UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ DEPARTAMENTO DE HIDRÁULICA E SANEAMENTO

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ

DEPARTAMENTO DE HIDRÁULICA E

SANEAMENTO

Elaboração e Organização: Carla Cristina Bem e Luiz Fernando Dombroski (PROJETO: INTEGRA-CLIMASUL)

Revisado por: Caroline Kozak (PPGERHA) e Luciane Lemos do Prado (DHS-UFPR)

Curitiba

2016

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ÍNDICE

CAPÍTULO 1 - Monitoramento de qualidade da água em corpos aquáticos...4

CAPÍTULO 2 - Parâmetros de interesse na gestão e monitoramento de qualidade da água em corpos aquáticos...6

CAPÍTULO 3 - Procedimentos para amostragem em campo, conservação e armazenamento de amostras de água associadas ao monitoramento de qualidade da água em corpos aquáticos...12

CAPÍTULO 4 – Considerações gerais sobre coleta, preservação de amostras e medidas de segurança em laboratório...15

CAPÍTULO 5 - Procedimentos para limpeza e descontaminação de frascos, vidrarias e materiais de uso geral utilizados nos ensaios laboratoriais...20

CAPÍTULO 6 - Procedimentos para amostragem em campo, conservação e armazenamento de amostras de água associadas ao monitoramento de qualidade da água em corpos aquáticos...24

POP 01 - Oxigênio dissolvido...25

POP 02 - DBO5...30

POP 03 - DQO...39

POP 04 - Carbono orgânico dissolvido...48

POP 05 - Série de sólidos...51

POP 06 - UV-Vis...56

POP 07 a POP 11 - Série de nitrogênio...58

POP 12 e POP 14 - Série de fósforo...83

POP 15 - Clorofila-a...100

POP 15 - Metais pesados (Cd, Cr, Cu, Ni, Zn, Pb)...103

POP 16 - Alcalinidade total...110

POP 17 - Fluorescência molecular...114

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LISTA DE SÍMBOLOS

PEAD – polietileno de alta densidade PP - polipropileno

OD – oxigênio dissolvido

DBO5 – demanda biológica de oxigênio (5 dias de incubação)

DQO – demanda química de oxigênio COD – carbono orgânico dissolvido CT – carbono total

CI – carbono inorgânico

UV-Vis – região ultravioleta - visível do espectro eletromagnético IF – intensidade de fluorescência

N-NO2- – nitrogênio na forma de nitrito

N-NO3- – nitrogênio na forma de nitrato

N-NH3 – nitrogênio amoniacal total

NH4+ – íon amônio (amônia ionizada)

NH3 – amônia não ionizada

NT – nitrogênio total

NOrgT – nitrogênio orgânico total

NINORG – nitrogênio inorgânico total

PT – fósforo total

PTD – fósforo total dissolvido

PTP – fósforo total particulado

PO43- - ortofosfato / fosfato reativo solúvel

POrgD – fósforo orgânico dissolvido

ST – sólidos totais

SF – sólidos totais fixos

SV – sólidos totais voláteis

SST – sólidos suspensos totais

SSF – sólidos suspensos fixos

SSV – sólidos suspensos voláteis

SDT – sólidos dissolvidos totais

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apítulo 1 –

Monitoramento de

qualidade das águas em corpos aquáticos

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O monitoramento da qualidade ambiental surgiu da necessidade de mensurar a interferência ou nível de degradação causada por agentes de natureza antropogênica no ambiente ao longo do tempo (variações temporais) ou do espaço (variações espaciais), por meio da análise, experimentos e interpretação de parâmetros físicos, químicos e biológicos.

A freqüência do monitoramento deve ser de acordo com a resposta requerida e da infraestrutura disponível para realizá-lo. O uso do monitoramento da qualidade de corpos aquáticos pode ser realizado e aplicado como:

 Instrumento de comando e controle e;

 Instrumento de gestão do recurso.

O monitoramento de comando e controle consiste em analisar pontos estratégicos onde possam estar ocorrendo violações nos padrões de qualidade ambiental estabelecidos por legislação, sendo utilizados, principalmente, pelos órgãos que possuem poder fiscalizador.

Quando se pretende obter dados de qualidade para dar suporte ao sistema de gestão, o monitoramento deve ser realizado ao longo de tempo, permitindo observar as variações temporais da qualidade e, ao longo do espaço, possibilitando observar plumas de poluição, desde sua origem, dispersão e/ou degradação completa. Este foco permite a indagação de inúmeras questões voltadas aos resultados obtidos frente ao monitoramento de parâmetros da qualidade da água.

Além da importância em se estabelecer uma frequência no monitoramento, que seja adequada à informação a ser obtida, é fundamental que os dados produzidos sejam de uma confiabilidade inquestionável (validação dos procedimentos analíticos) e possam garantir uma verdadeira imagem fotográfica

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5 momentânea do que estava ocorrendo no ambiente durante uma determinada amostragem.

Em relação à qualidade da água, a questão da consistência dos dados de qualidade e quantidade de água é de grande relevância na gestão dos recursos hídricos, por estes serem a base principal para a busca pelas ferramentas necessárias no suporte de tomada de decisão.

Esta confiabilidade dos dados coletados em campo é obtida por meio de análises físico-químicas realizadas com procedimentos analíticos adequados e executados com rigor, além da utilização de sensores calibrados, de modo a produzir resultados que representem com precisão e exatidão as concentrações existentes na amostra.

A validação dos dados evita que erros sejam propagados e venham a produzir outros, como no caso da modelagem matemática de cenários futuros, calibrados com valores de concentrações que possuem distorções devido a determinação analítica inadequada ou execução do procedimento.

Por fim, é importante notar que esta pequena introdução é um comunicado de grande importância deste manual, ao analista que venha a desempenhar o papel fundamental de comunicar aos demais envolvidos do projeto de pesquisa que os dados obtidos em campo e em laboratório, são de alta qualidade e veracidade frente ao ambiente aquático estudado.

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apítulo 2 –

Parâmetros de interesse na

gestão e monitoramento de qualidade da

água em corpos aquáticos

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As variáveis monitoradas para avaliar a qualidade das águas podem ser físicas, químicas e biológicas.

As variáveis físicas são:

(a) TEMPERATURA: descrita diretamente como a medida da intensidade de

calor. Em ambientes aquáticos é um parâmetro importante, pois influi em algumas propriedades da água (densidade, viscosidade, oxigênio dissolvido), com reflexos sobre a manutenção da vida aquática. A temperatura pode variar em função de fontes naturais (energia solar, sazonalidade do meio) e fontes antropogênicas (águas residuárias industriais; águas de resfriamento de máquinas e outros).

(b) TURBIDEZ: parâmetro de qualidade da água relacionado diretamente com

a presença de material em suspensão (sólidos suspensos) na água, como areia, silte, argila, substâncias orgânicas finamente divididas, organismos microscópicos e outras partículas.

(c) CONDUTIVIDADE ELÉTRICA: capacidade que a água possui de

conduzir corrente elétrica. Este parâmetro está relacionado com a presença de íons dissolvidos na água, que são partículas carregadas eletricamente Quanto maior a quantidade de íons dissolvidos, maior será a condutividade elétrica na água. Para estudos em corpos aquáticos, os resultados são, normalmente, mensurados em campo com o uso de sensores (condutivímetro), devidamente calibrado. O valor se dá através da medida lida pelo sensor e a unidade apresentada como S.cm-1 ou mS.cm-1.

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POTENCIAL HIDROGENIÔNICO (pH): o pH de uma solução é o logaritmo

decimal negativo da concentração de íons hidrônio (H3O+, em mol.L-1) e avalia o

caráter ácido ou básico da solução. O pH é normalmente determinado por eletrometria, mas pode ser estimado por titulação ou por papel indicador. A medição do pH por eletrometria baseia-se na determinação da atividade dos íons hidrônio pela medição potenciométrica utilizando um eletrodo de vidro associado a um eletrodo de referência.

ALCALINIDADE: causada por sais alcalinos, principalmente de sódio e cálcio;

mede a capacidade da água de neutralizar os ácidos; em teores elevados, pode proporcionar sabor desagradável à água, tem influência nos processos de tratamento da água.

OXIGÊNIO DISSOLVIDO: elemento principal no metabolismo dos

microorganismos aeróbios que habitam as águas naturais ou os reatores para tratamento biológico de esgotos. A determinação da concentração de oxigênio dissolvido em águas é também imprescindível para o desenvolvimento da análise da demanda bioquímica de oxigênio (DBO) e é um dos parâmetros que indicam o nível de degradação de ambientes aquáticos. Em corpos aquáticos, a quantificação de OD pode ser feita com o uso de sensores ou por meio de procedimentos analíticos em laboratório. A unidade de concentração é mg O2.L-1.

DEMANDA BIOQUÍMICA DE OXIGÊNIO: a Demanda Bioquímica de

Oxigênio (DBO) é um teste no qual procedimentos padronizados de laboratório são usados para determinar a quantidade de oxigênio relativa em águas naturais, efluentes domésticos e industriais que são consumidos no processo de estabilização da matéria orgânica presente na amostra durante um período de tempo, considerando somente a atividade microbiológica.

O teste de DBO é empregado para determinar os níveis de poluição, na avaliação de cargas poluidoras ou eficiência de um determinado sistema de tratamento. O teste de DBO mais difundido é o DBO520, no qual, as amostras são

incubadas por 5 dias a 20ºC, mas também há a DBOU (Demanda Bioquímica

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8 período de incubação e a degradação que ocorre neste tempo equivale a cerca de 70% da concentração de matéria orgânica presente.

Os valores obtidos no teste de DBO com os obtidos nos testes de DQO podem ser relacionados. Esta relação DQO/DBO indica a biodegrabilidade da amostra. Quanto mais elevada for esta relação, menor é a fração biodegradável, e quando menor a relação, maior a atividade de biodegradação da amostra. O valor da DBO é expresso em mg O2.L-1.

DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO: a Demanda Química de Oxigênio

(DQO) é definida como a quantidade de oxigênio necessária para oxidar quimicamente e completamente a matéria orgânica e inorgânica oxidável de uma determinada amostra, sob condições de análise controladas. O parâmetro DQO é largamente empregado na avaliação de qualidade das águas naturais e de águas residuárias industriais e domésticas. Seu valor pode ser correlacionado com outros parâmetros como, por exemplo, com a Demanda Bioquímica de Oxigênio (DBO). O valor da concentração é expresso em mg O2.L-1.

SÉRIE DE SÓLIDOS: resíduos ou sólidos são todas as matérias suspensas ou

dissolvidas na água, provenientes de despejos domésticos ou industriais. Pode-se interpretar o termo sólido a partir de uma definição operacional, como sendo a matéria que permanece como resíduo após evaporação, secagem ou calcinação, a uma determinada temperatura padrão e por um tempo fixo de um volume de amostra conhecido. Os sólidos de uma água podem ser classificados de acordo com o fluxograma disposto abaixo:

Sólidos Suspensos Totais (SST) Sólidos Dissolvidos Totais (SDT)

Sólidos Voláteis Totais (SVT) Sólidos Fixos Totais (SFT)

Sólidos Totais (ST) Sólido Suspensos Voláteis (SSV) Sólido Suspensos Fixos (SSF) Sólido Dissolvidos Voláteis (SDV) Sólido Dissolvidos Fixos (SDF)

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9 De acordo com o tratamento térmico efetuado na amostra, pode-se, ainda, fragmentar os sólidos em termos de “fixos” e “voláteis”, sendo que o primeiro é aplicado ao resíduo total, em suspensão ou dissolvido, após aquecimento e secagem por um período específico e a uma temperatura específica. A massa perdida por ignição é chamada de “sólidos voláteis”; a determinação dessas porções não permite distinguir com precisão a matéria orgânica e inorgânica, uma vez que a perda por ignição não envolve apenas a matéria orgânica, podendo ocorrer perdas (pequenas, considerando a temperatura utilizada) na decomposição ou volatilização de sais minerais, por exemplo.

UV-Vis: a espectrofotometria na região UV-Vis do espectro eletromagnético é

uma das técnicas analíticas mais empregadas, em função de robustez, custo relativamente baixo e grande número de aplicações desenvolvidas como exemplo, na caracterização da matéria orgânica. O método consiste na leitura da amostra a partir de varredura entre faixas de comprimento de onda na região do UV-Vis, normalmente, entre os comprimentos de onda de 200 a 800nm, para posterior tratamento dos dados. A resposta do sinal de absorvância será dada em função dos constituintes orgânicos e/ou inorgânicos que compõe cada amostra, cada qual com picos de intensidade de sinais em faixas distintas do espectro.

SÉRIE DE NITROGÊNIO: o nitrogênio (N) é um macronutriente essencial ao

metabolismo dos seres vivos pois, após o carbono é o elemento exigido em maior quantidade pelas células vivas e ao contrário do fósforo (P), é abundante no ambiente aquático (na grande maioria dos casos, visto que pode atuar também como nutriente limitante). Sua importância se deve, principalmente, a sua participação na formação de proteínas e, em baixas concentrações, atuando como nutriente utilizado na produtividade primária, etapa metabólica dos ambientes aquáticos. Em ambientes aquáticos, o nitrogênio encontra-se presente em diferentes espécies: N2 (nitrogênio molecular), NO2- (nitrito), NO3- (nitrato),

N2O (óxido nitroso), nitrogênio orgânico dissolvido, nitrogênio orgânico

particulado, NH4+ (íon amônio), NH3 (amônia), sendo a soma desses dois últimos

o nitrogênio amoniacal total. Dentre essas espécies, o nitrato e o íon amônio são de grande importância para os ecossistemas aquáticos, por representarem a principal fonte de nitrogênio para os produtores primários (Ex.: fitoplâncton).

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10 O estado de oxidação dos compostos de nitrogênio em corpos aquáticos pode indicar a idade e o grau de poluição. Isto significa dizer, por exemplo, que as formas reduzidas apontam para um foco de poluição próximo, enquanto a prevalência de NO2- (baixa concentração) e NO3-, ao contrário, indica que a

influência de atividades antropogênicas, como os lançamentos de esgotos, se encontram distante, considerando que os estados reduzidos ou oxidados são função, principalmente, da concentração de oxigênio dissolvido na coluna d’água.

SÉRIE DE FÓSFORO: a grande importância do fósforo deve-se à participação

deste elemento em processos fundamentais do metabolismo dos seres vivos como macronutriente. Entretanto, quando comparado a outros nutrientes é, em geral, considerado limitante. Tal fato se deve a tendência de formar compostos insolúveis associados a argilas, cátions, óxihidróxidos de ferro, material particulado, os quais acabam incorporando e concentrando uma significativa quantidade de fósforo nos sedimentos. Em águas naturais, é geralmente encontrado na forma iônica ou complexado, como o fosfato, por ser a única forma estável em solução aquosa. Sob esta forma, o fósforo pode ser encontrado como: PO43-, HPO42-, H2PO4-, conhecidas como ortofosfato ou, também, fósforo reativo

solúvel. Estas por sua vez, representam a fração de maior biodisponibilidade e rápida assimilação pelas algas e plantas aquáticas. As formas dissolvidas ou particuladas estarão sempre combinadas ou complexadas a outros elementos, a exemplo do ferro. Ainda, a presença de fósforo nos sedimentos envolve a contribuição dos minerais do solo da bacia de drenagem ou deposição através da coluna d’água por meio de processos físicos, químicos ou biológicos.

CLOROFILA-a: monitorada no laboratório como uma variável biológica, a

clorofila-a é um parâmetro de análise realizado normalmente em ambientes lênticos, mas com possibilidade de casos de florações de algas em ambientes lóticos. A clorofila-a é o pigmento fotossintetizante primário dos organismos que produzem oxigênio estando presente em algas, organismos fotossintetizantes e também em algumas bactérias, sendo o único pigmento que tem a capacidade de converter energia luminosa em moléculas orgânicas.

O monitoramento da concentração de clorofila-a em sistemas aquáticos permite avaliar quantitativamente a biomassa fitoplanctônica presente no

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11 ambiente, resultado este que pode ser aplicado como indicador de condições como, por exemplo, o grau de trofia.

METAIS PESADOS: a presença de metais pesados em ambientes aquáticos

se relaciona tanto com fontes naturais, a partir de processos físicos e químicos, envolvendo, por exemplo, desgate (intemperismo) e lixiviação do material contindo nos solos e rochas que compôe a bacia de drenagem de rios, lagos, reservatórios. Neste caso, as concentrações avaliadas para metais são relacionadas a níveis de “background”, encontrados a partir da ocorrência natural, considerando a sua variabilidade e disponibilidade geológica entre diferentes regiões. Por outro lado, atividades de origem antropogênica que repercutem no impacto sobre a qualidade do ambiente (ar, água, solos e sedimentos,) resultam em níveis elevados de metais pesados de alto caráter tóxico (ao considerar valores guia de qualidade para cada metal) como: arsênio (As), mercúrio (Hg), chumbo (Pb), cádmio (Cd), cromo (Cr), cobre (Cu), níquel (Ni) e zinco (Zn). Estes metais aportam nos sistemas aquáticos a partir de uma variedade de fontes, sendo transportados direta ou indiretamente, a exemplo do lançamento de águas residuárias industriais (distintos ramos industriais) e por meio da deposição atmosférica (precipitação dos metais, influência das chuvas e dos ventos no transporte para outras regiões), além da importante contribuição da drenagem urbana, a qual se caracteriza por níveis relativamente elevados para Cu, Pb e Zn.

No ambiente aquático, a especiação dos metais representa um importante significado na avaliação da biodisponibilidade e toxicidade, com diferenças significativas entre diferentes espécies. Neste caso se torna, por exemplo, uma área específica no estudo das espécies para avaliação dos seus efeitos na biota aquática. Um exemplo é a verificação das espécies de cromo, a partir do estado de oxidação quando verificada as formas mais estáveis: Cr (III) e Cr (VI). O Cr (VI) ou cromo hexavalente é descrito como a forma do elemento mais tóxica, com um significante impacto em efeitos adversos sobre a qualidade do ambiente aquático. Neste caso, a necessidade de valores guia de qualidade imposta para as diferentes espécies é fundamental para obter um melhor entendimento do impacto causado pelo metal. Outra questã fundamental é a tendência de acúmulo dos metais em sedimentos de fundo, os quais influenciam diretamente e de forma dinâmica na disponibilidade para a coluna da água.

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apítulo 3 –

Procedimentos para

amostragem em campo, conservação e

armazenamento de amostras de água

associadas ao monitoramento de qualidade

da água em corpos aquáticos

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A coleta das amostras deve ser realizada de tal forma que seja garantida e preservada a total integridade de suas características físico-químicas, inicialmente presentes no ambiente possibilitando obter um “retrato do ponto de amostragem”. Para tal, os procedimentos de coleta e armazenamento para posterior análise em laboratório são específicos para cada parâmetro. Estes devem ser aplicados como metodologia modelo para as linhas de pesquisa relacionadas ao trabalho de campo, no estudo de ambientes aquáticos.

A Tabela 1 apresenta um resumo do procedimento para coleta considerando: estocagem, período para realização do ensaio, procedimentos para conservação (quando necessário), volume e fração da amostra utilizada na determinação dos parâmetros associados ao monitoramento de qualidade da água de corpos aquáticos.

Os procedimentos para preparo, limpeza e descontaminação dos frascos para amostragem constam no Capítulo 4 - Procedimentos para limpeza e

descontaminação de frascos, vidrarias e materiais de uso geral utilizados nos ensaios laboratoriais.

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13 Tabela 1 – Procedimentos para coleta e armazenagem das amostras para análise em laboratório.

PARÂMETRO COLETA

(FRASCO)

PERÍODO MÁXIMO PARA ANÁLISE / CONSERVAÇÃO

FRAÇÃO DA AMOSTRA

VOLUME (ml) OD Frasco Winkler Fixação em campo do OD Winkler

e quantificação no laboratório (12h) TOTAL 300

DBO5* PEAD, PP ou garrafa âmbar 24h TOTAL

Calculado segundo as

diluições necessárias*.

DQO PEAD, PP ou garrafa âmbar 1 semana (4ºC), acidificar com 1ml _H

2SO4 / L amostra TOTAL

10 (digestão fechada)# e 50

(digestão aberta) COD PEAD, PP ou garrafa âmbar 24h para filtração (4ºC), acidificar

com 0,1ml H2SO4 / 50ml amostra DISSOLVIDA** 50

Alcalinidade PEAD, PP ou garrafa âmbar 24h (4ºC), s/ preservação TOTAL 100 Clorofila-a Garrafa âmbar 24h (4ºC), filtrar, no máximo, no dia

posterior a coleta de campo DISSOLVIDA 1000 N-NO2

-

PEAD, PP ou garrafa âmbar 24h (4ºC), s/ preservação DISSOLVIDA 30# N-NH3 PEAD, PP ou garrafa âmbar 48h (4ºC), s/ preservação DISSOLVIDA 6#

N-NO3 -

PEAD, PP ou garrafa âmbar 7 dias (4ºC), s/ preservação DISSOLVIDA 50#

NT PEAD, PP ou garrafa âmbar 10 dias (4ºC), s/ preservação TOTAL 15

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PARÂMETRO COLETA

(FRASCO)

PERÍODO MÁXIMO PARA ANÁLISE / CONSERVAÇÃO FRAÇÃO DA AMOSTRA VOLUME (ml) NOrgT*** / NINORG**** - - - - PO4 3-

PEAD, PP ou garrafa âmbar 24h (4ºC), s/ preservação DISSOLVIDA 30# PT, PTD PEAD, PP ou garrafa âmbar

7 dias (4ºC), acidificar com 0,1ml H2SO4 / 50ml amostra

TOTAL E DISSOLVIDA 15# cada fração

PTP***** - - - -

SDT, SST### PEAD, PP ou garrafa âmbar 20 dias (4ºC), s/ preservação TOTAL E DISSOLVIDA 300#

SS PEAD, PP ou garrafa âmbar

20 dias (temperatura ambiente), s/

preservação TOTAL 1000

IF & UV-Vis PEAD, PP ou garrafa âmbar 24h para filtração (4ºC) Dissolvida 25 Metais traço (Cd, Cr, Cu, Ni,

Zn e Pb) PEAD, PP

48h para filtração (4ºC), acidificar

com 2ml HNO3 / L amostra DISSOLVIDA

100## Metais traço (Cd, Cr, Cu, Ni,

Zn e Pb) PEAD, PP

48h para filtração (4ºC),

s/preservação PARTICULADA 300

##

Coliformes totais e fecais#### Frascos de vidro (100ml) 24h, s/ preservação TOTAL 100

*Verificar o volume de amostra necessária.

**Amostra filtrada por membrana de acetato de celulose Ø 0,45µm.

*** NOrgT é quantificado da seguinte forma: NORG = NT - ∑NINORG.

****NINORGé quantificado da seguinte forma:NINORG = (N-NO2 + N-NO3

+ N-NH3).

*****PTP é quantificado da seguinte forma: PTP = PT - PTD.

#

Volume para análise do parâmetro em triplicata.

##

Volume para análise do parâmetro em duplicata.

###

Considera a análise de sólidos fixos e voláteis de cada fração (suspensos e dissolvidos).

####

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Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 15

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apítulo 4 –

Considerações gerais sobre

coleta, preservação de amostras e medidas

de segurança em laboratório

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O objetivo da amostragem é coletar pequenas porções de um determinado material, para favorecer o transporte, porém, grandes o suficiente para atenderem os propósitos da análise, ou seja, representar acuradamente o material amostrado.

Os métodos de coleta de amostras devem ser realizados de acordo com o material a ser analisado e com os propósitos da análise, seguindo-se metodologia específica para cada parâmetro. Porém, algumas regras gerais podem ser estabelecidas para a realização de um procedimento correto de amostragem.

1. Assegure-se de que todos os equipamentos estão limpos e em boa qualidade de uso antes de usar;

2. Quando uma determinada substância preservativa for adicionada aos recipientes de coleta, encher os mesmos sem pré-enxaguar com a amostra e tomar cuidado para não extravasar no enchimento e não haver formação de bolhas;

3. Todos os métodos de preservação podem ser inadequados tratando-se de análises relacionadas com a fração particulada da amostra;

4. Depois de fechado o frasco de coleta, verificar a formação de bolhas por inversão e leves batidas no frasco. Se houver bolhas de ar, o ideal é descartar e coletar outra amostra, porém, isto não deve ser feito se ao frasco tiver sido adicionado algum preservativo antes do enchimento com amostra; 5. Para coleta em rios, no caso de amostra simples, coletar preferencialmente

no meio da seção transversal a meia profundidade (para outros tipos de coleta, estudar o método mais apropriado);

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Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 16 6. Evite áreas com muita turbulência, pois, pode haver muita perda de constituintes voláteis e potencial presença de vapores tóxicos mais densos que o ar;

7. Dependendo do tipo de análise a ser realizada, encha completamente o recipiente de coleta (p/ a maioria das análises de compostos orgânicos) ou deixe espaço para aeração, mistura e etc. (análises microbiológicas e compostos inorgânicos);

8. Evite coletar água da superfície a menos que óleos e graxas sejam desejáveis ou não interfiram na análise;

9. Exceto para a análise de compostos orgânicos voláteis, deixe um espaço livre de aproximadamente 1% em todas as amostras para permitir expansão térmica durante o transporte;

10. Identifique todas as amostras especificando inclusive características físicas e químicas da água e também características climáticas que possam ser correlacionas com as características da amostra (utilize caneta com tinta à prova d’água);

11. Ao acidificar amostras tenha certeza de que a diluição proporcionada pela acidificação é desprezível ou grande o suficiente para que um fator de correção possa ser incorporado ao cálculo das concentrações (usar ácido ultra puro para evitar contaminação);

Alguns fatores importantes que interferem nos resultados das análises são: a presença de material em suspensão ou turbidez, o método escolhido para remover a amostra do recipiente de coleta, e as mudanças físicas e químicas ocorridas devido ao armazenamento ou aeração. Na análise de elementos traço, procedimentos detalhados para o processamento das amostras são necessários, especialmente para metais e compostos orgânicos. Deve-se definir e considerar cuidadosamente no plano de amostragem as técnicas específicas de coleta para tornar as amostras representativas. Para metais, frequentemente, é apropriado coletar uma amostra filtrada e outra normal para diferenciar entre metal total, dissolvido e metal particulado, presente na matriz. Deve-se estar atento para o fato de que alguns metais podem ser parcialmente adsorvidos ao filtro.

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Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 17 Frequentemente, uma leve turbidez pode ser tolerada se a experiência mostrar que esta não causará nenhuma interferência em testes gravimétricos ou volumétricos e que sua influência em testes colorimétricos pode ser corrigida, pois, é neste teste que se apresentam os maiores efeitos da interferência da turbidez em amostras.

Frascos de coleta

O tipo de frasco de coleta a ser usado é de grande importância, principalmente na determinação de elementos traço, por isso, certifique-se de que todos os recipientes de coleta estão descontaminados seguindo procedimento padrão. Em geral, utilizam-se frascos de plástico ou vidro, a escolha depende do constituinte a ser analisado, por exemplo, sílica, sódio e boro podem se desprender de frascos de vidro leve, mas não do plástico, e quantidades traço de alguns pesticidas e metais podem ser adsorvidos nas paredes de frascos de vidro. Portanto, frascos de vidro duro (pyrex ou equivalente) são preferíveis. Para amostras contendo compostos orgânicos, não use frascos de plástico ou somente aqueles feitos de polímeros fluorados como os de politetrafluoretileno (PTFE). Sempre que possível, evite plásticos, devido ao seu potencial contaminante por ésteres de ftalato. Use frascos de vidro para todas as análises de compostos orgânicos como orgânicos voláteis, orgânicos semi-voláteis, pesticidas, PCBs e óleos e graxas. Alguns compostos são sensíveis a luz (compostos contendo bromo, alguns pesticidas, compostos aromáticos polinucleares, etc.), por isso, utilize nestes casos, frascos de vidro âmbar para minimizar a fotodegradação. Geralmente, as tampas de frascos de vidro são de plástico, o que pode, em alguns casos, representar um problema. Não utilize tampas de plástico com forro de papel. Use forros de PTFE ou lâmina, mas esteja ciente de que forros de metal podem contaminar amostras para análise de metais e também podem reagir com amostras ácidas ou alcalinas. Frascos de soro com borracha forrada com PTFE ou septo de PTFE também podem ser utilizados.

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Dicas de segurança

Devido à possibilidade de algum constituinte ser tóxico, deve-se ter muito cuidado ao manusear as amostras, assim como em todo o processo das análises. Substâncias tóxicas podem entrar em nosso corpo pela pele, pelos olhos e no caso de vapores, a partir da respiração, podendo atingir os pulmões. A seguir, apresenta-se alguns procedimentos de segurança:

1. Use luvas apropriadas ao tipo de método a ser desenvolvido; 2. Sempre use óculos de proteção;

3. Na presença de vapores tóxicos, faça a amostragem em locais bem ventilados, ou utilize equipamento de respiração adequado;

4. Nunca se alimente dentro de um laboratório ou próximo às amostras e locais de amostragem;

5. Sempre lave muito bem as mãos antes de se alimentar;

6. Não deixe as amostras próximas de locais com chamas ou muito quentes; 7. No caso de presença de compostos inflamáveis e necessidade de

refrigeração das amostras, utilize apenas refrigeradores especiais à prova de explosões;

8. Colete as amostras de maneira segura, evitando acidentes;

9. Para coleta de substâncias radioativas, procedimentos de segurança específicos devem ser adotados;

10. No caso de dúvida quanto ao nível de periculosidade, sempre consulte um profissional de segurança ou higiene industrial.

Minimização dos resíduos

A minimização dos resíduos de laboratório, além de contribuir com o meio ambiente, reduz os custos do laboratório. Por isso, algumas práticas devem ser adotadas em todos os procedimentos de análises químicas. Algumas são:

1. Sempre que possível, compre e utilize quantidades menores de substâncias químicas. Pode ser mais econômico comprar quantidades

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Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 19 maiores, porém, deve-se estar atento ao fato de que quantidades maiores ficam mais sujeitas a ter o seu prazo de validade expirado antes do término da substância, gerando maior quantidade de resíduo e maior custo para disposição final e tratamento do mesmo;

2. Utilize primeiro os produtos que estão com seus prazos de validade mais próximos do vencimento (mais velhos), ou se possível, adquira-os apenas no momento da análise na quantidade ideal;

3. Produtos químicos vencidos e que não foram abertos, muitas vezes podem retornar para o fornecedor para serem reciclados ou corretamente dispostos;

4. De preferência para métodos de análise que utilizem menor quantidade de reagente, e que estes não sejam perigosos;

5. Evite transformar resíduos não perigosos em perigosos através de mistura quando descartados no mesmo local;

6. Transfira produtos que estão armazenados à muito tempo para locais onde outras pessoas possam ter acesso e então utilizar (sempre com a autorização do responsável pelo laboratório ou produtos).

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apítulo 5 -

Procedimentos para limpeza

e descontaminação de frascos, vidrarias e

materiais de uso geral utilizados nos ensaios

laboratoriais

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A inclusão deste capítulo no manual de procedimentos laboratoriais, voltado às técnicas de limpeza e descontaminação do material utilizado nas diversas metodologias analíticas, descritas na sequência, no Capítulo 6, é uma etapa fundamental e de grande importância antes do início de uma metodologia e, dessa forma, merece especial atenção.

Em muitas situações o procedimento de descontaminação ou a ausência deste, pode gerar dúvidas preocupantes durante uma determinada análise. Fato este, provocado pelo equívoco da separação do material, não verificação da qualidade e validade dos reagentes analíticos, dentre outros.

Muitas vezes, a quantificação do parâmetro pode ser realizada em triplicata e os valores responderem bem próximos com baixa variabilidade, entretanto para todas as réplicas, existe a possibilidade de contaminação, originada, por exemplo, da separação de vidrarias da mesma fonte (Ex.: vidrarias lavadas com detergente Extran, contendo fosfato na composição, utilizadas para ensaios da série de fósforo).

Por fim, o presente capítulo apresenta os passos a serem aplicados no preparo de material para posterior análise dos parâmetros. Os procedimentos para limpeza dos frascos de amostragem também são apresentados neste capítulo.

(21)

1. PROCEDIMENTOS DE DESCONTAMINAÇÃO

1.1. Oxigênio Dissolvido (OD) e Demanda Bioquímica de Oxigênio (DBO)

Toda a vidraria utilizada na determinação de OD e DBO deve seguir os passos abaixo:

- Limpeza com escova para vidraria e detergente Extran. Enxágue diversas vezes com água normal. Posteriormente, enxágue no mínimo 3 vezes com água destilada e deionizada. Colocar vidraria para secar em estufa (40±5 ºC);

No caso dos frascos utilizados no preparo dos reagentes analíticos, seguir os passos abaixo:

- Enxaguar diversas vezes com água normal. Emergir em banho de HCl 10% por um período mínimo de 12h (ideal: 24h);

- Retirar do banho ácido e enxaguar no mínimo 3 vezes com água destilada. Colocar os frascos para secar em estufa (40±5 ºC);

1.2. Demanda Química de Oxigênio (DQO), Carbono Orgânico (COT/COD), UV-Vis e Fluorescência (IF)

Toda a vidraria utilizada na quantificação de DQO (refluxo aberto ou refluxo fechado) e frascos para preparo de reagentes devem seguir os passos abaixo:

- Limpeza com escovão para vidraria e detergente Extran. Enxágue diversas vezes com água normal;

- Transferir o material para banho de HNO3 10% por um período mínino de 12h

(ideal: 24h);

- Retirar do banho ácido e enxaguar com água destilada (mínino de 3 vezes); - Transferir o material para banho de HCl 10% por um período mínimo de 12h (ideal: 24h);

- Retirar do banho ácido e enxaguar no mínimo 3 vezes com água destilada e deionizada. Colocar os frascos para secar em estufa (40±5 ºC);

(22)

1.3. Série de Sólidos

O preparo do material para sólidos não apresenta necessidades de soluções ácidas para lavagem. É necessária apenas uma boa limpeza com detergente Extran, para remoção do material residual, lavagem no mínimo 3 vezes com água destilada e deionizada e estufa para secar (40±5 ºC).

1.4. Série de Nitrogênio e Clorofila-a

Todo material aplicado aos ensaios laboratoriais da série de nitrogênio deve seguir os passos abaixo para descontaminação:

- Transferir o material para banho de HCl 10% por um período mínino de 12h (ideal: 24h);

- Retirar do banho ácido e enxaguar no mínimo 3 vezes com água destilada e deionizada. Colocar os frascos para secar em estufa (40±5 ºC);

ATENÇÃO: nunca mantenha ou utilize material que foi imerso em banhos de HNO3 10% para

descontaminação nos ensaios da série de nitrogênio, devido à contaminação pelo ácido na detecção das formas do elemento.

1.5. Série de Fósforo

Todo material aplicado aos ensaios laboratoriais da série de fósforo, deve seguir os passos abaixo para descontaminação:

- Após utilizar o material ou para iniciar o ensaio da série de fósforo lavar o material APENAS com água normal, enxaguando diversas vezes;

(ideal: 24h);

- Retirar do banho ácido e enxaguar com água destilada (mínino de 3 vezes). Colocar os frascos para secar em estufa (40±5 ºC);

(23)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 23 ATENÇÃO:no caso da série de fósforo, se possível, é preferível manter o material separado para evitar a utilização de vidrarias, frascos, dentre outros que tenham sido lavados com detergente Extran, visto que é muito utilizado no laboratório. A determinação de fósforo acaba sendo muito sensível a pequenas contaminações causadas geralmente pela limpeza com detergente. Fato este, devido às baixas concentrações, quantificadas na maioria dos casos.

1.6. Metais pesados

Todo material aplicado aos ensaios laboratoriais de metais pesados, deve seguir os passos abaixo para descontaminação:

(ideal: 24h);

- Retirar do banho ácido e enxaguar com água destilada (mínino de 3 vezes); - Transferir o material para banho de HCl 10% por um período mínimo de 12h (ideal: 24h);

-

Retirar do banho ácido e enxaguar no mínimo 3 vezes com água mili-Q (ultra-pura);

- Para secar o material preparado para análise de metais pesados, não manter o material exposto ao ar ou estufa de modo a evitar contaminação. Coloque o material em bandejas e cubra, por exemplo, com papel filme;

ATENÇÃO:durante o manuseio do material e durante o procedimento, utilize de preferência luvas isentas de talco em pó, devido à possibilidade de contaminação, principalmente, por zinco.

(24)

______________________________________________________________

C

apítulo 6 -

Procedimentos e métodos

analíticos para ensaios laboratoriais de

parâmetros de qualidade da água

______________________________________________________________

O presente capítulo tem por objetivo, descrever passo a passo os materiais e métodos analíticos envolvidos na quantificação e validação dos resultados relacionados aos parâmetros de qualidade da água de corpos aquáticos (rios, córregos, reservatórios, lagos e outros). Assim, de forma sucinta, cada método apresenta os seguintes itens: descrição breve da metodologia, materiais

(equipamentos, vidrarias, reagentes analíticos) necessários, procedimentos para calibração e padronização de métodos, procedimentos para tratamento e análise da amostra, limites de detecção do método, referências e outros.

De grande importância e apresentado neste capítulo, é a redução do volume de amostra necessário para as análises de diversos parâmetros, considerando inclusive a quantificação em triplicata para uma melhor resposta e confiabilidade da metodologia proposta pelo manual.

Por fim, os seguintes parâmetros são apresentados neste capítulo: OD,

DBO, DQO, UV-Vis, COD, série de sólidos, série de nitrogênio, série de fósforo, clorofila-a, metais pesados (Cd, Cr, Cu, Ni, Zn e Pb), alcalinidade total, intensidade de fluorescência molecular (IF) e coliformes (totais e fecais).

É importante ressaltar que os métodos foram expostos da maneira mais usualmente aplicada no laboratório de Engenharia Ambiental Borsari Neto nos projetos que envolvem avaliação da qualidade da água em ambientes aquáticos. Entretanto, todos os procedimentos analíticos podem ser novamente adaptados e avaliados quanto à possibilidade de aplicação, dependendo da necessidade do trabalho, linhas de pesquisa e/ou projetos.

(25)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 25 POP 01 – OXIGÊNIO DISSOLVIDO (OD)

1. MÉTODO WINKLER MODIFICADO PELA AZIDA SÓDICA

1.1. MÉTODO WINKLER MODIFICADO PELA AZIDA SÓDICA

Este método consiste em fixar o oxigênio dissolvido da amostra por meio da adição das soluções de sulfato manganoso (MnSO4) e a solução

álcali-iodeto-azida, que contém hidróxido de sódio (NaOH), iodeto de sódio (NaI) e azida sódica (NaN3).

A fixação do oxigênio dissolvido ocorre através da formação de óxido de manganês, segundo a reação 1:

Mn (OH2) + ½O2 → MnO2 + H2O (1)

Nesta etapa ocorre uma intensa floculação da amostra e uma consequente precipitação do material floculado. A solução de azida sódica é utilizada para a remoção da interferência de nitritos, representada pelas reações 2 e 3:

NaN3 + H+ → HN3 + Na+ (2)

HN3 + NO2− + H+ → N2 + N2O + H2O (3)

A segunda fase é a liberação de iodo, que ocorre após a adição de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4), provocando a ruptura dos flocos e o

desenvolvimento de uma coloração amarelada, cuja intensidade é proporcional à concentração de oxigênio dissolvido presente inicialmente na amostra. A reação 4 expressa o procedimento citado acima:

MnO2 + 2I- + 4H+ → Mn+2 + I2 + 2H2O (4)

Note-se que o íon iodeto é oxidado a iodo molecular em proporção estequiométrica a quantidade de óxido de manganês que, por sua vez, é proporcional à concentração de oxigênio dissolvido na amostra, conforme mostrado na reação de fixação (1).

A fase final da análise é a titulação do iodo liberado com solução padronizada de tiossulfato de sódio (iodometria), representado pela reação 5.

(26)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 26 O indicador desta reação é uma solução de amido (0,5% - 2,5%), com ponto de viragem da titulação do azul para incolor.

Os resultados para a concentração de OD presente na amostra são expressos na unidade de mg O2.L-1.

1.2. EQUIPAMENTOS, VIDRARIAS E REAGENTES

Equipamentos

Não necessita.

Vidrarias

 Frascos de DBO winkler de 300ml

 Pipetas volumétricas

 Béckeres

 Erlenmeyer

 Bureta de 50ml

Reagentes analíticos

 Solução de Sulfato Manganoso (MnSO4): dissolver 480g de

MnSO4.4H2O, ou 400g MnSO4.2H2O ou 364g de MnSO4.H2O (padrão 48)*

em, aproximadamente, 800ml de água destilada e deionizada, filtrar em papel filtro Watman nº 40 e diluir em balão volumétrico de 1000ml.

* Verificar, na composição, se a quantidade de molécula de H2O corresponde a solicitada.

* Estocar em frascos tipo âmbar ou frascos de vidro, em temperatura ambiente. * Estável por 1 ano (mínimo).

 Solução de Alcali-Iodeto-Azida: dissolver em, aproximadamente, 400ml de água destilada e deionizada e seguindo a ordem:

- 250g de hidróxido de sódio (NaOH p.a padrão 29); adicione lentamente devido à elevada quantidade de NaOH (reação ↑ exotérmica).

(27)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 27 Diluir para 500ml em balão volumétrico. Em seguida, transferir 5g de azida sódica (NaN3p.a padrão 11), previamente dissolvida em 20ml de água destilada,

perfazendo um volume final de 520ml.

* Estocar em frascos tipo âmbar, em temperatura ambiente. * Estável por 1 ano (mínimo).

 Ácido Sulfúrico concentrado (p.a);

 Solução de Dicromato de Potássio (K2Cr2O7) 0,004167 mol.L-1: dissolver 1,226g de dicromato de potássio p.a (K2Cr2O7 padrão 19), previamente

seco em estufa a temperatura de 100ºC por 2h, em 800ml de água destilada. Transferir para um balão volumétrico de 1000ml, aferindo o volume total com água destilada.

* Estocar em frascos tipo âmbar, em temperatura ambiente. * Estável por 1 ano (mínimo).

 Solução indicadora de Amido 1%: adicionar em um bécker, 100ml de água destilada e 1g de amido solúvel (p.a padrão 10). Levar a mistura para aquecimento e agitação simultaneamente até a temperatura atingir valores entre 60 e 70ºC (controle através de um termômetro graduado). Na sequência, mantenha por, aproximadamente, 15min a solução de amido nesta faixa de temperatura, sob agitação. Por fim, transfira a solução já dissolvida ou o sobrenadante para um frasco de reagente.

* Mantenha o frasco em ambiente refrigerado (< 4ºC) para preservação * Estável por 6 meses (mínimo).

 Solução Padrão de Tiossulfato de Sódio (Na2S2O3.5H2O) 0,025 mol.L-1: dissolver 6,205g de tiossulfato de sódio pentahidratado (padrão 50)*, juntamente com 1,5ml de hidróxido de sódio 6 mol.L-1 (ou 0,4g de NaOH p.a), em aproximadamente 800mL de água destilada. Transferir para um balão volumétrico de 1000ml, aferindo o volume total com água destilada.

* Verificar, na composição, se a quantidade de molécula de H2O corresponde a solicitada. * Estocar em frascos tipo âmbar ou frascos de vidro, em temperatura ambiente.

* A utilização da solução é dependente de sua padronização diária (hora do uso) para cálculo da concentração real.

(28)

Padronização da solução de tiossulfato de sódio: dissolver aproximadamente 2g

de iodeto de potássio (KI p.a padrão 31), previamente seco à 105°C por 1 hora, em 100ml de água deionizada e destilada em um erlenmeyer de 250ml. Adicionar 10ml de solução H2SO4 1:9 (1ml de H2SO4 e 9ml de água deionizada).

Acrescentar 20ml da solução de dicromato de potássio 0,004167 mol.L-1. Deixar a solução no escuro por 5min. Em seguida, aferir para 200ml com água destilada. Titular a solução com o tiossulfato de sódio 0,025 mol.L-1 até a coloração amarelo-palha, acrescentar então 5 gotas do indicador amido 1% e prosseguir a titulação até o ponto de viragem do azul para o incolor. Calcular a concentração real (mol.L-1) do tiossulfato segundo a equação 1:

) ( 2 ) ( 1 * ) ( ) ( 3 2 2 7 2 2 7 2 2 3 2 2 O S Na v O Cr K v O Cr K M O S Na M  (1) em que:

M (K2Cr2O7) = molaridade da solução de dicromato de potássio (mol.L-1).

v1 (K2Cr2O7) = volume da solução de dicromato de potássio (mL).

v2 (Na2S2O3) = volume da solução de tiossulfato gasto na titulação (mL).

1.3. PROCEDIMENTO ANALÍTICO (Amostra)

1. Transferir a amostra para o frasco Winkler, evitando agitar a amostra e a formação de bolhas;

2. Adicionar 1ml de sulfato manganoso;

3. Adicionar 1ml de solução alcalina de iodeto azida;

4. Feche o frasco, misture por inversão no mínimo 10 vezes:

 Havendo a formação de uma suspensão leitosa, não há oxigênio dissolvido para ser determinado na amostra;

 Havendo a formação de um precipitado de cor marrom, dar continuidade a análise (ver tópico 5).

* As etapas de 1 a 4 devem ser, preferencialmente, realizadas em campo com a amostragem direta no frasco Winkler, evitando ao máximo a presença de bolhas.

5. Em laboratório, adicionar ao frasco 1ml de H2SO4 concentrado (manuseie cuidadosamente, com o uso de EPIs – jaleco, luvas e óculos de proteção);

(29)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 29 6. Fechar o frasco e misturar por inversão novamente até que o precipitado

seja totalmente dissolvido;

7. Transferir do frasco para um erlenmeyer, 100ml da amostra;

8. Titular com solução padronizada de tiossulfato de sódio 0,025 mol.L-1 (valor teórico) até o aparecimento de uma coloração amarelo-palha;

9. Acrescentar então, de 3 a 5 gotas do indicador amido 1% e prosseguir a titulação até o ponto de viragem da cor azul para incolor;

10. Anote o volume gasto na titulação (ml), correspondente a amostra;

1.4. CÁLCULO DA CONCENTRAÇÃO DE OD

fc

Vg

L

mg

OD

(

/

)



*

2 *

(2) em que:

Vg = volume de tiossulfato de sódio gasto na titulação (mL).

fc= fator de correção do tiossulfato de sódio (Volume prático / Volume teórico).

1.5. LIMITE DE DETECÇÃO

Concentração de oxigênio dissolvido (mg O2.L-1):

 Limite máximo: 7 a 9 mg OD.L-1

 Limite mínimo: 2 mg OD.L-1

2. DESTINAÇÃO DO RESÍDUO GERADO

Depois de finalizada a etapa de titulação o resíduo gerado na leitura do OD, pode ser descartado diretamente na pia sem necessidade de um pré-tratamento.

3. REFERÊNCIA

(30)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 30 POP 02 – DEMANDA BIOQUÍMICA DE OXIGÊNIO (DBO5)

1. MÉTODO PARA DETERMINAÇÃO

1.1. MÉTODO WINKLER MODIFICADO PELA AZIDA SÓDICA

O teste de DBO tem por objetivo, determinar a quantidade de oxigênio consumido por microorganismos aeróbios presentes na amostra e assim, relacionar com a quantidade de matéria orgânica de natureza biodegradável.

O método usualmente empregado para a determinação da DBO é o da diluição, incubação por um período de 5 dias a 20ºC, com a determinação dos níveis iniciais e finais da concentração de oxigênio através do método da azida sódica modificada (POP-01).

1.1.1. EQUIPAMENTOS, VIDRARIAS E REAGENTES

Equipamentos

 Garrafão para água de diluição (compatível com o volume necessário no ensaio)  Incubadora termo-regulável (20±1ºC) Vidrarias  Frascos de DBO de 300ml  Pipetas volumétricas  Béckeres  Erlenmeyer  Bureta de 50ml

Reagentes analíticos - Soluções nutrientes

 Solução Tampão de Fosfato: dissolver em aproximadamente 600ml de água destilada:

- 8,5g de fosfato monobásico de potássio (KH2PO4 p.a padrão 23);

(31)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 31 - 33,4g de fosfato dibásico de sódio heptahidratado (Na2HPO4.7H2O

p.a padrão 25);

- 1,7g de cloreto de amônio (NH4Cl p.a padrão 16)

Transferir para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume com água destilada.

* Estocar a solução em frasco tipo âmbar, em temperatura ambiente. * Estável por 6 meses (mínimo).

 Solução de Sulfato de Magnésio (MgSO4): dissolver 22,5g de sulfato de

magnésio heptahidratado (MgSO4.7H2O p.a padrão 43)* em

aproximadamente 800ml de água, transferir para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume com água destilada.

 Solução de Cloreto de Cálcio (CaCl2): dissolver 27,5g de cloreto de

cálcio anidro (CaCl2 p.a padrão 17) em aproximadamente 800ml de água,

transferir para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume com água destilada.

 Solução de Cloreto Férrico (FeCl3): dissolver 0,25g de cloreto férrico

hexahidratado (FeCl3.6H2O p.a padrão 18)* em aproximadamente 800ml

de água, transferir para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume.

 Água de Diluição: adicionar a um garrafão previamente limpo e estéril água destilada de acordo com a necessidade a ser empregada no teste; manter o conteúdo desse garrafão em aeração por, no mínimo, 45 min e máximo de 1h30min; deixar em repouso por aproximadamente 30min; na sequência, adicionar 1ml de cada uma das soluções nutrientes para cada litro de água de diluição utilizada.

(32)

Reagentes analíticos - Método Winkler modificado pela azida sódica (POP-01)

Os reagentes utilizados na etapa de quantificação do OD (inicial e final), através da titulação iodométrica, seguem os mesmos procedimentos de preparo e padronização descritos no POP-01 (procedimento para OD).

1.1.2. PROCEDIMENTO ANALÍTICO (Amostra)

1.1.2.1. Método Winkler sem semente

1. Regular o pH das amostras para 6,8 a 7,2 quando estiverem a temperatura ambiente. Utilize para o ajuste soluções levemente ácidas ou básicas como HCl 0,01 mol.L-1 ou NaOH 0,01 mol.L-1;

2. Adicionar ao frasco de DBO identificado, a amostra ou amostra mais a alíquota da diluição. O Standard recomenda pelo menos 5 diluições. As diluições devem ser decididas com base na concentração de DQO, previamente quantificada (ver POP-03);

3. Anotar o nº e volume do frasco e a porcentagem da amostra adicionada em uma ficha de controle padrão;

4. No caso de diluição da amostra, completar o volume do frasco com água de diluição evitando a formação de bolhas e turbulências;

5. Preparar, considerando a necessidade de diluição, amostra em réplica de modo que possibilite a medição do ODinicial e ODfinal;

5. Medir o ODinicial por meio do método modificado pela azida sódica (ver

POP-01);

6. Levar as amostras de DBO5 para a incubação (20±1ºC);

7. Após 5 dias determinar a concentração de ODfinal da amostra por meio do

método modificado pela azida sódica (ver POP-01);

1.1.2.2. Procedimento Winkler com semente

1. Regular o pH das amostras para 6,8 a 7,2 quando estiverem a temperatura ambiente. Utilize para o ajuste soluções levemente ácidas ou básicas como HCl 0,01 mol.L-1 ou NaOH 0,01 mol.L-1;

(33)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 33 2. Anotar o nº e o volume do frasco ou porcentagem da amostra adicionada

em uma ficha de controle;

3. Adicionar o volume da amostra ao frasco de DBO preparado evitando a formação de bolhas e turbulências;

4. Em um frasco em separado, incubar a semente, adicionando 2ml da semente preparada, completando o volume com água de diluição;

5. Completar o volume do frasco com água de diluição evitando a formação de bolhas e turbulências;

6. Medir o ODinicial por meio do método modificado pela azida sódica (ver

POP-01);

7. Levar as amostras de DBO5 para a incubação (20±1ºC);

8. Após 5 dias determinar a concentração de ODfinal da amostra por meio do

método modificado pela azida sódica (ver POP-01);

Preparo da semente

As sementes utilizadas no teste da DBO podem ser obtidas de amostras in natura de esgotos, de amostras do próprio efluente coletadas após 3 a 8km a jusante do ponto de despejo, de forma a obter microorganismos adaptados. Também podem ser utilizados sólidos suspensos ou serem adquiridas sementes comerciais para DBO.

CÁLCULO DA DBO SEM SEMENTE

( / ) ODI ODF DBO mg L P   5 (3) em que : ODI = concentração de OD inicial (mg.L-1) ODF = concentração de OD final (mg.L-1)

P = fração volumétrica da amostra utilizada (ml)

CÁLCULO DA DBO COM SEMENTE

( ) * ( / ) ODI ODF BI BF f DBO mg L P     5 (4) em que : ODI = concentração de OD inicial (mg.L-1)

(34)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 34 ODF = concentração de OD final (mg.L-1)

BI = concentração de OD no controle da semente inicial (mg.L-1)

BF = concentração de OD no controle da semente final (mg.L-1)

f = razão da semente diluída na amostra em relação à semente de controle P = fração volumétrica da amostra utilizada (ml)

1.2. DESTINAÇÃO DO RESÍDUO GERADO

Depois de finalizada a etapa de titulação o resíduo gerado nas leituras de DBO, pode ser descartado diretamente na pia sem necessidade de um pré-tratamento.

1.3. LIMITE DE DETECÇÃO

Concentração de oxigênio dissolvido (mg.L-):

 limite máximo – 7 a 9 mg OD.L-1

 limite mínimo – 2 mg OD.L-1

1.4. MÉTODO RESPIROMÉTRICO / MANOMÉTRICO – OXITOP

Baseia-se numa amostra em uma garrafa âmbar sob quantidade suficiente de microorganismos e nutrientes a temperatura controlada de 201ºC e que por meio de agitação faz com que o O2 presente na câmara de ar se dissolva no

líquido. Os microorganismos respiram este oxigênio dissolvido na amostra durante o processo de degradação da matéria orgânica, exalando CO2, que é

absorvido pelos grânulos de NaOH p.a contido em um reservatório de borracha, produzindo uma diferença de pressão na garrafa, que é medida pelo sensor Oxitop, cujo sistema realiza este leitura digital e conversão dos valores para mg O2.L-1.

(35)

Equipamentos

 Garrafas de DBO Oxitop

 Bandeja de agitação magnética

 Agitador magnético

 Incubadora termo-regulável (20±1ºC)

Vidrarias

 Pipetas volumétricas

 Frascos volumétricos padrão

Reagentes analíticos

 NaOH (p.a) em pérolas;

 Solução Tampão de Fosfato: dissolver em aproximadamente 600ml de água destilada:

- 8,5g de fosfato monobásico de potássio (KH2PO4p.a);

- 21,75g de fosfato dibásico de potássio (K2HPO4 p.a);

- 33,4g de fosfato dibásico de sódio heptahidratado (Na2HPO4.7H2O

p.a);

- 1,7g de cloreto de amônio (NH4Cl p.a)

Transferir para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume com água destilada.

 Solução de Sulfato de Magnésio (MgSO4): dissolver 22,5g de sulfato de

magnésio heptahidratado (MgSO4.7H2O p.a) em aproximadamente 800ml

de água, transferir para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume com água destilada.

 Solução de Cloreto de Cálcio (CaCl2): dissolver 27,5g de cloreto de

(36)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 36 para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume com água destilada.

 Solução de Cloreto Férrico (FeCl3): dissolver 0,25g de cloreto férrico

hexahidratado (FeCl3.6H2O p.a) em aproximadamente 800ml de água,

transferir para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume com água destilada.

 Solução de Cloreto de Amônio (NH4Cl): dissolver 38,2g de cloreto de amônio (NH4Cl p.a) em aproximadamente 800ml de água, neutralize o pH

para 7,0 com KOH, transfira para um balão volumétrico de 1000ml e completar o volume com água destilada.

 Solução mix de nutrientes: Deve-se preparar o volume necessário de acordo com a quantidade a ser utilizada. A proporção da mistura de nutrientes deve seguir a composição abaixo:

3ml da solução de tampão fosfato; 1ml da solução de sulfato de magnésio; 1ml da solução de cloreto férrico;

1ml da solução de cloreto de cálcio; 1ml da solução de cloreto de amônio.

(37)

1.2.2. PROCEDIMENTO ANALÍTICO OXITOP (Amostra)

1. Conhecer o valor da DQO da amostra ou a faixa de DBO esperada e de acordo com estes valores observar na Tabela 2, o volume da amostra e solução nutriente a ser transferido para a garrafa de Oxitop;

Tabela 2. Especificação dos valores de amostra e volume de solução nutriente utilizados na quantificação de DBO, a partir do procedimento OXITOP segundo as faixas de DBO.

Fator de multiplicação DBO ESPERADA (mg.L-1) VOLUME DE AMOSTRA (ml) VOLUME DE SOLUÇÃO NUTRIENTE (ml) 1 0 – 40 432 1,7 2 0 – 80 365 1,5 5 0 – 200 250 1,0 10 0 – 400 164 0,6 20 0 – 800 97 0,4 50 0 – 2000 43,5 0,2

2. Transferir o volume de amostra no frasco de DBO Oxitop;

3. Pipetar o volume da solução nutriente, de acordo com o fator de diluição; 4. Colocar a barra magnética dentro da garrafa;

5. Adicionar de 2 a 4 pastilhas de NaOH (p.a) no reservatório de borracha; 6. Colocar o reservatório com cuidado na boca da garrafa;

7. Fechar a garrafa com o sensor e colocar sobre o sistema de agitação; 8. Ligar o sistema de agitação e verificar os agitadores;

9. Pressionar simultaneamente as teclas M e S até que apareça no visor do sensor “00”;

1.2.2.1. CÁLCULO DA DBO OXITOP

A concentração final da DBO5 será dada após o término da análise no leitor

do sensor do Oxitop.

1.2.2.2. LIMITE DE DETECÇÃO

(38)

2. DESCARTE DO RESÍDUO GERADO

Depois de finalizada as leituras no equipamento OXITOP, o resíduo (amostra e mistura de solução nutriente) pode ser descartado diretamente na pia sem necessidade de um pré-tratamento.

3. REFERÊNCIA

(39)

Universidade Federal do Paraná – Departamento de Hidráulica e Saneamento 39 POP 03 – DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO (DQO)

1. MÉTODO PARA DETERMINAÇÃO

1.1. MÉTODO DO REFLUXO ABERTO – TITULOMÉTRICO

A matéria orgânica / inorgânica é oxidada em meio ácido (H2SO4) por um

forte agente oxidante – dicromato de potássio (K2Cr2O7) em excesso, em um

condensador de refluxo do tipo Friedrichs. Toda reação é catalisada por sulfato de prata (Ag2SO4) e intensa liberação de calor.

Após a digestão, o excesso de dicromato é titulado com solução de sulfato ferroso amoniacal – SFA – (Fe (SO4)2(NH4)2), previamente padronizado, e assim

determina-se a quantidade de oxidante consumida na reação; tal quantidade será expressa em termos equivalentes de oxigênio. O tempo ideal para a digestão é de 2 horas.

Equipamentos

 Chapa de aquecimento contendo condensadores Friedrichs

 Balança analítica (precisão ± 0,0001g)

Vidrarias

 Balão de fundo chato de 500ml

 Pérolas de vidro para controlar ebulição

 Espátulas  Pipetas volumétricas  Balões volumétricos  Dispenser  Proveta  Bureta de 50ml