CONSERVAÇÃO PÓS-COLHEITA DE PÊSSEGOS CV. DELLA NONA TRATADOS COM Aloe vera L.

Texto

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CONSERVAÇÃO PÓS-COLHEITA DE PÊSSEGOS CV. DELLA NONA TRATADOS COM Aloe vera L.

TESE DE DOUTORADO

KAROLYNE KRUGER CARVALHO EING

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UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CENTRO-OESTE, UNICENTRO -PR PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA – PPGA

DOUTORADO

CONSERVAÇÃO PÓS-COLHEITA DE PÊSSEGOS CV. DELLA NONA TRATADOS COM Aloe vera L.

KAROLYNE KRUGER CARVALHO EING

GUARAPUAVA-PR 2021

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KAROLYNE KRUGER CARVALHO EING

CONSERVAÇÃO PÓS-COLHEITA DE PÊSSEGOS CV. DELLA NONA TRATADOS COM Aloe vera L.

Tese de doutorado apresentada à Universidade Estadual do Centro-Oeste, Programa de Pós- Graduação em Agronomia - Doutorado, área de concentração em Produção Vegetal.

Prof. Dr. Renato Vasconcelos Botelho Orientador

Cacilda Márcia Duarte Rios Coorientadora

GUARAPUAVA-PR 2021

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Catalogação na Publicação Rede de Bibliotecas da Unicentro Eing, Karolyne Kruger Carvalho

E35c Conservação pós-colheita de pêssegos CV. Della Nona tratados com Aloe Vera L. / Karolyne Kruger Carvalho Eing. – – Guarapuava, 2021.

v, 61 f. : il. ; 28 cm

Tese (doutorado) - Universidade Estadual do Centro-Oeste, Programa de Pós-Graduação em Agronomia. Área de concentração: Produção Vegetal, 2021.

Orientador: Renato Vasconcelos Botelho Coorientadora: Cacilda Márcia Duarte Rios

Banca Examinadora: Elisabeth Orika Ono, Juliana Sanches, Juliano Tadeu Vilela Resende, Ricardo Antonio Ayub

Bibliografia

1. Prunus persica. 2. Conservação. 3. Revestimento comestível. 4.

Polifenoloxidase. 5. Peroxidase e fenilalanina amônia-liase. I. Título. II.

Programa de Pós-Graduação em Agronomia.

CDD 630

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CAMPUS CEDETEG, GUARAPUAVA, PR

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA

DECLARAÇÃO

Declaramos que nesta data realizou-se a Defesa de Tese de Karolyne Krüger Carvalho Eing, intitulada “CONSERVAÇÃO PÓS-COLHEITA DE PÊSSEGOS CV. DELLA NONA TRATADOS COM Aloe vera L”. no Programa de Pós-Graduação Stricto Sensu em Agronomia, Área de Concentração em Produção Vegetal, Campus CEDETEG da Universidade Estadual do Centro-Oeste/UNICENTRO.

A banca examinadora foi assim composta:

1.Dr. Renato Vasconcelos Botelho – Presidente/Orientador – UNICENTRO 2. Drª. Elisabeth Orika Ono - UNESP

3. Dr. Juliano Tadeu Vilela de Resende – Membro Titular – UEL 4. Dr. Ricardo Antonio Ayub – Membro Titular – UEPG

5. Drª. Juliana Sanches – Membro Titular – IAC

Guarapuava, 27 de agosto de 2021.

Prof. Dr. Jackson Kawakami Coordenador do PPGA/UNICENTRO

Port. 906/2020-GR/UNICENTRO

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“As nuvens mudam sempre de posição, mas são sempre nuvens no céu”

(Paulo Beleki)

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AGRADECIMENTOS

A Deus pela força, entendimento e proteção, me guiando em todos os momentos.

Ao Professor Renato Vasconcelos Botelho, pela oportunidade da sua orientação, pela confiança, apoio e contribuições.

A Professora Cacilda Márcia Rios Faria, pela co-orientação, apoio e contribuições.

A Carla Garcia, pela amizade sincera que levarei para a vida, por dividir o conhecimento, por apoiar e caminhar ao meu lado com tanta dedicação ao longo desta pesquisa.

A Universidade Estadual do Centro-Oeste, pela oportunidade de realizar o doutorado.

A Fundação Araucária e a Capes pela concessão da bolsa de estudos.

Aos professores da pós-graduação, por todo o conhecimento transmitido.

Ao meu marido, meu alicerce, que de forma tão carinhosa e compreensiva dedicou tempo para me auxiliar, estudando comigo, me encorajando e motivando.

Ao Eduardo, meu filho amado, por participar da pesquisa, pela compreensão da minha ausência em muitos momentos, pela amizade, por me animar e pelo olhar de admiração que me motiva a alcançar meus objetivos.

A minha mãe por me abençoar todos os dias por meio de suas orações, sempre de joelhos, com muito carinho, sendo uma companheira.

A memória do meu pai, que me apoiou, e que tinha olhar marejado de orgulho pelas minhas conquistas.

A minha família tão amorosa por acreditarem sempre no meu potencial, me apoiando e encorajando a sempre seguir em frente.

A Karla Sapelli e Carine Rusin, pela amizade e por todo carinho, por sempre poder contar com o seu auxílio.

A todos que colaboraram na realização desta pesquisa, os meus profundos agradecimentos.

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Sumário

CONSERVAÇÃO PÓS-COLHEITA DE PÊSSEGOS CV. DELLA NONA TRATADOS

COM Aloe vera L. ... 1

1. INTRODUÇÃO ... 6

2. OBJETIVO ... 7

3. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ... 7

4. REFERENCIAL TEÓRICO ... 8

4.1. Produção de pêssegos e sua importância econômica ... 8

4.2. Pessegueiro ... 9

4.2.1. Pêssego cultivar Della Nona ... 10

4.3. Pós-colheita do pêssego ... 11

4.4. Doenças pós-colheita do pêssego ... 14

4.4.1. Podridão Parda ... 14

4.5. Revestimento comestível ... 16

4.6. Aloe vera L. ... 18

5. REFERENCIAS ... 21

CAPÍTULO 1 ... 25

Aloe Vera inibe Monilinia fructicola em pêssegos cv. Della Nona ... 25

RESUMO ... 25

INTRODUÇÃO ... 25

MATERIAL E MÉTODOS ... 26

Experimento in vitro: crescimento micelial, esporulação e germinação de esporos de Monilinia fructicola ... 26

Obtenção do isolado ... 26

Crescimento micelial do fungo Monilinia fructicola ... 27

Esporulação de M. fructicola ... 28

Experimento in vivo: Controle de M. fructicola em pós-colheita de frutos de pêssegos .. 28

Avaliação da Incidência da Podridão Parda: ... 29

Índice de infecção: ... 29

Peroxidase de guaiacol (EC 1.11.1.7): ... 30

Peroxidação lipídica: ... 30

RESULTADOS ... 31

Experimento 1: Efeito do gel de A. vera no crescimento micelial e germinação de esporos do fungo Monilinia fructicola ... 31

Experimento in vivo: Controle de M. fructicola em pós-colheita de pêssegos ... 33

REFERENCIAS ... 37

CAPITULO 2 ... 41

Pós-colheita de pêssegos ‘Della Nona’ tratados com Aloe vera ... 41

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Resumo ... 41

Introdução ... 41

Material e Métodos ... 42

Local do experimento ... 42

Delineamento experimental ... 42

Análise estatística ... 45

Resultados e Discussão ... 45

Conclusões ... 55

Referências ... 55

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1. INTRODUÇÃO

O pêssego é uma fruta bastante apreciada e consumida em todo o mundo, devido às suas características organolépticas. No Brasil, a sua produção ocorre principalmente na região sul, onde o pessegueiro tem adaptação mais favorável, por ser uma planta de clima temperado. No Brasil, o suprimento de pêssego advém de cinco pólos de produção, que são os estados do Rio Grande do Sul, Santa Catarina, Paraná, São Paulo e Minas Gerais. A colheita tem início em setembro com a produção paulista e termina em fevereiro com a produção do Rio Grande do Sul (KOVALESKI et al., 2000).

Dentre os frutos de clima temperado o pêssego é uma das mais perecíveis, havendo muitas perdas pós-colheita. A principal causa disto é o seu metabolismo acelerado após a colheita, mas também devido à falta de tratamento e manuseio adequados, suscetibilidade a microrganismos e falta de armazenamento resfriado. Para reduzir essas perdas vários métodos podem ser utilizados para a manutenção da sua qualidade e o controle de doenças, como cuidado no manejo na colheita, transporte e armazenamento, evitando injúrias e aplicações de fungicidas.

O controle físico através do tratamento térmico e armazenamento refrigerado também são métodos utilizados para conservação pós-colheita e redução de podridões. O uso de fungicidas para o controle de doenças pós-colheita pode deixar resíduos nos produtos, o que os torna menos atrativos para o consumo, por isso algumas técnicas têm sido estudadas como alternativa, e uma delas é o revestimento comestível, que auxilia na conservação da fruta na pós-colheita.

Atualmente, os consumidores têm se mostrado mais conscientes ao escolher sua alimentação, com o aumento da preferência por uma alimentação mais saudável rica em frutas e verduras frescas. Além disso, apresentam maior exigência em relação ao padrão de qualidade desses produtos, priorizando os produtos que não utilizam agrotóxicos em sua conservação, tornando necessárias pesquisas e desenvolvimento de formas naturais de conservação.

O gel de Aloe vera L. pode ser utilizado no tratamento pós-colheita em alternativa aos controles químicos de conservação, por conter em sua composição compostos antibacterianos e antifúngicos, podendo conservar frutos sensíveis como o pêssego. Além disso, possui propriedades medicinais que podem agregar valor ao produto (VALVERDE, 2005;

AHLAWAT, 2011; SERRANO, 2015).

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2. OBJETIVO

Avaliar a qualidade pós-colheita de frutos de pêssegos cv. Della Nona tratados com A.

vera e armazenados sob refrigeração

3. OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Verificar a qualidade e conservação pós-colheita de frutos de pêssegos cv. Della Nona sob armazenamento refrigerado e submetidos a tratamentos com diferentes doses de dois produtos a base de A. vera sob armazenamento.

Avaliar a atividade in vitro de duas diferentes formulações comerciais de A. vera no controle de Monilinia fructicola.

Verificar o efeito de formulações a base de A. vera no controle de Monilinia fructicola em frutos de pêssegos cv. Della Nona

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4. REFERENCIAL TEÓRICO

Uma dieta saudável requer em sua composição frutas, legumes e vegetais, pois ofertam nutrientes essenciais para desenvolvimento e manutenção do organismo. Esses alimentos são fonte de vitaminas, minerais essenciais, antioxidantes, bioflavonóides e fibras, porém estresses bióticos e abióticos podem com facilidade levar a perda dos mesmos (TIWARI, 2014).

Além disso, aspectos importantes de qualidade podem ser afetados, principalmente por microrganismos patogênicos, que podem reduzir o padrão dos frutos comercializados in natura, prejudicando a textura, cor, aparência, sabor, valor nutricional e segurança microbiológica.

Esses fatores de deterioração ocorrem principalmente na pós-colheita, durante o manuseio, transporte e armazenamento, sendo necessário técnicas de conservação pós-colheita (JACOMINO et al., 2002; HARRIS, 2003; LIN, & ZHAO, 2007).

Uma das tecnologias que pode ser utilizada para minimizar as perdas pós-colheita é o revestimento comestível, que é um método eficiente, que fornece uma camada protetora para o fruto, além de benéfico para os consumidores e meio ambiente, pois geralmente são compostos por produtos que são à base de plantas que possuem funções nutracêuticas (RAGHAV, 2016).

4.1. Produção de pêssegos e sua importância econômica

O cultivo de pêssego mundial é um importante fator econômico, tendo uma elevada abrangência de produção, das áreas subtropicais até as áreas mais frias, ocupando o 8° lugar na produção mundial de frutíferas, alcançou um volume de 20 milhões de toneladas na safra 2016/2017. O continente que apresenta a maior produção mundial é a Ásia (9,87 milhões de toneladas), com destaque para a China, maior produtora da fruto, que colhe anualmente a média de 8,2 milhões de toneladas. O volume produzido pela América do norte e a Europa é de 4,38 milhões de toneladas (FAO, 2014; BALKE, 2016; USDA, 2017).

O cultivo de pêssego iniciou no Brasil no estado de São Paulo, em meados de 1532 e logo se distribuiu para outros estados, porém pelas condições climáticas favoráveis apresentadas na região sul a cultura obteve resultados superiores, sendo até os dias atuais a maior região produtora (95% da produção). Entre os estados com maior relevância na produção de pêssegos no Brasil encontramos Rio Grande do Sul, São Paulo, Santa Catarina, Minas Gerais e Paraná (BALKE, 2016; IBGE, 2019).

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Segundo o IBGE no ano de 2019 no Brasil o cultivo do pêssego apresentou os seguintes dados:

Tabela 1 – Dados do cultivo do pêssego no Brasil.

Área Plantada 16.101 ha,

Produtividade 11,4 t ha-1

Produção Total 183.000 t

Valor da produção R$ 394 milhões

IBGE, 2019

Em relação ao estado do Paraná a mesma pesquisa apresentou os seguintes dados:

Tabela 2 – Dados do cultivo do pêssego no Paraná.

Área Plantada 879 ha,

Produtividade 11 t ha-1

Produção total 12.516 t

Valor da produção R$ 33,3 milhões

IBGE, 2019

As cultivares de pêssegos apresentam frutos com características diferenciadas determinando se esses frutos serão comercializados para indústria ou para consumo in natura, no Brasil as variedades mais cultivadas para finalidade de industrialização são dentre as precoces Precocinho; Granada; Diamante; Ágata; Riograndense; Vanguarda e Jade, já entre as de período médio encontramos as variedades Cerrito; Esmeralda; Ônix; El dorado; Morro Redondo e BR-2, e tardias são BR-6; Magno; Capdebosq e Farrapos. Para o consumo in natura as variedades precoces mais cultivadas são Flordaprince; FLA(13-72); Flordasun; Pampeano;

Sentinela; Pearl; Sulina e Premier, de período médio as variedades BR3; Chimarrita; Coral;

Marli; Sinuelo e Chinoca e dentre as tardias encontramos Vila Nova e Chiripá (IBGE, 2015).

4.2. Pessegueiro

Atualmente acredita-se que o pessegueiro é uma fruteira de origem chinesa, porém durante longo período foi considerada de origem pérsica (atual Irã), daí a origem do nome Prunus persica. Na China, é conhecido como símbolo de longevidade, e pesquisas revelam que este país apresenta o maior período de cultivo do pessegueiro da história, em que foi domesticado há mais de 4000 anos (HUANG et al., 2008; RASEIRA, 2014).

É uma planta perene, pertencente à família das rosáceas (Rosaceae), subfamília Prunoideae, gênero Prunus e subgênero Amygdalus. Segundo Raseira (2004), o pessegueiro foi

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introduzido no Brasil após o seu descobrimento, e apesar de ser uma das frutíferas de maior importância no mundo, passou a apresentar importância econômica aqui apenas há poucos anos (SHULAEV et al., 2008; CHIN et al.,2014).

Prunus pérsica apresenta três variedades botânicas que são cultivadas comercialmente, nucipersica, vulgaris e platycarpa, que apresentam características distintas. A nurcipersica produz pêssegos conhecidos como pelados, por apresentarem epiderme glabra; a platycarpa frutos achatados e a vulgaris é a de maior importância econômica, produzindo frutos para consumo tanto in natura como para suprir a indústria, com polpa branca ou amarela (TIMM, 2011; QUEIROZ, 2014).

É uma planta de clima temperado, sendo cultivada principalmente na região sul do Brasil. No Paraná apesar do cultivo ter se iniciado por volta de 1960, apenas na década de 70 se instituiu como atividade econômica, principalmente na região de Curitiba (RASEIRA, 2010;

CITADIN, 2014). Seu fruto apresenta mesocarpo com tamanho variável e de forma ovoidal, classificado como drupa carnosa (CHALFUN e JUNIOR, 1999).

O pessegueiro entra em estado de dormência no final do outono, início do inverno, onde geralmente perde todas as suas folhas. Para a quebra da dormência é preciso centenas de horas de frio, abaixo de 7,2°C, sendo que grande parte das cultivares apresenta necessidade entre 600 e 1000 horas de frio para o seu florescimento, porém, algumas necessitam apenas 100 horas de frio. A qualidade dos frutos é beneficiada pelas altas temperaturas e áreas de maior altitude, podendo apresentar frutos mais doces (RASEIRA, 1993; CHITARRA e CHITARRA, 2005)

4.2.1. Pêssego cultivar Della Nona

O pêssego cv. Della Nona é uma variedade destinada ao consumo ‘in natura’

desenvolvido pela Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina (EPAGRI) em parceria com a Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária (Embrapa Clima Temperado), seu registro data do ano de 1992.

Possui uma planta de vigor médio com boa produtividade, de ciclo tardio, apresenta uma necessidade de cerca de 400 horas de frio ( ≤7,2 ºC). Entre a segunda quinzena do mês de agosto e o começo de setembro ocorre a plena floração, sendo necessário poda e raleio severo, pois a sua frutificação efetiva é muito alta, podendo debilitar a planta e reduzir o tamanho dos frutos.

A colheita é realizada na segunda quinzena de dezembro. O fruto possui coloração entre 30 e 80% avermelhada sobre o fundo creme em sua epiderme, formato ovalado, com sutura desenvolvida, tamanho médio, com massa na média de 100g, sua polpa possui coloração branca e em torno do caroço avermelhada, o caroço apresenta-se solto. A produtividade geralmente é

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de 30-40 kg/planta ao longo dos anos (EMBRAPA, 2003; CARAMORI et al., 2008; KESKE et al., 2010; ALMEIDA et al., 2015).

4.3. Pós-colheita do pêssego

Para se determinar a qualidade de um fruto de pêssego deve-se observar alguns parâmetros como textura, aroma, sabor, aparência, valor nutricional e segurança microbiológica. Quando nos referimos à produção é importante relacionar a capacidade produtiva das cultivares, a massa dos frutos e a resistência ás pragas, e quando nos referimos à pós-colheita é essencial observar pontos relacionados à comercialização como propriedades visuais, conservação dos frutos, resistência à manipulação, promovendo o aumento da vida útil dos mesmos (SIMÕES, 2016).

O pêssego é um fruto climatérico, o que dentre as características fisiológicas deste fruto precisa de uma atenção particular no manejo durante o período da pós-colheita, apresentando um tempo curto de prateleira (KERBAUY, 2012).

Por ser um fruto climatérico a maturação e senescência do fruto de pêssego são reguladas pelo etileno (C2H4), sendo que vários fatores durante o manejo pós-colheita podem aumentar a produção de etileno e a taxa de respiração. Esses fenômenos fisiológicos estão diretamente associados às perdas consideráveis durante a sua distribuição e comercialização (ZHANG et al., 2009).

Em estabelecido estádio de maturação o etileno se liga ao seu receptor localizado na célula, formando um complexo protéico-enzimático, desencadeando uma cascata de eventos que promovem os processos de amadurecimento e senescência, portanto para inibir tais eventos deve-se impedir a ligação do etileno com o seu receptor (BURG e BURG, 1967; LELIEVRE et al., 1997; JACOMINO et al., 2002). Apesar disto é necessário que se realize a colheita apenas quando se inicia a produção de etileno (BONORA, 2013).

No período de pós-colheita a maior perda de massa fresca ocorre particularmente por meio do processo de transpiração, decorrente do resultado do déficit de pressão de vapor, que é a diferença entre a umidade apresentada pelos tecidos da polpa do fruto e a umidade do ambiente que circunda o mesmo (GRIERSON e WARDOWSKI, 1978). Essa perda de massa é prejudicial, pois mesmo que se apresente baixa, pode ter impactos significativos relacionados às características fisiológicas, nutricionais, físicas, patológicas, econômicas e estéticas do produto. Por exemplo, o fruto perde o seu turgor, deixando o local propício, facilitando a entrada de agentes patológicos, possibilitando o desenvolvimento de doenças (PANTASTICO, 1975). Portanto, a perda de massa está associada a perda de água, o que pode modificar a

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aparência, textura e qualidade nutricional, fazendo com que o fruto perca valor econômico, pois sua aparência se apresenta fora dos padrões exigidos pelos consumidores (KADER, 2002).

A respiração causa a degradação oxidativa dos componentes orgânicos, além da perda de reservas do fruto como os açúcares, ácidos orgânicos e amido. No pêssego o conteúdo fenólico é composto basicamente de antocianinas, flavonóides, ácidos fenólicos, ácidos clorogênico e neoclorogênico, catequina, epicatequina e proantocianidina B1. Estas perdas acarretam na redução do valor nutricional e nos atributos de qualidade, como sabor, massa e textura e, portanto, acelerando a senescência. A respiração é determinada pela taxa respiratória, onde o fruto de pêssego durante o climatério apresenta taxa respiratória regular média entre 45 e 90 mg CO2 kg-1 h-1 (PINTO & MORAIS, 2000; de SOUZA E SILVA et al., 2005).

Na avaliação da qualidade pós-colheita de pêssegos os parâmetros, geralmente, mais empregados são a cor, tamanho do fruto, firmeza, teor de sólidos solúveis (SS) e acidez titulável (ZHANG et al., 2011).

A cor apresentada pelo epicarpo do pêssego é determinada utilizando colorímetro, mas a mudança de coloração pode ser observada a olho nu, quando há mudança de coloração para amarela, vermelha ou somente um tonalizado dessas cores, sendo um dos parâmetros utilizados na decisão da colheita do fruto, porém este parâmetro pode não ser fator decisivo, sendo necessário o uso concomitante de outros parâmetros para essa decisão. Portanto, a colheita deve ser realizada quando ocorrer mudança da cor de fundo verde para o vermelho, mas com superfície verde maior que 10% (CRISOSTO; VALERO, 2008; NUNES, 2009; SHYNIA, 2013; CÁCERES et al., 2016).

Para determinar o tamanho do fruto existem duas formas, pela massa ou calibre, se for pela massa vai variar entre 50 e 600 g dependendo da cultivar, se for em relação ao calibre afere-se o diâmetro equatorial (mm) do pêssego e conforme o resultado obtido classifica-se o fruto

( AAAA - ≥90; AAA – 81-90; AA – 74-80; A – 68-73; B – 62-67; C – 57-61; D – 51-56) (SIMÕES & FERREIRA, 2016).

A firmeza de polpa juntamente com outros parâmetros pode aumentar a vida útil de frutos, uma vez que indica o grau de resistência dos tecidos aos danos mecânicos pós-colheita (CHITARRA; CHITARRA, 2005). Além disso, avaliar a firmeza de polpa é importante para determinar o ponto de colheita, pois é indicador da maturação dos pêssegos. O valor mais propício para que sejam expressadas as características organolépticas plenamente, não afetando o seu manuseamento segundo Simões (2008) é 73 N. Caso o local de produção apresente clima com temperaturas mais elevadas durante o período do verão, firmeza para o ponto de colheita

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seria de 85,5 N. Já para a comercialização dos frutos o valor de firmeza seria entre 27-36 N, e para o consumo entre 9 e 14 N (CRISOSTO, 2006).

Os sólidos solúveis (SS) estão associados ao teor de açúcares que o fruto contém em relação a água neles presente, e é um dos quesitos mais apreciados pelos consumidores. No período de amadurecimento dos frutos, ocorre o aumento da concentração de açúcares simples, como consequência da degradação de carboidratos de reserva, como por exemplo o amido. Para as variedades de baixa e alta acidez o valor médio de sólidos solúveis que os pêssegos devem apresentar 10° Brix (CHITARRA; CHITARRA, 2005; CRISOSTO & CRISOSTO, 2005;

BONORA, 2013).

Juntamente com os sólidos solúveis, acidez um dos quesitos que apresenta significativa influência na qualidade do fruto na aceitação do consumidor. Em relação aos pêssegos, a classificação deste parâmetro diferencia-se entre variedades de acidez baixa, com valores entre 3 a 5 g ác. málico/Lsumo e variedades de acidez elevada com valores entre 7 a 9 g ác.

málico/Lsumo (SIMÕES, 2016).

Dentre os fatores que podem elevar as perdas na pós-colheita podemos elencar as temperaturas elevadas, lesões mecânicas e doenças, sendo que as doenças representam o principal motivo de perda do fruto (KASAT et al., 2007; PARISI et al., 2015; BARRETO et al., 2016).

O armazenamento refrigerado é uma tecnologia importante, usada para prolongar a vida útil dos pêssegos. O armazenamento à temperatura de 0ºC, 90% de umidade relativa do ar, podem auxiliar na manutenção da qualidade pós-colheita. Temperaturas abaixo disso podem causar chilling injury (CI), distúrbio fisiológico induzido por baixas temperaturas, que prejudicam a qualidade do fruto. Somente a estratégia de refrigeração não é suficiente para uma preservação eficaz dos frutos que requer associação com outras tecnologias (CHITARRA E CHITARRA, 2005; MENG et al., 2009; PAN et al., 2016).

O uso de embalagens adequadas também pode auxiliar na redução de perdas na pós- colheita, essas podem ser produzidas com diferentes materiais como madeira, celulose e polímeros sintéticos, e outras embalagens que utilizam sistemas denominados ativos ou inteligentes, como Atmosfera Modificada, Filmes e Revestimentos comestíveis (CHITARRA

& CHITARRA, 2005; SANTOS et al., 2008; PEREIRA et al., 2019; MIRANDA et al., 2019).

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4.4. Doenças pós-colheita do pêssego

O pêssego pode ser acometido por diversas podridões que causam grandes perdas de produção (CAI et al., 2015).

Uma variedade de patógenos podem provocar prejuízos econômicos aos produtores de pêssego, sendo que as principais doenças são causadas por fungos: Sarna (Cladosporium carpophilum); Oídio (Podosphaera pannosa); Crespeira-verdadeira (Taphrina deformans);

Podridão Parda (Monillinia laxa, M. fructigena, M. fructicola); Chumbinho (Stigmina carpophila); Cancro de Fusicoccum (Phomopsis amygdali); Cancro de Cytospora (Cytospora cincta); Cancro de Botryosphaeria (Botryosphaeria spp.); Antracnose (Colleototrichum gleosporoides) e Podridão mole (Colleototrichum gleosporoides) (FORTES, 1998;

CHALLIOL et al., 2006; NAVA, 2007; CONTE; RIBEIRO, 2010; ALEKSIC et al., 2010;

MEHRABI et al., 2011).

4.4.1. Podridão Parda

A doença de frutas de caroço mais relevante por estar presente em todos os pomares e pelas grandes perdas que causa é a podridão parda, causada pelo patógeno Monilinia spp.

Existem três espécies deste fungo que podem causar a doença, Monilinia fructicola, M.

fructigena e M. laxa, sendo que no Brasil exclusivamente a espécie M. fructicola origina a podridão parda em pessegueiros. A incidência desta doença é variável no período de colheita, e apesar das tentativas realizadas pelos produtores utilizando práticas culturais e fungicidas, pode ser muito agressiva, e as perdas não são contidas (EMERY et al, 2000; MOREIRA, 2002).

Figura 1 – Pêssego apresentando Podridão Parda (Monilinia fructicola) (Eing, 2021)

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O patógeno Monillinia fructicola (Winter) Honey é um fungo pertencente à classe Ascomicetos, ordem Leotiales. Seu ciclo evolutivo é caracterizado pela fase perfeita ou sexual do patógeno, nesta, forma esporos sexuais designados de ascósporos, que são estruturas de resistência como escleródios e corpo de frutificação do tipo apotécio com ascos cilíndricos, que medem de 102 a 215 x 6 a 13 µm e ascósporos hialinos, elípticos, de 6 a 15 x 4 a 8 µm, podem apresentar também a fase assexuada, em que o patógeno produz conídios. Durante o período da fase sexuada, os ascósporos podem ser disseminados no campo, sendo o inóculo primário da doença (MARTINS et al., 2006; SOUZA, 2006; PAVANELLO, 2016). A temperatura ótima para o desenvolvimento da M. fructicola é por volta de 22,5 a 25°C, sendo que neste intervalo de temperatura ocorre o crescimento do micélio, germinação e produção de conídios (BIGGS e NORTHOVER, 1988;

OGAWA et al., 1995).

O pessegueiro apresenta dois períodos onde se torna mais suscetível à podridão parda, que é durante a floração e a pré-colheita. No período de floração pode ocorrer a queima das flores, onde as anteras necrosam, atingindo o tubo floral, ovário e pedúnculo. Na infecção, as flores infectadas murcham e adquirem coloração marrom e estão ligadas ao ramo por uma goma. Em climas que se apresentam úmidos essas flores encontram-se cobertas de conidióforos que podem manifestar coloração de cinza à bronze (BYRDE e WILLETTS, 1977).

Na pré-colheita, inicialmente, os frutos contaminados apresentam como sintomas lesões pequenas, superficiais, com aparência encharcada e escura que se transformam em manchas marrons. Essa lesão rapidamente estende sua superfície, pela colonização dos tecidos laterais pelo M. fructicola, e em ambiente úmido apresenta alta esporulação de cor cinza. A área de esporulação apresenta zonas concêntricas e em alguns poucos dias o pêssego está totalmente apodrecido, desidratado e mumificado. A infecção pode ocorrer desde a floração e permanecer quiescente em frutos verdes e apenas se manifestar na pós-colheita (BYRDE e WILLETTS, 1977; EMBRAPA, 2003; MAY-DE-MIO et al, 2004; NEGRI, 2007; FABIANE, 2011).

Para realizar o controle de M. fructicola é necessário implementar algumas medidas, primeiramente são realizados tratos culturais para redução ou/e eliminação das fontes de inóculo, como a retirada de frutos mumificados dos ramos e do chão, poda de inverno, e a toalete de ramos, flores e frutos doentes (BYRDE e WILLETTS, 1977).

Integrado aos tratos culturais é efetuado o controle químico com fungicidas, que deve ser realizado após a poda, no início do período da floração pois a aplicação em frutos verdes é ineficiente. O tratamento com produtos à base de cobre ou com calda sulfocálcica podem auxiliar no controle (MAY-DE-MIO et al., 2004; AMORIM, 2005; MARTINS et al., 2005). O controle químico têm sido o mais eficaz na redução dos danos causados pela podridão parda.

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Seu uso adequado apresenta atividade sistêmica, reduzindo a esporulação formada em tecidos infectados, o que diminui a sobrevivência do inóculo. Diversos fungicidas são comercializados para o controle de M. fructicola, sendo que entre os registrados no Brasil destacam-se os seguintes: captan, iprodione, enxofre, mancozeb, oxicloreto de cobre, procimidone, tebuconazole e triforine (OGAWA et al., 1995; AGROFIT, 2018).

Moreira (1999) realizou estudo onde observou a eficiência do controle químico e biológico em pêssegos infectados com M. fructicola, onde testou vários fungicidas in vitro (iprodione, benomyl, captan, mancozeb, tiofanato metílico, thiram, vinclozolin, triforine, myclobutanil, procimidone, iminoctadine tris albesilate, imibenconazole, carbendazin), e os que tiveram melhor desempenho foram testados no campo (iminoctadine, myclobutanil e iprodione) juntamente com o controle biológico (Trichoderma spp. e Penicillium spp.).

Observou-se que os tratamentos químicos e biológicos controlaram a doença (WILCOCK et al., 2004).

O controle químico apesar de eficiente não é sustentável, portanto, têm-se buscado alternativas como medida no controle de M. fructicola. Uma dessas alternativas é o uso de revestimento comestível, Li et al. (2019) aplicaram extrato de Ruibarbo adicionado de ácido salicílico em pêssegos cv. ‘Baihua’ pós-colheita, que controlou a incidência de podridão.

Mesmo resultado encontrado por Zanella et al. (2014), ao revestir pêssegos cv. Eldorado com revestimentos de amido de milho (3%) e fécula de mandioca (3%).

4.5. Revestimento comestível

O pêssego é um fruto climatérico, e apresenta, portanto, elevada taxa respiratória e produção de etileno, que promovem várias transformações bioquímicas e, consequentemente, a deterioração do fruto. A sua vida útil pós-colheita está associada às técnicas aplicadas para a manutenção da sua qualidade, tais como, refrigeração, tratamento fitossanitário, irradiação, tratamento térmico, entre outras, porém essas técnicas podem apresentar alto custo e/ou gerar impacto ambiental (OLIVEIRA; CEREDA, 2003).

Uma alternativa a essas técnicas é o revestimento comestível, que consiste de uma fina camada de matéria-prima comestível, com a finalidade de exercer uma barreira entre os elementos internos e externos, evitando as trocas gasosas e perdas, melhorar as propriedades mecânicas e promove um efeito antimicrobiano ou antioxidante, aumentando, portanto, sua vida útil (GUILBERT; GONTARD; GORRIS, 1996; PASCALL; LIN, 2013).

A nomenclatura apresenta diferenças entre revestimento comestível e filme comestível e biofilme. As soluções que são produzidas e logo após aplicadas diretamente no fruto que será

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protegido denominamos revestimento comestível. No filme comestível, primeiramente forma- se uma película que após a produção da solução e aplicado ao fruto como finas camadas (AOUADA, 2009; KESTER; FENNEMA, 1986).

Os revestimentos são classificados conforme a matéria-prima com a qual são produzidos. Geralmente são soluções de polissacarídeos, celulose, féculas, extratos de plantas, quitosana, amido, gelatina, zeína de milho, ceras e óleos essenciais, sendo que esses compostos ou a sua combinação apresentarão distintas propriedades de barreira em relação às trocas gasosas e perdas (GUILBERT; GONTARD; GORRIS, 1996; BOURTOOM, 2008;

FALGUERA et al., 2011). A matéria-prima utilizada para a composição dos revestimentos comestíveis precisam apresentar características como ser atóxico e seguro (GRAS - Generally Recognized as Safe) para a aplicação em alimentos, pois o consumidor irá ingerí-lo (FDA, 2015).

Algumas características são necessárias para que o revestimento seja considerado de boa qualidade, tais como: 1) impedir a perda de elementos como o aroma; 2) promover equilíbrio bioquímico e microbiano, evitando contaminação e o desenvolvimento de doenças;

3) obter uma cobertura semi-permeável, com equilíbrio das trocas gasosas, atrasando a senescência; 4) acrescentar ao produto atributos como aromas, nutrientes, vitaminas e antioxidantes; 5) devem ser transparentes, inodoros e insípidos (PAVLATH, 2009; VARGAS, 2008).

A manutenção da qualidade pós-colheita de um produto é a principal característica para definir um bom revestimento comestível. Lopes et al., (2018) ao avaliar goiabas cv. Pedro Sato em experimento realizado em Umuarama-PR, observaram que a aplicação de extrato de Bartimão associado à caseína manteve a qualidade pós-colheita das goiabas. Mesmo resultado foi encontrado por Fonseca et al. (2016), aplicando alginato de sódio associado a amido de mandioca em goiabas da mesma cultivar, que observaram a melhora da qualidade dos frutos, com aumento dos teores de vitamina C, licopeno e β-caroteno, importante antioxidantes para alimentação humana.

Atualmente, pela exigência do mercado, vários alimentos têm sido comercializados de forma que possam ser facilmente consumidos, é o caso dos alimentos minimamente processados. Os frutos que assim são produzidos necessitam de um cuidado especial, e os revestimentos comestíveis podem conferir proteção e manutenção desses produtos. Duas pesquisas distintas foram realizadas com maçãs ’Fuji’ minimamente processadas, sendo que em uma delas foram utilizadas A. vera e chá verde adicionados de ácido cítrico, cloreto de sódio e ácido ascórbico (SALVIA-TRUJILLO et al., 2015) e na outra nanoemulsão de capim limão (AMIRI, et al., 2017). Em ambas pesquisas se observou redução da perda de massa, melhora

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da coloração, firmeza e textura, controle microbiológico, e na pesquisa com capim limão onde foi avaliada taxa de respiração e etileno pode-se observar redução das mesmas.

Grande parte das perdas na pós-colheita são devido às doenças desenvolvidas durante o manejo neste período, e os revestimentos também podem exercer este controle. Frutos de tomate cv. Saladette foram revestidos com óleo essencial de orégano e pectina em estudo realizado por Rodriguez-Garcia et al., (2016) e tomates cv. Debora foram tratados com cera de Carnaúba em estudos realizados por Chiumarelli et al., (2006). Em ambas as pesquisas, verificou-se que os revestimentos apresentaram atividade antifúngica, evitando que os tomates desenvolvessem doenças na pós-colheita aumentando tempo útil.

4.6. Aloe vera L.

A espécie Aloe vera (L.) Burm. f., nome científico desta espécie e Aloe barbadensis Miller sua sinonímia, é considerada como planta medicinal, pertence à família Asphodelaceae (Liliaceae), é perene, xerofítica e suculenta, podendo variar de pequenos arbustos a grandes formas semelhantes a árvores. Por ser uma planta de clima tropical e resistente a baixa disponibilidade de água, adaptou-se muito bem a essa condição, fechando os estômatos durante o dia e abrindo durante a noite. Nesta condição realiza Metabolismo do Ácido das Crassuláceas (CAM) sendo classificada como uma planta CAM (NI et al., 2004).

Esta espécie é conhecida e utilizada desde a antiguidade por conter propriedades que promovem a saúde e beleza. Os egípcios a denominavam como planta da imortalidade. Seu nome tem origem árabe e latim, deriva da palavra Alloeh que quer dizer “solução amarga brilhante”, e “vera” que tem o significado de “verdadeiro”.

Em relação ao aspecto morfológico da planta, devido as folhas longas saírem do caule dispostas em forma de roseta são classificadas como da família Aloaceae, por mais que tenha aparência de cacto. Podem reunir até 20 folhas por planta, medindo em média de 50 a 60 cm de comprimento, 6 a 9 cm de largura e 3 cm de espessura em sua base, sua massa pode chegar a 1500 g (CHOW et al., 2005; WHO, 1999; SILVA et al., 2010).

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Figura 2 – Planta de Aloe vera L. com folhas em roseta (Franziska Ingold, 2017).

O A. vera trata-se de uma monocotiledônea, dioica, com folhas triangulares ou lanceoladas, côncavas em sua face superior e convexas na face inferior, carnosas com bordas serrilhadas, possuem uma epiderme espessa, recoberta por cutículas que envolvem o mesofilo, que se divide em células do clorênquima e parênquima. A variação da cor vai do verde com manchas brancas quando estas são jovens, até glauco - esverdeadas quando se apresentam adultas. Apresenta porte que varia de 50 a 120 cm de comprimento na parte aérea (SILVA, 2010; SERRANO, 2015).

A polpa, que é utilizada para formulação dos extratos medicinais, é um filete intacto do interior da folha, com estruturas como parede celular, organelas e líquido interior. O gel portanto, ocorre no parênquima tissular, apresenta pH entre 4,0 e 5,0, possui sabor adstringente e amargo, porém refrescante e forte, sua composição é rica em componentes ativos, sendo que 98,5% é de água e 1,5% de extrato propriamente dito. A seiva que circula nos canais condutores subepidérmicos é denominado de látex, que é produzido e secretado por células do mesófilo, apresenta cor amarela, aroma rançoso, sabor amargo e consistência leitosa. As flores são amarelas em formato tubular e os frutos contêm numerosa quantidade se sementes (GRINDLAY; REYNOLDS, 1986; CAMPESTRINI, 2007).

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Figura 3 – Corte transversal da folha de Aloe vera L. apresentando a polpa. (Franziska Ingold, 2017)

O extrato do A. vera é composto principalmente por vitaminas como vitamina A, C e E, antioxidantes, vitamina B12, ácido fólico e colina, enzimas como fosfatase alcalina, amilase, bradicinase, carboxipeptidase, catalase, celulase, lipase e peroxidase, fornece minerais como cálcio, cromo, cobre, selênio, magnésio, manganês, potássio, sódio e zinco, contém açúcares como manose-6-fosfato, e os polissacarídeos mais comuns denominados glucomananos, lignina, saponinas, ácidos salicílicos, antraquinonas, estilbenos e aminoácidos (LIU, 2007;

BOUDREAU, 2006; HAMMAN, 2008; VALVERDE, 2005; AHLAWAT, 2011).

O A. vera é uma importante alternativa aos tratamentos pós-colheita convencionais, por apresentar em sua composição compostos antibacterianos e antifúngicos e que podem realizar o controle de microrganismos responsáveis por doenças desenvolvidas nesse período (SERRANO, 2015).

Chrysargyris et al., (2016) verificaram o efeito da cobertura de A. vera, nas concentrações 0%, 5%, 10%, 15% e 20% em tomates cv. Dafni e observaram a redução na produção de etileno, aumento da concentração de ácido ascórbico e de compostos fenólicos.

Ortega-toro et al., (2017) testaram o gel de A. vera in vitro no controle de vários fungos, tais como: Fusarium oxysporum, Alternaria alternata, Colletrotrichum gloesporoides, Bipolaris spicifera, Curvularia hawaiiensis e Botryotinia fuckeliana, onde o extrato controlou a evolução dos patógenos. Além disso, revestiram tomates cereja com solução de A. vera 1:1, e o resultado observado foi o controle do fungo Fusarium oxysporium.

Além disso, o gel de A. vera possui compostos bioativos (acemanana, emodina-aloe, polissacarídeos, aloína, alantoína, antraquinonas) que lhe conferem a capacidade de conservação de frutos na pós-colheita, o que foi observado por Martinez-Romero et al., (2017) com a aplicação de gel de A. vera adicionado ou não de óleo essencial de Rosa mosqueta (Rosa

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rubiginosa), planta com propriedades medicinais, em ameixas cv. President. Os frutos apresentaram menor taxa de respiração e de produção de etileno, além de retardar a mudança de coloração e a maturação dos mesmos.

O Aloe vera também é composto por alcalóides, flavonóides, esteróides, triterpenos, taninos e compostos fenólicos, conferindo propriedades antioxidantes e antimicrobianas.

Portanto, pode ser usado contra agentes fitopatogênicos. Além disso, possui em sua composição indutores de resistência, como os ácidos linolênico e salicílico Por exemplo, reduz o crescimento micelial de Colletrotrichum musa, que causa a antracnose da banana (KHALIQ, RAMZAN E BOLOCH, 2019).

Atualmente, o mercado têm apresentado um nicho de alimentos que facilitam a vida do consumidor, é o caso dos frutos minimamente processados e esses requerem cuidados especiais, por estarem mais expostos a perdas. Nesse sentido, Benitez et al., (2013) aplicaram gel de A.

vera em kiwi cv. Hayward fatiados, nas concentrações 1%, 5%, e 15% e observaram que este produto minimamente processado, quando revestido, apresentou melhora das qualidades de cor, textura, acidez e sólidos solúveis, redução da despolimerização da pectina, redução da incidência de doenças, redução da taxa de respiração. Além disso, verificaram que em análise sensorial, os kiwis revestidos na concentração de 5% foram os preferidos.

5. REFERÊNCIAS

AHLAWAT, K. S.; KHATKAR B. S. Processing, food applications and safety of A. vera product: a review. J Food Sci Technol; 48(5): 525-533, 2011.

ALMEIDA, G. K.; MAGRIN, F. P.; SOLDATELLI, P.; FIORAVANCO, J. Fenologia e produtividade de cultivares de pessegueiro. Revista de Ciências Agroveterinárias, v. 13, n. 3, p. 255-265, 2015.

AMIRI, S., AKHAVAN, H., ZARE, N., RADI, M. Effect of gelatin-based edible coatings incorporated with aloe vera and green tea extracts on the shelf-life of fresh-cut apple. Italian Journal of Food Science, 30(1), 2017.

BALKE, M. E. Desidratação de pêssego em diferentes processos: modelagem matemática e análise empreendedora. Tese (Doutorado) — Tese (Doutorado em Engenharia de

(26)

Alimentos) - Universidade Regional Integrada do Alto Uruguai e das Missões, Erechin, 2016.

BARRETO, C. F., MORENO, B. M., DA SILVA, P. S., MALGARIM, M. B., &

FACHINELLO, J. C. Ácido salicílico na pós-colheita para redução de podridão parda e manutenção qualidade de pêssego ‘CHIRIPÁ’. Revista Iberoamericana de Tecnología Postcosecha, 17(1), 50-57, 2016.

BIGGS, A. R.; NORTHOVER, J. Inoculum sources for Monilinia fructicola in Ontario peach orchards. Canadian Journal of plant pathology, 7.3: 302-307, 1985.

BONORA, E. Modeling systems and vis / NIR device to improve peach and nectarine pre and post-harvest fruit maturity management. Università di Bologna, 2013.

BOUDREAU, M. D,; BELAND F. A. An evaluation of the biological and toxicological properties of Aloe barbadensis (Miller), Aloe vera. Journal of Environmental Science and Health Part C 24, p.103-15, 2006.

BOURTOOM, T. Review Article Edible films and coatings : characteristics and properties.

International Food Research Journal, v. 15, n. 3, p. 237–248, 2008.

BURG, S. P., BURG, E. A. Molecular requirements for the biological activity of ethylene.

Plant physiology, 42(1), 144-152, 1967.

CÁCERES, D., DÍAZ, M., SHINYA, P., INFANTE, R. Assessment of peach internal flesh browning through colorimetric measures. Postharvest Biology and Technology, 111, 48–52, 2016.

CAI, J.H.; CHEN, J.; LU, G.B.; ZHAO, M.; TIAN, S.P.; QIN, G.Z. Control of brown rot on jujube and peach fruits by trisodium phosphate. Postharvest Biology and Technology, v.99, p.93-98, 2015.

CAMPESTRINI, L. H. Aloe barbadensis Miller: análise do perfil metabólico e estudos dos efeitos vasculogênicos e angiogênicos do extrato do parênquima de reserva, da fração polissacarídica (fp) e da acemanana. 2007. 205f. Dissertação (Mestre em Biotecnologia) - Universidade Federal de Florianópolis, março de 2007.

CHALFUN JÚNIOR, A. Armazenamento de caroços de pessegueiro cv. Okinawa e seus efeitos na produção de porta-enxerto. 1999. 113 f. Dissertação (Fitotecnia) Universidade Federal de Lavras, Lavras, 1999.

CHITARRA M. I. F.; CHITARRA A. B. (2005). Pós-colheita de frutas e hortaliças:

Fisiologia e Manuseio. 2. Ed. Lavras: UFLA. p. 785.

CHITARRA, M. I. F.; CHITARRA, A. B. Pós-colheita de frutos e hortaliças: fisiologia e

(27)

manuseio. Lavras: ESAL; FAEPE, 1990, 320 P.

CHIUMARELLI, M., FERREIRA, M. D. Qualidade pós-colheita de tomates' Débora'com utilização de diferentes coberturas comestíveis e temperaturas de armazenamento.

Horticultura Brasileira, 2006.

CHOW, J. T.; WILLIAMSON, D. A.; YATES, K. M.; GOUXA, W. J. Chemical characterization of the immunomodulating polysaccharide of Aloe vera L. I. Carbohydrate Research, v.340, p.1131–1142, 2005.

CHRYSARGYRIS, A.; NIKOU, A.; TZORTZAKIS, N. Effectiveness of Aloe vera gel coating for maintaining tomato fruit quality. New Zealand Journal of Crop and Horticultural Science, v. 44, n. 3, p. 203-217, 2016.

CITADIN, I. O cultivo do pessegueiro no Paraná. In: RASERIA, M.C.B.; PEREIRA, J.F.M.;

CONTE, R. I.; RIBEIRO, R. T. da S. Controle de Colletotrichum gloeosporioides (Penzig), causador da antracnose na cultura do pêssego, com o óleo essencial de Eucalyptus globulus Labill., Cinnamomum camphora Nees & Eberm var. linaloolífera fujita e Cimbopogum citratus (DC) stapf. In: Encontro de Jovens Pesquisadores, 8, Caxias do Sul, RS. Anais...

Caxias do Sul, RS: Universidade de Caxias do Sul, 2010.

CRISOSTO, C. H.; CRISOSTO, G. M. Relationship between ripe soluble solids concentration (RSSC) and consumer acceptance of high and low acid melting flesh peach and nectarine (Prunus persica (L.) Batsch) cultivars. Postharvest Biology and Technology, v. 38, n. 3, p.

239-246, 2005.

CRISOSTO, C. H.; VALERO, D. Harvesting and Postharvest Handling of Peaches for the Fresh Market. In: LAYNE, D.; BASSI, D. The Peach: Botany, Production and Uses. Oxford:

CAB International, cap. 22, p. 575-596, 2008.

CRISOSTO, C.H. Peach quality and postharvest technology. Acta Horticulturae, v. 713, p.

479-488, 2006.

EMERY, K. M., MICHAILIDES, T. J., SCHERM, H. Incidence of latent infection of immature peach fruit by Monilinia fructicola and relationship to brown rot in Georgia. Plant Disease, 84(8), 853-857, 2000.

FABIANE, K. C. Reação de pessegueiros a Monilinia fructicola (wint.) Honey e sua relação com os componentes bioquímicos. 2011. 139p. Dissertação (Mestrado em Produção Vegetal) – Universidade Tecnológica Federal do Paraná, Pato Branco, PR, 2011.

FALGUERA, V., QUINTERO, J. P., JIMÉNEZ, A., MUÑOZ, J. A., IBARZ, A. Edible films and coatings: Structures, active functions and trends in their use. Trends in Food Science &

(28)

Technology, 22(6), 292-303, 2011.

FORTES, J. F., & MARTINS, O. M. Sintomatologia e controle das principais doenças. In:

MEDEIROS, C. A. B.; RASEIRA, M. C. B. A cultura do pessegueiro. Brasília: Embrapa-SPI, p. 243-264, 1998.

GUILBERT, S.; GONTARD, N.; GORRIS, L. G. M. Prolongation of the Shelf-life of Perishable Food Products using Biodegradable Films and Coatings. LWT - Food Science and Technology, v. 29, n. 1–2, p. 10–17, 1996.

HAMMAN J. H. Composition and applications of Aloe vera leaf gel. Molecules, v. 13, p. 1599- 1616, 2008.

IBGE, Censo. "Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística-IBGE." (2016).

IBGE, Censo. "Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística-IBGE." (2015).

JACOMINO, A. P., KLUGE, R. A., BRACKMANN, A., CASTRO, P. R. D. C.

Amadurecimento e senescência de mamão com 1-metilciclopropeno. Scientia Agricola, 59(2), 303-308, 2002.

KADER, A. A. Postharvest technology of horticultural crops. University of California Agriculture and Natural Resources, 2002.

KHALIQ, G., RAMZAN, M., & BALOCH, A. H. Effect of Aloe vera gel coating enriched with Fagonia indica plant extract on physicochemical and antioxidant activity of sapodilla fruit during postharvest storage. Food chemistry, 2019.

KASAT, G. F., MATTIUZ, B. H., OGASSAVARA, F. O., BIANCO, M. S., MORGADO, C.

M. A., CUNHA JUNIOR, L. C. Injúrias mecânicas e seus efeitos em pêssegos' Aurora-1'.

Revista Brasileira de Fruticultura, p. 318-322, 2007.

KERBAUY, G. B. Frutificação e amadurecimento. Fisiologia Vegetal. 2nd ed. Guanabara Koogan, Rio de Janeiro, 2012.

KESTER, J. J., FENNEMA, O. An edible film of lipids and cellulose ethers: Performance in a model frozen‐food system. Journal of Food Science, 54(6), 1390-1392, 1989.

KESTER, J.J.; FENNEMA, O.R. Edible films and coatings: a review. Food Technology, v. 40, n. 12, p. 47-59, 1986.

KOVALESKI, A.; SUGAYAMA, R.I.; URAMOTO, K.; MALAVASI, A. Moscas-das-frutas nos estados brasileiros. Rio Grande do Sul. In: MALAVASI, A.; ZUCCHI, R.A. (Ed.). Moscas- dasfrutas de importância econômica no Brasil: conhecimento básico e aplicado. Ribeirão Preto: Holos, 2000. 327p.

LI, X. Y., DU, X. L., LIU, Y., TONG, L. J., WANG, Q., LI, J. L. Rhubarb extract incorporated into an alginate-based edible coating for peach preservation. Scientia Horticulturae, 257,

(29)

108685, 2019.

LIU, S.; WANG, J.; HAN, Z.; GONG, X.; ZHANG, H.; CHAI, J. Molecular mechanism for fungal cell wall recognition by rice chitin receptor OsCEBiP. Structure, v. 24, n. 7, p. 1192- 1200, 2016.

LOPES, A. R., DRAGUNSKI, D. C., CAETANO, J., FRANCISCO, C. B., JÚNIOR, L. F. B.

conservação de goiabas com revestimentos comestíveis de amido e caseína com extrato de barbatimão. Revista Engenharia na Agricultura, 26(4), 295-305, 2018.

MARTINS, M. C., LOURENÇO, S. A., GUTIERREZ, A. S., JACOMINO, A. P., AMORIM, L. Quantificação de danos pós-colheita em pêssegos no mercado atacadista de São Paulo.

Fitopatologia Brasileira, 31(1), 5-10, 2006.

MARTÍNEZ-ROMERO, D., ZAPATA, P. J., GUILLÉN, F., PALADINES, D., CASTILLO, S., VALERO, D., SERRANO, M. The addition of rosehip oil to Aloe gels improves their properties as postharvest coatings for maintaining quality in plum. Food Chemistry, 217, 585- 592, 2017.

MEHRABI, R.; BAHKALI, A. H.; ABD-ELSALAM, K. A.; MOSLEM, M.; BEM M’BAREK, S.; GOHARI, A. M.; WIT, P. J. Horizontal gene and chromosome transfer in plant pathogenic fungi affecting host range. FEMS Microbiology Reviews, v. 35, n. 3, p. 542-554, 2011.

MENG, X., HAN, J., WANG, Q., TIAN, S. Changes in physiology and quality of peach fruits treated by methyl jasmonate under low temperature stress. Food Chemistry, 114(3), 1028–

1035, 2009.

MIRANDA, J., DE ANDRADE, S. B., SCHIAVON, A. V., LEMOS, P. L. P. K., LIMA, C. S.

M., & MALGARIM, M. B. Pre-harvest application of salicylic acid influence physicochemical and quality characteristics of ‘Chimarrita’peaches during cold storage. Emirates Journal of Food and Agriculture, 2019.

NAVA, G. A. Desenvolvimento floral e frutificação de pessegueiros (Prunus persica (L.) Bastch) cv. Granada, submetidos a distintas condições térmicas durante o período de pré- floração e floração. 2007. 175p. Tese (Doutorado em Fitotecnia) – Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, RS, 2007.

NEGRI, G. Controle da podridão parda em pessegueiro conduzido em sistema orgânico e produção do antagonista Trichothecium roseum. 2007. 147p. Tese (Doutorado em Produção Vegetal) – Universidade Federal do Paraná, Curitiba PR, 2007.

Ni, Y., Turner, D., Yates, K. M., E Tizard, I. Isolation and characterization of structural

(30)

components of Aloe vera L. leaf pulp. International Immunopharmacology, 4, 1745-1755, 2004.

NUNES, M. C. do N. Color atlas of postharvest quality of fruits and vegetables. 1 ed.

Hoboken: John Wiley & Sons, 2009. 480p.

OGAWA, J. M., ZEHR, E. I., BIGGS, A. R. Brown Rot. In M. OGAWA, E. I. ZEHR, G. W.

BIRD, D. F. RITCHIE, K. URIU, J. K. UYEMOTO (Eds.), Compendium of stone fruit diseases (pp. 7–10). St. Paul, Minnesota: APS Press, 1995.

OLIVEIRA, M.A.; CEREDA, M.P. Pós-colheita de pêssegos (Prunus pérsica L. Bastshc) revestidos com filmes a base de amido como alternativa à cera comercial. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v.23, p.28-33, 2003.

ORTEGA-TORO, R., COLLAZO-BIGLIARDI, S., ROSELLÓ, J., SANTAMARINA, P., CHIRALT, A. Antifungal starch-based edible films containing Aloe vera. Food Hydrocolloids, 72, 1-10, 2017.

PAN, L., ZHANG, Q., ZHANG, W., SUN, Y., HU, P., TU, K. Detection of cold injury in peaches by hyperspectral reflectance imaging and artificial neural network. Food Chemistry, 192, 134–141, 2016.

PAVANELLO, E. P. Silício no manejo pré e pós-colheita da podridão parda (Monilinia fructicola) no pessegueiro. 2016. 155p. Tese (Doutorado em Produção Vegetal) – Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria, RS, 2016.

PAVLATH, A.E.; ORTS, W. Edible Films and Coatings: Why, What and How?. In K.C. Huber, M.E.Embuscado (Eds.), Edible Films and Coatings for Food Applications, New York:

Springer: p. 1-23. 2009.

PEREIRA, J.F.M.; CONTE, R. I.; RIBEIRO, R. T. da S. Controle de Colletotrichum gloeosporioides (Penzig), causador da antracnose na cultura do pêssego, com o óleo essencial de Eucalyptus globulus Labill., Cinnamomum camphora Nees & Eberm var. linaloolífera fujita e Cimbopogum citratus (DC) stapf. In: Encontro de Jovens Pesquisadores, 8, Caxias do Sul, RS. Anais... Caxias do Sul, RS: Universidade de Caxias do Sul, 2010.

PEREIRA, L. D., DE SOUZA, L. K. F., FERREIRA, K. B., DO VALLE, K. D., & DA SILVA, D. F. P. Nota técnica: biofilmes comestíveis na conservação pós-colheita de cajá. Revista Engenharia na Agricultura, 27(4), 285-292, 2019.

PINTO, P. M. Z., & MORAIS, A. M. M. B. DE. Boas Práticas para a Conservação de Produtos Hortofrutícolas. AESBUB - Associação Para a Escola Superior de Biotecnologia Da Universidade Católica, 33, 2000.

(31)

Pragas, P. (2003). EMBRAPA. Sistema de produção de pêssego de mesa na região da Serra Gaúcha. Sistema.

QUEIROZ, H. T. Caracterização de genótipos de pessegueiros e ameixeiras na Depressão Central do Estado do Rio Grande do Sul. 2014. 82p. Dissertação (Mestrado em Fitotecnia) – Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, RS, 2014.

RASEIRA, A., NAKASU, B. H., FREIRE, C. D. S., FLORES-CANTILLANO, F., FORTES, J. F., MAGNANI, M., OSORIO, V. A. A cultura do pêssego. Brasília, DF: Embrapa-SPI;

Pelotas: Embrapa-CPACT, 1993.

RASEIRA, M. do C. B. Pêssego cultivar BRS Libra. Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal , v. 32, n. 4, p. 1-2, dez. 2010.

RASEIRA, M. do C. B.; NAKASU, B. H. Pessegueiro. Brasília: Embrapa, 2014.

RODRIGUEZ‐GARCIA, I., CRUZ‐VALENZUELA, M. R., SILVA‐ESPINOZA, B. A., GONZALEZ‐AGUILAR, G. A., MOCTEZUMA, E., GUTIERREZ‐PACHECO, M. M., AYALA‐ZAVALA, J. F. Oregano (Lippia graveolens) essential oil added within pectin edible coatings prevents fungal decay and increases the antioxidant capacity of treated tomatoes.

Journal of the Science of Food and Agriculture, 96(11), 3772-3778, 2016.

SALVIA-TRUJILLO, L., ROJAS-GRAÜ, M. A., SOLIVA-FORTUNY, R., & MARTÍN- BELLOSO, O. Use of antimicrobial nanoemulsions as edible coatings: Impact on safety and quality attributes of fresh-cut Fuji apples. Postharvest Biology and Technology, 105, 8-16, 2015.

SANTOS, C. A. A., CASTRO, J. V. D., PICOLI, A. A., & ROLIM, G. D. S. Uso de quitosana e embalagem plástica na conservação pós-colheita de pêssegos' Douradão'. Revista Brasileira de Fruticultura, 2008, 30.1: 88-93.

SERRANO, M.; VALVERDE J. M.; GUILLÉN F.; CASTILLO, S.; MARTÍNEZ-ROMERO, D.; VALERO, D. Use of Aloe vera gel coating preserves the functional properties of table grapes. Journal of agricultural and food chemistry. v.54, n.11, p.3882-3886, 2006.

SHULAEV, V.; KORBAN, S. S.; SOSINSKI, B.; ABBOTT, A. G.; ALDWINCKLE, H. S.;

FOLTA, K. M.; LEWERS, K. Multiple models for Rosaceae genomics. Plant Physiology, v.

147, n. 3, p. 985-1003, jul. 2008.

SILVA, C. F. Efeito de diferentes biopolímeros no revestimento de mamão (Caricapapaya L) minimamente processado. Revista Varia Scientia Agrárias, v. 1, n. 1, p.131-142, 2010.

SIMÕES, M. P. (2016). +Pêssego, Guia prático da Produção.

SIMÕES, M. P. A. F. A fertilização azotada em pessegueiros : influência no estado de nutrição , produção e susceptibilidade a Phomopsis amygdali, 2008.

(32)

SIMÕES, M.P. E FERREIRA, D. Qualidade dos frutos. In SIMÕES, M.P. (coord). +pêssego – Guia prático da produção. Centro Operativo e Tecnológico Hortofrutícola Nacional, 2016.

SOUZA de E SILVA, J. & FINGUER F. CORRÊA, P. Capítulo 18 - Armazenamento de Frutas e Hortaliças. Pós-Colheita de Frutos e Hortaliças: Fisiologia e Manuseio, 2, 469–

502, 2005.

SOUZA, D. C. de. Progresso temporal e padrão espacial de epidemias da podridão parda do pessegueiro. 2006. 64p. Dissertação (Mestrado em Fitopatologia) – Universidade de São Paulo, Piracicaba, SP, 2006.

TIMM, C. R. F. Propagação de porta-enxertos de pessegueiro por miniestacas herbáceas.

2011. 65p. Dissertação (Mestrado em Fruticultura de Clima Temperado) – Universidade Federal de Pelotas, Pelotas, RS. 2011.

USDA, NRCS. "The plantss database (http://plants. usda. gov, May 2011). National Plant Data Team, Greensboro." (2015): 27401-4901.

VALVERDE, J.M.; VALERO, D.; MARTÍNEZ-ROMERO, D.; GUILLÉN, F.; CASTILLO, S.; SERRANO, M. Novel Edible Coating Based on Aloe vera Gel To Maintain Table Grape Quality and Safety. J. Agric. Food Chem. v.53, p.7807–7813, 2005.

VARGAS, M.; PASTOR, C.; CHIRALT, A.; MCCLEMENTS, D. J.; GONZÁLEZ- MARTÍNEZ, C. Recent Advances in Edible Coatings for Fresh and Minimally Processed Fruits. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, v. 48, p. 496–511. 2008.

WHO. Aloe and Aloe vera gel. WHO Monographs on selected medicinal plants. Vol.1.

Geneva, Switzerland: World Health Organization; p.33-49, 1999.

WILCOCK, A.; PUN, M.; KHANONA, J.; AUNG, M. Consumer attitudes, knowledge and behaviour: a review of food safety issues. Trends Food Sci Technol 15:56–66, 2004.

ZHANG, M.; LENG, P.; ZHANG, G.; LI, X. Cloning and functional analysis of 9- cisepoxycarotenoid dioxygenase (NCED) genes encoding a key enzyme during abscisic acid biosynthesis from peach and grape fruits. Journal of Plant Physiology, v. 166, n. 12, p.1241- 1252, 2009.

ZHANG, Q.; ZHOU, W.; TAN, H.; YANG, M.; LIU, X. Effects of coating and heat treatments on energy levels and physiological indexes and qualities of grape fruits during storage.

Transactions of the Chinese Society of Agricultural Engineering, v. 2, n. 9, p. 255-263, 2016

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CAPÍTULO 1

Aloe vera inibe Monilinia fructicola em pêssegos cv. Della Nona RESUMO

Apesar de sua importância econômica, os pêssegos são frutos muito perecíveis e podem apresentar significante perdas pós-colheita, principalmente aquelas ocasionadas pela podridão parda (Monilinia fructicola). Assim, o objetivo deste trabalho foi verificar o efeito antifúngico e indutor de resistência de Aloe vera em pêssegos cv. Della Nona. Para o experimento in vitro.

os tratamentos foram compostos pelas doses de 0, 50, 100, 150, 200, 250 e 300 mL L-1 de gel de A. vera. Foram analisados o efeito dos tratamentos sobre o crescimento micelial, esporulação e germinação de M. fruticola. No experimento in vivo o delineamento experimental foi realizado em esquema fatorial 2 x 5 (formulações de A. vera x concentrações). Realizou-se teste de média e regressão das doses de A. vera e após avaliados o índice de infecção de podridão parda, atividade específica da enzima peroxidase de guaiacol (POD) e a peroxidação lipídica (PL). Verificou-se que nos experimentos in vitro as doses do gel de A. vera apresentaram efeito fungitóxico sobre o patógeno de acordo com o aumento da concentração dos tratamentos. Para o controle da podridão parda observou-se que a dose de 200 mL L-1 reduziu em 70,3% e 56,4%

a incidência da doença, para as formulações em gel e extrato, respectivamente. As doses de 200 e 100 mL L-1 de gel e extrato induziram a atividade da POD, respectivamente. Assim, destaca-se que o A. vera possui atividade direta sobre M. fruticola e induz mecanismos de resistência de pêssegos ‘Della Nona’ contra à podridão parda.

Palavras-chave: pós-colheita, peroxidase, elicitor.

INTRODUÇÃO

A produção de pêssegos possui ampla abrangência no mundo, incluindo áreas de clima temperado e subtropical. Em 2016, a produção mundial foi de 20 milhões de toneladas, ocupando o 8º lugar na produção mundial de frutas (USDA, 2017). De acordo com os dados do IBGE (2019) o Brasil apresentou área colhida de 15.995 ha com produção de 183,132 toneladas de pêssego.

Dentre as cultivares de pêssego produzidas no Brasil, destaca-se a ‘Della Nona’

destinada ao consumo ‘in natura’. Apresenta como principais características vigor médio, com boa produtividade, ciclo tardio e necessita de, aproximadamente, 400 horas de frio (≤7,2 ºC). Os frutos são de formato ovalado, tamanho médio, com massa de cerca de 100 g, epiderme de cor creme com percentual que varia de 30 à 80% avermelhada, polpa com coloração branca e em torno do caroço avermelhada (Embrapa, 2003, Almeida et al. 2015).

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Essa cultivar pode apresentar elevadas perdas pós-colheita devido à podridão parda (Monilinia fructicola (Wint) Honey). No período de pré-colheita, os frutos contaminados apresentam lesões escuras que evoluem para manchas marrons, podendo permanecer o fungo quiescente em frutos verdes e manifestar somente na pós-colheita (Embrapa, 2003).

Para o controle dessa doença, são necessários produtos químicos que, apesar de eficazes, deixam resíduos nos frutos, afetando negativamente a saúde humana e o meio ambiente (Friedrich et al., 2021). Dessa forma, alternativas tecnológicas têm sido buscadas, como a aplicação de coberturas comestíveis, a fim de minimizar os problemas mencionados e reduzir a perda pós-colheita dos frutos de pêssego (Spadoni et al., 2015; Sapelli, Faria e Botelho, 2020).

Um dos produtos que podem ser utilizados como revestimento comestível é o Aloe vera, pois é composto por alcalóides, flavonóides, esteróides, triterpenos, taninos e compostos fenólicos, conferindo propriedades antioxidantes e antimicrobianas. Portanto, pode ser usado contra agentes fitopatogênicos. Por exemplo, reduz o crescimento micelial de Colletrotrichum musa, que causa a antracnose da banana (Khaliq, Ramzan e Boloch, 2019). A. vera também contém indutores de resistência, como os ácidos linoléico e salicílico (Tripathi, Raikhy e Kumar, 2019 ; Ali, 2021). Diante disso, o presente trabalho teve como objetivo verificar o efeito de A. vera sobre M. fructicola e a indução de resistência em frutos de pessegueiro cultivar Della Nona.

MATERIAL E MÉTODOS

Experimento in vitro: crescimento micelial, esporulação e germinação de esporos de Monilinia fructicola

Delineamento experimental

O delineamento experimental foi inteiramente casualizado, totalizando sete tratamentos e quatro repetições, com parcela experimental constituída por uma placa de Petri. O tratamento consistiu de gel de A. vera (Babosa Poderosa®, 99%, Extratos da Flora Indústria e Comércio de Cosméticos, Barra Velha, SC) nas concentrações de 0, 50, 100, 150, 200, 250 e 300 mL L-1. O experimento in vitro foi repetido duas vezes.

Obtenção do isolado

A obtenção dos isolados de M. fructicola foi a partir de pêssegos cv. Chimarrita com sintomas da doença, realizando todas as exigências do postulado de Koch (1881). No

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isolamento do fungo foi utilizado fragmentos dos materiais infectados, que foram lavados com água, seguido de imersão em álcool 50% durante 1 minuto, em hipoclorito de sódio a 1%

durante 30 segundos e enxague com água esterilizada. Posteriormente, estes fragmentos foram dispostos em placas de Petri, contendo meio de cultura BDA (batata-dextrose-ágar). Em seguida, foram incubados por um período de sete dias em câmara de crescimento tipo BOD a 25±2ºC e fotoperíodo de 12 horas. As colônias purificadas foram usadas para aquisição de culturas monospóricas. Discos de micélio com 6 mm de diâmetro das culturas monospóricas foram colocados em tubos onde havia 20 mL de meio BDA e conservados em BOD à temperatura de 25°C e fotoperíodo de 12 horas, por período de sete dias. Após, os tubos foram armazenados na coleção fitopatológica do Laboratório de fitopatologia do Departamento de Agronomia da Unicentro (Unicentro).

Crescimento micelial do fungo Monilinia fructicola

Para avaliar o crescimento micelial foram adicionados os respectivos tratamentos ao meio BDA. Posteriormente, esses meios foram autoclavados por 30 minutos, a 120 °C e pressão de 1 atm e após foram vertidos em placas de Petri medindo 90 mm de diâmetro. Discos de 8 mm de diâmetro do micélio do fungo foram dispostos no centro da placa e incubados em BOD a 25±1°C, com fotoperíodo de 12 horas, por um período de 7 dias.

Diariamente, o diâmetro das colônias foi avaliado em posição ortogonal, com o uso de um paquímetro digital. Os dados obtidos foram utilizados para calcular o índice de velocidade de crescimento micelial, segundo a fórmula descrita por Oliveira (1991): IVCM = ∑ (D – Da)/N. Onde: IVCM= índice de velocidade de crescimento micelial; D= diâmetro médio atual da colônia; Da= diâmetro médio da colônia do dia anterior; N= número de dias após a inoculação.

Germinação de esporos de M. fructicola

Uma alíquota de 40 µL de cada dose de A. vera e uma de suspensão de esporos (1 x 104 conídios mL-1) foram dispostas em cada uma das concavidades de uma placa de teste ELISA (Resende, 1997) e incubadas sob luz contínua a 20 °C ± 1°C. Para determinar o percentual de germinação foi aguardado 24 horas do início do teste, com a adição de 20 µL do corante azul algodão de lactofenol para paralisar a germinação. Avaliou-se a germinação pela observação da suspensão ao microscópio ótico (modelo CX41, marca Olympus®, Olympus Corporation, Jiangsu, China) com aumento de 400 vezes, contando-se 100 conídios por repetição. Um conídio foi considerado germinado quando o tubo germinativo tinha pelo menos 50% do tamanho do conídio.

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