INSTITUTO FEDERAL DO ESPÍRITO SANTO
CURSO SUPERIOR DE ENGENHARIA DE PESCA
ROBERTA CARDOZO DE PAIVA GARCIA
DESENVOLVIMENTO GONADAL DE FÊMEAS DO CAMARÃO-BRANCO
Penaeus schmitti (BURKENROAD, 1936) CAPTURADAS NO LITORAL SUL DO
ESPÍRITO SANTO, BRASIL.
PIÚMA 2019
ROBERTA CARDOZO DE PAIVA GARCIA
DESENVOLVIMENTO GONADAL DE FÊMEAS DO CAMARÃO-BRANCO
Penaeus schmitti (BURKENROAD, 1936) CAPTURADAS NO LITORAL SUL DO
ESPÍRITO SANTO, BRASIL.
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado à Coordenadoria do Curso de Engenharia de Pesca do Instituto Federal do Espírito Santo, como requisito parcial para a obtenção do título de Bacharel em Engenharia de Pesca.
Orientador: Prof. Dr. Henrique David Lavander
Co-orientadora: Me. Cecília Fernanda Farias Craveiro
Piúma 2019
Dados internacionais de catalogação na publicação (CIP) Bibliotecária responsável Ana Muller CRB6/ES 541 G216d Garcia, Roberta Cardozo de Paiva, 1995 -
Desenvolvimento gonadal de fêmeas do camarão-branco Penaeus
schmitti (Burkenroad, 1936) capturadas no litoral sul do Espírito Santo, Brasil
/ Roberta Cardozo de Paiva Garcia. -- 2019. 53 f. : il. ; 30 cm.
Orientador: Henrique David Lavander.
Coorientadora: Cecília Fernanda Farias Craveiro.
Monografia (graduação) - Instituto Federal do Espírito Santo, Campus Piúma, Coordenadoria de Curso Superior de Engenharia de Pesca, 2019.
1. Camarão – Reprodução – Espírito Santo (Estado). 2. Camarão -
Fisiologia. 3. Pesca de arrastão. I. Lavander, Henrique David. II. Craveiro, Cecília Fernanda Farias. III. Instituto Federal do Espírito Santo, Campus Piúma. IV. Título.
ROBERTA CARDOZO DE PAIVA GARCIA
DESENVOLVIMENTO GONADAL DE FÊMEAS DO CAMARÃO-BRANCO
Penaeus schmitti (BURKENROAD, 1936) CAPTURADAS NO LITORAL SUL DO
ESPÍRITO SANTO, BRASIL
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado à Coordenadoria do Curso de Engenharia de Pesca do Instituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia do Espírito Santo, Campus Piúma, como requisito parcial para a obtenção do título de Bacharel em Engenharia de Pesca.
Aprovado em 10 de dezembro de 2019.
Banca Examinadora:
________________________________________ Prof. Dr. Henrique David Lavander
Instituto Federal do Espírito Santo Orientador
________________________________________ Profª. Drª. Flávia Regina Spago de Camargo Gonçalves
Instituto Federal do Espírito Santo
________________________________________ Prof. Dr. Jones Santander Neto
Instituto Federal do Espírito Santo
PIÚMA 2019
Aos meus pais, Roberto da Silva Garcia e Adriana Cardozo de Paiva Garcia, por serem tudo para mim. Amo vocês!
Agradecimentos
À Deus, por ser a minha maior fonte de força e conforto!
Aos meus pais, Roberto e Adriana e aos meus irmãos, Eduarda e Cristhian, por estarem sempre presentes, pelo apoio incondicional, pela amizade e por serem o meu porto seguro. Aos meus queridos avós e a todos da minha família. Amo muito vocês! Ao meu namorado, João Paulo, por toda ajuda, companheirismo, amor e dedicação! Ao Marco e à Cláudia, por todo carinho, por terem me acolhido e terem feito eu me sentir em casa, obrigada!
Ao Prof. Dr. Henrique David Lavander, pela orientação e pela grande contribuição à minha vida profissional e pessoal. Obrigada pela paciência, por confiar e acreditar em mim. À minha co-orientadora, Me. Cecília Craveiro, sem você tudo seria muito mais difícil. Obrigada pela grande ajuda e pela amizade! Aos membros da banca, Profª. Drª. Flávia e Prof. Dr. Jones. Obrigada por todas as considerações e contribuições, foi uma honra!
À toda equipe do MALACOLAB pelo grande trabalho realizado e pelos momentos de descontração em meio ao cansaço. Muito obrigada, vocês são incríveis! E em especial à Carol, minha parceira de trabalho e perrengue, à Aninha, Dudinha, Késia e Cecília, que foram mais do que uma equipe de trabalho para mim!
À FAPES, pelo apoio e financiamento ao projeto. Ao Instituto Federal do Espírito Santo e a todos os meus professores, pela contribuição em minha formação profissional e pessoal. Em especial ao Prof. Dr. André e Prof. Dr. Marcelo Polese, pelas primeiras oportunidades oferecidas na graduação e por sempre me incentivarem. Ao Prof. Dr. Douglas pela grande ajuda no início de tudo e ao Prof. Dr. Léo pelas contribuições nos embarques e nas análises histológicas. Ao Técnico Lucas Bassul, pelo constante apoio, e às Técnicas Suzana e Dani, muito obrigada!
À UFES de Alegre, representada em especial pela Profª. Drª. Cida e à Técnica Viviane, por nos disponibilizarem tempo, espaço e conhecimento, muito obrigada!
A todos os pescadores da região que nos atenderam e nos ajudaram, em especial ao pescador e dono da embarcação Thiago, obrigada!
E por último, mas não menos especial, a todos da minha turma de graduação. Vocês são os melhores! Obrigada pelos momentos de felicidade e por compartilharem também os momentos de dificuldade. Tenho por vocês um imenso carinho e vou me lembrar sempre de todos. Muito obrigada por tudo!
RESUMO
Este estudo descreve o desenvolvimento das células reprodutivas e estágios de desenvolvimento ovariano, bem como identifica os componentes não germinativos, do camarão-branco (Penaeus schmitti) capturado no litoral sul do Espírito Santo, Brasil. Espécimes de P. schmitti foram coletados mensalmente de março a outubro de 2019, por meio da pesca artesanal utilizando embarcação e rede de arrasto balão nos municípios de Anchieta, Piúma e Itapemirim. Durante esse período foram coletadas 148 fêmeas. Os ovários foram extraídos para análises visuais e depois submetidos à análise histológica. As análises macroscópicas determinaram cinco estágios de desenvolvimento da gônada a partir da coloração e grau de turgidez do ovário fresco. As observações microscópicas permitiram observar seis estágios de desenvolvimento celular: oogônias, ovócitos pré-vitelogênicos, ovócito em vitelogênese inicial, ovócito em vitelogênese avançada, ovócito maturo e ovócito atrésico. A partir disto, foram definidos cinco estágios de desenvolvimento gonadal: imaturo, em desenvolvimento inicial, em desenvolvimento avançado, maturo e desovado. Também foram identificados os componentes não germinativos: células foliculares, parede gonadal e vasos sanguíneos. A análise correlacionada das alterações visuais e das estruturas celulares ao longo da maturação gonadal de P. schmitti se mostraram ferramentas importantes e funcionais para a descrição e distinção dos estágios de desenvolvimento gonadal.
ABSTRACT
This study describes reproductive cell development and ovarian developmental stages, as well as identifies the non-germinative components of white shrimp (Penaeus schmitti) caught off the southern coast of Espírito Santo, Brazil. Penaeus schmitti specimens were collected monthly, from March to October 2019, by artisanal fishing using a balloon trawl in the municipalities of Anchieta, Piúma and Itapemirim. During this period 148 females were collected. The ovaries were extracted for visual analysis and then submitted to histological analysis. Macroscopic analysis determined five stages of gonad development from the color and turgidity of the fresh ovary. Microscopic observations allowed us to observe six stages of cell development: oogonies, pre-vitellogenic oocytes, oocyte in early vitellogenesis, oocyte in advanced vitellogenesis, mature oocyte and atresic oocyte. From this, five stages of gonadal development were defined: immature, early development, advanced development, mature and spawning. Non-germ components were also identified: follicular cells, gonadal wall and blood vessels. Correlated analysis of visual changes and cellular structures along P. schmitti gonadal maturation proved to be important and functional tools for the description and distinction of gonadal developmental stages.
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – Exemplar de camarão-branco (Penaeus schmitti) capturado no litoral Sul do Espírito Santo, Brasil... 19 Figura 2 – Mapa do litoral sul do Espírito Santo, Brasil e os respectivos
pontos de coleta... 23 Figura 3 – Pesca de arrasto de popa utilizando tangones no litoral sul do
Espírito Santo, Brasil... 24 Figura 4 – Medidas morfométricas do camarão-branco (Penaeus schmitti)
... 25 Figura 5 – (A) Foto do exemplar de Penaeus schmitti com toda a cavidade
cefalotoráxica preenchida pelo ovário. (B) Ovário fresco após a extração e os respectivos lóbulos... 28 Figura 6 – Coloração em tons esverdeados a marrom encontrada em alguns
ovários de Penaeus schmitti no mês de junho e julho... 30 Figura 7 – Cortes histológicos do ovário do camarão-branco (Penaeus
schmitti) em estágio imaturo... 32 Figura 8 – Cortes histológicos do ovário de camarão-branco (Penaeus
schmitti) em desenvolvimento inicial... 32 Figura 9 – Cortes histológicos do ovário de camarão-branco (Penaeus
schmitti) em desenvolvimento avançado... 33 Figura 10 – Cortes histológicos do ovário de camarão-branco (Penaeus
schmitti) em estágio maturo... 33 Figura 11 – Cortes histológicos do ovário de camarão-branco (Penaeus
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Características e colorações macroscópicas dos estágios maturacionais I, II, III, IV e V dos ovários de Penaeus schmitti, capturados no litoral Sul do Espírito Santo, Brasil ... 28 Tabela 2 – Descrição microscópica dos estágios maturacionais e do tipo de
ovócito presente em cada estágio de desenvolvimento gonadal do camarão Penaeus schmitti, capturados no litoral sul do Espírito Santo, Brasil... 34
SUMÁRIO 1 INTRODUÇÃO... 10 2 OBJETIVOS... 12 2.1 OBJETIVO GERAL... 12 2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS... 12 3 REFERENCIAL TEÓRICO... 13 3.1 DADOS DE PRODUÇÃO... 13
3.2 ÁREA DE ATUAÇÃO E CARACTERÍSTICAS PESQUEIRAS... 15
3.3 A ESPÉCIE... 19
4 MATERIAIS E MÉTODOS... 23
4.1 AMOSTRAGEM... 23
4.2 PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS... 24
4.3 ANÁLISE DE DADOS... 26
5 RESULTADOS... 27
5.1 CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS DOS OVÁRIOS... 27
5.2 CLASSIFICAÇÃO MICROSCÓPICA DOS OVÁRIOS... 30
6 DISCUSSÃO... 36
7 CONCLUSÃO... 42
1 INTRODUÇÃO
O pescado é uma fonte de proteína com grande qualidade nutricional e devido ao crescimento populacional e a busca por alimentos saudáveis o seu consumo cresce exponencialmente nos últimos anos (BRASIL, 2014; FAO, 2018; FREIRE et al., 2019). Os grupos de organismos mais valiosos com produção importante registraram um novo máximo de capturas em 2016, entre eles destacam-se os camarões (FAO, 2018). No Brasil, a captura de crustáceos está representada em 67,1% por camarões peneídeos, pertencentes à ordem Decapoda e subordem Dendrobranchiata. As principais espécies capturadas são o camarão sete-barbas (Xiphopenaeus kroyeri), os camarões-rosa (Farfantepenaeus sp.) e o camarão-branco (Penaeus schmitti), correspondendo a uma produção de aproximadamente 26,9%, 18% e 7%, respectivamente (MPA, 2012). A captura desses camarões é de grande importância em todo o litoral brasileiro, apresentando uma grande relevância econômica, social e histórica.
No Espírito Santo a produção pesqueira total estimada durante o período de abril de 2011 e março de 2012 foi de 12.349 toneladas. Os crustáceos apresentam a maior importância na frota de pequeno porte e as maiores capturas são representadas pelos camarões. O camarão-branco é a terceira espécie de camarão mais importante e mais capturada no estado, apresentando uma produção de 85,3 toneladas (HOSTIM-SILVA & SOARES, 2013).
O Penaeus schmitti (Burkenroad, 1936), também conhecido popularmente como camarão-branco, camarão legítimo ou vila franca, distribui-se desde o Atlântico Ocidental, nas Antilhas, até o estado do Rio Grande do Sul no Brasil. Normalmente são encontrados desde pequenas profundidades até 30 metros, embora haja registros da espécie em até 50 metros (D’INCAO,1995). A espécie apresenta alta taxa de crescimento, alta fecundidade e ciclo de vida curto, de aproximadamente 24 meses (PEREZ-FARFANTE, 1970). Diferentemente das espécies de camarões rosa e do camarão sete-barbas, o camarão branco apresenta télico aberto, não sendo necessária a ecdise para reprodução. Possui também rostro curto, uma das principais características de diferenciação entre estas espécies.
A pesca é realizada de forma intensiva através de arrastos rebocados simples ou duplos, que capturam grande quantidade de indivíduos juvenis e de fauna acompanhante, gerando grandes danos à biodiversidade e ao meio ambiente (GRAÇA-LOPES et al., 2002; BOCHINI, 2012; DIAS NETO, 2011). Pela grande importância econômica e devido as características dessa atividade pesqueira, medidas de ordenamento como o período de defeso são imprescindíveis para a sustentabilidade da atividade e para a proteção e manutenção dos estoques pesqueiros de P. schmitti. Além da grande importância na pesca, esta espécie é uma das mais promissoras para a aquicultura no Brasil devido a sua ampla faixa de tolerância à salinidade, o maior porte em relação às outras espécies, entre outras características morfológicas e reprodutivas (NASCIMENTO et al., 1991; CARVALHO, 2013; RAMOS et al., 2019).
O desenvolvimento gonadal e a classificação dos estágios de maturação são importantes informações da biologia reprodutiva de uma espécie. No Brasil, os estudos que abordam aspectos da dinâmica reprodutiva do P. schmitti estão concentrados no Nordeste (COELHO e SANTOS, 1995; SANTOS, PEREIRA & IVO, 2005; CALAZANS, 2013; PEIXOTO et al., 2018; CRAVEIRO, 2018), no Sul (LARA, 1972; MACHADO, DUMONT & D’INCAO, 2009) e na região Sudeste, apenas no Estado de São Paulo (SANTOS, SEVERINO-RODRIGUES & VAZ-DOS-SANTOS, 2008; GONÇALVES, SANTOS & RODRIGUES, 2009). No Espírito Santo ainda não há pesquisas que incorporem e/ou tragam informações sobre a dinâmica reprodutiva do P. schmitti.
Pesquisas que forneçam informações sobre a biologia reprodutiva dessas populações naturais tornam-se ferramentas essenciais para o manejo da pesca e fornece suporte à conservação da espécie. Além de contribuírem para o desenvolvimento de tecnologias para a reprodução em cativeiro e possibilidades futuras de cultivo da espécie na região. Dessa forma, o presente estudo tem como objetivo descrever os estágios de desenvolvimento gonadal do camarão-branco P. schmitti, por meio de análises macroscópicas e microscópicas dos ovários dos camarões capturados durante o período de março a outubro de 2019, no litoral sul do Espírito Santo.
2 OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
Descrever o desenvolvimento gonadal de fêmeas do camarão-branco (Penaeus schmitti) capturadas no litoral sul do Espírito Santo, Brasil.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
• Descrever macroscopicamente o desenvolvimento gonadal de fêmeas dos camarões P. schmitti;
• Descrever microscopicamente o desenvolvimento das células germinativas e os componentes não germinativos presentes nos ovários de fêmeas do camarão P. schmitti;
• Caracterizar os estágios de maturação gonadal de fêmeas do camarão P. schmitti.
3 REFERENCIAL TEÓRICO 3.1 DADOS DE PRODUÇÃO
A crescente demanda por alimento com o aumento populacional é um fator atualmente mencionado por diversos segmentos da produção de proteína animal. Além do crescimento populacional, há também a crescente busca por alimentos saudáveis e com altos valores nutricionais. O pescado é uma fonte de alimento com elevado teor de proteína de qualidade, além de outros nutrientes que trazem inúmeros benefícios à saúde e o seu consumo cresce exponencialmente nos últimos anos (BRASIL, 2014; SARTÓRI & AMÂNCIO, 2012; FAO, 2018). No ano de 2016, a produção mundial de pescado atingiu aproximadamente 171 milhões de toneladas. A pesca extrativa representou 53,2% desse total com uma produção de 90,9 milhões de toneladas e a aquicultura 80,03 milhões de toneladas, representando os outros 46,8% (FAO, 2018). O Brasil não transmitiu dados oficiais sobre capturas para a FAO desde 2014 e, por isso, foi feita uma estimativa de seus dados. Estima-se que em 2030 a produção de pescado do Brasil oriundo da pesca e aquicultura atinja um crescimento de 46,6% (FAO, 2018). De acordo com o Boletim Estatístico da Pesca, a produção nacional de pescado para o ano de 2011 foi de 1.431.974,4 toneladas, um aumento de 13,2% em relação a 2010. A pesca extrativa marinha foi responsável por 553.670,0 toneladas e continuou sendo a principal fonte de produção de pescado nacional, representando 38,7% do total de produção (MPA, 2012).
Na pesca extrativa, apesar de vários grupos de organismos apresentarem um declínio de produção há anos, os grupos de espécies mais valiosos com produção significativa registraram um novo máximo de capturas em 2016. Estas espécies de alto valor estão sujeitas ao intenso comércio e possuem uma grande importância econômica em todo o mundo (FAO, 2018). Dentre os grupos de organismos mais valiosos com produção importante destacam-se os camarões, sendo o grupo com maior valor econômico. Apesar das oscilações apresentadas na captura desses organismos, as tendências positivas são constantes (FAO, 2018).
No Brasil, a produção de crustáceos alcançou 57.142 toneladas em 2011 e está representada em sua maior parte por espécies de camarões marinhos da família
Penaeidae. A família Penaeidae é pertencente à ordem Decapoda e subordem Dendrobranchiata e atingiu uma produção de 38.729 toneladas. O camarão-sete-barbas (Xiphopenaeus kroyeri) e os camarões-rosa (Farfantepenaeus sp.) continuaram sendo as espécies mais capturadas no país em 2011, com 15.417,8 t e 10.331,2 t, respectivamente, representando juntas, 45% do total da produção de crustáceos marinhos no Brasil. A produção do camarão-branco (Penaeus schmitti), outra espécie com elevado valor comercial, foi de 4.115,7 t (MPA, 2012). A captura desses camarões nas regiões litorâneas do Brasil é comum, tradicional e apresenta significativa relevância comercial e econômica (BRANCO, 2005; D'INCAO, VALENTINI & RODRIGUES, 2002).
Dados relacionados à espécie mais capturada ou mais importante dentre as mencionadas pode variar de acordo com a região do país. De forma geral o camarão sete-barbas é o mais abundante, mas em alguns locais, o camarão-branco e o camarão-rosa são as espécies que apresentam a maior importância econômica. Mesmo que estas ocorram em menor quantidade nas pescarias, por ser uma espécie de maior porte, possuem alto valor econômico e geram uma receita maior (COELHO e SANTOS, 1995; CARVALHO et al., 2000).
No Sudeste e Sul do Brasil a pesca dessas espécies de camarão é feita principalmente através de arrastos rebocados simples ou duplos, não diferindo da pesca realizada ao longo da costa brasileira que, segundo Paiva (1997), apresenta pouca variação operacional. Nessa região, o camarão-branco é capturado principalmente pela frota de arrasteiros duplos direcionada ao camarão sete-barbas (FREITAS NETO & DI BENEDITO, 2007).
A região Sudeste é representada pelos estados do RJ, SP e ES e registrou em 2011 uma produção total de pescado de 226.233,2 toneladas, equivalente a 15,8% da produção no Brasil. Nessa região, o estado do Espírito Santo atingiu uma produção total de 26.816,3 toneladas. Desse total, 14.381,3 t foram registrados pela pesca extrativa marinha, 882,3 t pela continental e 11.552,7 t pela aquicultura continental (MPA, 2012). Já no período de abril de 2011 a março de 2012, apresentou uma produção total estimada de 12.349 toneladas, provenientes de aproximadamente 35.303 desembarques. Na frota de pequeno porte os crustáceos apresentam a maior
importância e as maiores capturas concentram-se na frota destinada ao camarão sete-barbas (HOSTIM-SILVA & SOARES, 2013). Nessa frota, o camarão-branco capturado é considerado um alvo secundário da pescaria, que atua principalmente em águas rasas com fundos lodosos da plataforma continental, até os 30 m de profundidade (DIAS NETO, 2011). O camarão-branco é a terceira espécie de camarão mais capturada no Espírito Santo e apresentou uma captura de 85,3 toneladas de abril de 2011 a março de 2012 (HOSTIM-SILVA & SOARES, 2013).
É importante ressaltar que, informações mais detalhadas sobre a pesca permanecem insuficientes ou até mesmo inexistente em vários municípios, estado e regiões do país. A carência de informações relacionadas à estatística pesqueira gera dados estimados e não tão confiáveis (FREITAS NETO & DI BENEDITTO, 2007; FREITAS NETO, 2009). Além disso, a coexistência de diferentes sistemas de produção e as diferentes interpretações do setor para caracterização da frota dificulta na obtenção dos dados. Esse fator contrasta com a importância socioeconômica da atividade pesqueira. A representatividade dessa atividade nos municípios litorâneos do Sul do Espírito Santo é incontestável (HOSTIM-SILVA & SOARES, 2013).
Em relação à aquicultura, a carcinicultura é uma das atividades que mais cresce no Nordeste, que é o maior produtor nacional de camarão cultivado, contendo 92,0% do total de fazendas e representa 99,3% da produção do País (XIMENES & VIDAL, 2018). A única espécie cultivada em larga escala no Brasil e a mais cultivada mundialmente é a espécie exótica Penaeus vannamei, conhecida vulgarmente como camarão branco do pacífico. Esta espécie pertence à família Penaeidae e por não ser nativa, é obtida exclusivamente através da aquicultura. A maior produção dessa espécie na aquicultura é devido ao pacote tecnológico pronto e por apresentar bons resultados de produção, ao passo em que as espécies nativas carecem de informações suficientes e de programas de pesquisa básica e aplicada que viabilizam seu cultivo (NASCIMENTO et al., 1991; CARVALHO, 2013).
3.2 ÁREA DE ATUAÇÃO DA PESQUISA E CARACTERÍSTICAS PESQUEIRAS Ao longo do litoral do Espírito Santo existem 15 municípios costeiros exercendo a atividade pesqueira marinha. Na região sul litorânea do Espírito Santo os municípios
de Anchieta, Piúma e Itapemirim (Praia de Itaipava) foram categorizados como locais com alto volume de desembarque (HOSTIM-SILVA & SOARES, 2013).
A pesca é uma atividade econômica importante para a região sul do estado, pois gera emprego e renda para membros dessas comunidades pesqueiras. Nessa região, encontram-se artefatos de pesca voltados principalmente à produção que geram maiores rendimentos, como o arrasto rebocado e linheiros, associados à captura de espécies de maior valor comercial (FREITAS-NETTO e DI BENEDITTO 2007; HOSTIM-SILVA & SOARES, 2013). Segundo Freitas Netto & Di Beneditto (2007) a pesca de arrasto camaroneiro é amplamente praticada nesta região.
O município de Anchieta possui uma área de 409,691 km² (IBGE, 2019a). Limita-se ao Norte com os Municípios de Guarapari e Alfredo Chaves, ao Sul com Piúma e Oceano Atlântico, a Leste com o Oceano Atlântico e a Oeste com Iconha e Alfredo Chaves. Na economia do município destacam-se as indústrias, a agropecuária, o turismo e a pesca (ESPÍRITO SANTO, 2011a). Aproximadamente 40 pescadores artesanais e 40 embarcações cadastradas na colônia de pesca do município atuam na pesca do camarão (BRAGA, ZAPPES & OLIVEIRA, 2018).
Piúma é considerado o menor município do Espírito Santo com 74,045 km² de extensão. Limita-se ao norte com o município de Anchieta, ao sul com Itapemirim, a oeste com Rio Novo do Sul e a leste com o Oceano Atlântico (IBGE, 2019b). É conhecida como “Cidade das Conchas” pelo trabalho desempenhado pelas artesãs, conhecidas até internacionalmente. A atividade pesqueira da região está inserida no setor de comércio, serviços e indústria, que juntos somam mais de 90% da economia do município (ESPÍRITO SANTO, 2011b). Em Piúma são aproximadamente 220 pescadores artesanais cadastrados e 80 embarcações de pesca de arrasto (BRAGA, ZAPPES & OLIVEIRA, 2018).
O município de Itapemirim possui uma área territorial de aproximadamente 550,71 km². Limita-se ao norte pelos municípios de Iconha e Piúma, ao sul por Marataízes e Presidente Kennedy e a leste pelo Oceano Atlântico (IBGE, 2019c). O setor pesqueiro se destaca nesse município, que é um dos maiores polos produtores e exportadores de pescado do Estado. A agropecuária e a pesca artesanal são responsáveis por mais
de 30% dos empregos direto, fora outras influências no comércio e na indústria (ESPÍRITO SANTO, 2011c).
No arrasto rebocado artesanal ou industrial de camarões marinhos da região a rede utilizada é chamada de rede balão. A rede balão possui formato cônico dividido em corpo, asas e ensacador. Na tralha superior estão presentes bóias e na tralha inferior estão os pesos. Nas asas laterais são acopladas portas, geralmente de madeira, para manter a abertura da rede durante o deslocamento. As embarcações podem realizar o arrasto simples ou duplo, rebocando uma ou duas redes, respectivamente. Na modalidade arrasto duplo são utilizados tangones, possibilitando a operação das duas redes simultaneamente. Em geral a pesca é operada durante a madrugada e/ou início da manhã e cada arrasto tem duração de duas a três horas (FREITAS NETO & DI BENEDITO, 2007; BASÍLIO et al., 2015; MARTINS e DOXSEY, 2006; SANTOS, PEREIRA & IVO, 2006). O comprimento da rede varia de 8 m a 15 m de comprimento, largura da boca do funil de 3 m a 6 m e o tamanho da malha pode apresentar variações (FREITAS NETO & DI BENEDITO, 2007; PINHEIRO & MARTINS, 2009; EUTRÓPIO et al., 2013).
A rede de arrasto é um aparelho de pesca eficiente, mas pouco seletivo. Devido à baixa seletividade, a alta composição de fauna acompanhante é uma característica marcante nessa atividade pesqueira. Fauna acompanhante ou bycatch é a presença de outros indivíduos, de diferentes espécies e tamanhos, que não são a espécie-alvo da pesca. Pode ser composta por peixes, crustáceos, equinodermatas e moluscos (GRAÇA-LOPES et al., 2002; PINHEIRO & MARTINS, 2009). No litoral sul do Espírito Santo, a carcinofauna acompanhante é composta por uma alta biomassa de indivíduos pertencentes às famílias Penaeidae, Portunidae, Aethridae e Leucosiidae (EUTRÓPIO, 2009). Boa parte desses indivíduos não possuem valor econômico ou são de baixo valor. Essas características da rede de arrasto causam grande impacto ambiental pois compromete não só a biodiversidade, mas também a integridade física do fundo marinho (GRAÇA-LOPES et al., 2002; BOCHINI, 2012; DIAS NETO, 2011). A sobrepesca afeta atualmente vários recursos costeiros de alto valor como os camarões, em várias áreas de pesca (FAO, 2018). Informações da literatura sugerem que em muitas áreas há a necessidade de um ordenamento pesqueiro e uma melhor
gestão dos recursos e que, em algumas delas, as populações de camarão estão exploradas a um nível máximo de sustentabilidade antes mesmo de se ter obtido os conhecimentos básicos sobre a sua biodinâmica (PEREZ et al., 2001; FRANCO et al., 2009; DIAS NETO, 2011; BOCHINI, 2012).
Levando sempre em consideração os fundamentos do Código de Conduta para a Pesca Responsável (FAO, 1995) e em virtude da grande importância econômica da pesca do camarão nas regiões sudeste e sul do Brasil, o IBAMA estipula um período de defeso. O defeso proíbe a pesca em determinados períodos do ano de acordo com o recrutamento das espécies que se deseja proteger (BOCHINI, 2012; DIAS NETO, 2011). Essa medida de ordenamento é mais eficaz em espécies de crescimento rápido e que atinjam tamanho comercial em poucos meses, pois abrange um curto período de proteção. O objetivo é que nesse período os indivíduos consigam atingir o tamanho ou idade de primeira maturação. Assim, além de repor os estoques e reduzir a mortalidade por pesca, os organismos aumentam de tamanho e consequentemente aumenta-se a captura, o peso dos organismos e o valor de produção (DIAS NETO, 2011).
Atualmente, a portaria em vigor (Portaria Interministerial nº 47, de 11 de setembro de 2018) proíbe anualmente o exercício da pesca de arrasto com tração motorizada para a captura de camarão-rosa (Farfantepenaeus paulensis, F. brasiliensis e F. subtilis), camarão sete-barbas (Xiphopenaeus kroyeri), camarão-branco (Penaeus schmitti), santana ou vermelho (Pleoticus muelleri) e barba-ruça (Artemesia longinaris) na área costeira e marinha do estado do Espírito Santo, no período de 1° de dezembro a 29 de fevereiro.
Porém é observado que, mesmo que alguns recursos possuam períodos de defeso legalmente instituídos por lei Federal, não há fiscalização durante esses períodos de proteção. A demanda de camarão é constante durante todo o ano na região, e aumenta nos meses de verão para suprir a quantidade de turistas que visitam o local. Essa grande demanda, a falta de sustentabilidade da atividade pesqueira aliada à deficiência de pesquisas científicas que incorporem estudos de dinâmica populacional, pode prejudicar os estoques de camarões marinhos presentes na região e no país (BASÍLIO et al., 2015; FONTELES-FILHO, 2011).
3.3 A ESPÉCIE
O Penaeus schmitti (= Litopenaeus schmitti) (Burkenroad, 1936), também conhecido popularmente como camarão-branco, camarão legítimo ou vila franca pertence ao filo Arthropoda, à classe Malacostraca, à ordem Decapoda, à subordem Dendrobranchiata e a família Penaeidae. Se distribui desde o Atlântico Ocidental, nas Antilhas, até o estado do Rio Grande do Sul no Brasil, presente, portanto, em todo o litoral brasileiro (PEREZ-FARFANTE, 1970; D’INCAO,1995; DALL et al., 1990; SILVA, 1977; COSTA et al., 2003). Tal espécie difere dos outros da Família Penaeidae por apresentar sulcos ad-rostrais curtos, terminando na altura do dente epigástrico (MIAZAKI et al., 2018).
Figura 1 – Exemplar de camarão-branco (Penaeus schmitti) capturado no litoral Sul do Espírito Santo, Brasil.
Fonte: Acervo pessoal.
Geralmente os locais habitados por essa espécie dispõem de grande disponibilidade de nutrientes e de grandes variações de fatores ambientais, características de zonas costeiras e/ou de zonas marinhas com influência do rio. São encontrados principalmente desde pequenas profundidades até 30 metros e mesmo não sendo muito comum, há registros de ocorrência em profundidades de até 50 metros
(D’INCAO,1995; SILVA, 1977; DALL et al., 1990). Por habitarem zonas com essas profundidades variadas, o camarão-branco pelo menos em alguma fase de seu desenvolvimento, pode habitar faixas comuns às espécies do gênero
Farfantepenaeus e principalmente Xiphopenaeus. Entretanto,estas espécies tendem
a evitar a competição por alimento e abrigo e a ocupar diferentes zonas (DIAS NETO, 2011; SANTOS, PEREIRA & IVO, 2006).
O ciclo de vida do P. schmitti, semelhante aos outros membros da família Penaeidae, desenvolve-se em estágios de larva (náuplio), protozoea, misis, pós-larva, juvenil, subadulto e adulto. Para a espécie, esse ciclo de vida ocorre em dois ambientes e zonas geográficas diferentes. As larvas planctônicas se desenvolvem no mar aberto e quando atingem a fase de pós-larva migram para o estuário e adquirem hábito bentônico. No estuário tornam-se juvenis e retornam ao mar aberto na fase pré-adulta para tornarem-se adultos e reproduzir, completando o seu ciclo vital (DALL et al., 1990; PÉREZ FARFANTE, 1970; COELHO & SANTOS, 1993). São indivíduos r-estrategistas, com elevada taxa de crescimento, alta fecundidade e seu ciclo de vida tem curta duração, que segundo PEREZ-FARFANTE (1970), é de aproximadamente 24 meses, raramente ultrapassando esse período.
A espécie apresenta dimorfismo sexual bem definido e é possível distinguir machos e fêmeas através da observação ventral do animal. Os machos de camarão-branco apresentam um órgão copulador no primeiro par de pleópodos, chamado de petasma. As fêmeas apresentam o télico, órgão receptor na região externa. O camarão-branco apresenta télico aberto e, por isso, antes da cópula não é necessária a ecdise, a cópula é realizada quando os indivíduos se encontram com a carapaça rígida. As outras espécies de camarões rosa (Penaeus brasiliensis, P. paulensis e P. subtilis) e o camarão sete-barbas (Xiphopenaeus kroyeri), apresentam télico fechado. A fecundação é externa e ocorre a liberação dos ovos no meio ambiente (PEREZ-FARFANTE, 1970; DIAS NETO, 2011; SANTOS, 2007).
Os camarões da família Penaeidae podem apresentar reprodução contínua, com ou sem picos sazonais (COELHO & SANTOS, 1995). A época em que ocorre o recrutamento, reprodução, desova e o tamanho de primeira maturação para a espécie varia de acordo com a região estudada. O sistema reprodutor das fêmeas é constituído
por uma gônada, órgão par de estrutura tubular que se estende por quase todo o comprimento do corpo e se encontra dorsal e lateralmente ao intestino. A coloração, espessura, tamanho e ocupação desses órgãos no corpo podem variar de acordo com o estágio maturacional. Quando maturos, os ovários podem atingir o último segmento abdominal e a sua coloração nesse estágio varia de uma espécie para outra (PEREZ-FARFANTE, 1970; DALL et al., 1990).
Ao observar as alterações visuais nas colorações das gônadas, alguns autores iniciaram os estudos com camarões peneídeos, com o objetivo de compreender os aspectos do desenvolvimento ovariano das espécies ao longo da maturação. A partir desses estudos pôde-se validar a diferenciação dos estágios maturacionais através de uma escala macroscópica de coloração juntamente com outras características visuais que auxiliaram na determinação desses estágios (LARA, 1972; QUINTERO & GRACIA, 1998; PALACIOS, RODRIGUEZ-JARAMILLO & RACOTTA, 1999; AYUB & AHMED, 2002; QUINITIO, CABALLERO & GUSTILO, 1993; MEDINA et al., 1996). A fim de validar a utilização dessas escalas, estes estudos utilizaram técnicas histológicas para análise microscópica na diferenciação dos estágios. A análise histológica do desenvolvimento gonadal contribui para uma melhor visualização e confiabilidade na diferenciação dos estágios (MACHADO, DUMONT & D’INCAO, 2009). Porém a relação entre as duas metodologias de análise ainda tem sido pouco explorada na literatura (PEIXOTO et al., 2018). A maturação ovariana de P. schmitti com base na relação entre as características macro e microscópicas foram estudadas em Pernambuco (PEIXOTO et al., 2018), na Paraíba (CRAVEIRO, 2018), em Santa Catarina (LARA, 1972; MACHADO, DUMONT & D’INCAO, 2009) e em São Paulo (GONÇALVES, SANTOS & RODRIGUEZ, 2009).
Há uma falta de padronização em relação às classificações dos estágios de desenvolvimento gonadal de fêmeas de camarões peneídeos, que ocasionam problemas nas estimativas de parâmetros da dinâmica reprodutiva como a idade e/ou comprimento de primeira maturação, época reprodutiva, entre outros. Consequentemente, dificultam a implementação de medidas de ordenamento da pesca que necessitam dessas informações. Alguns autores classificam o desenvolvimento gonadal para peneídeos em quatro estágios: imaturo, em desenvolvimento, maturo e desovado (PEIXOTO et al., 2003; DUMONT et al., 2007;
GONCALVES, SANTOS & RODRIGUES, 2009; MACHADO, DUMONT & D’INCAO, 2009; SILVA et al., 2016; LOPES et al., 2017; PEIXOTO et al., 2018). Outros descrevem em cinco estágios diferentes: imaturo, início de desenvolvimento, em desenvolvimento, maturo e desovado (MEDINA et al., 1996; QUINTERO e GRACIA, 1998; PALACIOS, RODRIGUEZ-JARAMILLO & RACOTTA, 1999; AYUB e AHMED, 2002; BOLOGNINI et al., 2017, CRAVEIRO, 2018).
Outra característica importante e que não é considerada em muitos estudos de classificações do desenvolvimento gonadal é em relação ao desenvolvimento das células germinativas e da interação dos componentes não germinativos no processo de maturação ovariana. Essas informações podem propiciar uma melhor padronização na classificação dos estágios de desenvolvimento gonadal por fornecerem informações mais detalhadas, importantes para a compreensão sobre a reprodução dessas espécies (CRAVEIRO, 2018).
Os estudos que abordam sobre a dinâmica reprodutiva do P. schmitti no Brasil estão concentrados no Nordeste (COELHO e SANTOS, 1995; SANTOS, PEREIRA & IVO, 2005; CALAZANS, 2013; PEIXOTO et al., 2018; CRAVEIRO, 2018), no Sul (LARA, 1972; MACHADO, DUMONT & D’INCAO, 2009) e na região Sudeste, apenas no Estado de São Paulo (SANTOS, SEVERINO-RODRIGUES & VAZ-DOS-SANTOS, 2008; GONÇALVES, SANTOS & RODRIGUEZ, 2009), no Espírito Santo nenhum estudo foi encontrado para a espécie.
4 MATERIAIS E MÉTODOS 4.1 AMOSTRAGEM
Os camarões foram coletados durante um período de 8 meses, de março a outubro de 2019, nas áreas de pesca compreendidas pelos municípios de Anchieta (20º 48' 21" S 40º 38' 44" W), Piúma (20° 50' 7'' S 40° 43' 42'' W) e Itapemirim (21° 0' 42'' S 40° 50' 2'' W), litoral sul do Espírito Santo, Brasil. Os arrastos de fundo duraram cerca de 1 hora cada e em cada embarque foram realizados dois lances de pesca, quando possível. Quando não foi possível capturar exemplares suficientes da espécie nos embarques previstos para o mês, foram realizados novos embarques. No total, foram executados 23 arrastos. Na figura 2 pode-se observar a região de abrangência e os pontos onde ocorreram os arrastos.
Figura 2 - Mapa do litoral sul do Espírito Santo, Brasil e os respectivos pontos de coleta.
As coletas foram executadas em embarcação de arrasto duplo contendo tangones (figura 3) e utilizando-se rede de arrasto do tipo balão, nome comum dado à rede de arrasto duplo com tangones na atividade pesqueira da região. A rede utilizada possui 12 metros de comprimento, com malha de 28 mm no corpo da rede e 14 mm no ensacador, a abertura da boca varia com a profundidade, mas em média é de 2,5 metros. Ainda na embarcação, os camarões foram separados da fauna acompanhante, colocados em sacos plásticos e armazenados em caixas térmicas com gelo.
Figura 3 - Pesca de arrasto de popa utilizando tangones no litoral sul do Espírito Santo, Brasil.
Fonte: Marlon França, 2019.
4.2 PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS
No laboratório (Ifes - Campus Piúma), os camarões capturados primeiramente foram separados de acordo com a espécie, utilizando-se guias de identificação de camarões peneídeos (COSTA et al., 2003). Em seguida foram separados pelo sexo, em macho
e fêmea. Os dados morfométricos foram obtidos com o auxílio de um paquímetro, medindo-se o comprimento total (CT – cm), que corresponde à medida das extremidades do rostro ao télson e o comprimento do cefalotórax (CC – cm), que compreende a parte rígida da carapaça na base do olho até a sua margem posterior (figura 4). O peso dos indivíduos foi obtido com auxílio de balança analítica de precisão (0,001 g).
Figura 4 – Medidas morfométricas do camarão-branco (Penaeus schmitti).
Fonte: Adaptado de PÉREZ-FARFANTE (1988). Legenda: CC – comprimento do cefalotórax; CT – comprimento total.
Os ovários das fêmeas foram extraídos e identificados macroscopicamente quanto ao seu estágio maturacional através de aspectos externos como sua ocupação no corpo, o grau de turgidez, flacidez e do padrão de coloração mais próximo observado em comparação com o catálogo de cores encontrado na tabela Pantone (PANTONE MATCHING SYSTEM, Coated Simulation, Pantone, Carlstadt, NJ, USA).
As gônadas extraídas foram fragmentadas e amostras das diferentes regiões dos ovários foram obtidas e primeiramente fixadas em solução de Davidson durante 24 horas. Posteriormente foram clivadas, transferidas e conservadas em uma solução com álcool 70% para a realização das análises histológicas. Os fragmentos das amostras foram desidratados em álcool nas proporções de 80% a 100%, diafanizados
em xilol, impregnadas e incluídas em parafina 45ºC - 50º C. Após a inclusão em parafina as amostras foram seccionadas em 5µm no micrótomo LEICA RM2125RT. Os cortes obtidos foram expostos em lâminas e coradas pelo método de Hematoxilina/Eosina-Floxina, conforme metodologia proposta por Junqueira e Junqueira (1983).
4.3 ANÁLISE DE DADOS
As lâminas histológicas foram observadas em microscópio óptico LEICA DM500, câmera LEICA ICC50 HD, e classificadas de acordo com as características histológicas descritas para peneídeos (BOLOGNINI, 2017; PEIXOTO et al. 2018; CRAVEIRO et al. 2019). As imagens dos ovócitos contendo as escalas foram adquiridas com utilização do Software Leica LAS EZ.
5 RESULTADOS
Durante o período de oito meses (março a outubro), foram capturadas 148 fêmeas de P. schmitti. As fêmeas apresentaram uma amplitude de comprimento total (CT) de 7 a 22 cm (15,24 ± 2,74 cm), comprimento de cefalotórax (CC) entre 1,4 e 5,2 cm (3,17 ± 0,69 cm) e peso total variando de 2,60 a 91,77 gramas (30,02 ± 15,02 g).
5.1 CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS DOS OVÁRIOS
Foram notadas diferenças macroscópicas consideráveis nos ovários das fêmeas de P. schmitti capturadas. Foi observado que os ovários são órgãos pares que apresentam estrutura tubular com simetria bilateral. Na região dorsal estão presentes lateralmente ao intestino e quando ocupam o cefalotórax se evidencia os dois lóbulos anteriores e os sete lóbulos laterais curtos (figura 5). Os lóbulos posteriores iniciam no cefalotórax e se estendem até o antepenúltimo somito abdominal quando imaturo e até o último somito abdominal quando se encontra maturo. No decorrer do desenvolvimento gonadal é possível observar diferenças no grau de turgidez e na coloração destes ovários. Quando imaturos os ovários são finos, lisos e translúcidos e com o desenvolvimento adquirem coloração amarelada nos lóbulos. Essa coloração se acentua com o desenvolvimento e os ovários adquirem maior grau de turgidez. É possível visualizar também estas diferenças ao longo da região da gônada, pois a maturação se inicia nos lóbulos anteriores, seguido pelos lóbulos laterais até chegar aos lóbulos posteriores.
Figura 5 – (A) Foto do exemplar de Penaeus schmitti com toda a cavidade cefalotoráxica preenchida pelo ovário. (B) Ovário fresco após a extração e os respectivos lóbulos.
Fonte: Acervo pessoal. Legenda: Lóbulos anteriores (LA), laterais (LL) e posteriores (LP).
A partir desta observação macroscópica, os ovários das fêmeas foram classificados em cinco estágios maturacionais: Imaturo (estágio I), em maturação inicial (estágio II), em maturação avançada (estágio III), maturo (estágio IV) e desovado (estágio V). Na tabela 1 estão descritas as características macroscópicas dos ovários utilizadas para diferenciação dos estágios de desenvolvimento gonadal.
Tabela 1 - Características e colorações macroscópicas dos estágios maturacionais I, II, III, IV e V dos ovários de Penaeus schmitti, capturados no litoral Sul do Espírito Santo, Brasil.
Estágio Descrição Coloração*
Imaturo (I)
As gônadas são estreitas, semelhante ao intestino, apresentando a superfície lisa e coloração translúcida. Não podem ser visualizadas através do cefalotórax, devido a sua espessura e coloração.
Maturação inicial (II)
Os ovários começam a ficar mais túrgidos no cefalotórax com coloração amarelo claro (Pantone 100 PC) e preencher discretamente a região abdominal. Maturação
avançada (III)
Pouco mais consistente, rugosa e mais espessa em comparação ao estágio anterior, apresentando desenvolvimento na porção dos somitos abdominais. A
coloração amarelo médio (Pantone 107 PC) é mais aparente e está presente em todos os lóbulos do ovário.
Maturo (IV)
O ovário é facilmente visto, preenche toda a cavidade abdominal e cefalotoráxica. A gônada é muito túrgida, com a superfície rugosa e bem espessa. A coloração nessa fase é amarelo escuro (Pantone Yellow PC). Desovado
(V)
A coloração deste estágio é semelhante ao estágio imaturo, porém, os ovários são mais flácidos e a superfície é levemente rugosa.
Fonte: Adaptado de CRAVEIRO (2018). Legenda: *Numeração das cores no catálogo Pantone Matching System, Coated Simulation, Pantone, Carlstadt, NJ, USA; ** Cor translúcida (aplinil transparente).
Na observação macroscópica, das 148 fêmeas analisadas, 8 foram descritas como imaturas, 17 em maturação inicial, 9 em maturação avançada, 29 maturas e 40 desovadas. Do total de fêmeas analisadas, não foi possível identificar o estágio maturacional de 45 fêmeas (30,5%), principalmente devido à dificuldade de distinguir os ovários imaturos e desovados, que apresentam características macroscópicas semelhantes. Nas fêmeas em que foi possível identificar com mais facilidade o estágio desovado do imaturo, foi devido ao comprimento do indivíduo (cm) e ao tamanho e turgidez da gônada. Porém, na maioria dos casos esses critérios não são suficientemente confiáveis para afirmar com precisão o estágio gonadal em que a fêmea se encontra.
Foram encontrados ovários apresentando tons de verde escuro a marrom claro, fora dos padrões de coloração em escala amarelada (figura 6) observado na maioria dos exemplares de P. schmitti capturados no litoral do Espírito Santo. Estes foram representados por apenas cinco fêmeas dentre o total. As fêmeas apresentando estas colorações nas gônadas foram capturadas no final de junho e início de julho. A fêmea apresentando tonalidade verde escuro (5763 PC) foi capturada no município de Anchieta, a uma média de profundidade de 6,3 metros. As outras fêmeas apresentando tonalidades verde claro (384 PC) e marrom claro (140 PC) foram encontradas no município de Itapemirim, a uma profundidade de 9 a 12,6 metros.
Figura 6 – Coloração em tons esverdeados a marrom encontrada em alguns ovários de Penaeus schmitti no mês de junho e julho.
Fonte: Adaptado de Pantone Matching System, Coated Simulation, Pantone, Carlstadt, NJ, USA. Legenda: *Numeração das cores no catálogo Pantone.
5.2 CLASSIFICAÇÃO MICROSCÓPICA DOS OVÁRIOS
Nas análises microscópicas as células foram classificadas em oogônias (OO), ovócitos pré-vitelogênicos (OPVT), ovócitos em vitelogênese inicial (OVI), ovócitos em vitelogênese avançada (OVA), ovócitos maturos (OM) e ovócitos atrésicos (OA). As oogônias (OO) são ovócitos basófilos encontradas em todos os estágios de desenvolvimento gonadal, numa proporção maior nos estágios imaturo (figura 6) e desovado (figura 10). Possuem formato esférico, com citoplasma reduzido, núcleo grande e bem nítido. Durante o processo de desenvolvimento a cromatina é mais concentrada em torno do núcleo. Por serem basófilas, são evidenciadas pela Hematoxilina (H), apresentando coloração roxa e mais intensa. As oogônias estão agrupadas principalmente no centro dos ovários, denominada de zona germinativa. Os ovócitos pré-vitelogênicos (OPVT) também são encontrados em todos os estágios de desenvolvimento gonadal. Possuem formato oval, citoplasma mais desenvolvido e cromatina menos densa em comparação ao estágio anterior. Nestas células é possível observar nucléolos na periferia do núcleo. São ovócitos basófilos e, portanto, evidenciados pela Hematoxilina (H).
Os ovócitos em vitelogênese inicial (OVI) apresentam vitelogênese lipídica e formato oval (figura 8). O citoplasma é mais desenvolvido que o estágio anterior e apresenta caráter acidófilo que é evidenciado pelo corante Eosina-Floxina (E-F). O núcleo basófilo possui cromatina menos condensada comparado ao estágio anterior e nele é possível visualizar os nucléolos intensamente corados de roxo (H).
Os ovócitos em vitelogênese avançada (OVA) apresentam, além de vitelogênese lipídica, a deposição discreta de proteína. São estruturas mais desenvolvidas do que o estágio anterior e adquirem uma aparência granular devido aos grânulos de vitelo
(figura 9). Os grânulos de vitelo são visualizados em toda a célula, porém em maior concentração na região periférica. O citoplasma possui carácter acidófilo (E-F), evidenciando a coloração rosada e o núcleo basófilo (H).
Os ovócitos maturos (OM) se diferenciam por apresentarem vitelogênese lipídica e protéica completa e principalmente, pela presença de corpos periféricos (CP) nas extremidades dos ovócitos (figura 10). São estruturas mais desenvolvidas do que o estágio anterior e evidenciam as mesmas colorações rosa e roxo para o citoplasma e para o núcleo, respectivamente.
Os ovócitos atrésicos (AO) são ovócitos maturos em processo de reabsorção (figura 11). O formato é indefinido devido à ruptura da membrana vitelínica. Possuem caráter acidófilo, corados exclusivamente pela Eosina-Floxina (E-F). A presença de ovócitos atrésicos (AO) é o principal componente que distingue microscopicamente o estágio imaturo do estágio desovado.
Além das células germinativas, os componentes não germinativos também podem ser observados no desenvolvimento gonadal dos ovários. As células foliculares (CF), por exemplo, modificam o seu formato ao longo dos diferentes estágios maturacionais e são encontradas em toda a região gonadal. No estágio imaturo, as CF estão dispersas por toda a gônada em formato circular. Ao longo do desenvolvimento é possível observar essas células circundando os ovócitos e adquirindo formato achatado, até se unirem e formarem uma espécie de camada mais externa em volta do ovócito. A parede gonadal (PG) é um revestimento constituído de tecido conjuntivo com aspecto ondulado. No estágio imaturo é mais densa e fina e à medida que ocorre o desenvolvimento adquire um aspecto mais frouxo de espessura grossa.
Figura 7 - Cortes histológicos do ovário do camarão-branco (Penaeus schmitti) em estágio imaturo.
Legenda: OO - oogônia; OPVT - ovócitos pré-vitelogênicos.
Figura 8 - Cortes histológicos do ovário de camarão-branco (Penaeus schmitti) em desenvolvimento inicial.
Legenda: OVI - ovócito em desenvolvimento inicial; CF - células foliculares; Nu - núcleo. Nu CF OVI OO OO OPVT OPVT PG
Figura 9 - Cortes histológicos do ovário de camarão-branco (Penaeus schmitti) em desenvolvimento avançado.
Legenda: OVA - ovócito em desenvolvimento avançado; CF - células foliculares; Nu - núcleo.
Figura 10 - Cortes histológicos do ovário de camarão-branco (Penaeus schmitti) em estágio maturo.
Legenda: PG - parede gonadal; OM - ovócito maturo; Nu - núcleo; CF - células foliculares; CP - corpos periféricos. OVA CF Nu CF OM Nu CP CF PG PG
Figura 11 - Cortes histológicos do ovário de camarão-branco (Penaeus schmitti) em estágio desovado.
Legenda: OA - ovócito atrésico; OPVT - ovócitos pré-vitelogênicos; CF - células foliculares.
A partir da observação microscópica, foi possível identificar uma correlação com as diferenças encontradas nos estágios pela observação macroscópica. Os ovários das fêmeas analisados histologicamente também foram classificados em cinco estágios maturacionais. Na tabela 2 estão descritas as principais características microscópicas dos ovários, utilizadas para diferenciação dos estágios de desenvolvimento gonadal. Tabela 2 - Descrição microscópica dos estágios maturacionais e do tipo de ovócito presente em cada estágio de desenvolvimento gonadal do camarão Penaeus schmitti, capturados no litoral sul do Espírito Santo, Brasil.
Estágio Descrição Tipo de ovócito*
Imaturo (I)
Predominância de oogônias agrupadas na zona germinativa e de ovócitos pré-vitelogênicos. As células foliculares possuem formato esférico e estão dispersas por toda a gônada. A parede gonadal é fina e mais densa. A coloração é predominantemente roxa.
OO e OPVT
Maturação inicial (II)
Apresentam oogônias e ovócitos pré-vitelogênicos ocupando a zona central germinativa. Presença de células em vitelogênese lipídica inicial de coloração rosa escura na
OO, OPVT e OVI OA
OPVT
CF PG
periferia dos ovários, circundados pelas células foliculares em formato esférico.
Maturação avançada
(III)
Ocorre a presença de ovócitos em vitelogênese completa na periferia dos lóbulos do ovário. As células foliculares que circundam os ovócitos adquirem formato achatado. Neste estágio os ovócitos apresentam coloração rosada evidenciada pela eosina-floxina (E-F).
OO, OPVT e OVA
Maturo (IV)
Presença de ovócitos maturos apresentando corpos periféricos nas extremidades. Neste estágio as células foliculares estão unidas formando uma espécie de camada externa em volta dos ovócitos maturos, semelhante ao córion.
OO, OPVT e OM
Desovado (V)
Presença de ovócitos atrésicos e predominância dos ovócitos basófilos. As células foliculares estão dispersas como no estágio imaturo.
OO, OPVT e OA
Fonte: Adaptado de CRAVEIRO (2018). Legenda: *OO - oogônia); OPVT - ovócito pre-vitelogênico; OVI - ovócito em vitelogênese inicial; OVA - ovócito em vitelogenese avançada; OM - ovócito maturo; OA - ovócito atrésico.
Não foram encontradas diferenças histológicas entre os fragmentos retirados das diferentes regiões do ovário. Portanto, os mesmos componentes germinativos foram encontrados distribuídos por toda a gônada, caracterizando o mesmo estágio de desenvolvimento.
Do número total de fêmeas capturadas, 113 ovários foram analisados histologicamente. As duas formas de análise foram correlacionadas e a histologia dos ovários validou 53 dos estágios maturacionais (46,90 %) antes obtidos pela observação macroscópica e demonstrou um erro em 17 análises (15,05 %). Para o restante dos ovários analisados, cerca de 19 destes (16,81 %)só foi possível definir através da análise microscópica, pela dificuldade de distinção visual de alguns estágios de desenvolvimento gonadal. Um total de 24 ovários analisados (21,24 %) permaneceram indefinidos mesmo após a análise microscópica, devido a erros durante o processamento histológico. Os ovários citados anteriormente em tons esverdeados foram classificados histologicamente estando em maturação inicial (5763 PC) e em maturação avançada (384 e 140 PC).
6 DISCUSSÃO
A morfologia dos ovários e localização dos lóbulos anteriores, laterais e posteriores estão de acordo com o que foi descrito por DALL et al., (1990) para camarões peneídeos. Em algumas fêmeas imaturas a identificação e localização do ovário só foi possível quando colocadas inteiras na solução fixadora para posterior dissecção. O mesmo foi evidenciado por Santana (2005) pela semelhança do órgão com a musculatura cefalotoráxica e abdominal, consequência também do tamanho do ovário neste estágio.
A classificação macroscópica do desenvolvimento gonadal utilizando uma escala de coloração e observando-se o tamanho da gônada é uma metodologia amplamente utilizada. Estudos precursores observaram as alterações visuais nas colorações dos ovários ao longo da maturação e caracterizaram o desenvolvimento gonadal de camarões peneídeos levando em consideração a coloração e o tamanho dos ovários (WORSMANN, BARCELOS & FERRI, 1976; MEDINA et al., 1996; QUINTERO & GRACIA, 1998; PALACIOS, RODRIGUEZ-JARAMILLO & RACOTTA, 1999). Nestes estudos as características visuais foram validadas pela análise histológica, assim como no presente estudo, para maior precisão e determinação dos estágios maturacionais.
Essa classificação dos ovários a partir de características macroscópica é uma alternativa prática e está intimamente relacionada com o desenvolvimento e a organização das células constituintes do ovário (DUMONT & D’INCAO, 2004; DUMONT et al., 2007). Porém, estes critérios visuais podem confundir e gerar dúvidas quanto ao real estágio de desenvolvimento, pois é possível observar diferentes tons de coloração em um ovário no mesmo estágio maturacional (QUINTERO & GRACIA, 1998; PEIXOTO et al., 2003). Apesar da subjetividade na definição de cores e das limitações na sua utilização, este método é uma ferramenta importante na rotina de laboratório e em trabalhos de campo destinados à dinâmica reprodutiva a bordo de navios. Além disso, é muito útil na coleta de reprodutores em ambiente selvagem, já que é fácil reconhecer principalmente as fêmeas em estágio maturo (QUINTERO & GRACIA, 1998).
Quintero & Gracia (1998) classificaram os ovários de Penaeus brasiliensis em cinco cores. Porém o estágio desovado foi caracterizado por conter uma coloração esbranquiçada e não translúcida. Esta coloração gerou dúvidas principalmente ao diferenciar gônadas desovadas de gônadas em desenvolvimento inicial. No presente estudo, a coloração para P. schmitti nos estágios imaturo e desovado foi translúcida e estes foram os estágios mais difíceis de serem diferenciados, principalmente nas fêmeas de tamanhos intermediários, devido à semelhança nas características e por apresentarem a mesma coloração. A mesma dificuldade foi relatada para o P. schmitti em Pernambuco (PEIXOTO et al., 2018), em São Paulo (GONÇALVES, SANTOS & RODRIGUEZ, 2009), e para outras espécies de peneídeos (PEIXOTO et al., 2003; QUINTERO & GRACIA, 1998; DUMONT & D’INCAO, 2004; DUMONT et al., 2007; SILVA et al., 2016; LOPES et al., 2017).
Nos outros estágios de desenvolvimento gonadal em que é possível observar coloração, especificamente o estágio II, III e IV, a classificação macroscópica em escala amarelada para o P. schmitti segue o que foi observado por Craveiro (2018) e Peixoto et al., (2018). Porém, Gonçalves, Santos & Rodrigues (2009) e Machado, Dumont & D’Incao (2009) observaram uma escala de coloração de tons esverdeados para classificar o desenvolvimento gonadal para a mesma espécie em São Paulo e Santa Catarina, respectivamente. Machado, Dumont & D’Incao (2009) classificaram através das cores: branco ou translúcido para o estágio imaturo e desovado, citando que os mesmos só podem ser diferenciados histologicamente, cinza ou verde para o estágio em desenvolvimento e verde escuro a preto para maturo. Gonçalves, Santos & Rodrigues (2009) definiram uma escala macroscópica utilizando a cor transparente para imaturo, verde claro para em desenvolvimento, verde escuro para maduro e transparente “leitoso” para vazio.
A diferença na coloração e no tamanho dos ovários ao longo da maturação é comum para peneídeos (PEIXOTO et al., 2003) e é observada entre as diferentes espécies. Há diferença também na coloração dos ovários entre indivíduos da mesma espécie, como foi observado para o P. schmitti. A coloração exibida nos ovários se deve a diferenças no conteúdo de carotenóides (VICENTE, RAMOS & OLIVA, 1988). Os carotenóides são pigmentos naturais não produzidos pelos crustáceos e, portanto, adquiridos e acumulados através da alimentação (MESQUITA, TEIXEIRA &
SERVULO, 2017). A diferença encontrada na coloração dos ovários pode ter como motivo às diferentes dietas em que indivíduos de uma mesma espécie estão submetidos nas diferentes regiões (QUINITIO, PEDRO & PARADO-ESTEPA, 2007). A qualidade nutricional é um fator importante na reprodução de crustáceos e a influência no conteúdo de carotenóides vem sendo estudado correlacionando-os com o desenvolvimento gonadal, sucesso reprodutivo e outras influências para camarões e outros crustáceos (GOODWIN, 1951; DALL et al., 1995; LIÑÁN-CABELLO, PANIAGUA-MICHEL & HOPKINS, 2002; BOLOGNINI, 2017).
Padronizar uma escala de cores na maturação ovariana não isenta os possíveis erros que podem ser encontrados na diferenciação do estágio gonadal de uma espécie até na mesma região. Alguns tons fora do padrão encontrados na escala estabelecida podem causar confusão ao definir o estágio macroscopicamente. Os estágios de desenvolvimento gonadal das gônadas encontradas no presente trabalho com tons esverdeados só foram definidos através da histologia. As diferenças nas colorações encontradas em regiões próximas como o apresentado por Gonçalves, Santos & Rodrigues (2009) em estudo realizado em São Paulo e até mesmo em municípios próximos, demonstra a limitação em utilizar somente as análises visuais macroscópicas como fonte principal de informação. Isto enfatiza a importância da utilização da análise histológica sempre que possível e, principalmente, em gônadas que não apresentam o tom da escala de cor encontrada normalmente. Além da influência da alimentação na coloração dos ovários, outro fator que prejudica as análises macroscópicas se deve ao fato de como estes indivíduos são capturados pela rede de arrasto. O aparelho de pesca ao arrastar os camarões e os acumularem no fundo da rede pode gerar danos às estruturas. A perfuração de outros órgãos prejudica na classificação dos estágios pela escala macroscópica de cores.
Em relação à histologia ovariana, as características histológicas observadas e as modificações encontradas nos diferentes estágios de desenvolvimento gonadal para o P. schmitti estão de acordo com o padrão observado na literatura. Foi observado que há uma zona germinativa, também citada por outros autores como zona de proliferação onde as oogônias (OO) se concentram (GONÇALVES, SANTOS & RODRIGUES, 2009; CRAVEIRO, 2018; PEIXOTO et al., 2018). Os ovócitos basófilos (oogônias e ovócitos pré-vitelogênicos) foram encontrados predominantemente nos
estágios imaturo e desovado. Segundo Peixoto et al., (2003) essas células estão presentes nesses estágios em frequências de quase 100%.
O início da vitelogenia é uma característica importante que diferencia o estágio imaturo do estágio em desenvolvimento inicial. No estágio em desenvolvimento inicial pode-se obpode-servar o surgimento de vitelogenepode-se lipídica inicial nos ovócitos. No estágio em desenvolvimento avançado os ovócitos passam a apresentar vitelogênese lipídica e proteica (ABRAHAN e MANISSERI, 2012).
O surgimento de corpos periféricos (CP) é o principal fator que indica que o ovário se encontra em desenvolvimento completo, caracterizando o seu estágio maturo. Gonçalves, Santos & Rodrigues (2009) revelaram nítida diferenciação da estrutura celular pela presença de CP no ovário maturo de P. schmitti, sendo corroborado no estudo de desenvolvimento gonadal de outros camarões peneídeos (QUINTERO e GRACIA,1998; AYUB e AHMED, 2002; PEIXOTO et al., 2003; SILVA et al., 2016; LOPES et al., 2017). Os corpos periféricos foram observados em formatos esférico a ovais, mas também podem ser encontrados em forma de bastonetes para P. schmitti (MACHADO, DUMONT & D’INCAO, 2009; CALAZANS, 2013). Estas estruturas liberam um produto gelatinoso em torno do ovócito para promover melhor fixação dos espermatozoides e formam um envelope de eclosão(CLARK Jr. et al., 1980).
Os oócitos atrésicos (OA) encontrados foram importantes na identificação e diferenciação dos estágios imaturo e desovado, sendo considerado a característica principal nessa distinção histológica, já que as mesmas células germinativas (oogônia e ovócitos pré-vitelogênicos) são encontradas com predominância nos estágios imaturo e desovado.
Nos componentes não germinativos, a parede gonadal (PG) também teve um papel importante para auxiliar na diferenciação dos estágios, principalmente no imaturo e desovado. Por ser constituída de fibras colágenas, a PG se adapta às alterações no tamanho da gônada ao longo de seu desenvolvimento. As células foliculares (CF) estão presentes em todos os estágios de desenvolvimento gonadal do P. schmitti e as alterações no seu formato corrobora com os resultados encontrados por Worsmann, Barcelos & Ferri, (1976) e Craveiro (2018). Os diferentes formatos que as células foliculares adquirem durante o desenvolvimento gonadal foram fundamentais
para a distinção dos estágios, principalmente entre os estágios em desenvolvimento inicial e avançado, conforme também foi observado por Craveiro (2018) em espécimes capturados no litoral nordestino.
Identificando-se os componentes germinativos e não germinativos, a classificação em cinco estágios de desenvolvimento gonadal para o camarão-branco corresponde ao que foi encontrado na literatura para outras espécies de camarões peneídeos, relatando as mesmas características ao longo do desenvolvimento gonadal (MEDINA et al., 1996; QUINTERO e GRACIA, 1998; PALACIOS, RODRIGUEZ-JARAMILLO & RACOTTA, 1999; AYUB & AHMED, 2002; BOLOGNINI et al., 2017). Outros autores identificaram somente quatro estágios maturacionais: imaturo, em desenvolvimento, maturo e desovado (PEIXOTO et al., 2003; DUMONT & D’INCAO, 2004; DUMONT et al. 2007; GONCALVES et al., 2009; MACHADO, DUMONT & D’INCAO, 2009; SILVA et al., 2016; LOPES et al., 2017). A classificação utilizada nos presentes trabalhos une o estágio em desenvolvimento inicial e em desenvolvimento avançado, classificando-os como um só. Estes estudclassificando-os consideram que não há diferenças e evidências histológicas significativas entre estes estágios e não leva em consideração a alteração no formato e comportamento das células foliculares (CRAVEIRO, 2018). Contudo, no presente trabalho, as evidências encontradas foram suficientes para definirmos com segurança em cinco estágios de desenvolvimento gonadal.
Há controvérsias na literatura quanto ao número de estágios ovariano mesmo dentro de uma mesma espécie (DALL et al., 1990). Nos estudos com P. schmitti, apenas Craveiro (2018) utilizou cinco estágios de desenvolvimento gonadal. Outros autores classificaram em apenas quatro estágios maturacionais para a espécie (LARA, 1972; GONÇALVES, SANTOS & RODRIGUES, 2009; MACHADO, DUMONT & D’INCAO, 2009; CALAZANS, 2013; PEIXOTO et al., 2018). A classificação utilizada no presente estudo corroborou com os estudos obtidos por Craveiro (2018), utilizando os mesmos critérios de análise: a classificação das células germinativas e a avaliação de componentes não germinativos, como as células foliculares e parede gonadal. Ficou evidente que a classificação do desenvolvimento ovariano em cinco estágios é importante principalmente para que essas informações mais detalhadas possam incorporar futuros estudos de dinâmica reprodutiva e populacional. Estes trabalhos destacam-se por sua importância na obtenção de dados acerca do tamanho de
maturidade e época de desova, que são fundamentais para estabelecer medidas de manejo, bem como para verificarem se o período de defeso vigente é apropriado para a espécie.
7 CONCLUSÃO
O camarão P. schmitti apresentou cinco estágios de desenvolvimento gonadal no litoral sul do Espírito Santo através de indivíduos coletados entre os meses de março a outubro de 2019. A utilização de análises macroscópicas e microscópicas correlacionadas indica ser um bom instrumento de classificação da maturação ovariana de fêmeas de camarão-branco. A classificação através das alterações visuais macroscópicas com utilização da escala cromática é uma importante ferramenta de análise, mas recomenda-se utilizar a análise microscópica sempre que possível. A análise histológica apresenta características importantes que validam o estágio maturacional e, além do desenvolvimento das células germinativas, é importante também levar em consideração os componentes não germinativos como ferramenta para auxiliar nas distinções dos estágios. As informações obtidas no presente trabalho podem ser utilizadas em estudos de dinâmica reprodutiva, contribuir para uma melhor gestão dos recursos e no desenvolvimento de técnicas reprodutivas da espécie em cativeiro.
