TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO
NAYARA GABRIELLE SOUZA CAVALCANTE
ESTUDO COMPARATIVO ENTRE COMPLEXOS DE COBRE COM LIGANTES BASES DE SCHIFF SINTETIZADOS A PARTIR DA QUITOSANA
NATAL, RN 2016
ESTUDO COMPARATIVO ENTRE COMPLEXOS DE COBRE COM LIGANTES BASES DE SCHIFF SINTETIZADOS A PARTIR DA QUITOSANA
NATAL, RN 2016
Trabalho de conclusão de curso apresentado ao curso de Química da Universidade Federal do Rio Grande do Norte como parte dos requisitos da graduação.
Orientadora: Prof. Dra. Ana Cristina F. de Brito Pontes
Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN Sistema de Bibliotecas - SISBI
Catalogação de Publicação na Fonte. UFRN - Biblioteca Setorial do Instituto de Química - IQ
Cavalcante, Nayara Gabrielle Souza.
Estudo comparativo entre complexos de cobre com ligantes bases de schiff sintetizados a partir da quitosana / Nayara Gabrielle Souza Cavalcante. - 2016.
102 f.: il.
Monografia (graduação) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Instituto de Química, Curso de Química Bacharelado, Natal, 2016.
Orientador: Profª Drª Ana Cristina Facundo de Brito Pontes.
1. Quitosana - Monografia. 2. Schiff, Bases de - Monografia. 3. Compostos orgânicos - Vanilina - Monografia. 4. Cobre - Monografia. 5. Química - Monografia. I. Pontes, Ana Cristina Facundo de Brito. II. Título.
ESTUDO COMPARATIVO ENTRE COMPLEXOS DE COBRE COM LIGANTES BASES DE SCHIFF SINTETIZADOS A PARTIR DA QUITOSANA
Aprovado em: ___/___/___
______________________________________________________________________ Prof. Dra. Ana Cristina Facundo de Brito Pontes
Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN Orientadora
____________________________________________________________________ Prof. Dr. Daniel de Lima Pontes
Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN Membro da Banca
____________________________________________________________________ Prof. Dra. Márcia Rodrigues Pereira
Universidade Federal do Rio Grande do Norte – UFRN Membro da Banca
Trabalho de conclusão de curso apresentado ao curso de Química, como um dos requisitos para obtenção do grau de Graduada em Química pela Universidade Federal do Rio Grande do Norte.
Primeiramente a Deus, pai todo poderoso, que me deu força, determinação e sabedoria para superar as dificuldades encontradas em minha trajetória.
Aos meus pais Onilda Duarte de Souza Cavalcante e Marcos Felipe Melo Cavalcante pelo amor, carinho, ensinamentos, apoio, compreensão e suporte em todos os momentos da minha vida. Essa conquista eu devo a vocês!
À minha irmã Isabelle Luiza Souza Cavalcante pelo carinho, companheirismo e afeto de todos os dias.
Aos meus avós paternos José Antônio Cavalcante, Maria Luiza Melo Cavalcante pelo carinho, amor e conselhos, os quais sempre estou tentando colocar em prática. À minha avó materna Nilda Duarte de Souza pelo carinho, amor e alegria que sempre contagiou a todos. Sei que ela está no céu muito feliz por eu estar me formando.
Ao meu namorado Murilo Lima de Holanda pelo amor, dedicação, carinho, atenção, ajuda e paciência. Estando ao meu lado nos momentos de estresse e desespero, mas também nos momentos de felicidade e alegria.
À família Duarte e Cavalcante pelo apoio, carinho e compreensão, principalmente quando, em alguns momentos, não pude estar presente em aniversários e/ou reuniões familiares.
Aos meus amigos Ady Livne, Ana Paula, Yasmin, Luís Felipe e Laíse por todo carinho, momentos de descontração, companheirismo e cumplicidade. Agradeço por, mesmo que com o tempo curto e nos vendo pouco, mantermos essa amizade saudável e sólida.
À Prof. Dr. Ana Cristina Facundo de Brito Pontes, minha orientadora acadêmica, por todo carinho, compreensão, paciência e aprendizado durantes esses quatro anos de graduação. A sua orientação foi fundamental para o meu desenvolvimento acadêmico, profissional e principalmente pessoal.
Aos professores Dr. Francisco Ordelei Nascimento da Silva e Dr. Daniel de Lima Pontes pela atenção, esclarecimento de dúvidas e por serem professores exemplos.
Aos meus amigos do Laboratório de Química de Coordenação e Polímero - LQCPol: Wendy, Anallicy, Verônica, Francimar, Giulia, Aimée, Alexsandro, Luciana, Mayara, Thuanny, Dayana, Mateus, Andresa, Juliany e Talita por todo carinho, incentivo, trocas de experiência, momentos de alegria e de descontração.
atenção por parte de pesquisadores devido as suas propriedades catalíticas e biológicas, tais como nas áreas antitumoral e antibacteriana. Portanto, nesse trabalho foi desenvolvido um estudo comparativo entre as propriedades e características dos complexos de cobre com ligantes bases de Schiff, sendo esses ligantes formados a partir dos aldeídos o-vanilina (OV) e vanilina (VA) e de amostras de quitosana com graus de desacetilação de 52,02% (QP) e 89,93% (QD). Nos espectros de infravermelho das bases de Schiff e complexos não houve a presença de estiramentos ou deformações angulares provenientes da carbonila dos aldeídos e grupo amino da quitosana, porém apresentaram estiramento (C=N) em 1630 cm-1 (QP/OV), em 1629 cm-1 (QD/OV), em 1645 cm-1 (QP/VA), em 1643 cm-1 (QD/VA), em 1628 e 1611 cm-1 (Cu/QP/OV), em 1629 e 1612 cm-1 (Cu/QD/OV), em 1657 cm-1 (Cu/QP/VA), e em 1645 cm-1 (Cu/QD/VA), sendo o desdobramento do ν(C=N) nos complexos formado a partir da OV atribuído à retirada de densidade eletrônica sobre o átomo de nitrogênio devido à ação da coordenação ao metal (ZOLEZZI et al., 1999). Por outro lado, na espectroscopia Uv-Vis em sólido foi possível observar nos espectros das bases de Schiff e complexos as bandas de caráter π- π* referentes ao anel aromático dos aldeídos, como também apresentaram bandas referentes à ligação C=N entre 365 e 418 nm, entretanto as bandas d-d dos complexos foram visualizadas apenas no ensaio em meio aquoso em 788 nm (Cu/QP/OV), 768 nm (Cu/QD/OV), 800 nm (Cu/QP/VA) e 757 (Cu/QD/VA), comprovando a presença do metal na esfera de coordenação, porém nesse meio ocorre hidrólise da imina. As bases de Schiff apresentaram maior estabilidade térmica em relação às quitosanas QP e QD, sendo a base de Schiff mais estável a QD/OV, com início de degradação apenas em 230 ºC, enquanto os complexos apresentaram estabilidades térmicas menores em comparação com seus ligantes bases de Schiff, possuindo as primeiras perdas por degradação em 138 ºC (Cu/QP/OV), 179 ºC (Cu/QD/OV), 178 ºC (Cu/QP/VA) e 179 ºC (Cu/QD/VA). Já nas análises por microscopia eletrônica comprovaram o aspecto poroso, amorfo e irregular de todos os compostos estudados, sendo os complexos Cu/QD/OV e Cu/QD/VA os que apresentaram maiores aumentos de porosidade e de área superficial após a coordenação do metal, possuindo propriedades relevantes para a área catalítica.
Figura 1 – Representações das estruturas primárias de quitina e quitosana, onde n é o grau de polimerização. As condições comumente utilizadas no processo de
desacetilação também são apresentadas. ... 19 Figura 2 – Curva de TG, DTA e DTG da quitina (a) e quitosana (b). ... 22 Figura 3 – Possibilidades de derivados da quitosana a partir de modificações em seus
grupos reativos. ... 23 Figura 4 – Reação representativa para a formação de Base de Schiff. ... 24 Figura 5 – Estruturas químicas do (a) Eugenol, (b) Ácido ferúlico, (c) Orto-vanilina, (d)
Vanilina e (e) Capsaicina. ... 26 Figura 6 – Estrutura química da base de Schiff Valen... 28 Figura 7 – Curvas condutométricas das amostras de quitosana QP (em preto) e QD (em
vermelho) em HCl 0,05 mol/L para determinação do grau de desacetilação. ... 35 Figura 8 – Curva de viscosidade específica em função da concentração da QP (em
preto) e QD (em vermelho) em tampão ácido acético/acetato de sódio a 25
°C. ... 36 Figura 9 – Espectro na região do infravermelho da quitosana purificada em pastilha de
KBr na região de 4000 a 400 cm-1. ... 37 Figura 10 – Espectro na região do infravermelho da quitosana purificada em pastilha de
KBr na região de 1800 a 400 cm-1. ... 38 Figura 11 – Espectro na região do infravermelho da Quitosana purificada desacetilada
em pastilha de KBr na região de 4000 a 400 cm-1. ... 39 Figura 12 – Espectro na região do infravermelho da quitosana purificada desacetilada
em pastilha de KBr na região de 1800 a 400 cm-1. ... 40 Figura 13 – Espectro na região do infravermelho da o-vanilina em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1 ... 41 Figura 14 – Representação das duas conformações mais estáveis para a o-vanilina, que
possibilitam a formação de ligações de hidrogênio intramoleculares, sendo a conformação (a) mais estável que a (b). A coloração verde, vermelho e branco representa os átomos de carbono, oxigênio e hidrogênio
respectivamente. ... 42 Figura 15 – Espectro na região do infravermelho da o-vanilina em pastilha de KBr na
Figura 17 – Espectro na região do infravermelho da QP/OV em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1. ... 44 Figura 18 – Espectro na região do infravermelho da QP/OV em pastilha de KBr na
região de 1800 a 400 cm-1. ... 44 Figura 19 – Espectro na região do infravermelho da QD/OV em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1. ... 45 Figura 20 – Espectro na região do infravermelho da QD/OV em pastilha de KBr na
região de 1800 a 400 cm-1. ... 46 Figura 21 – Sobreposição de espectros na região do infravermelho em pastilha de KBr,
na região de 1800 a 1200 cm-1. Seguindo a seguinte representação: QP (em vermelho), OV (em preto) e QP/OV (em verde) em (a), já em (b) a QD (em vermelho), OV (em preto) e QD/OV (em verde). ... 47 Figura 22 – Sobreposição de espectros na região do infravermelho em pastilha de KBr,
na região de 1200 a 400 cm-1. Seguindo a seguinte representação: QP (em vermelho), OV (em preto) e QP/OV (em verde) em (a), já em (b) a QD (em vermelho), OV (em preto) e QD/OV (em verde). ... 47 Figura 23 – Espectro na região do infravermelho da Cu/QP/OV em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1. ... 49 Figura 24 – Espectro na região do infravermelho da Cu/QP/OV em pastilha de KBr na
região de 1800 a 400 cm-1. ... 49 Figura 25 – Espectro na região do infravermelho da Cu/QD/OV em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1. ... 50 Figura 26 – Espectro na região do infravermelho da Cu/QD/OV em pastilha de KBr na
região de 1800 a 400 cm-1. ... 51 Figura 27 – Sobreposição de espectros na região do infravermelho em pastilha de KBr
dos compostos QP/OV (em preto) e Cu/QP/OV (em vermelho), na região de 1800 a 400 cm-1. ... 51 Figura 28 – Sobreposição de espectros na região do infravermelho em pastilha de KBr
dos compostos QD/OV (em preto) e Cu/QD/OV (em vermelho), na região
de 1800 a 400 cm-1. ... 52 Figura 29 – Espectro na região do infravermelho da Vanilina em pastilha de KBr na
Figura 31 – Espectro na região do infravermelho da QP/VA em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1. ... 56 Figura 32 – Espectro na região do infravermelho da QP/VA em pastilha de KBr na
região de 1800 a 400 cm-1. ... 57 Figura 33 – Espectro na região do infravermelho da QD/VA em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1. ... 57 Figura 34 – Espectro na região do infravermelho da QD/VA em pastilha de KBr na
região de 1800 a 400 cm-1. ... 58 Figura 35 – Sobreposição de espectros na região do infravermelho em pastilha de KBr,
na região de 1800 a 1200 cm-1. Seguindo a seguinte representação: QP (em vermelho), VA (em preto) e QP/VA (em verde) em (a), já em (b) a QD (em vermelho), VA (em preto) e QD/VA (em verde). ... 59 Figura 36 – Sobreposição de espectros na região do infravermelho em pastilha de KBr,
na região de 1200 a 400 cm-1. Seguindo a seguinte representação: QP (em vermelho), VA (em preto) e QP/VA (em verde) em (a), já em (b) a QD (em vermelho), VA (em preto) e QD/VA (em verde). ... 60 Figura 37 – Espectro na região do infravermelho da Cu/QP/VA em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1. ... 61 Figura 38 – Espectro na região do infravermelho da Cu/QP/VA em pastilha de KBr na
região de 1800 a 400 cm-1. ... 62 Figura 39 – Espectro na região do infravermelho da Cu/QD/VA em pastilha de KBr na
região de 4000 a 400 cm-1. ... 62 Figura 40 – Espectro na região do infravermelho da Cu/QD/VA em pastilha de KBr na
região de 1800 a 400 cm-1. ... 63 Figura 41 – Sobreposição de espectros na região do infravermelho em pastilha de KBr
dos compostos QP/VA (em preto) e Cu/QP/VA (em vermelho), na região de 1800 a 400 cm-1. ... 64 Figura 42 – Sobreposição de espectros na região do infravermelho em pastilha de KBr
dos compostos QD/VA (em preto) e Cu/QD/VA (em vermelho), na região
de 1800 a 400 cm-1. ... 64 Figura 43 – Espetros eletrônicos da orto-vanilina na região de 200 a 800 nm. Em (a),
7 (em preto). ... 66 Figura 44 – Espetro eletrônico da base de Schiff QP/OV na região de 200 a 800 nm
realizada em pastilha de KBr... 68 Figura 45 – Espetro eletrônico do complexo Cu/QP/OV na região de 200 a 800 nm
realizada em pastilha de KBr... 68 Figura 46 – Sobreposição dos espetros eletrônicos da orto-vanilina (em preto), QP/OV
(em vermelho) e Cu/QP/OV (em verde) na região de 200 a 800 nm, obtidos em pastilhas de KBr. ... 69 Figura 47 – Espetro eletrônico da base de Schiff QD/OV na região de 200 a 800 nm
realizada em pastilha de KBr... 70 Figura 48 – Espetro eletrônico do complexo Cu/QD/OV na região de 200 a 800 nm
realizada em pastilha de KBr... 71 Figura 49 – Sobreposição dos espetros eletrônicos da orto-vanilina (em preto), QD/OV
(em vermelho) e Cu/QD/OV (em verde) na região de 200 a 800 nm, obtidos em pastilhas de KBr. ... 71 Figura 50 – Espetros eletrônicos da vanilina na região de 200 a 800 nm. Em (a),
sobreposição dos espectros da VA obtido em pastilha de KBr (em vermelho) e em meio aquoso (em preto). Em (b) ocorre a sobreposição dos espetros eletrônicos da VA em pastilha de KBr (em vermelho) e em meio aquoso pH neutro (em preto). ... 73 Figura 51 – Espetro eletrônico da base de Schiff QP/VA na região de 200 a 800 nm
realizada em pastilha de KBr... 73 Figura 52 – Espetro eletrônico da base de Schiff Cu/QP/VA na região de 200 a 800 nm
realizada em pastilha de KBr... 74 Figura 53 – Sobreposição dos espetros eletrônicos da vanilina (em preto), QP/VA (em
vermelho) e Cu/QP/VA (em verde) na região de 200 a 800 nm, obtidos em
pastilhas de KBr... 75 Figura 54 – Espetro eletrônico da base de Schiff QD/VA na região de 200 a 800 nm
realizada em pastilha de KBr... 77 Figura 55 – Espetro eletrônico da base de Schiff Cu/QD/VA na região de 200 a 800 nm
pastilhas de KBr... 78 Figura 57 – Sobreposição dos espetros eletrônicos em meio aquoso da OV (em preto),
QP/OV (em vermelho) e Cu/QP/OV (em verde) na região de 200 a 700 nm, bem como ampliação na região de 600 a 1000 do Cu/QP/OV (em verde). ... 80 Figura 58 – Sobreposição dos espetros eletrônicos em meio aquoso da OV (em preto),
QD/OV (em vermelho) e Cu/QD/OV (em verde) na região de 200 a 700 nm, bem como ampliação na região de 600 a 1000 do Cu/QD/OV (em verde). ... 80 Figura 59 – Sobreposição dos espetros eletrônicos em meio aquoso da VA (em preto),
QP/VA (em vermelho) e Cu/QP/VA (em verde) na região de 190 a 700 nm, bem como ampliação na região de 600 a 1000 do Cu/QP/VA (em verde). ... 80 Figura 60 – Sobreposição dos espetros eletrônicos em meio aquoso da VA (em preto),
QD/VA (em vermelho) e Cu/QD/VA (em verde) na região de 190 a 700 nm, bem como ampliação na região de 600 a 1000 do Cu/QD/VA (em verde). ... 81 Figura 61 – Termogravimetria das amostras QP (em a) e QD (em b) em atmosfera de
nitrogênio. ... 83 Figura 62 – Termogravimetria das amostras QP/OV (em a), QD/OV (em b), QP/VA
(em c), QD/VA (em d) em atmosfera de nitrogênio. ... 84 Figura 63 – Termogravimetria das amostras Cu/QP/OV (em a), Cu/QD/OV (em b),
Cu/QP/VA (em c), Cu/QD/VA (em d) em atmosfera de nitrogênio. ... 85 Figura 64 – Imagem da QP com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm) (b) e
800x(100 μm) (c). ... 87 Figura 65 – Imagem da QD com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm) ( b) e
800x(100 μm) (c). ... 87 Figura 66 – Imagem da QP/OV com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm) (b) e
800x(100 μm) (c). ... 88 Figura 67 – Imagem da QD/OV com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm) (b)
e 800x(100 μm) (c). ... 88 Figura 68 – Imagem da QP/VA com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm) (b) e
800x(100 μm) (c). ... 89 Figura 69 – Imagem da QD/VA com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm) (b)
Figura 71 – Imagem da Cu/QD/OV com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm) (b) e 800x(100 μm) (c). ... 90 Figura 72 – Imagem da Cu/QP/VA com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm)
(b) e 800x(100 μm) (c). ... 90 Figura 73 – Imagem da Cu/QD/VA com ampliação de 100x(1 mm) (a), 300x(300 μm)
Tabela 1 – Reagentes e solventes utilizados nos procedimentos experimentais. ... 31 Tabela 2 – Dados da massa molar viscosimétrica (Mv) e grau de desacetilação para as
amostras purificadas de quitosana QP e QD. ... 36 Tabela 3 – Atribuições das bandas de infravermelho para as amostras de quitosana
purificada (QP) e quitosana desacetilada purificada (QD) (δ= deformação; ν = estiramento). ... 40 Tabela 4 – Principais modos vibracionais do espectro de infravermelho da o-vanilina. ... 43 Tabela 5 – Principais modos vibracionais dos espectros de infravermelho dos
compostos OV, QP, QD, QP/OV e QD/OV. ... 48 Tabela 6 – Principais modos vibracionais dos espectros de infravermelho dos
compostos QP/OV, Cu/QP/OV, QD/OV e Cu/QD/OV. ... 53 Tabela 7 – Principais modos vibracionais do espectro de infravermelho da vanilina. ... 55 Tabela 8 – Principais modos vibracionais dos espectros de infravermelho dos
compostos VA, QP, QD, QP/VA e QD/VA. ... 60 Tabela 9 – Principais modos vibracionais dos espectros de infravermelho dos
compostos QP/VA, QD/VA, Cu/QP/VA e Cu/QD/VA. ... 65 Tabela 10 – Atribuições das bandas dos espectros eletrônicos da OV, QP/OV e
Cu/QP/OV. ... 69 Tabela 11 – Atribuições das bandas dos espectros eletrônicos da OV, QD/OV e
Cu/QD/OV. ... 72 Tabela 12 – Atribuições das bandas dos espectros eletrônicos da VA, QP/VA e
Cu/QP/VA. ... 76 Tabela 13 – Atribuições das bandas dos espectros eletrônicos da VA, QD/VA e
Cu/QD/VA. ... 79 Tabela 14 – Características observadas no ensaio de análise térmica das amostras de
1 INTRODUÇÃO ... 16 2 OBJETIVOS ... 18 2.1 OBJETIVO GERAL... 18 2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICIOS ... 18 3 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA ... 19 3.1 QUITOSANA ... 19 3.2 BASES DE SCHIFF ... 24 3.3 COMPOSTOS VANILOIDES ... 26 3.4 QUÍMICA DO COBRE... 29 4 PARTE EXPERIMENTAL ... 31 4.1 REAGENTES UTILIZADOS ... 31
4.2 PROCEDIMENTOS DE DESACETILAÇÃO E PURIFICAÇÃO DAS AMOSTRAS DE QUITOSANA ... 31
4.2.1 Método de Purificação da Quitosana ... 31
4.2.2 Procedimento de Desacetilação da Quitosana ... 31
4.3 PROCEDIMENTOS DE SÍNTESES DAS BASES DE SCHIFF E COMPLEXOS ... 32
4.3.1 Procedimento de Síntese das Bases de Schiff ... 32
4.3.2 Procedimento de Síntese dos Complexos de Cobre ... 32
4.4 TÉCNICAS DE CARACTERIZAÇÃO ... 32
4.4.1 Determinação da Massa Molar Viscosimétrica ... 32
4.4.2 Espectroscopia na Região do Infravermelho ... 32
4.4.3 Espectroscopia na Região do Ultravioleta, Visível e Infravermelho Próximo ... 33
4.4.4 Análise Termogravimétrica ... 33
4.4.5 Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) ... 33
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO ... 34
5.1 PURIFICAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DA QUITOSANA ... 34
5.2 ESPECTROSCOPIA VIBRACIONAL NA REGIÃO DO INFRAVERMELHO ... 37
5.2.1 Espectro de Infravermelho da Quitosana Purificada (QP) ... 37
5.2.5 Espectro de Infravermelho da Base de Schiff QD/OV ... 45
5.2.6 Comparação entre os Espectros de Infravermelho das Bases de Schiff (QP/OV e QD/OV), Quitosana e Orto-Vanilina Precursores ... 46
5.2.7 Espectro de Infravermelho do Complexo Cu/QP/OV ... 48
5.2.8 Espectro de Infravermelho do Complexo Cu/QD/OV ... 50
5.2.9 Comparação entre os Espectros de Infravermelho dos Complexos Cu/QP/OV e Cu/QD/OV e seus Respectivos Ligantes Bases de Schiff (QP/OV e QD/OV) ... 51
5.2.10 Espectro de Infravermelho da Vanilina (VA) ... 53
5.2.11 Espectro de Infravermelho da Base de Schiff QP/VA ... 56
5.2.12 Espectro de Infravermelho da Base de Schiff QD/VA ... 57
5.2.13 Comparação entre os Espectros de Infravermelho das Bases de Schiff (QP/VA e QD/VA), Quitosana e Vanilina Precursores ... 58
5.2.14 Espectro de Infravermelho do Complexo Cu/QP/VA ... 61
5.2.15 Espectro de Infravermelho do Complexo Cu/QD/VA... 62
5.2.16 Comparação entre os Espectros de Infravermelho dos Complexos Cu/QP/VA e Cu/QD/VA e seus Respectivos Ligantes Bases de Schiff (QP/VA E QD/VA) ... 63
5.3 ESPECTROSCOPIA ELETRÔNICA NA REGIÃO DO ULTRAVIOLETA E VISÍVEL ... 66
5.3.1 Espectroscopia Eletrônica na Região do Ultravioleta e Visível em Sólido ... 66
5.3.1.1 Espectro eletrônico da Orto-vanilina ... 66
5.3.1.2 Espectro eletrônico da base de Schiff QP/OV ... 67
5.3.1.3 Espectro eletrônico do complexo Cu/QP/OV ... 68
5.3.1.4 Comparação entre os espectros eletrônicos da o-Vanilina, QP/OV e Cu/QP/OV ... 69
5.3.1.5 Espectro eletrônico da base de Schiff QD/OV ... 70
5.3.1.6 Espectro eletrônico do complexo Cu/QD/OV ... 70
5.3.1.7 Comparação entre os espectros eletrônicos da o-Vanilina, QD/OV e Cu/QD/OV ... 71
5.3.1.8 Espectro eletrônico da Vanilina ... 72
5.3.1.9 Espectro eletrônico da base de Schiff QP/VA ... 73
5.3.1.13Espectro eletrônico do complexo Cu/QD/VA ... 77 5.3.1.14Comparação entre os espectros eletrônicos da Vanilina, QD/VA e Cu/QD/VA ... 78 5.3.2 Espectroscopia eletrônica na região do ultravioleta e visível em meio
aquoso ... 79 5.4 ANÁLISE TERMOGRAVIMÉTRICA ... 83 5.4.1 Análise termogravimétrica da Quitosana Purificada e da Quitosana
Desacetilada Purificada ... 83 5.4.2 Análise termogravimétrica das bases de Schiff QP/OV, QD/OV, QP/VA e
QD/VA ... 84 5.4.3 Análise termogravimétrica dos complexos Cu/QP/OV, Cu/QD/OV,
Cu/QP/VA e Cu/QD/VA ... 85 5.5 MICROSCOPIA ELETRÔNICA DE VARREDURA (MEV) ... 87 5.5.1 Microscopia eletrônica de varredura da QP e da QD ... 87 5.5.2 Microscopia eletrônica de varredura das bases de Schiff QP/OV, QD/OV,
QP/VA e QD/VA ... 88 5.5.3 Microscopia eletrônica de varredura dos complexos Cu/QP/OV,
Cu/QD/OV, Cu/QP/VA e Cu/QD/VA ... 89 6 CONCLUSÃO ... 92 7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ... 94
1 INTRODUÇÃO
O câncer vem chamando atenção em relação ao crescente número de óbitos no Brasil e no mundo. Esse conjunto de mais de 100 doenças, que tem em comum o crescimento desordenado de células que invadem os tecidos e órgãos, já superou as doenças cardiovasculares como maior causa de morte em 476 das 5.570 cidades brasileiras, como mostra levantamento feito pelo Estadão Dados nas estatísticas de mortalidade de 2014, as mais recentes publicadas pelo Datasus (CAMBRICOLI, F.; BURGARELLI, R., 2016) Pensando nesses dados alarmantes, tem se buscado fármacos que venham a atuar na cura dessa doença.
Por outro lado, também existe a necessidade mundial de otimizar o tempo de processos e reações na indústria química a fim de reduzir gastos financeiros. Com base nisso, vários pesquisadores estão em constante procura por materiais que atuem na área de catálise. Esses materiais devem diminuir o tempo de obtenção dos produtos reacionais sem diminuir o seus rendimentos.
Estudos recentes mostram que diferentes complexos com ligantes base de Schiff utilizando quitosana vêm mostrando atividades biológica e catalítica bastante interessantes. Elshaarawy et al (2016), sintetizaram complexos a partir de bases de Schiff de quitosana com íons metálicos de prata, cobalto e paládio, estes apresentaram atividade de inibição do crescimento em um intervalo de moderado à excelente para os seguintes microorganismos: A.
flavus, C. albicans, E. coli e S. aureus, bem como apresentaram grande atividade antitumoral
em linhagem de células do carcinoma do cólon humano (HCT-116).
Adicionalmente, Anurandha et al (2015) também sintetizaram complexos de cobre utilizando ligantes bases de Schiff de quitosana, porém nesse caso, os complexos formados se mostraram catalisadores heterogêneos bastante eficientes, atuando em reações de formação de ligação C-N de várias aminas aromáticas e alifáticas com ácido arilborônico, sob condições brandas de reação.
A escolha da quitosana para ambas as aplicações advém das suas características de atoxicidade, biocompatibilidade, biodegradabilidade e características antialérgicas (VADIVEL et al, 2015). Além disso, também possui sítios reativos, que podem formar bases de Schiff que atuam como ligantes em compostos de coordenação.
Os complexos de cobre visam ter menores efeitos colaterais quando utilizados como fármacos, visto que esse metal atua em vários processos biológicos no corpo humano. Já pensando na área de catalise, segundo Antony et al (2013), complexos de cobre apresentam melhor atividade catalítica, frente a complexos de níquel e cobalto, quando atuam na oxidação de ciclohexanos utilizando H2O2 como agente oxidante a 70ºC.
2 OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
O objetivo geral deste presente trabalho foi realizar o estudo comparativo de complexos de cobre com ligantes bases de Schiff sintetizados a partir da quitosana.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICIOS
Purificar e caracterizar as amostras de quitosana QP e QD;
Sintetizar iminas com os aldeídos isômeros o-vanilina e vanilina a partir das duas amostras de quitosana;
Sintetizar compostos de coordenação a partir das iminas obtidas;
Analisar os compostos sintetizados pelas técnicas de espectroscopia eletrônica na região do ultravioleta e visível, espectroscopia vibracional na região do infravermelho, microscopia eletrônica de varredura e termogravimetria.
3 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA 3.1 QUITOSANA
A quitina é o segundo polissacarídeo mais abundante na natureza, ficando atrás da celulose. É um dos constituintes presentes em exoesqueletos de animais marinhos, juntamente com CaCO3, proteínas, lipídeos e pigmentos (MATHUR e NARANG, 1990; PERCOT,
VITON e DOMARD, 2003; EINBU et al., 2004). É um polissacarídeo de cadeia linear, constituída quase que em sua totalidade por unidades de 2-acetamino-2-desoxi-D-glicopiranose unidas por ligações β(1-4)(ZHANG et al., 2000; EINBU et al., 2004).
O mais importante derivado da quitina é a quitosana, que é um biopolímero de fonte renovável, biodegradável e possui baixo custo de produção. Quitosana é o termo utilizado para denominar quitinas que passaram pelo processo de desacetilação e que são solúveis na maioria das soluções de ácidos orgânicos com pH menor que 6,0, sendo comumente utilizadas as soluções diluídas de ácido acético e fórmico (DAMIAN et al, 2005), diferentemente da quitina que pode ser solubilizada em sistemas binários de solvente como por exemplo, N,N-dimetilformamida/tetraóxido de dinitrogênio e N,N-dimetilacetamida/cloreto de lítio (CAMPANA-FILHO, 2007) ou em ácidos minerais concentrados, porém sob essas condições o polissacarídeo pode sofrer degradação em sua cadeia. (ROSA, 2008). A figura 1 mostra as diferenças estruturais entre a quitina e quitosana, bem como as condições normalmente utilizadas no processo de desacetilação.
Figura 1 – Representações das estruturas primárias de quitina e quitosana, onde n é o grau de polimerização. As condições comumente utilizadas no processo de desacetilação também são apresentadas.
Fonte: (FERREIRA, V. F.; ROCHA, D. R.; SILVA, F. C., 2009).
O processo de obtenção da quitosana pode ocorrer por meio de processos químicos ou enzimáticos. Porém os processos enzimáticos não são comumente utilizados em escala
industrial devido ao alto custo da extração das enzimas desacetilases, assim como uma baixa produtividade no processo.
O processo químico normalmente realizado utiliza soluções aquosas 40% à 60% de NaOH ou KOH, sob temperaturas de 50 à 130 ºC, durante intervalos de tempo variáveis. Geralmente, quando a quitina é submetida a condições mais severas e duradouras, objetiva-se um maior grau de desacetilação. Porém, o processo de desacetilação também pode gerar a despolimerização por hidrólise básica. (ROSA, 2008). Com o processo de desacetilação, os grupos acetamido (–NHCOCH3) das unidades de N-acetilglicosamina (Gl-NAc) são
convertidos em grupos amino (–NH2), em taxas variadas, para originar um
heteropolissacarídeo com diferentes graus médios de substituição (GD). Em geral, o produto
N-desacetilado da quitina só passa a ser considerado quitosana quando o GD se torna igual ou
superior a 50%, percentagem a partir da qual o biopolímero se torna solúvel em soluções ácidas diluídas. A massa molar da quitosana varia de acordo com a metodologia utilizada em sua preparação e, de forma geral, está compreendida entre 104 e 106 g. mol-1 (ROBERTS, G. A. F., 1992).
O grau de desacetilação e a massa molar são parâmetros importantes para a caracterização da quitosana e variam entre amostras diferentes, já que dependem das condições utilizadas na reação de desacetilação, como por exemplo: temperatura, concentração da base utilizada e tempo de reação. Hayes e Davies (1978) desenvolveram um método potenciométrico para o cálculo do grau de desacetilação, no qual a quitosana é solubilizada em uma solução de ácido clorídrico (HCl) 0,3 M e essa solução é neutralizada com uma solução de hidróxido de sódio (NaOH). A curva de titulação obtida contém dois pontos de inflexão, o primeiro é referente à neutralização da solução de ácido clorídrico e o segundo, a desprotonação dos grupos aminos. Por outro lado, Domszy e Roberts (1985) propuseram o uso da banda em 3450 cm-1 como padrão interno, para a determinação do grau de desacetilação da quitosana utilizando a banda referente ao grupo amida em 1655 cm-1 com a técnica de espectroscopia vibracional na região do infravermelho.
A solubilidade da quitosana é outro parâmetro que depende diretamente do grau desacetilação, pois quanto maior, mais grupamentos aminos estarão livres e poderão ser protonados, resultando em cargas positivas na cadeia polimérica, aumentando, portanto, a solubilidade. Esse fato advém das repulsões eletrostáticas entre as cadeias e que consequentemente, podem sofrer maior solvatação. (NASCIMENTO, 2016).
A quitosana é um polieletrolítico catiônico, geralmente purificado na forma neutra, obtida após dissolução do polímero em solução aquosa diluída de ácido acético, filtração e adição de álcali aquoso até provocar sua precipitação. Sais purificados de quitosana podem ser obtidos de maneira semelhante à descrita para polieletrólitos aniônicos, resultando em materiais hidrossolúveis. A natureza do sal empregado para controlar a força iônica na etapa de dissolução define o tipo de contra-íon que estará presente na amostra purificada. Após a purificação, a amostra se apresenta de forma salina hidrofílica e, de forma geral, é solúvel em água à temperatura ambiente.
A fim de assegurar que apenas um contra-íon estará presente após a purificação, um grande excesso de sal é adicionado em relação à quantidade de sítios iônicos do polieletrólito. Durante a etapa de filtração, os componentes insolúveis e agregados são eliminados. Para que a precipitação ocorra é adicionado um não solvente, dessa forma, a solubilidade do polieletrólito no meio é progressivamente diminuída, normalmente utiliza-se um álcool ou uma cetona de cadeia curta. Ao final do processo de purificação, o polieletrólito é lavado exaustivamente a fim de eliminar o excesso de sal e é submetido à secagem (NASCIMENTO, 2016).
Signini e Campana Filho (2001) relatam três formas distintas de purificação da quitosana: neutra, acetato e cloridrato. As diferentes amostras foram caracterizadas e comparadas quanto à solubilidade, hidrofilicidade, morfologia de suas superfícies e cristalinidade. A amostra de quitosana comercial e a purificada na forma neutra são semelhantes, porém possuem características e propriedades diferentes das formas salinas. Quanto à morfologia, as superfícies das formas purificadas e da forma comercial são semelhantes, porém o cloridrato de quitosana obtido por liofilização apresentou poros que não foram observados nas outras amostras. Em relação à solubilidade, a amostra comercial e purificada na forma neutra não apresentam solubilidade em água, mas o acetato de quitosana é parcialmente solúvel. No caso do cloridrato a presença de cargas e de contra-íons provenientes de um ácido forte, utilizado no processo de purificação, aumenta a hidrofilicidade, conferindo hidrossolubilidade e alterando significativamente as interações inter e intracadeias, o que modifica o empacotamento no estado sólido e resulta em decréscimo de cristalinidade. O acetato de quitosana apresentou cristalitos menores, o que pode ser atribuído à protonação parcial dos grupos amino e à presença de ânions acetato. Por outro lado, os graus de desacetilação, viscosidades intrínsecas e massas molares viscosimétricas são muito semelhantes para todas as formas de purificação, o que corrobora
com a afirmação que os métodos utilizados por Signini e Campana Filho (2001) são adequados à purificação da quitosana.
A obtenção desse biopolímero também possui grande importância ambiental e econômica, pois a matéria-prima para a produção de quitina e consequentemente, da quitosana advém da carapaça de crustáceos da indústria pesqueira onde são considerados resíduos e em alguns casos até poluentes. Portanto, a sua utilização corrobora com a redução do impacto ambiental (AZEVEDO et al, 2007).
A estabilidade térmica é uma propriedade dos sistemas em resistir a mudanças de
temperatura, sem alterar sua composição inicial. Essa é uma importante propriedade para os
compostos químicos e está diretamente ligada a energia das ligações da cadeia principal (LIM E WAN, 1995). A ligação C-C é uma das ligações mais resistentes à degradação térmica, porém quando existem hidrogênios ligados à cadeia carbônica, a energia da ligação C-C diminui, como ocorre com hidrocarbonetos de elevada massa molar e seus derivados que possuem baixa estabilidade térmica, quando comparados com outros compostos, sendo degradados a baixas temperaturas (NASCIMENTO, 2016). A quitina e a quitosana também sofrem degradação quando expostas a altas temperaturas. Segundo Peniche-Covas e Jiménez (1988), a estabilidade térmica da quitina aumenta com o grau de acetilação, portanto quando a forma acetilada prevalece, observa-se um pico exotérmico em 320 °C, enquanto que, na forma desacetilada a degradação ocorre a 280 °C.
Figura 2 – Curva de TG, DTA e DTG da quitina (a) e quitosana (b).
Fonte: GAVALYAN, V. B. (2016)
Devido a suas características estruturais, a quitosana possui grande versatilidade para modificações (KOCAK, 2012), já que apresenta grupos funcionais potencialmente reativos. A reatividade dos grupos ligados à carbonos do anel seguem a seguinte ordem decrescente C2 > C6 > C3. Essas posições são referentes ao grupo amino (-NH2), ao grupo hidroxila primário e
ao grupo hidroxila secundário, o qual necessita de um agente desprotonante para facilitar a reação (LIMA, 2005). As modificações nesses grupos da quitosana geram uma gama de compostos com diferentes aplicações. Algumas das reações que a quitosana pode sofrer são apresentadas na figura 3, tais como: formação de base de Schiff, N-acetilação, N-alquilação, N-carboxilação, N-sulfonação e reticulação (CAVALHEIRO et al, 2003).
Figura 3 – Possibilidades de derivados da quitosana a partir de modificações em seus grupos reativos.
Fonte: COSTA JR., E. S. (2008)
A quitosana tem ganhado bastante atenção no âmbito cientifico devido as suas características de atoxicidade, biocompatibilidade, biodegradabilidade e características antialérgicas (VADIVEL et al, 2016), possuindo, portanto, uma grande gama de aplicações, como por exemplo, no ramo de alimentos funcionais, pois possui propriedades de redução do colesterol e atua na perda de peso (AZEVEDO et al, 2007; KURTZ et al, 2010), geração de pró-fármacos utilizando a quitosana como agente transportador bastante eficiente, cuja liberação da droga ocorre no local-alvo permitindo diminuir ou resolver inconvenientes que determinados fármacos apresentam, tais como os efeitos adversos (RODRIGUES, 2012; DASH et al., 2011), na regeneração tecidual, pois pode ser moldada de várias formas (membranas, microesferas e tubos) e possuem boa resposta do tecido hospedeiro, também foi observado o seu desempenho como analgésico, fornecendo sensação refrescante, agradável e calmante tópico quando aplicada em feridas abertas (LARANJEIRA et al, 2009; MOGOSANU; GRUMEZESCU, 2014), e no tratamento de água residuais, já que possui
propriedades de adsorção de cátions metálicos, tais como: cobre, chumbo, cádmio e níquel, além de fenóis e proteínas (CESTARI et al, 2005; CATÃO, 2012).
ANTONY, R. et al (2013) afirmou que a base de Schiff formada a partir de quitosana e 1,2-difeniletanodiona, quando complexada ao cobre possui aplicações de catálise na reação de oxidação de ciclohexanos utilizando H2O2 como agente oxidante a 70ºC.
3.2 BASES DE SCHIFF
Dentre as modificações que a quitosana pode sofrer, a produção de bases de Schiff vem despertando interesse por parte dos pesquisadores, uma vez que amplia suas possibilidades de aplicações.
As bases de Schiff foram apresentadas pela primeira vez pelo químico alemão Hugo Schiff, quando ele publicou um trabalho sobre estes compostos em 1864 (SIMÕES, 2011). Essa classe de compostos orgânicos apresenta uma ligação dupla entre o carbono e o nitrogênio, na qual o átomo de nitrogênio está ligado a um grupo arila ou alquila, o que torna essas iminas mais estáveis. Esses compostos são formados a partir de uma reação de condensação entre uma amina primária e o grupo carbonila de cetonas ou aldeídos. A reação ocorre por meio da formação do intermediário carbinolamina, com posterior remoção de água.
Figura 4 – Reação representativa para a formação de Base de Schiff.
Fonte: (SOUSA JÚNIOR, 2015)
Os compostos que apresentam grupos C=N em sua estrutura podem sofrer hidrólise, sobretudo em condições ácidas, já que ocorrerá a protonação do grupo imínico favorecendo a quebra dessa ligação e consecutiva formação da amina e do aldeído ou cetona precursores. Portanto, evita-se utilizar solventes com baixo pH para solubilizar esse compostos.
A formação da base de Schiff pode ser identificada em análises de espectroscopia de absorção Uv-Vis e vibracional na região do infravermelho, nas quais devem conter bandas específicas para a ligação C=N. Além de também ser observada por ressonância magnética nuclear de hidrogênio, porém, nesse caso, a evidência da ligação é feita pelo não aparecimento do sinal de hidrogênio referente ao grupo amina.
As bases de Schiff têm apresentado grande destaque na área biológica, pois desempenham atividades analgésicas, antitumorais, antioxidantes, antimicrobianas, antifúngica, dentre outras (WANG et al., 2011). Segundo KAJAL et al. (2013), essas propriedades advém da possibilidade do nitrogênio imínico formar ligação de hidrogênio com centros ativos de componentes celulares, dificultando os seus processos.
Adicionalmente, MOHAMED e FEKRY (2011) observaram que a base de Schiff formada a partir da quitosana e crotonaldeído possui propriedades anticorrosivas com base em testes realizados com ligas de magnésio em água do mar. Também evidenciaram que a atividade microbiana dessa base de Schiff contra as bactérias: E. coli, S. aureus, A. niger e
Candida albican foi maior em relação a desempenhada pela quitosana.
Nos últimos anos vêm ocorrendo a intensificação na síntese de bases de Schiff para atuação na química de coordenação, pois elas podem ser utilizadas como ligantes multidentados, estabilizando centros metálicos com diferentes estados de oxidação. O desenvolvimento de quimioterapêuticos de bases de Schiff e seus complexos metálicos estão atraindo a atenção de químicos medicinais, devido as suas suas grandes propriedades como atividade antibacteriana, antifúngica, anticâncer, antioxidante, anti-inflamatória, antimalarial, antiviral (ABU-DIEF; MOHAMED, 2015). Além de possuírem propriedades na área de catálise (KOCAK et al, 2012).
ELSHAARAWY et al (2016), sintetizaram complexos a partir de bases de Schiff de quitosana com íons metálicos de prata, cobalto e paládio. Os compostos de coordenação e as bases de Schiff foram testados em fungos e bactérias patogênicas. Nesses testes ambos apresentaram atividade de inibição do crescimento em um intervalo de moderado à excelente para os seguintes microorganismos: A. flavus, C. albicans, E. coli e S. aureus. Entretanto, os complexos apresentaram maior atividade antitumoral em linhagem de células do carcinoma do cólon humano (HCT-116), frente aos seus ligantes base de Schiff.
As bases de Schiff formadas a partir da quitosana e quando coordenadas a metais apresentam excelente atividade catalítica em reações como: a ciclopropanação (SUN et al, 2002) e oxidação de olefinas (XUE et al, 2004). Ao longo dos últimos anos, têm sido publicados vários artigos sobre suas aplicações em catálise heterogênea (ANTONY et al, 2013; ABU-DIEF; MOHAMED, 2015). A elevada estabilidade térmica dessas bases de Schiff corroboram com a sua aplicação como catalisadores. Por outro lado, as aplicações em meio
biológico de bases de Schiff mostram que possuem efeito melhorado quando atuam como ligantes em compostos de coordenação (MEDEIROS, 2014; ELSHAARAWY et al 2016).
3.3 COMPOSTOS VANILOIDES
Vaniloide é uma classe de compostos orgânicos caracterizados pela presença do grupo vanílico, constituído por um fenol substituído, na posição orto, por um grupo metóxi. Segundo SUN et al. (2013), compostos que apresentam esse grupo em sua estrutura, normalmente apresentam atividades biológicas relevantes, como por exemplo atividades antioxidante e antimicrobiana. Pode-se citar como exemplo de compostos que apresentam o grupo vanílico: o eugenol, o ácido ferúlico, capsaicina, vanilina e a orto-vanilina, cujas estruturas estão representadas, na figura 5, com o grupo vaniloide destacado em vermelho.
Figura 5 – Estruturas químicas do (a) Eugenol, (b) Ácido ferúlico, (c) Orto-vanilina, (d) Vanilina e (e) Capsaicina. O CH3 O H OH O O CH3 O H CH2 O CH3 O H NH O CH3 CH3 (a) (b) (c) (d) O CH3 O H O H O C H3 OH O H (e) Fonte: Autor (2016)
O Eugenol, também conhecido como 4-alil-2-metoxifenol, é encontrado no cravo, na canela e na mirra. Tal substância apresenta efeitos medicinais no tratamento de náuseas,
flatulências, indigestão e diarreia. Também possui atividades bactericidas e antivirais, além de ser um forte antisséptico e anestésico, sendo utilizado principalmente em tratamentos odontológicos (MEDEIROS, 2014).
O ácido ferúlico pode ser encontrado em altas concentrações em componentes da parede celular de plantas, como: arroz e milho, bem como em alimentos, tais como: café, maça, alcachofra, amendoim, abacaxi e laranja. Esse ácido carboxílico possui atividade antitumoral, sendo possivelmente utilizado no tratamento do câncer de fígado e mama (IBTISSEM, et al., 2012). Apresenta propriedades bioquímicas importantes como atividade antibacteriana e antioxidante, atribuídas à presença do grupo vaniloide em sua estrutura (MEDEIROS, 2014).
A capsaicina é encontrada em sementes de pimentões e na pimenta. Segundo DEVARI et al. (2014), esse composto tem se mostrado bastante eficaz no tratamento da obesidade e de dores agudas causadas por patologias, tais como, neuropatia diabética, psoríase e problemas musculares (DEVARI et al., 2014). Estudos também revelaram que esse composto inibe a proliferação de tumores, podendo ser então utilizado em tratamentos de câncer (MEDEIROS, 2014).
A vanilina, que também é conhecida como 4-hidroxi-3-metoxibenzaldeído, é responsável pelo aroma de baunilha e possui sabor agradável. Por isso, é bastante utilizada em indústrias de alimentos, bebidas, perfumaria e cosméticos (SHANG, et al., 2014). Também está presente na fabricação de produtos agroquímicos e farmacêuticos. No âmbito biológico, apresenta ação antibacteriana significativa, além de atividade antioxidante, que ocorre por meio do sequestro de radicais livres, inibindo a fotossensibilização lipídica gerada pelo processo de oxidação e peroxidação de proteínas (CHENG, et al., 2007).
Segundo CHENG et al. (2007), estudos realizados em ratos comprovaram que a vanilina apresenta efeito quimiopreventivo em carcinogênese e mutagênese, atuando também como agente a fim de suprimir a invasão e o processo de migração de células cancerígenas.
A orto-vanilina, é um isômero da vanilina, sendo sua nomenclatura pela IUPAC 2-hidroxi-3-metoxibenzaldeído. Sua estrutura consiste de um anel benzênico substituído com o grupo aldeído na posição 1, o grupo hidroxila (-OH) na posição 2 e o grupo metóxi (-OCH3)
na posição 3. O que diferencia esses dois isômeros, no parâmetro estrutural, é a presença da hidroxila na posição para em relação ao grupo aldeído na vanilina, enquanto que na orto-vanilina a hidroxila está na posição orto.
Estudos cristalográficos mostram que a orto-vanilina apresenta uma estrutura planar e devido ao grupo hidroxila estar na posição orto em relação ao aldeído, há uma forte ligação de
hidrogênio intramolecular entre o hidrogênio do grupo hidroxila e a carbonila proveniente do aldeído, proporcionando maior estabilidade em relação à vanilina (IWASAKI et al., 1976).
A orto-vanilina possui propriedades biológicas interessantes, tais como: atividade antimutagênica e antioxidante, as quais são propriedades de grande valia para a área biológica. Estudos apontaram a orto-vanilina inibiu a capacidade de ocorrer a transcrição da metilação O-metil-guanina-DNA metiltransferase (MGTase) do agente mutagênico N-metil-N-nitrosoureia (MNU). O MNU é um agente alquilante, que exibe sua toxicidade transferindo o grupo metil para nucleobases em ácido nucleícos, o que provoca mutações (TAKAHASHI et al., 1990, WATANABE et al., 1989).
Outra característica importante dos compostos vaniloides é a capacidade de atuarem como ligantes, na formação de complexos. O grupo metóxi e grupo hidroxila em sua estrutura possuem pares de elétrons livres que podem formar ligações covalentes coordenadas com o metal, fazendo com que esses compostos possam atuar como ligantes bidentados.
A literatura relata que compostos de coordenação utilizando ligantes vaniloides apresentam atividades biológicas como, por exemplo, atividades antitumorais e antimicrobianas (MEDEIROS, 2014). Tais propriedades também estão presentes em compostos com grupos vanílicos livres, porém, em muitos casos, têm o seu efeito potencializado quando coordenado a um metal (EL-REASH, et al., 2010). Como exemplo, pode-se citar os complexos formados com a base de Schiff Valen (figura 6), que possuem propriedades luminescentes e atuam como agentes antioxidantes e catalisadores. Essa base de Schiff é formada a partir da orto-vanilina (LI, et al., 2014).
Figura 6 – Estrutura química da base de Schiff Valen.
Fonte: (MEDEIROS, 2014)
Portanto, tendo como base os exemplos acima de compostos vanilóides e da sua versatilidade em produzir bases de Schiff, pode-se destacar a importância que esse grupo
possui para diversas atividades biológicas no organismo, com ênfase para a orto-vanilina e para a vanilina que serão utilizados nesse trabalho devido à estrutura apresentar o grupo aldeído e, portanto, possuírem a capacidade de sofrer reação de base de Schiff, formando iminas estáveis.
3.4 QUÍMICA DO COBRE
O cobre é um dos poucos metais que pode ser encontrado na sua forma pura na natureza. Possui massa atômica igual a 63,6 e está localizado no 4º período e no grupo 11 da tabela periódica, sendo, portanto, um metal de transição. Sua configuração eletrônica da camada de valência é 3d10, 4s1, apresentando como principais estados de oxidação os valores +1 e +2.
Há cerca de 80 anos o cobre foi reconhecido como elemento químico essencial para os seres humanos, caracterizando-se como um oligoelemento. Dessa forma, esse metal está presente em diversos processos com alto grau de importância no corpo humano, como por exemplo: processos de transferências de elétrons, respiração celular, síntese da melanina, metabolismo do ferro, entre outros (MUKHERJEE, 2003).
O cobre também possui função redox em inúmeras proteínas e enzimas (BARCELOS, 2008). Dentre as enzimas que dependem do cobre para exercer a sua função, a superóxido dismutase, que tem a função de catalisar a reação de redução do íon superóxido (O2-), gerando
oxigênio molecular e peróxido de hidrogênio.
Estudos relatam que as aplicações do cobre estão, na maioria das vezes, relacionadas com a facilidade de interconversão entre os seus estados de oxidação (I) e (II). Esse metal, atuando como íon ou como complexo, pode causar danos às moléculas constituintes de células, acarretando processos como: fragmentação de DNA, indução de mutações ou apoptose. Esse fato é explicado devido o cobre livre poder reagir com moléculas de oxigênio, gerando radicais livres, como por exemplo, OH•, ou íons superóxidos (O2-), que dificultam os
processos das células dos organismos vivos. Em alguns complexos desse metal, os ligantes promovem encaixes perfeitos com as estruturas celulares, facilitando o efeito de formação de radicais por parte do cobre (MEDEIROS, 2014).
Esse metal é vastamente utilizado na formação de vários complexos, pois além de formar compostos estáveis com diferentes números de coordenação, também possui aplicações importantes em sistemas biológicos, tais como: atividade antibacteriana, antifúngica (BERLINI, L., 2012), anti-inflamatória (NAIK, K. H. K. et al., 2015) e anticâncer
(ROCHA, D. P. et al., 2012). Por outro lado, também demonstram propriedades catalíticas (ANTONY, R. et al., 2013).
ANURADHA et al (2015) sintetizaram complexos de cobre utilizando duas distintas bases de Schiff como ligantes. Uma delas formada a partir de quitosana e de saliciladeído, a outra, a partir de anilinas substituídas e de salicilaldeído. Os complexos formados se mostraram catalisadores heterogêneos bastante eficientes, atuando em reações de formação de ligação C-N Chan-Lam de várias aminas aromáticas e alifáticas com ácido arilborônico, sob condições brandas de reação. Além disso, eles podem ser facilmente filtrados do meio reacional e reutilizados por até cinco vezes sem perdas significativas de atividade catalítica.
4 PARTE EXPERIMENTAL 4.1 REAGENTES UTILIZADOS
Os reagentes e solventes utilizados na síntese e caracterização dos compostos foram de alta pureza e estão descritos na tabela 1. Com exceção da quitosana, que sofreu processo de purificação, os demais reagentes não sofreram nenhum processo de purificação ou tratamentos adicionais.
Tabela 1 – Reagentes e solventes utilizados nos procedimentos experimentais.
Reagentes Fórmula molecular Pureza Fabricante
Água destilada H2O --- ---
Álcool Metílico CH3OH 99,5% Vetec Química Fina
Álcool etílico absoluto P.A. CH3CH2OH 99,5% QEEL
Cloreto de Cobre(II) P.A. CuCl2.6H2O 99,0% Vetec Química Fina
Éter Etílico C4H10O 99,7% Vetec Química Fina
Hidróxido de sódio P.A. NaOH 98,0% Vetec Química Fina
Orto-Vanilina C8H8O3 99,0% Sigma Aldrich
Vanilina C8H8O3 99,5 Proquímios
Quitosana C14H24N2O9 --- Polymar
Ácido acético P.A. Glacial CH3COOH 99,7 Vetec Química Fina
Acetato de sódio anidro P.A. CH3COONa 99,0 Anidrol
Acetona P.A. C3H6O 99,5% Vetec Química Fina
Fonte: Autora, 2016.
4.2 PROCEDIMENTOS DE DESACETILAÇÃO E PURIFICAÇÃO DAS AMOSTRAS DE QUITOSANA
4.2.1 Método de Purificação da Quitosana
O procedimento de purificação da quitosana comercial tem como base a metodologia de Campana-Filho e Signini (2001), na qual ocorre a dissolução de quitosana em ácido acético. À essa mistura, foi adicionado acetato de sódio 0,2 M. Essa suspensão foi mantida sob agitação constante por 24 horas. Após a agitação, a amostra foi filtrada em funil de placa porosa para a retirada da parte insolúvel. Etanol foi adicionado à solução filtrada a fim de formar um precipitado, este foi então filtrado em funil de placa porosa, lavado com álcool etílico e acetona.
4.2.2 Procedimento de Desacetilação da Quitosana
O procedimento a fim de obter uma quitosana com maior grau de desacetilação seguiu, também, a metodologia de Campana-Filho e Signini (2001). Preparou-se um banho de areia com a temperatura de 110 °C para deixar a quitosana comercial em solução de hidróxido de sódio (40 %). Depois de 2 horas a solução foi filtrada e lavou-se o pó obtido até a água de
lavagem atingir um pH neutro. A quitosana com maior grau de desacetilação também foi purificada, e para essa purificação seguiu-se o mesmo método citado anteriormente.
4.3 PROCEDIMENTOS DE SÍNTESES DAS BASES DE SCHIFF E COMPLEXOS 4.3.1 Procedimento de Síntese das Bases de Schiff
Bases de Schiff foram formadas a partir de 0,2g de quitosana purificada solubilizada em uma solução de ácido acético/acetato de sódio com posterior incorporação de 0,685g do aldeído (vanilina e orto-vanilina) em metanol, ficando sob agitação por 15 horas. Em seguida, o precipitado formado foi lavado com etanol para retirar o excesso do aldeído e armazenado em dessecador. O mesmo procedimento foi adotado para a síntese de bases de Schiff a partir da quitosana purificada com maior grau de desacetilação (QD) e os aldeídos já citados.
4.3.2 Procedimento de Síntese dos Complexos de Cobre
A formação dos complexos foi feita pela suspensão de 0,05 g da base de Schiff em metanol, com acréscimo, posteriormente, de uma solução de cloreto de cobre 0,0425 g também em metanol, ficando sob agitação por 15 horas. O produto foi lavado com metanol e éter, sendo filtrado sob vácuo e armazenado em dessecador para secagem.
4.4 TÉCNICAS DE CARACTERIZAÇÃO
4.4.1 Determinação da Massa Molar Viscosimétrica
Para determinações de viscosidade intrínseca, [η], foi adotado o procedimento descrito por Signini e Campana Filho (2001). Utilizando a equação (Mark-Houwink) abaixo é possível a determinação da massa molar viscosimétrica.
[η] = K.MVα (1)
Em que, [η] é a viscosidade intrínseca da solução, K é uma constante característica do
polímero e depende da temperatura e do solvente, α é a constante característica da geometria da molécula do polímero e Mv é a massa molecular viscosimétrica.
4.4.2 Espectroscopia na Região do Infravermelho
Os espectros de infravermelho foram obtidos no estado sólido, na forma de pastilhas. As amostras foram diluídas em brometo de potássio (KBr), maceradas em um almofariz e prensadas para a formação das pastilhas. As análises de infravermelho foram registradas em transmitância e analisadas na região do infravermelho médio, de 4000 a 400 cm-1. O
equipamento utilizado foi um espectrofotômetro da Shimadzu, modelo FTIR-8400S, série RAFFINITY-1, software IRSOLUTION, versão 1.60, com número de varredura de 30 e resolução 4 cm-1, situado na central analítica do instituto de química da UFRN.
4.4.3 Espectroscopia na Região do Ultravioleta, Visível e Infravermelho Próximo
As análises de espectroscopia na região do ultravioleta, visível e infravermelho próximo foram feitas no Espectrofotômetro UV-Vis-NIR da Agilent Technologies situado na central analítica do instituto de química da UFRN. O modelo do equipamento é Cary 5000, com faixa de comprimento de onda de 175 a 3000 nm e resolução menor que 0,048 nm na região do UV-Vis, enquanto na região NIR é menor que 0,2. Os espectros obtidos no estado sólido, na forma de pastilhas diluídas em brometo de potássio (KBr).
4.4.4 Análise Termogravimétrica
As analises Termogravimétricas foram obtidas utilizando o equipamento Analisador Térmico Simultâneo TG/DTA da Shimadzu, modelo DTG - 60 situado na central analítica do instituto de química da UFRN. Esse equipamento possui resolução de 0,1 ug (micrograma) e sua faixa de temperatura inicia na ambiente alcançando até 1100 ºC. Neste trabalho, foi utilizado suporte de amostra de alumina e como gás de purga o nitrogênio.
4.4.5 Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV)
O microscópio eletrônico de varredura utilizado nas análises foi fabricado pela Hitachi, modelo Hitachi Tabletop Microscope TM-3000, com possibilidade de ampliação de 15 a 30000 vezes e imagens com 1280x960 pixels. O detector utilizado foi high-sensitivity semiconductor backscattered electron. As análises foram realizadas no Departamento de Engenharia de Materiais da UFRN.
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 PURIFICAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DA QUITOSANA
A quitosana é um polieletrólito catiônico que possui baixa solubilidade em água. Sua solubilização ocorre em meio ácido por meio da protonação dos grupos aminos (-NH2) livres
presentes em sua estrutura. Portanto, nas etapas de purificação foi utilizado o ácido acético como solvente para solubilização desse biopolímero.
A fim de melhor estudar e compreender o comportamento da quitosana, bem como disponibilizar mais grupos polares (GOY; ASSIS; CAMPANA-FILHO, 2004) foi utilizada a metodologia de purificação descrita por Signini e Campanha-Filho (2001), de forma a conter apenas um contra-ion presente na quitosana. A purificação foi feita na forma acetato, pois segundo estudos de Nascimento (2016) esta é a forma mais solúvel, dentre a neutra e a cloridrato.
Após a purificação, observou-se que a quitosana é totalmente solúvel em ácido acético diluído e parcialmente solúvel em água. A purificação na forma acetato de quitosana garante uma maior solubilidade em água, entretanto essa solubilidade não é maior devido à presença de resíduos de grupamento acetil no polissacarídeo.
Portanto, com o interesse em uma amostra de quitosana com maior solubilidade em meio aquoso foi realizada a desacetilação da amostra de quitosana purificada (QP), obtendo então a quitosana desacetilada purificada (QD). A metodologia de desacetilação também foi descrita por Signini e Campanha-Filho (2001).
A quantidade de grupos amino presentes na cadeia polimérica da quitosana é um parâmetro importante e está relacionado com grau de desacetilação (GD). Esse exerce influência sobre propriedades como hidrofobia, capacidade de reticulação na presença de determinados agentes de entrecruzamento, solubilidade e viscosidade de suas soluções (GONSALVES et al., 2011). Dentre as técnicas de determinação do GD, a titulação condutométrica foi utilizada neste trabalho.
A figura 7 apresenta as curvas condutométricas obtidas na titulação das amostras de quitosana QP e QD purificadas na forma acetato. De acordo com a figura, a primeira reta da curva corresponde à neutralização do HCl em excesso, solvente utilizado para solubilização das amostras. O segundo, à neutralização do grupo amino presente na quitosana e o terceiro corresponde aos íons OH- acrescentados durante a titulação. Ao extrapolar os vértices dessas três retas, são originados dois pontos de inflexão que correspondem ao volume de base necessário para neutralizar os grupos amino protonados.
Figura 7 – Curvas condutométricas das amostras de quitosana QP (em preto) e QD (em vermelho) em HCl 0,05 mol/L para determinação do grau de desacetilação.
-2 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 4 6 8 10 12 14 16 C on du tân ci a (uS/cm )
Volume de NaOH 0,157 mol/L (mL)
Fonte: Autora, 2016.
O número de grupos amino da cadeia polimérica foi calculado empregando-se a seguinte equação descrita por Santos, Cirilo e Nunes (2011):
(2)
Na qual 161 é a massa equivalente a um monômero de quitosana; [base] é a concentração de NaOH utilizado; V1 é volume de base consumido para a neutralização de HCl em excesso, em mL; V2 é o volume de NaOH correspondente à neutralização dos grupos amino presentes no polímero, em mL e m é a massa de quitosana utilizada na determinação, em mg. Os dados obtidos para as amostras de quitosana são mostrados na tabela 2.
Outro parâmetro importante para a caracterização da quitosana é a determinação da massa molar. Um dos processos mais utilizados e mais baratos é a viscosimetria. Portanto, essa técnica foi adotada neste trabalho. As medidas foram feitas com base no tempo de escoamento do solvente e das soluções diluídas do polímero, utilizando-se um viscosímetro. A figura 8 mostra as curvas de viscosidade específica (ηesp) versus a concentração das
soluções de quitosana. Vale salientar que todas as medidas foram realizadas em triplicata e a média destes valores foi usada para a construção do gráfico e na determinação dos valores de viscosidade intrínseca.
Figura 8 – Curva de viscosidade específica em função da concentração da QP (em preto) e QD (em vermelho) em tampão ácido acético/acetato de sódio a 25 °C.
0,0010 0,0012 0,0014 0,0016 0,0018 0,0020 0,0022 200 220 240 260 280 300 R = 0,9950 V is c o s id a d e e s p e c íf ic a (m L /g ) Concentração (g/L) R = 0,9889 Fonte: Autora, 2016.
Para determinação da massa molar viscosimétrica fez-se uso da equação de Mark-Houwink:
[η] = K.MVα (1)
Em que, [η] é a viscosidade intrínseca da solução, K é uma constante característica do polímero e depende da temperatura e do solvente, α é a constante característica da geometria da molécula do polímero e Mv é a massa molecular viscosimétrica. Os valores da constante de
Huggins (K) e α utilizados foram, respectivamente, 76,0 x 10-3 (mL/g) e 0,76 (CANELLA E GARCIA, 2001).A tabela 2 abaixo apresenta os valores de massa molar viscosimétrica e grau de desacetilação para as amostras de quitosana QP e QD.
Tabela 2 – Dados da massa molar viscosimétrica (Mv) e grau de desacetilação para as amostras purificadas de quitosana QP e QD.
Amostra Grau de desacetilação (GD) Massa molar viscosimétrica
(Mv)
QP 52,06 % 4,1.104 g/mol
QD 89,93 %. 2,4.104 g/mol
5.2 ESPECTROSCOPIA VIBRACIONAL NA REGIÃO DO INFRAVERMELHO
A espectroscopia vibracional na região do infravermelho (IV) é uma técnica instrumental que consiste na incidência de radiação eletromagnética na região do infravermelho em uma determinada substância, com consequente absorção de energias referentes aos modos vibracionais das ligações químicas presentes na substância.
Nesta técnica, a força da ligação, as massas dos átomos envolvidos e o ambiente químico destes átomos são responsáveis pela energia requerida para ocorrência das vibrações. Maiores energias são normalmente requeridas para grupos de átomos que envolvem ligações químicas com maior ordem de ligação, enquanto menores energias são necessárias para promover a vibração de grupos com menores ordens de ligação.
Assim, esta técnica foi utilizada neste trabalho com o objetivo de verificar os modos vibracionais referentes aos principais grupos presentes nos compostos, de modo a confirmar a presença dos ligantes na esfera de coordenação dos respectivos complexos.
5.2.1 Espectro de Infravermelho da Quitosana Purificada (QP)
O espectro da quitosana purificada é apresentado na Figura 9, na região de 4000 a 400 cm-1.
Figura 9 – Espectro na região do infravermelho da quitosana purificada em pastilha de KBr na região de 4000 a 400 cm-1. 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500 0 40 80 (C-H) (O-H) % T ran sm it ân cia Número de onda (cm-1) Fonte: Autora, 2016.
No espectro da QP, a banda referente ao estiramento (O-H) de álcool da cadeia polimérica aparece próxima a 3415 cm-1, entretanto, o estiramento (N-H) da amida é obscurecido por essa banda. Os estiramentos (C-H) assimétrico e simétrico são evidenciados em 2929 e 2875 cm-1, respectivamente.
Figura 10 – Espectro na região do infravermelho da quitosana purificada em pastilha de KBr na região de 1800 a 400 cm-1. 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 0 40 80 * * (C-H) * Bandas referentes à ponte glicosídica (C-O-C) (C-N)AMIDA (C-N) AMINA (N-H) (C=O) % T ransm it ânci a Número de onda (cm-1) Fonte: Autora, 2016.
Na região de 1800 a 400 cm-1, pode-se observar a presença das bandas em 1655 cm-1, referente ao estiramento (C=O) da amida, assim como, em 1564 cm-1, está presente a deformação angular (N-H) da amina primária proveniente da desacetilação do grupo acetamida da quitina. Também referente à parte da molécula que sofreu desacetilação, os movimentos vibracionais de estiramento (C-N) da amina são visualizados em 1318 cm-1. Entretanto, o estiramento (C-N) de amida se faz presente em 1412 cm-1, fazendo referência à porção da molécula que não sofreu a desacetilação. A deformação angular simétrica de CH3
pode ser observada em 1378 cm-1. Em 1029 cm-1, é observado o estiramento (C-O-C) do anel glicosídico, enquanto em 1154 cm-1 e 896 cm-1 estão presentes as bandas específicas da ponte glicosídica β(1-4) referente à união das unidades monossacarídicas. Esses dados corroboram com os dados da literatura (SANTOS et al., 2003).
5.2.2 Espectro de Infravermelho da Quitosana Purificada Desacetilada (QD)
A quitosana purificada desacetilada (QD) apresenta espectro bastante semelhante ao espectro da Quitosana que sofreu apenas o processo de purificação (QP), o que é esperado, já
que não há diferença nos grupos funcionais das amostras, há apenas uma mudança no grau de desacetilação, ou seja, a QD possui uma menor quantidade de grupos acetilas em relação à QP.
Figura 11 – Espectro na região do infravermelho da Quitosana purificada desacetilada em pastilha de KBr na região de 4000 a 400 cm-1. 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500 30 60 90 (C-H) (O-H) % T ran sm it ân cia Número de onda (cm-1) Fonte: Autora, 2016.
Na região de 4000 cm-1 a 400 cm-1 no espectro de infravermelho da QD, pode-se observar o estiramento (O-H) de álcool da cadeia polimérica próximo a 3400 cm-1, enquanto o estiramento (N-H) não pode ser observado devido à sobreposição dessas bandas, já que ocorrem em regiões semelhantes no espectro.
