Práticas de Fisiologia Vegetal

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE ALAGOAS. Campus Maceió. REVISÃO 1ª DATA DA ULTIMA ATUALIZAÇÃO 24/03/2017 1 PRÁTICA 1 – POTENCIAL HÍDRICO

1. OBJETIVO

Verificar a presença da energia livre na água pura e com solutos. Determinar o potencial hídrico em tecidos vegetais pelo método plasmolítico. Considera-se que em plasmólise incipiente* a solução externa tem a mesma pressão osmótica do suco celular.

*Plasmólise incipiente: estado fisiológico no qual a pressão da parede começa a equivaler a zero. Considera-se plasmólise incipiente quando 50% das células estão plasmolisadas.

2. MATERIAIS

▪ 12 Soluções de sacarose 0,08 – 0,10 – 0,12 – 0,14...0,30M ▪ Lâmina e lamínula para microscopia

▪ Caneta marcador permanente ▪ Microscópio óptico

▪ Lâmina de barbear

▪ Placa de toque em porcelana

▪ 12 fragmentos de Rhoeo spathacea de aproximadamente 0,5 cm² ▪ 3 placas de petri

▪ 3 fragmentos de vela do mesmo tamanho ▪ 3 tubos de fundo chato

▪ Isqueiro ou fósforo

▪ Solução de NaCL 0%, 5% e 15%

3. PROCEDIMENTOS

Experimento 1 Energia Livre da Água – Fixar 3 pedaços de vela do mesmo tamanho no centro de 3 placas de petri. Completar cada placa com X mL da solução de NaCl à 0%, 5% e 15%. Acender a vela e cobrir com um tubo de ensaio de fundo chato. Após a extinção da chama, marcar a altura que a água atinge em cada situação.

Experimento 2 Potencial Hídrico: Método plasmolítico – Coloque algumas gotas de cada uma das soluções de sacarose separadamente, em cada escavação da placa de toque.

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE ALAGOAS. Campus Maceió. REVISÃO 1ª DATA DA ULTIMA ATUALIZAÇÃO 24/03/2017

Adicione em cada escavação um fragmento do tecido vegetal. Após 20 a 30 minutos, examine os fragmentos ao microscópio. Conte o número de células vermelhas (turgidas) e de células plasmolisadas e expresse em porcentagem. Construa um gráfico em que, na abscissa esteja o potencial osmótico das soluções (ver tabela) e, nas ordenadas, a porcentagem de células plasmolizadas. Identifique a solução equivalente à plasmólise incipiente.

Preparar 500mL de solução estoque de sacarose a 0,5 M e diluir conforme a tabela. Solução Sacarose 0,05M = 85,574g sacarose e água destilada até 500mL

Potencial Osmótico de soluções de sacarose a 20° em MPa Concentração Molar Volume da solução de sacarose 0,5 M (mL) Volume de água destilada (mL) -0,214 0,08 16 84 -0,267 0,10 20 80 - 0,321 0,12 24 76 - 0,375 0,14 28 72 - 0,427 0,16 32 68 - 0,481 0,18 36 64 - 0,536 0,20 40 60 - 0,594 0,22 44 56 - 0,650 0,24 48 52 - 0,707 0,26 52 48 - 0,765 0,28 56 44 - 0,823 0,30 60 40

4. SUGESTÕES DE PERGUNTAS PARA O RELATÓRIO DE PRÁTICA

1) Porque a água sobe quando a vela se apaga?

2) Houve diferença no nível da água nas 3 condições? Explique 3) Defina potencial hídrico, potencial osmótico e plasmólise incipiente.

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE ALAGOAS. Campus Maceió. REVISÃO 1ª DATA DA ULTIMA ATUALIZAÇÃO 24/03/2017 3 PRÁTICA 2 – TRANSPORTE DA ÁGUA ATRAVEZ DO XILEMA

1. OBJETIVO

Verificar a direção do fluxo da água na planta através do xilema e comprovar o efeito da evapotranspiração estomática sobre o fluxo.

2. MATERIAIS

▪ Anilina comercial vermelha ou azul ▪ Bastão de vidro

▪ 6 Béquer de 100mL

▪ 6 botões de flores brancas (rosa, ou cravo, ou copo de leite, ou margarida etc) ▪ Fonte de luz ▪ NaCl ▪ espátula ▪ tesoura ▪ Estereomicroscópio ▪ Vidro de relógio

▪ Caneta de marcação permanente

Encher os béquers com 80 mL de água destilada e adicionar 10 gotas de anilina em cada. Retirar as folhas, deixando apenas o caule e as flores. Colocar um botão floral em cada béquer e cortar a parte inferior do caule (deixar cerca de 5 cm), dentro da água, para retirar o ar do xilema. Dois béquers devem ser dispostos na primeira bancada, embaixo da fonte de luz, 2 na segunda bancada (longe da fonte de luz) e nos outros 2, adicionar 1 espátula cheia de NaCl em cada e dispor embaixo da fonte de luz. Aguardar 1 hora e observar as diferenças. Retirar uma pétala de cada flor e observar sob a lupa.

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2) O sistema circulatório dos animais está sob pressão. Já nas plantas, a circulação se dá sob tensão. Que processo é responsável por gerar essa pressão negativa ou tensão na planta?

3) Explique porque a flor próxima da fonte de luz fica mais corada que a flor distante? 4) Porque a adição de NaCl diminui o fluxo no xilema?

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE ALAGOAS. Campus Maceió. REVISÃO 1ª DATA DA ULTIMA ATUALIZAÇÃO 24/03/2017 5 PRÁTICA 3 – NUTRIÇÃO MINERAL

1. OBJETIVO

Perceber a importância dos macronutrientes Nitrogênio, Fósforo e Potássio para o crescimento vegetal.

2. MATERIAIS

▪ 20 a 40 plântulas de milho ou feijão com cerca de 5 dias de idade ▪ 1 berçários de mudas

▪ 5 bandejas pequenas

▪ Pá de jardinagem ou colher de sopa

▪ 5 Kg de solo comum (coletado nas dependências do IFAL) ▪ 5 Béquers de 250 mL

▪ 4 Bastão de vidro ▪ Adubo NPK 10-10-10 ▪ Fonte de luz

Em cada bandeja pesar 1 Kg de solo (retire folhas, pedras e qualquer fragmento grande por catação manual simples). Preparar 5 soluções contendo água comum e 0 – 0,1 – 0,2 -0,5 e 1 g de adubo NPK. Homogeneizar bem com auxilio de um bastão de vidro e adicionar ao solo em cada bandeja. Revolver o solo na bandeja com uma pequena pá ou colher de sopa para uniformizar a concentração do adubo. Colocar o solo em cada Box do berçário de mudas, identificando as concentrações de adubo. Transplantar 3 mudas para cada box, com bastante cuidado para não danificar o sistema radicular. Em seguida, irrigar moderadamente com água comum. Inclinar a cuba em 45° por alguns dias para o sistema radicular alcançar a parede do berçário. Cultivar as plantas por 2 semanas, irrigando a cada 2 ou 3 dias. Ao final do experimento, medir o comprimento das raízes e dos caules e pesar o conjunto de plantas de cada box e comparar.

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1) Qual a função dos macronutrientes N, P e K nas plantas?

2) Em qual concentração de NPK ocorreu maior crescimento da raiz? P

3) Em qual concentração de NPK ocorreu maior crescimento da parte aérea? 4) Onde ocorreu a maior produção de matéria fresca?

5) Com base nesse experimento, qual a concentração mais indicada de NPK para o feijoeiro comum?

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE ALAGOAS. Campus Maceió. REVISÃO 1ª DATA DA ULTIMA ATUALIZAÇÃO 24/03/2017 7 PRÁTICA 4 – FOTOSSÍNTESE 1. OBJETIVO

Verificar a atividade fotossintética através do consumo de CO2 em folhas isoladas. Determinar a irradiância de compensação em folhas isoladas.

2. MATERIAIS

▪ Solução indicadora Azul de Bromotimol

▪ Folhas turgidas de feijoeiro (aproveitar as plantas da prática anterior) ▪ 8 rolhas de cortiça ou borracha

▪ 8 tubos de ensaio grandes, preferencialmente com tampas rosqueaveis ▪ Suportes para tubos de ensaio

▪ Papel alumínio ▪ Pipeta 5 mL e pipetador ▪ Fita métrica ▪ Fonte de luz ▪ Canudo 3. PROCEDIMENTOS

Adicione 2 mL da solução indicadora a 8 tubos de ensaio. Fixar uma folha turgida em 6 rolhas, inseri-las de ponta cabeça nos tubos e vedar bem a abertura com a tampa rosqueável. Enrole completamente um deste tubos com papel alumínio. No sétimo tubo, prenda uma folha murcha da mesma espécie na rolha e vede a abertura, conforme os demais. Deixe um tubo sem folha como testemunha.

Disponha os tubos contendo folhas túrgidas a uma distância de 40, 60, 100 e 170 cm da fonte de luz. Os tubos com papel alumínio e folha murcha devem ser postos a 10 cm da fonte de luz. Após 2 horas, observe a coloração da solução indicadora em cada tudo e determine a irradiância de compensação para o feijoeiro. Utilize o canudo para soprar o tubo controle e observe a mudança de coloração.

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1) O que é irradiância de compensação?

2) Porque a folha mantida no escuro torna a solução amarela?

3) Por que plantas de sol geralmente morrem se colocadas à sombra?

4) Com base na tabela construa um gráfico com a irradiância e a coloração da solução e, determine a irradiância de compensação aproximada desta espécie.

Distância da Fonte de Luz Irradiância aproximada 40 cm 115 µmol m-2 s-1

60 cm 55 µmol m-2 s-1 100 cm 22 µmol m-2 s-1 170 cm 10 µmol m-2 s-1

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE ALAGOAS. Campus Maceió. REVISÃO 1ª DATA DA ULTIMA ATUALIZAÇÃO 24/03/2017 9 PRÁTICA 4 – EFEITO DA LUZ SOBRE A CLOROFILA E SÍNTESE DE AMIDO

1. OBJETIVO

Relacionar a presença de amido com a de clorofila em folhas variegadas. Demonstrar a importância da luz para que o amido se acumule nas folhas.

2. MATERIAIS

▪ Folhas variegadas

▪ Folhas de feijão que tenham permanecido 3 dias no escuro (utilizar do experimento anterior).

▪ Folhas de feijão que estejam a 3 dias sob luz intensa. ▪ Solução de lugol

▪ Vidro de relógio ▪ Béquer de 250 mL ▪ Ebulidor

▪ Álcool etílico comercial ▪ Pinça

Efeito da clorofila: Fotografe a folha variegada e observe a região verde e a branca. Mergulhe a folha por um minuto em água fervente. Transfira para um béquer contendo álcool etílico e aguarde até ocorrer a despigmentação completa. Coloque a folha despigmentada com a face abaxial para cima sobre o vidro de relógio e trate com algumas gotas de lugol. A coloração escura indica a presença de amido.

Efeito da luz: Pegar as folhas que permaneceram 3 dias no escuro e as folhas da mesma espécie que tenham sido mantidas sob luz intensa e proceder da mesma forma descrita no item anterior. Comparar os resultados.

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1) Em que parte da folha variegada se verifica a presença de amido?

2) A produção de amido se intensificou nas folhas mantidas na luz ou no escuro? Explique

3) As células vivas da raiz também possuem cloroplastos?

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE ALAGOAS. Campus Maceió. REVISÃO 1ª DATA DA ULTIMA ATUALIZAÇÃO 24/03/2017 11 PRÁTICA 5 – HORMÔNIOS VEGETAIS

1. OBJETIVO

Visualizar o efeito das auxinas na promoção do fototropismo e do hormônio Etileno sobre o amadurecimento de frutos climatéricos e não climatéricos. Comprovar o efeito de citocininas sobre o desenvolvimento das gemas laterais.

2. MATERIAIS

▪ 2 Caixas de MDF com orifício lateral

▪ 4 Plantulas de feijão germinadas com 5 dias ▪ Fonte de luz.

▪ Borrifador

▪ Água de coco verde não industrializada ▪ Batatas inglesas

▪ 2 bandejas

▪ 2 Sacos plásticos transparentes (tipo de supermercado) ▪ Maça ou banana

▪ Tomates verdes

Auxinas: Colocar 2 brotos de feijão dentro de cada caixa, posicionando os orifícios voltados para a fonte de luz. Irrigar a cada 2 dias. Cultivar por 1 semana e observar os resultados.

Etileno: Em um dos sacos plásticos colocar 1 maça e 1 tomate verde. No outro saco colocar apenas o tomate. Vedar a abertura do saco com um nó ou fita adesiva. Aguardar 3 a 5 dias e verificar os resultados.

Citocininas: Separar batatas de tamanho e formato aproximados nas duas bandeijas, preferencialmente compradas no mesmo local, para que tenham a mesma idade. Borrifar água de coco diariamente em uma das bandejas. Manter ambas a temperatura ambiente. Após 1 semana, comparar as batatas.

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* Para evitar formigas e moscas, os experimentos de Etileno e Citocininas podem ser mantidos em geladeira, sob refrigeração baixa.

1) Explique como se dá o fototropismo e onde se concentram as auxinas na curvatura do caule?

2) Qual tomate madurou primeiro? O que existe no saco com maçã?

3) Porque maças e peras são embaladas uma a uma com papel seda? 4) Que tipo de estrutura é a batata inglesa (raiz, caule, fruto)?

5) Qual o hormônio vegetal presente na água de coco?