UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
FACULDADE DE AGRONOMIA, MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA CURSO DE ZOOTECNIA
ROGER CARVALHO WICHOCKI
MANEJO REPRODUTIVO DO HÍBRIDO PINTADO DA AMAZÔNIA (FÊMEA Pseudoplatystoma spp. X MACHO Leiarius marmoratus)
ROGER CARVALHO WICHOCKI
MANEJO REPRODUTIVO DO HÍBRIDO PINTADO DA AMAZÔNIA (FÊMEA Pseudoplatystoma spp. X MACHO Leiarius marmoratus)
Trabalho de conclusão do curso de Graduação em Zootecnia da Universidade Federal de Mato Grosso, apresentado como requisito parcial à obtenção do título de Bacharel em Zootecnia.
Orientador: Prof.ª Dr.ª Janessa Sampaio de Abreu Ribeiro
Orientador do estágio supervisionado: Sr.º Francisco Pereira Marques Filho
DEDICATÓRIA
AGRADECIMENTOS
Eu agradeço primeiramente a Deus que está sempre observando meus passos, é com a ajuda Dele que todo este trabalho foi possível.
Agradeço ao meu pai Osmar Alceu Wichocki, minha mãe Ionice Carvalho de Campos Wichocki e ao meu irmão Bruno Carvalho Wichocki que direta ou indiretamente conciliaram para a elaboração deste trabalho e para a realização do sonho de se graduar em um curso superior de uma universidade federal.
Ao Sr. Francisco Pereira Marques Filho que disponibilizou o local do estágio e contribuiu de forma magnífica com os aprendizados obtidos no período em que estive lá.
Agradecimento especial as amizades que fiz durante a Faculdade toda, em especial ao Lucas Rocha Rebelo, ao Gabriel Bordignon, ao Deivid Peres e ao Marcos Phelipe Silva Fachin (in memorian).
EPÍGRAFE
“O conhecimento torna a alma jovem e diminui a amargura da velhice. Colhe, pois, a
sabedoria. Armazena suavidade para o amanhã.”
― Leonardo da Vinci
“Sábio é aquele que conhece os limites da própria ignorância.”
― Sócrates
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1. Híbrido tambacu (A); híbrido pintado da Amazônia (B); híbrido tambatinga (C), produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...7 Figura 2. Incubadoras do laboratório de reprodução da Piscicultura Lufada, Várzea
Grande/MT...8 Figura 3. Lupa (OPTON) para avaliação do desenvolvimento embrionário dos peixes
produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...8 Figura 4. Passagem de rede para seleção de matrizes e reprodutores para produção do híbrido Pintado da Amazônia na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...10 Figura 5. Fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e machos de jundiá
amazônico (Leiarius marmoratus) selecionados para a reprodução induzida em laboratório...11 Figura 6. Extrusão de fêmea cachara (Pseudoplatystoma spp.) na Piscicultura
Lufada, Várzea Grande/MT...13 Figura 7. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia aos 5 minutos (A), 30 minutos (B), 1 hora (C) e 2 horas (D) após fecundação...16 Figura 8. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia 03 horas
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Protocolo de indução hormonal utilizado para desova das fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/2015...13
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ... 1
2. OBJETIVO ... 3
3. REVISÃO DE LITERATURA ... 4
4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO ... 7
5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO ... 10
5.1. Reprodução Induzida de Peixes em Laboratório ... 10
5.2. Larvicultura ... 17
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS ... 20
RESUMO
Dos peixes economicamente comerciais, os surubins são amplamente valorizados, pela qualidade de sua carne que é quase totalmente desprovida de espinhos, sabor suave e característico. Contudo, a criação dessas espécies de peixes mostra-se relativamente mais onerosa, uma vez que são em sua maioria carnívoros e apresentam alto canibalismo. A hibridação de bagres como cachara (Pseudoplatystoma spp) e jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) é uma alternativa de minimizar estes problemas, obtendo o híbrido pintado amazônico, de grande aceitação no mercado. A hibridação é uma técnica crescente na piscicultura e com ela é possível obter melhores resultados devido ao alto grau de heterose garantido na reprodução. O acompanhamento do desenvolvimento embrionário e larvicultura do hibrido pintado amazônico tem grande relevância no seu produto final. O cuidado dessas fases iniciais pode resultar em maior produtividade com menor custo.
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1. INTRODUÇÃO
A piscicultura no Brasil vem mudando as suas vertentes, o país que um dia foi somente atendido por pesca extrativista, hoje vem aumentando cada vez mais a produção racional de peixes, através da aquicultura. A produção total de pescado no Brasil foi no ano de 2011 de 1.431.974 toneladas, segundo dados do Ministério da Pesca e Aquicultura (MPA). Deste total, a aquicultura foi responsável por 43,91% da produção, evidenciando como a aquicultura vem se tornando uma atividade importante na cadeia de produção do país. Esta importância se reflete no estado de Mato Grosso, que em 2010, ocupou a 3ª posição no ranking nacional de produção aquícola continental com a marca de quase 50.000 toneladas/ano.
Com essa crescente demanda por peixes, o domínio da reprodução destes animais se tornou essencial a fim de garantir a obtenção de formas jovens (larvas e alevinos) para sustentar esta cadeia produtiva. Dentre as espécies de importância comercial atualmente na piscicultura, muitas são reofílicas e dependem de ações climáticas para maturação dos gametas. Em cativeiro, não são capazes de reproduzir-se naturalmente, sendo necessário induzir a reprodução mediante aplicação de hormônios (extrato de hipófise), que acelera essa maturação dos gametas.
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A Piscicultura Lufada, local de realização do estágio, existe há 23 anos, tendo como foco a produção de alevinos de peixes nativos, como pacu e tambaqui e também híbridos como tambacu, tambatinga, patinga e pintado da Amazônia. Conta com 24,6 ha de lâmina d’água, divididos em 81 viveiros de diversos tamanhos. A principal atividade realizada durante o estágio foi acompanhar a reprodução de peixes nativos reofílicos em laboratório, visando a obtenção de alevinos do híbrido pintado da Amazônia. Além disso, foi possível acompanhar outras atividades realizadas na propriedade como, alimentação e transporte de larvas; arraçoamento dos peixes; limpeza e adubação dos viveiros e despesca dos alevinos para comercialização.
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2. OBJETIVO
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3. REVISÃO DE LITERATURA
O Brasil ocupa a 19ª colocação em produção de pescado (FAO, 2010) ficando à frente de grandes países de primeiro mundo, com uma produção total de pescado no ano de 2011 de 1.431.974 toneladas (BRASIL, 2011). Em 2009, a pesca extrativista representava 66,5% da produção total de pescado. Este montante diminuiu em 2011 (56,09%), enquanto a produção oriunda da aquicultura aumentou para 43,91% da produção total (BRASIL, 2011), evidenciando que a aquicultura vem se tornando uma atividade importante na cadeia de produção do país. No ano de 2010, dentre os estados brasileiros, Mato Grosso ocupou a 3ª posição no ranking nacional de produção aquícola continental com a marca de quase 50.000 toneladas/ano (BRASIL, 2011).
Os peixes de “couro”, conhecidos popularmente como bagres e surubins, são bastante procurados devido ao sabor, textura e a quase ausência de espinhas musculares na carne. Contudo, a criação destes peixes tornou-se um desafio aos piscicultores, por apresentarem altos índices de canibalismo na fase larval, difícil adaptação às dietas comerciais e alta exigência protéica o que onera a produção (COUTO, 2009).
Diante deste contexto, a hibridização tem se apresentado como uma estratégia para minimizar estes entraves, como a produção do híbrido “pintado amazônico”, oriundo do cruzamento de espécies carnívoras de alto valor comercial do gênero Pseudoplatystoma, com espécies onívoras, como Leiarius marmoratus. Com o objetivo de obter sempre o melhor desempenho em relação ao vigor híbrido (heterose), este cruzamento resulta em um animal híbrido com valor econômico equivalente e com menor custo de produção, já que podem ser alimentados com rações de menor valor protéico (GANECO et al., 2011).
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estímulos climáticos para maturação dos gametas. Fatores ambientais como alcalinidade, o oxigênio dissolvido na coluna d’água, salinidade, abundância de alimentos, e principalmente, temperatura e fotoperíodo influenciam a reprodução (LIMA et al., 2013).
Em cativeiro, a reprodução dos peixes reofílicos dá-se através de protocolos de indução hormonal, que consiste da utilização de hormônios naturais ou sintéticos a fim de que seja possível induzir a ovulação e espermiação de algumas espécies de peixes com potencial para serem utilizadas na piscicultura. O fato dos ambientes de cultivo não serem os mais adequados para provocar a maturação das gônadas e posteriormente a desova dos peixes reofílicos, faz com que seja necessária a aplicação de hormônios gonadotróficos ou liberadores de gonadotrofinas nos peixes, que promovem a maturação final e liberação dos gametas (MOREIRA et al., 2001).
Dentre as técnicas de indução hormonal destaca-se a hipofisação, criada em 1934 por Rodolpho Theodor Wilhelm Gaspar Von Ihering (DICIONÁRIO HISTÓRICO-BIOGRÁFICO DAS CIÊNCIAS DA SAÚDE NO BRASIL, 2015) e até hoje utilizada em várias pisciculturas por todo Brasil. Esta técnica consiste em retirar hipófises de peixes doadores e aplicá-las em doses relacionadas ao peso do peixe com a finalidade de maturação final dos gametas (LIMA et al., 2013). Com a aplicação de técnicas convencionais na indução hormonal tem-se conseguido sucesso na obtenção de gametas viáveis, fertilização e eclosão de ovos de bagres pimelodídeos, como cachara e pintado (CAMPOS, 2005). De acordo com este autor, para o gênero Pseudoplatystoma, nas fêmeas é aplicada uma dose total de 5 a 6,5 mg de extrato de hipófise/Kg de peso vivo, sendo 10% na primeira dose e o restante na segunda. A primeira dose serve para ativar os receptores dos hormônios que originarão a maturação final dos ovócitos, já a segunda dose é que vai finalizar realmente a maturação dos gametas. Geralmente o intervalo de aplicação é de 12 horas. Nos machos é realizada apenas uma aplicação de 0,5 a 1 mg/Kg de peso vivo, aplicado juntamente com a segunda dose da fêmea para aumentar o volume de sêmen (LIMA et al., 2013).
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especificamente que as matrizes do gênero Pseudoplatystoma desovam 6 a 10 horas após a aplicação da segunda dose de solução hormonal.
É necessário determinar o momento da desova das fêmeas para garantir gametas de boa qualidade, pois retirar os ovócitos antes ou depois de determinado tempo da ovulação pode comprometer a qualidade das larvas e proporcionar baixas taxas de fertilização (ZANIBONI FILHO e WEINGARTNER, 2007). A técnica de desova utilizada nas pisciculturas é a extrusão que consiste na retirada dos ovócitos da fêmea através de massagem abdominal. O mesmo procedimento é utilizado para a retirada do sêmen, sendo ambos os gametas recolhidos em recipientes separados para posterior mistura e fertilização.
O tempo decorrido da fecundação e desenvolvimento embrionário até eclosão das larvas varia com a espécie do peixe e a temperatura da água. Em geral quanto maior a temperatura da água, mais rápida será a eclosão. Para as espécies tropicais, a incubação deve ocorrer em água entre 25 a 29°C, pois temperaturas superiores podem resultar em eclosão prematura com alta mortalidade de embriões e larvas na maioria das espécies (KUBITZA, 2004).
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4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO
O estágio supervisionado II foi realizado na Piscicultura Lufada, localizada na BR 163, Km 15, zona rural, Várzea Grande/MT, durante o período de 13/11/2014 até 22/12/2014 e de 05/01/2015 a 10/01/2015.
A Piscicultura Lufada, de propriedade do Sr. Francisco Pereira Marques Filho, existe há 23 anos e dedica-se principalmente à produção de alevinos de peixes híbridos, como tambatinga (fêmea Colossoma macropomum x macho Piaractus brachypomus), tambacu (fêmea C. macropomum x macho P. mesopotamicus), patinga (fêmea P. mesopotamicus x macho P. brachypomus) e pintado da Amazônia (fêmea de Pseudoplatystoma spp x macho Leiarius marmoratus) (Figura 1).
Figura 1. Híbrido tambacu (A); híbrido pintado da Amazônia (B); híbrido tambatinga (C), produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
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atendimento de clientes e arquivos em geral; casa sede; alojamento para funcionários e estagiários e o laboratório de reprodução.
O laboratório de reprodução conta com 10 incubadoras de 200 litros e 20 incubadoras de 60 litros (Figura 2); 05 caixas de alvenaria (60 cm X 500 cm) para larvicultura; 04 caixas de alvenaria e 04 de ferro (1 m X 2 m) para contenção e observação das matrizes e reprodutores capturados e uma sala bem iluminada para eclosão de náuplios do micro crustáceo artêmia (Artemia salina), que serve de alimento primordial nas primeiras fases da vida dos alevinos. O laboratório também possui equipamentos, como lupa (marca OPTON) (Figura 3), com possibilidade de aumento de até 40 vezes, um kit de análise de água para avaliação de pH e alcalinidade da água e um oxímetro digital (marca Bernauer).
Figura 2. Incubadoras do laboratório de reprodução da Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Figura 3. Lupa (OPTON) para avaliação do desenvolvimento embrionário dos peixes produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
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5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO
Durante a realização do estágio na Piscicultura Lufada foram realizadas as seguintes atividades:
Reprodução induzida de peixes em laboratório e larvicultura do híbrido pintado da Amazônia;
Acompanhamento do desenvolvimento e incubação de ovos; Higienização de incubadora de larvas;
Higienização dos recipientes de eclosão de Artêmia;
Fornecimento de alimento vivo (Artêmia) para larvas do híbrido pintado da Amazônia;
Acompanhamento da adubação dos viveiros.
5.1. Reprodução Induzida de Peixes em Laboratório
A captura e posteriormente a seleção de matrizes e reprodutores aptos à reprodução foi realizada no dia 07/01/2015 através da passagem de uma rede de arrasto pelo viveiro previamente escolhido (Figura 4).
Figura 4. Passagem de rede para seleção de matrizes e reprodutores para produção do híbrido Pintado da Amazônia na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
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por baixo e não serem capturados. Além disso, é necessário ter cuidado durante esta passagem, porque na tentativa desesperada de fugir, algumas espécies de peixes saltam por cima da rede, o que pode provocar um acidente de trabalho com as pessoas que estão operando a rede de arrasto.
Uma vez capturados, a seleção de matrizes e reprodutores aptos à reprodução foi realizada visualmente. O macho libera com facilidade o sêmen. Assim, com uma leve massagem na região abdominal do macho já é possível observar liberação de sêmen. Já com as fêmeas é necessário mais atenção. São consideradas aptas à reprodução quando apresentam abaulamento do abdômen e a papila urogenital inchada e avermelhada. Para uma avaliação mais precisa, é possível utilizar a técnica da canulação que consiste em passar uma sonda sentido posterior/anterior pela papila urogenital em direção aos ovários para fazer uma amostragem dos ovócitos. É um procedimento útil para verificar em que estágio de maturação eles se encontram.
Após captura, foram selecionadas três fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e seis machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) (Figura 5), os quais foram pesados e separados em caixas no laboratório de reprodução.
Figura 5. Fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e machos de jundiá amazônico (Leiarius
marmoratus) selecionados para a reprodução induzida em laboratório.
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A reprodução artificial de peixes reofílicos foi possível a partir de um protocolo artificial de indução hormonal criado em 1934 por Rodolpho Theodor Wilhelm Gaspar von Ihering chamado hipofisação (VITORAZZI, 2006). Nas fêmeas é aplicada uma dose total de 5 a 6,5 mg de extrato de hipófise/Kg de peso vivo, sendo 10% na primeira dose e o restante na segunda, geralmente com intervalo entre as aplicações de 12 horas (FANTINI, 2011).
Este protocolo de indução hormonal foi aplicado para viabilizar a desova das fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp) e machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) no dia 08/01/2015, visando a obtenção do pintado da Amazônia, um híbrido muito comercial atualmente em Mato Grosso e em vários outros estados brasileiros. Para aplicação da hipófise, foi realizada a diluição das mesmas em um cadinho de porcelana juntamente com três gotas de glicerina e soro fisiológico cujo volume era calculado de acordo com o peso vivo dos peixes (1ml de soro fisiológico/Kg). A primeira dose foi aplicada as 11h30min do dia 07/01/2015 e a segunda dose às 23h30min do dia 07/01/2015 (intervalo de 12 horas). A partir deste momento, foi iniciada uma contagem de horas grau para obter uma estimativa do momento em que ocorreria a desova.
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Figura 6. Extrusão de fêmea cachara (Pseudoplatystoma spp.) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Tabela 1. Protocolo de indução hormonal utilizado para desova das fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/2015.
Fêmeas Peso (Kg) Extrato de Hipófise (mg) * Ovócitos (g) 1ª Dose 2ª Dose
1 8,50 4,20 38,20 455
2 8,70 4,40 39,20 685
3 10,40 5,20 46,80 1210
Total 27,60 13,80 124,40 2250
* Dose total considerada: 5,0 mg de Extrato de Hipófise (EH)/ Kg, sendo 0,5 mg de EH/Kg (1º dose) e 4,5 mg de EH / Kg (2º dose).
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peso vivo, sendo 33,3% da dose total administrado na primeira aplicação e 66,6% na 2 º aplicação, 12 horas após a primeira (Tabela 2).
Tabela 2. Protocolo de indução hormonal utilizado para machos de jundiá amazônico (Leiarius
marmoratus) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/2015.
Machos Peso (Kg) Extrato de Hipófise (mg) *
1ª Dose 2ª Dose 1 2,10 1,10 2,10 2 2,30 1,20 2,30 3 2,10 1,10 2,10 4 2,30 1,20 2,30 5 2,60 1,30 2,60 6 1,50 0,75 1,50 Total 12,90 6,65 12,90
* Dose total considerada: 1,5 mg de Extrato de Hipófise (EH)/ Kg, sendo 0,5 mg de EH/Kg (1º dose) e 1,0 mg de EH / Kg (2º dose).
A desova ocorreu normalmente e das fêmeas foi extraído o total de 2,250 kg de ovócitos (Tabela 1). O mesmo processo de extrusão foi feito com os machos, contudo, na retirada do sêmen, mesmo após secá-lo e descartar o primeiro líquido extraído, a urina ainda é eliminada junto com o sêmen, e esta ativa o espermatozoide. Uma vez ativado, a cada segundo que passa o espermatozoide perde motilidade, e com a preocupação de retirar o máximo de sêmen possível, pôde-se observar demasiado tempo para homogeneização do sêmen com os ovócitos. Ao se adicionar água à mistura (hidratação) ocorre o fechamento da micrópila (ponto de entrada do espermatozoide no ovócito) e em decorrência dos espermatozoides terem ficado muito tempo ativados, sua motilidade já se encontrava baixa, ou seja, o sêmen diminuiu sua capacidade de fecundação. Do lote inteiro de ovócitos fertilizados, estimou-se que menos de 10% eclodiu.
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a massagem. Na ocasião o que se tentou obter foi maior quantidade de sêmen através da massagem, extraindo o máximo de sêmen possível, mas perdendo muito tempo para isso. Segundo Witeck et al. (2011), em estudo com jundiá cinza (Rhamdia quelen), um bagre pimelodídeo muito cultivado no sul do Brasil; 0,1 mL de sêmen foi utilizado para fertilizar 2,0 ml de ovócitos que continham 2.710 ovócitos, ou seja, 0,1mL de sêmen foi capaz de fertilizar uma grande quantidade de ovócito (80%). Assim, em futuras desovas deve-se atentar ao tempo de colheita e não só à quantidade de sêmen obtido, pois mesmo com pouca quantidade é possível obter altas taxas de fecundação se o sêmen apresentar uma boa concentração espermática.
Após fertilização, o desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia foi acompanhado com auxílio de uma lupa e as imagens registradas através de fotografias. As observações foram realizadas a cada 5 minutos nas primeiras duas horas, a cada 10 minutos na terceira hora, a cada 20 minutos na quarta hora e a partir da quinta hora até a eclosão das primeiras larvas foram realizadas observações a cada 30 minutos, totalizando 53 observações (Figura 7 e 8).
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Figura 7. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia aos 5 minutos (A), 30 minutos (B), 1 hora (C) e 2 horas (D) após fecundação.
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5.2. Larvicultura
As larvas de qualquer espécie de peixe após eclodir do ovo apresentam saco vitelínico e o utilizam como alimento até ser absorvido. Posteriormente, elas passam a se alimentar de alimento vivo (zooplâncton) e para suprir esta necessidade nos laboratório de produção pode-se utilizar como alimento larvas (náuplios) do microcrustáceo Artêmia (Artemia salina).
Os naúpilos são comercializados na forma de cistos, que devem ser eclodidos na propriedade. Para eclosão, é necessário luminosidade, oxigenação da água e cloreto de sódio (NaCl), pois se trata de um crustáceo marinho. É reproduzida a água salina (com aproximadamente 15 gramas de NaCl para cada litro de água) e a cada litro de água dois gramas de cisto devem ser colocados. Após 24 a 26 horas, os náuplios de Artêmia eclodem, sendo que um grama de cisto promove a eclosão de aproximadamente 280.000 náuplios.
Após a eclosão é necessária a limpeza das cascas dos cistos, pois essas são tóxicas para as larvas. Na Piscicultura Lufada a limpeza foi realizada passando a água salina em uma peneira de 150µ, de forma que os náuplios de Artêmias passassem pela peneira, por serem menores, e as cascas, que ficavam retidas por serem maiores, eram descartadas. Isto foi realizado inúmeras vezes durante todo o estágio visando sempre a eclosão de naúplios para alimentação das larvas das espécies de peixes reproduzidas no laboratório. Também foram adaptados vasilhames plásticos de 20 litros com os fundos cortados para eclosão dos naúplios de Artêmias, onde cada um contava com um soprador de oxigênio. Para controle eram anotados o dia e a hora em que foram colocados os cistos para eclodir (Figura 9), seguindo-se a sequência de tratamento de forma que as larvas dos peixes eram sempre alimentadas com os náuplios de Artêmia eclodidos há mais tempo, pois mesmo em água salina é possível observar mortalidade nas Artêmias com o passar do tempo.
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cada 30 minutos. Para isso era realizado um revezamento entre os funcionários e estagiários, sendo cada um responsável por duas horas de tratamento durante a noite.
Figura 9. Sala de eclosão de alimento vivo (Artemia salina) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Figura 10. Canibalismo entre híbridos de pintado da Amazônia produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
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Durante o estágio também foi verificado no laboratório larvas da espécie piraputanga (Brycon microleps). Segundo o proprietário e supervisor do estágio, anteriormente tinha sido realizada a desova desta espécie. A piraputanga é uma espécie que apresenta canibalismo nas fases iniciais, a alternativa utilizada foi o fornecimento de larvas de outras espécies de peixes de menor valor comercial, para servirem de alimento às larvas de piraputanga, diminuindo o canibalismo e aumentando a sobrevivência durante a larvicultura. Neste caso, o piau (Leporinus spp.) é a espécie mais reproduzida em cativeiro para produção de larvas forrageiras que servirão de alimento à piraputanga na fase larval. Contudo, quando foi realizada a desova do piau, a reprodução não foi bem sucedida, ocasionando assim, o canibalismo entre as larvas de piraputanga, explicando o pequeno número de larvas observadas. Em decorrência do fato, o proprietário informou que restou aproximadamente 3000 larvas remanescentes, as quais foram transportadas e soltas até um viveiro escavado com dimensões aproximadas de 10 m X 30 m.
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6. CONSIDERAÇÕES FINAIS
Muitos conhecimentos foram adquiridos, mas não pode-se deixar de citar a importância de vivenciar uma piscicultura em pleno funcionamento.
O estágio provou-se um teste para entender o que realmente é a atividade, e sem dúvida ele representou muito bem na formação acadêmica e profissional.
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REFERÊNCIAS
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GANECO, L. N.; LIMA, A. F.; VARELA, E. S.; ALVES, E. L., TORATI, L. S.; LUNDSTEDT, L. M. Desenvolvimento embrionário do híbrido
“Pintado-da-amazônia” (fêmea Pseudoplatystoma punctifer x macho Leiarius marmoratus).
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MOREIRA, H. L. M.; VARGAS, L. RIBEIRO, R. P.; ZIMMERMANN, S. Fundamentos
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