S; ARTAZA, J; BYHOWER, F; AZAM, M; WILLARD, D.H; KULL, F; CADAVID, N.G. Myostatin inhibits cell proliferation and protein synthesis in C2C12 muscle cells. Am J Endocrinol Metab, v. 280, p. 221-228, 2001.

Referências

Documentos relacionados

A utilização de produtos florestais não madeireiros vem sendo amplamente discutida como uma importante estratégia para o desenvolvimento sustentável local e a

Diretamente relacionados ao estágio do curso de Nutrição da UFJF, temos as Normas para os Estágios Obrigatórios que disciplinam as atividades desta comissão no âmbito dos

As questões metodológicas que se abordam neste artigo decorrem de um projeto de investigação financiado pela Fundação para a Ciência e Tecnologia (Avaliação,

Número ONU: O produto não é um produto perigoso, segundo as normas de transportes

faces do cuidar: novos ensaios de psicanálise contemporânea (Figueiredo, 2012).. Desta forma, os autores apresentam a ideia de cuidado de acordo com a teoria

Segundo Ausubel (1976), existem algumas condições essen- ciais para a ocorrência da aprendizagem significativa: i) o professor deve averiguar os conhecimentos prévios dos alunos

A amostra foram os candidatos a prefeitos eleitos no período correspondente aos anos eleitorais de 2004, 2008 e 2012, do município de Goiânia- GO, as receitas de campanha e os

Da mesma forma que podemos verificar quais são as despesas associadas diretamente às receitas, e as despesas associadas indiretamente às receitas, podemos verificar as