Dinâmica Nictemeral de Variáveis Ambientais em um Cultivo de
Camarão Marinho na Região Amazônica
Rafaela Franco de Araújo1, Caio Brito Lourenço1, Rayette Souza da Silva1, Glauber David Almeida Palheta1, Maria de Lourdes Souza Santos1 & Nuno Filipe Alves Correia de Melo1
1 Universidade Federal Rural da Amazônia – UFRA, Avenida Presidente Tancredo Neves, nº 2501, Bairro: Terra Firme Cep: 66.077-530, Belém-Pará-Brasil.
E-mail: rafa_pesca@yahoo.com.br
RESUMO: O sucesso da produção da carcinicultura marinha depende da avaliação da qualidade de água dos viveiros, assim uma melhor compreensão sobre a dinâmica da qualidade da água em viveiros de camarão tem sido pouco estudada, apesar de sua importância para a manutenção do equilíbrio ecológico no ambiente de cultivo. Neste contexto, o objetivo deste trabalho foi avaliar as variáveis ambientais da água, em uma variação nictemeral, em um viveiro de criação do camarão branco (Litopenaeus vannamei) durante um ciclo de cultivo. A pesquisa foi realizada em uma fazenda de carcinicultura marinha (Curuçá – PA). Foram realizadas medições dos seguintes parâmetros: temperatura, pH, salinidade, oxigênio dissolvido, nitrato, nitrito, amônia, fosfato, sílica e clorofila a. A leitura dessas variáveis foi feita em intervalos de 3 horas, durante 24 horas. As variáveis apresentaram diferenças significativas entre as nictemerais, com exceção do oxigênio dissolvido e temperatura que apresentaram apenas variação diária. Pode-se Pode-se obPode-servar um aumento dos nutrientes no decorrer do cultivado, motivado principalmente pelo arraçoamento e pelos dejetos dos camarões. De maneira geral, as variáveis estudadas apresentam níveis satisfatórios para o cultivo de camarão marinho Litopenaeus vannamei, apenas a variável amônia e fosfato mostraram-se mais elevadas sendo importante o seu controle para melhor aproveitamento do cultivo.
Palavras-Chave: Litopenaeus vannamei, Hidrologia, Nutrientes, Clorofila-a
Diel Dinamics of Environmental Variables in a Marine Shrimp Culture in the
Amazon Region
ABSTRACT: Successful production of marine shrimp farming depends on the assessment of water quality of the ponds, so a better understanding of the dynamics of water quality in shrimp ponds has been little studied, despite its importance for the maintenance of ecological balance in the environment cultivation. In this context, the aim of this study was to evaluate the environmental variables of the water, in a diurnal variation in a nursery setting white shrimp (Litopenaeus vannamei) for one cycle. The survey was conducted on a farm of marine shrimp (Curuçá - PA). Measurements were performed for the following parameters: temperature, pH, salinity, dissolved oxygen, nitrate, nitrite, ammonia, phosphate, silica and chlorophyll a. The reading of these variables were taken at intervals of 3 hours, for 24 hours. Variables showed significant differences between Diel, except for dissolved oxygen and temperature showed only daily variation. One can observe an increase in nutrients during the cultivated, motivated mainly by the feeding and the waste of shrimp. In general, the variables studied showed satisfactory levels for the cultivation of marine shrimp Litopenaeus vannamei, the variable ammonia and phosphate were more elevated its control is important for better utilization of the crop.
Keywords: Litopenaeus vannamei, Hydrology, Nutrients,
ARTIGO
Boletim Técnico Cientifico do CEPNOR
TROPICAL JOURNAL
of Fisheries and Aquatic Sciences
www.periodicos.ufra.edu.br/index.php/bttc
Introdução
A aquicultura, criação de organismos aquáticos, sob condições controladas, é considerada uma importante atividade econômica e uma eficiente maneira de produzir alimentos (SAMPAIO; BRAGA, 2005; AGOSTINHO et al., 2007; LUCAS; SOUTHGATE, 2003). É o setor de produção alimentar que mais cresce no mundo e cerca de 50% do alimento
marinho consumido pelo homem é proveniente de cultivos, e vem sendo considerada uma das melhores alternativas para diminuir a pressão da pesca nos estoques pesqueiros naturais (SORGELOOS, 2010; MARENGONI, 2006).
No contexto desta atividade, a carcinicultura é uma das atividades econômicas que mais crescem em vários países do mundo. No Brasil, a associação do clima favorável e o domínio de novas tecnologias de
produção, colocam o País como um dos principais produtores das Américas (POERSCH, 2004). Desde a região Sul ao Nordeste do Brasil esta atividade se apresenta estabelecida em escala industrial em vários estados litorâneos. No Norte do país, a carcinicultura é pouco desenvolvida, caracterizada por empreendimentos de pequeno e médio porte, com produção quase toda voltada para o consumo local (PAULA et al., 2006).
Este setor de agronegócio é relativamente novo, mas já apresenta grande expansão, com crescimento registrado na ultima década de 20 % ao ano (LACERDA, et al., 2006). No entanto, apesar das vantagens econômicas, esta atividade é frequentemente criticada pelo impacto ambiental que causa no meio ambiente, uma vez que o dano causado ao ambiente costeiro também gera impactos negativos a esta atividade (BOYD et al., 2002; SEIFFERT, 2003; ALONSO-RODRÍGUES; PAÉZ-OZUNA, 2003).
Em viveiros de camarão, as águas apresentam alta concentração de nutrientes, especialmente nitrogênio e fósforo (JONES et al., 2001), resultado, basicamente, dos restos de alimento fornecido ao camarão (ração), excreção, e fertilizantes, que geram um potencial para a eutrofização das águas costeiras (JACKSON et al., 2004). A biomassa de fitoplâncton também responde aos progressivos aumentos nos aportes de ração ao longo do cultivo (TUCKER; LLOYD, 1984).
O sucesso da produção depende da avaliação dos impactos gerados pela atividade e da manutenção da qualidade de água dos viveiros (BOYD; ZIMMERMANN, 2000; MORAES-VALENTI; VALENTE, 2007). A dinâmica da qualidade da água em viveiros de camarão tem sido pouco estudada, apesar de sua importância para a manutenção do equilíbrio ecológico no ambiente de cultivo. Neste contexto, os objetivos deste trabalho foram avaliar as variáveis ambientais da água, em uma variação nictemeral, em um viveiro de criação do camarão branco (Litopenaeus vannamei, BOONE, 1931), durante um ciclo de cultivo.
Material e Métodos
A pesquisa foi realizada em uma fazenda de carcinicultura marinha (00º40’41,1”S e 48º46’44,9”W), localizada no município de Curuçá, estado do Pará. Foi feito um acompanhamento das variáveis limnológicas durante um ciclo de cultivo (97 dias), entre setembro e dezembro de 2010. O sistema de cultivo adotado foi o intensivo, com renovação de água de 2 a 5% com o cultivo. O delineamento experimental foi constituído de densidade de estocagem de 50 camarões/m2 com total de 500.000 pós-larvas (PL20)por viveiro. As pós-larvas da espécie exótica Litopenaeus vannamei (BOONE, 1931) foram adquiridas do laboratório de larvicultura Aquacustra, e aclimatadas para o povoamento dos viveiros. O
viveiro estudado possui 1 ha de área, escavado, revestido com geomanta no fundo e nas laterais, com média de 1,4 m de profundidade.
A alimentação dos camarões foi feita três vezes ao dia a base de ração comercial, com 40% de proteína bruta, até o 28º dia, e outra, com 35% de proteína, a partir do 29º dia até o final do cultivo, sendo que a quantidade de ração ofertada varia 25% em relação à biomassa na primeira semana de alimentação, até 3% no final do cultivo. Durante todo o experimento, foram utilizados sete aeradores, correspondendo a uma relação de aproximadamente 12 HP/ha, sendo ligados somente no período noturno. Não foi feito a calagem nem fertilização inicial do viveiro, pois as condições favoráveis do local dispensam tais ações de manejo. Foi adotado um sistema de despesca parcelada, a primeira, uma semana antes da última coleta, no dia 13/12/10, e a outra no dia 23/12/2010.
No viveiro, foi determinado um ponto de amostragem (centro do viveiro), para as coletas nictemerais de água e a caracterização das variáveis ambientais. Quatro campanhas foram realizadas, com periodicidade mensal, sendo a primeira coleta feita 4 dias antes do início do povoamento de camarões, e a última 4 dias antes da despesca final.
Foram realizadas medições in situ, na subsuperfície, dos seguintes parâmetros abióticos: temperatura, pH e salinidade, sendo monitorados mediante uso de medidor multiparâmetros HANNA HI-9828. Para determinação do teor de oxigênio dissolvido (OD), foi utilizado o método de Winkler, descrito em Strickland e Parsons (1972). A leitura dessas variáveis foi feita em intervalos de 3 horas, durante 24 horas.
Os dados de clorofila a foram obtidos conforme Teixeira (1973), concentrações de nitrogênio amoniacal foi medida pelo método de Nessler, adaptado do “Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater”, concentrações de nitrato, nitrito e fosfato foram feitas segundo APHA (1995), e para concentrações de silicato dissolvido, foi determinado de acordo com o método adaptado de Mullin e Riley (1955) descrito por Aminot e Chaussepied (1983).
Uma vez que as variáveis não apresentaram distribuição normal, optou-se por utilizar o teste Hc (corrigido em função dos empates) de Kruskal-Wallis e as comparações entre as medianas dos intervalos das nictemerais e entre elas, foram feitas duas a duas através de um teste de Man-Whitney com correção de Bonferroni. Foi realizada uma Análise de Componentes Principais (ACP) e uma análise de agrupamento (método Ward), utilizando o programa estatístico Past.
Resultados e discussão
A temperatura no viveiro variou entre 28,10 ºC a 31,60 ºC, ambas na nictemeral 4. Não foi observada diferença significativa entre as nictemerais (p =
0,1462), no entanto, houve diferença significativa na variação diária (p = 0,007) (Figura 1, Tabela 1 e 2). Os valores de temperatura são maiores durante o dia onde há a maior incidência de radiação solar e ao anoitecer ocorre o resfriamento com os menores valores. Esta característica é típica de ambientes tropicais, onde há pequena amplitude térmica durante o ano e uma
maior variação diária.
A faixa ideal de temperatura para a espécie L.
vannamei é entre 26ºC e 33ºC (NUNES, 2002) e de
22ºC a 32ºC (PILLAY, 1990). A faixa de variação encontrada está de acordo com o ideal para a espécie e se mostrou uniforme durante o período de estudo.
O oxigênio dissolvido também não apresentou
Figura 1. Distribuição nictemeral das variáveis: espacial e sazonal dos parâmetros: temperatura (°C), pH, Oxigênio
Dissolvido 1), Salinidade, Nitrato 1), Nitrito 1), Amônia 1), Fosfato 1), Silicato (mg.L-1) e Clorofila a (mg.L-(mg.L-1) em um cultivo de camarão marinho na região amazônica. N1 – Nictemeral 1, N2 – Nictemeral 2, N3 – Nictemeral 3, N4 – Nictemeral 4.
diferença significativa entre as nictemerais (p = 0,5154), apenas durante a variação diária (p = 0,001) (Figura 1, Tabela 1 e 2). As menores concentrações foram encontradas durante a noite, a partir das 21 h, e início da manhã, até as 07 h, devido ao efeito dos
processos de respiração dos organismos aquáticos e da decomposição da matéria orgânica ocorridos durante a noite. Já as maiores concentrações ocorreram durante o dia, entre as 13 h e 18 h, ocasionado pelo aumento da fotossíntese pelo fitoplâncton, que consume o
CO2 e na produção de oxigênio. A utilização dos aeradores é imprescindível para o cultivo, pois evita que durante a noite as concentrações de oxigênio dissolvido diminuam muito e tornem-se um problema para o cultivo. Cultivos de camarões expostos a concentrações inferiores a 2 mg.L-1 causam estresse na respiração e abaixo de 1 mg.L-1 pode levar a grandes mortalidades (FAST; LANNAN, 1992; PRIMAVERA, 1993).
O pH variou de 6,57 a 8,18 durante o período de estudo, não apresentou diferença significativa na variação diária (p = 0,9461). No entanto, houve diferença entre as nictemerais (p = 0,000004) com um decréscimo contínuo da primeira a última nictemeral
(Figura 1, Tabela 1 e 2). Conforme Boyd (2002), o pH elevado pode ocorrer em início do ciclo de cultivo, e só representam problema se exceder 9,5. Para cultivos em viveiros estuarinos, estudos afirmam que os valores ideais de pH variam de 8,0 a 9,0 (BOYD, 2000; ROCHA; MAIA 1998) e 8,1 e 9,0 para carcinicultura marinha (HERNANDEZ; NUNES, 2001). No entanto, Marques e Andreatta (1999) consideram uma faixa maior de variação entre 6,0 e 9,0, o que corrobora com os resultados encontrados neste estudo e que se encontram nessa faixa de variação. Silva et al. (2011) em um cultivo semi-intensivo em Curuçá encontrou uma faixa maior de variação, entre 8,1 a 9,4.
A salinidade variou de 29,99 a 36,31 e apresentou
Tabela 1. Número de valores (N), Mediana, (Min) mínimo, (Máx) máximo e desvio padrão (Desv Pad) dos
parâmetros obtidos nas quatro nictemerais em cultivo de camarão marinho na região amazônica.
diferença significativa apenas entre as nictemerais (p = 0,000009), sendo os menores valores na 1 e 4 e os maiores na 2 e 3 (Figura 1, Tabela 1 e 2). Os principais fatores que afetam a salinidade nas fazendas de cultivo do camarão marinho são a precipitação e a evaporação (VINATEA, 1997). O período em que foi realizado o cultivo é seco, caracterizado por grande incidência solar e baixas precipitações pluviométricas, devido a isso a elevada evaporação promoveu um aumento gradativo da salinidade em relação as nictemerais de 1 a 3, no entanto, devido a despesca parcial realizada antes da última nictemeral e a reposição de 50 % da
água do viveiro, a salinidade na nictemeral 4 ficou semelhante ao do início de cultivo.
Segundo Pillay (1990), a espécie L. vannamei suporta salinidade de 0 a 50. No entanto, a faixa ideal de salinidade para o cultivo varia entre 15 e 25 (VINATEA, 1997). Assim, os valores encontrados neste estudo encontram-se dentro da faixa proposta por Pillay (1990).
A concentração de nitrato variou de 0,14 a 1,30 mg.L-1 e apresentou diferença significativa apenas entre as nictemerais (p = 0,0001), onde as menores concentrações foram na nictemeral 4. A concentração
N Mediana Mín Max Desv Pad N Mediana Mín Max Desv Pad
Temp 8 30,35 29,30 31,50 0,76 8 30,15 29,20 31,30 0,69 pH 8 8,18 8,01 8,24 0,07 8 7,36 7,19 7,57 0,12 OD 8 6,04 4,77 7,22 0,77 8 5,33 2,55 7,50 1,73 Sal 8 31,76 29,99 32,22 0,68 8 36,15 34,49 36,31 0,60 NO3 8 0,40 0,40 0,60 0,08 8 0,30 0,20 1,30 0,39 NO2 8 0,006 0,005 0,010 0,002 8 0,002 0,001 0,002 0,000 NH4 8 5,58 4,44 7,71 1,09 8 8,42 3,20 10,88 2,79 PO4 8 0,71 0,39 1,52 0,33 8 0,68 0,33 0,95 0,21 Si 8 0,17 0,09 0,67 0,24 8 0,43 0,29 4,34 1,39 Chlo-a 8 273,06 213,31 298,13 27,40 8 134,10 110,60 145,61 11,51
N Mediana Mín Max Desv Pad N Mediana Mín Max Desv Pad
Temp 8 29,70 29,00 30,80 0,64 8 28,85 28,10 31,60 1,24 pH 8 7,05 6,80 7,30 0,19 8 6,70 6,57 6,84 0,09 O 8 4,44 2,98 7,37 1,72 8 5,06 3,14 9,88 2,89 Sal 8 34,61 33,89 35,70 0,52 8 30,75 30,00 32,00 0,80 NO3 8 0,55 0,40 1,30 0,31 8 0,16 0,14 0,17 0,01 NO2 8 0,002 0,002 0,003 0,000 8 0,001 0,000 0,001 0,001 NH4 8 7,82 3,44 10,08 2,14 8 5,12 4,16 7,80 1,26 PO4 8 1,21 0,73 1,89 0,34 8 0,16 0,14 0,26 0,04 Si 8 1,56 1,50 1,62 0,04 8 0,47 0,42 0,68 0,09 Chlo-a 8 111,64 76,09 160,11 27,60 8 270,62 249,71 298,13 15,60 Nictemeral 1 Nictemeral 3 Nictemeral 2 Nictemeral 4
Tabela 2. Valores de p resultantes da análise de
Kruskal-Wallis das variáveis para a variação diária e entre as nictemerais.
de nitrito variou de 0,0003 a 0,01 mg.L-1 e apresentou diferença significativa apenas entre as nictemerais (p = 0,000004), onde as maiores concentrações foram na nictemeral 1, seguidas das nictemerais 2 e 3 e os menores valores na nictemeral 4 (Figura 1, Tabela 1 e 2).
Boyd (2000) afirma que a concentração máxima de nitrito aceitável em viveiros de carcinicultura é de 0,3 mg.L-1 e a de nitrato pode variar de 0,2 a 10 mg.L-1. Durante o período do estudo, não foram
encontradas concentrações acima das citadas por Boyd (2000).
As concentrações geralmente sofreram redução acentuada da fase inicial para a fase final do ciclo, indicando provável processo de nitrificação, favorecido certamente pela alta biomassa fitoplanctônica. De acordo com Amit et al. (1998), a nitrificação é um processo que se dá em ótimas condições, e é provável que a rápida assimilação dos produtos da nitrificação pelo fitoplâncton contribua para concentrações de nitrito e nitrato relativamente baixos.
A concentração de amônia total variou de 3,20 a 10,88 mg.L-1, não apresentou diferença significativa na variação diária (p = 0,81) e entre as nictemerais (p = 0,06) (Figura 1, Tabela 1 e 2). Segundo Vinatea (1997), a amônia se apresenta na água do viveiro como um subproduto do metabolismo dos animais e da decomposição da matéria orgânica pelas bactérias, podendo ser reutilizada pelo fitoplâncton ou ser nitrificada a nitrato por meio de bactérias quimioautotróficas. Elevadas concentrações de amônia podem aumentar o consumo de oxigênio dissolvido no cultivo de L. vannamei (RACOTTA; HERRERA, 2000).
A concentração de fosfato variou de 0,14 a 1,89 mg.L-1 e apresentou diferença significativa apenas entre as nictemerais (p = 0,000005), onde as maiores concentrações foram na nictemeral 3, seguidas das nictemerais 1 e 2, e os menores valores na nictemeral 4 (Figura 1, Tabela 1 e 2). O maior incremento de
fósforo nos sistemas de cultivo devem-se as rações que são ricas nesse nutrientes e tende a aumento com o decorrer do cultivo (GLUD et al., 2002).
A alta concentração desse nutriente deveu-se, provavelmente, a quantidade de ração ofertada aos animais, principalmente na nictemeral 3 onde já há um acúmulo desse nutriente ao longo do cultivo e o menor valor na nictemeral 4 onde foi trocada 50 % da água total do viveiro, devido a despesca parcial.
A concentração de silicato variou de 0,09 a 4,34 mg.L-1 e apresentou diferença significativa apenas entre as nictemerais (p = 0,0007), onde as maiores concentrações ocorreram na nictemeral 3 (Figura 1, Tabela 1 e 2).
No meio aquático, a sílica é um composto de fundamental importância, pois é utilizada pelas diatomáceas na elaboração de sua carapaça (Esteves 1998). Ao longo do cultivo houve um aumento do silicato, em razão, possivelmente da dissolução das frústulas silicosas de diatomáceas (GLUD et al., 2002), pois houve uma diminuição das concentrações de clorofila a. Nos viveiros analisados por Cavalcanti (2003), as concentrações dos valores de silicato variaram entre 0,57 a 2,47 mg/L, sendo considerados valores parecidos com o presente trabalho.
A concentração de clorofila-a variou de 76,09 a 298,13 mg.L-1 e apresentou diferença significativa apenas entre as nictemerais (p = 0,000003), onde as maiores concentrações ocorreram nas nictemerais 1 e 4 e as menores na 2 e 3 (Figura 1, Tabela 1 e 2).
De acordo com Boyd (2000), os viveiros produtivos freqüentemente apresentam concentrações de clorofila-a de 50 a 200 mg.m-3. Os valores obtidos encontram-se acima dos observados pela revisão de Chamberlain (2003), onde a mediana foi de 67 mg.L-1. Desta forma, em relação aos trabalhos citados, o viveiro em estudo apresentou elevada produtividade. A concentração de clorofila a demonstra que existe disponibilidade de nutrientes, pois as nictemerais que apresentaram maior quantidade de amônia correspondem ao de maior concentração da clorofila.
A análise dos componentes principais (ACP) resumiu em seus dois primeiros componentes 64,4 % da variabilidade dos dados. A PC1 explicou 36, 5 % da variância total, e associou positivamente a salinidade, nitrato, amônia e fosfato e inversamente a esses parâmetros a clorofila a. Já a PC2 explicou 27,9 % da variação total, e associou positivamente as variáveis pH, nitrito, temperatura e oxigênio (Figura 2).
Na PC1, a relação inversa da clorofila a com os nutrientes nitrato, amônia e fosfato mostra que a produtividade primária do viveiro está diretamente relacionada com a disponibilidade de nutrientes no ambiente. Segundo Páez-Osuna et al. (1997, 1998, 1999) relata que os sistemas de produção semi-intensivos são responsáveis por incrementos consideráveis de fósforo disponível, nitrito, nitrato, nitrogênio amoniacal, entre outros. Apresentaram ainda que no caso do fósforo, 83,4% são provenientes
Hc p Hc p Temp 19,32 0,0073 5,38 0,1462 pH 2,23 0,9461 27,65 0,0000 OD 23,03 0,0017 2,29 0,5154 Sal 0,59 0,9990 26,18 0,0000 NO3 2,40 0,9342 20,09 0,0002 NO2 0,38 0,9998 28,06 0,0000 NH4 3,69 0,8144 7,34 0,0619 PO4 2,23 0,9461 23,51 0,0000 Si 4,11 0,7673 16,81 0,0008 Chlo-a 3,19 0,8673 23,64 0,0000 Nictemerais Diária
dos alimentos artificiais, onde apenas 6,1% são incorporados à biomassa de camarão e 30,3% são perdidos para o ambiente através dos efluentes. Já a relação inversa da clorofila a com o silicato, está relacionada a ciclagem das frústulas das diatomáceas, principalmente as penadas (GLUD et al., 2002).
As variáveis Nitrito e pH foram fortemente correlacionadas na PC2, indicando que o processo de nitrificação influencia no pH do cultivo e ocorre em condições favoráveis de oxigênio dissolvido. Baixos teores de oxigênio prejudica as reações de nitrificação, o que pode proporcionar aumentos nas concentrações de nitrito, considerado de alta toxicidade para organismos aquáticos (BOYD, 1990; SIPAÚBA-TAVARES, 1995).
O diagrama da ordenação a partir dos escores obtidos da ACP (Figura 2) revelam uma separação temporal das amostras nas nictemerais, onde as
nictemerais 1 e 4 apresentam variações semelhantes, devido nesta última ter sido realizada uma despesca parcial com substituição de 50 % da água do viveiro. E as nictemerais 2 e 3 formaram um único grupo, devido as elevadas concentrações de nutrientes provenientes do tempo de cultivo. Os grupos formados ficam claros quando observado a análise de agrupamento, onde as nictemerais foram agrupadas em 3 grupos, mas a variação diária não foi relevante na formação dos grupos (Figura 3).
Figura 2. Análise de Componente Principal para as
variáveis e amostras estudadas.
Conclusões
Existe um aumento dos nutrientes: nitrato, nitrito, amônia, fosfato durante o decorrer do cultivo, provenientes do alimento artificial e dos dejetos dos camarões. As variáveis temperatura e oxigênio dissolvido tiveram apenas variação diária e não entre as nictemerais devido a radiação solar e a processos biológicos. As demais variáveis apresentaram apenas variação entre as nictemerais indicando mudanças no decorrer do cultivo devidas, principalmente ao arraçoamento e aos dejetos dos camarões. De maneira geral, as variáveis estudadas apresentam níveis satisfatórios para o cultivo de camarão marinho
Litopenaeus vannamei.
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nictemerais. N1, N2, N3, N4 – Nictemerais 1,2,3 e 4. Horários: 10 – 10h, 13 – 13 h, 16 – 16 h, 19 – 19 h, 22 – 22 h, 01 – 01 h, 04 – 04 h e 07 – 07 h.
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