Producao de sementes de Crassostrea Gigas

UNIVERSIDADE FEDERAL DE _{SANTA CATARINA} EURÊÚ DE ÃGHUNQHIR

DEPARTAMENTO

DE ÂGUIGULTURÀ

A;

Bfeug

csmno

_ na c:ÊNc|As'n.eRÁn|As

_CCA

_

IECA

FSC

PRODUÇÃO

DE

SEMENTES

DE

f

Crassos'Irea

gngas

687-7 R2 O SC-EU ‹ UF I O ___ _ 7_ _ _ _ _ 1--_--1--A--1

ESTÁGIO REALIZADO NO LABORATÓRIO DE MOLUSCOS MARIN!-IOS - “SANTO ANTO-

NIU UE IISBOA -

FLORIANOPOIIS/9”

1

Õ

MAIO/I9

x

PGR: MARCOS BERNARDO DA SILVA

' O D pvvflä ___V _ _ ..._--«iu-'°""""" ”'¡$ -¢_____,.,- .Q R 45' I \_flfiX ' ex. 1 .‹.--v*' - _..,_,-.w c _».- 4 _,,.›--»- .n ¡›

lljíío/

Este trabalho é dedicado a Ma-

noel Bernardino da Silva Netto (_i_r; memoriam)

e Maria Joaquina da Silva, meus pais , pela

luta que tiveram ao longo da vida, objeti- vando a minha formação universitária.

E U

M Á

E I 0

APRESENTAÇÃO... . . . I . . . . . . . . . . . ... ... . .. .. ASPECTOS GERAIS.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ..

PANORAMA MUNDIAL.... . . . ... .. ... ESPÉCIES DE INTERESSE coMERcIAL... . . .. .

PANORAMA NACIONAL . . . . ...

PmmmmAEmmmmLEInumH.“.H.H.“...

BIOLOGIA DA ESPÉCIE crâssostrea gigas.... . TAIXøNOMIAOOIOIOIlIÔ.I I I O I O O O I I O IIOOI OO I

ANAToMI1`|ooc¢ooo oco ocuo nono pu0o‹oo| 0

AI-|IMENT]xÇAOIlOlO. .O DIO OI OIOOI OIOOOIO O

REPRoDUÇAo... . . . . . . . ... ... . ...

LABORATÓRIO DE SAMBAQUI . . . . . . ... . . . . . . ... ASPÉCTQS GERAIS . . . . . . . . . . . . . . ... . . . . . . . ....

Loc.EL1z.AçA‹;) . . . . . . . . . . . . . . I . . . . . . . . . . . .

REDE DE AQUA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ..

TRATAMENTO PRÉVIO DA EGUA DO MAR... ... . . . . . ... .

ESTERILIZAÇAO DA ÁGUA DO MAR . . . . . . .». . . . . . . ... . 0

o

AERAÇÃO... .. . . . . . ... UNIDADE DE PRODUÇÃO DE MICROALGAS... ... . ..

SALA DE INÕCULO... . . . . . . . ... . . . . . ..

SALA DE MASSIVO.. . . . . . . ... . . . . .... PREPARO DOS TANQUES DE ÇULTURA . . . . .... . . . . ... DESCRIÇÃO DE ALGUMAS ESPÉCIES CULTIVADAS...

3.2.4 3.2.5 3.3 3.3.1 4.0 5.0 5.1 5.1.1 6.0 7.0 8.0 9.0 9.1 9.2 9.3 9.3.1 9.3.2 9.3.3 9.4 9.5 10.0 .- _ -» .›

DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO CELULAR . . . . . ...

FASES DE CRESCIMENTO DAS CULTURAS . . . . . . . . . . . . .. UNIDADE DE PRODUÇÃO DE LARVAS DE OSTRA JAPONESA DESCRIÇÃO DA UNIDADE... . . . . . ... ...

«non

Q v

MATURAÇÃO DA Çrassostrea gigas.. . . . . . .... ... ...

\ _

INDUÇAO

A

DESOVA. . . . . . . . . . . ... . ... DESOVAS REALIZADAS DURANTE O ESTAGIO.... . . . . ....

ACDMPANHAMENTD DAS LARvIcuLTuRAs ATÉ 29/os/92.. F1xAçAo EM Pó DE coNcHA... ...

ALIMENTAÇÃO DAS OSTRAS... . ... ...

BIOMETRIA... ... ... . CULTIVO DE OSTRAS . . . . .... . . . . ... LOCAL DE CULTIVO... . . . . . ... . . . . ... . .. SUPRIMENTO DE SEMENTES... . . . . . . . .... .. ~EMAs DE cULT1vo...; . . . . . . . .... . . . . . ... U7 .--4 U) ›-1 CULTIVO SUSPENSO.. . . . . . . . . . . . ... . . . . . . . ...

CULTIVO SOBRE ESTACAS. . . . . . . . . . .... . . . . , . . ..

CULTIVO SOBRE O FUNDO . . . . . .... . . . . . . . . . . . . . . ....

o n Q u n o o ¢ o v ¢ o 0 Q 0 n ¢ ~ o ¢ n o u n o n Q ¢ u o u Q o o ø 0 0 O O

ACONDICIONAMENTO . . . . . . . . . . . ... . . . . . . . . . . ....

VISITA REALIZADA

A

EMPRESA MOLUSKOS S.A-... .

GLOSSÁRIO... . . . . .. BIBLIOGRAFIA.... . . . . ... . . . . . ... . . . . . . . . ...

I

A

P R E S E N T

A

_Ç

Ã

O

Este relatório é uma síntese dos trabalhos desenvolvi- dos _{pelo acadêmico Marcos Bernardo da Silva,} aluno formando do curso de Agronomia da Universidade Federal de Santa Catarina. O

estágio foi desenvolvido no Laboratório de Cultivo de Moluscos Marinhos, localizado no distrito de Santo Antônio de Lisboa, du- rante o período de U4 a 29 de maio de 1992; tendo como orienta- dor o professor Carlos Rogério Poli. Os trabalhos diários foram

também _{acompanhados pelos Engenheiros Agrônomos Nelson Silveira}

Júnior, Francisco Carlos da Silva e Cláudia Queiroz e pelo bió- logo Israel Dinis Silva.

I

\

1.0 - _{nspsczvos Grmzus}

1.1 - '1ê›m1sorâm~m. Muunxni.

A maior produção mundial de ostras está no Sudeste da Asia devido, principalmente, a tradição de consumo e de cultivo do povo daquela região e, também, das características produtivas

da Crassostrea gigas, nativa daquele continente.

O Japão era, até 1985, o maior produtor mundial de os-

tras, ficando depois em terceiro lugar (vide tabela 1). Na Fran-

ça a _{ostreicultura representa 11% da tonelagem} de produtos pes- queiros, significando 25 % do valor destes produtos. (Korringa,

1976).

Na América Latina a produção de moluscos é significa-

tiva apenas no México, Chile e Peru.

Tabela 1 :`PRODUÇÃO MUNDIAL DE OSTRAS _(TM)

PRODUTORES - PRODUÇÃO

Estados Unidos da América 260.449

República da Coréia 254.515 Japão 251.247 França 139.786 México 42.667 Filipinas 15.448 Nova Zelândia 10.755 ) Canadá 4.650 Tailândia 4.500 Indonésia 1.110 Outros 46.344

FONTE: Yearbook of fisheries statistics, 1985.

Segundo Quayle (1981), as espécies mais cultivadas no

mundo Hãw õ â.2.d1ê.l.i:~f~_ ‹1> «ii _{£;r.‹;1.ss;.>str_€â.a.} an9u_íLa_t_a (E\1r0pfl), fr*

Qrassotgeg yigginigg (na Costa Leste da América do Norte), a

Crassostrea gigas (no Japão, Coréia, Costa Oeste do Estados Uni-

dos e Canadá, sendo, depois, introduzida na França, Inglaterra, Marrocos, Austrália, Nova Zelândia e Brasil).

1.1.1_- Esvúcizs na xumnnzssz COMERCIAL

Crassostrea Crassostrea

gigas . . . . ..Japão, China e Coréia. yirginica.... ...Costa Leste da América Crassostrea

do Norte.

gargaritacea . . . . ..Sul da Africa .

Crassostrea angulata . . . . . . . . ..Portugal, Espanha e Fran-

Crassostrea

ça.

commercialis...Austrália e Nova Zelân-

Crassostrea

dia.

glomerata... . ...Nova Zelândia.

Crassostrea ¿ . . . .

eradelie...F1lipinas.

Crassostrea rhizophorae...Caribe, Venezuela e Bra-

Ostrea

QÊÉLÊÊ Qstrea

Ostrea

sil.

eduLi§... ...Itália, França, Grã-Bre-

tanha, Espanha, Holanda e Bélgica.

ghilensis.... ... ....Costa Oeste da América

do Sul.

lurigg . . . . . . . . . . . . . ..Costa do Oceano Pacífico. lutaria . . . . . . . . . . . . ....Nova Zelândia.

Saccostrea çucullata . . . . . . . . ..França, Polinésia, Fili-

pinas. C

Sgçcostrea commercialis...Tailândia. gaccostrea lugubris... . . . . ..Tailândia. Saccostrea malabonensis...Filipinas. Saccostrea palmipes . . . . ...Filipinas.

¡

FONTE: Qualy, D. B., 1981.

A espécie de maior produção mundial é áfgragggg;

trea gigas devido, principalmente, ao seu rápido crescimento (vide tabela 2).'

Tabela 2 : PRODUÇÃO MUNDIAL DE OSTRAS POR ESPÉCIES

ESPÉCIES: PRODUÇÃO (TM) Crassostrea gigas 56 Crassostrea virginicg 27 Crasspstrea angulata Crassostrea Crassostrea Ostrea edulis rhizophorae spp 16 7.273 1.954 2.831 3.366 8.783 3.412 892 Ostrea Ostrea Ostrea chilensis lutaria SPP 8.755 9.205

FONTE: Yearbook of fisheries statistics, 1985.

1.2 - _{PANORAMA NACIONAL}

Estima-se que a produção de ostras no Brasil tenha si- do de 500 toneladas em 1970 e 900 toneladas em 1980. (FAO, 1985). A produção brasileira é praticamente natural (pescaZex- trativa) e insignificante, quando comparada com a dos países produtores.

4: .LO~

O litoral brasileiro é bastante extenso (uns oito mil

e _{quinhentos quilômetros de extensão), dividido} em duas áreas :

tropical e sub-tropical.

A

temperatura anual varia de`20 a 30

graus centígrados, apropriado para a aquacultura. As boas condi-

ções climáticas proporcionam às ostras períodos de reprodução prolongados por quase todo o ano e um rápido crescimento, devi- do a um alto metabolismo.

Entretanto, há poucas iniciativas privadas neste se-

tor, principalmente com relação a produção de sementes, o

que torna-se um fator limitante para quem quer trabalhar com es-

te molusco. Dentre elas, podemos citar a companhia SOSTRAMAR, responsável pela comercialização em São Paulo de 25 mil dúzias por mês (Projeto Ostra/FAPEU); além da venda de sementes de

ostra para alguns produtores (cobrando 12 dólares o milheiro em 15 de maio do ano corrente, embora o preço internacional esteja

em torno de 10 dólares o milheiro). Mas como a oferta de semen-

tes é bem menor do que a procura,'muitas vezes o produtor tem

que buscar sementes no Chile, encarecendo mais o custo de produ-

çao. f

_o8

1.3 ~ _{PANORAMA ESTADUAL E LOCAL}

No litoral de Santa Catarina sempre houve uma tradição de catação de ostras fixadas nas pedras, nos costões, junto

com outros bivalvos.

A

espécie Crassostrea rhizophorae é a mais abundante, chegando a fixar nas épocas de reprodução (abril-

maio) até 12 sementes por centímetro quadrado.

A

espécie Qstrea

gguestris também é encontrada no litoral catarinense, entretanto

sem valor comercial (Projeto Ostra/FAPEU).

O cultivo de ostras é muito recente, iniciando as

pesquisas em 1985, com um projeto desenvolvido pelo Departamen- to de Aqüicultura da Universidade Federal de Santa Catarina, apoiado pela Fundação Banco do Brasil. Em junho de 1987 foi in-

troduzido em Santa Catarina (Florianópolis) a espécie Crassos-

trea gigas (ostra japonesa) surgindo os primeiros resultados em 1988. Em l98§É tiveram início os trabalhos de construção do La-

boratório de” _{Sambaqui, numa instalação cedida pela colônia} de

pescadores de Florianópolis. Em contrapartida, a Universidade desenvolverá tecnologia e fornecerá sementes de _{Crassostrea gi;} gas aos pescadores (Projeto Ostra/FAPEU).

Foram adquiridas 250.000 sementes de ostras - _Qrassgsz

trea gigas - _{da empresa SOSTRAMAR, onde um condomínio formado}

por cinco pescadores da Baia Norte, em Santo Antônio de Lisboa, cultivou e comercializou na própria praia e, principalmente,

vendeu para São Paulo (Projeto Ostra/FAPEU).

A

dúzia da ostra estava custando em ll/ 05/1992, seis mil cruzeiros - preço do

produtor.

Através de um estudo sociológico realizado pela Funda- ção do Banco do Brasil e pela Associação de Moradores de Santo Antônio de Lisboa, constatou-se que o trabalho de um pescador

durante um ano equivalia a apenas 69 dúzias (828 ostras). (Pro- jeto Ostra/FAPEU).

Devido aos bons resultados obtidos, a ACARPESC - Asso-

ciação de Crédito e Assistência Pesqueira de Santa Catarina, im- plantou pólos de cultivo de ostras através do Projeto Gaivota

II, mantendo cultivos em Governador Celso Ramos, Palhoça e Porto

Belo. São conhecidas também duas empresas no município de Palho-

ça e uma no município de Biguaçu.

X

\

2.0 - _{BIOLOGIA DA ESPÉCIE Crassostrea gigas} 2.1 ~ _TAXQNOMIA Filo: ... . . . . . ..MOLUSCA”,, Classe: ... . . . ...BIVALVIA Subclasse: . ... ...PTERIOMORPHIA' Ordem: ... . . . . . . ..FILIBRANCHIATA' sub--ordem: . . . . . . .ANYSOMIARIA “ - Superfamília: . . . . . ..OSTREIOIDEA' Família: ... ... ...OSTREIDAE'

Gênero: .. . ...CRASSOSTREA Sacco, 189 Espécie: .. .. . ....Çrassostrea gigas /

7/

Para a identificação dos gêneros e espécies avalia-se a forma e a estrutura da concha, anatomia, sexo, desova, estru- tura larval da concha, incubação ou não de larvas e habitat.

(Queiroz, 1990).

Além do gênero CRASSOSTREA Sacco, 1897, há também os

gêneros: _{OSTREA Linnaeus,} 1758 - PYCNODONTE Fischer van Waldheim, 1835 e SACCOSTREA.

2.2 - _ANATOMIA

As ostras são constituídas de duas valvas. Uma esquer-

da, escavada e de maior tamanho, e uma direita mais plana. É

através da valva esquerda que a ostra se fixa no substrato.

As valvas são articuladas através do ligamento situado

na região umbonal no musculo adutor.

A

concha é constituída por quatro camadas:

.Periostracum ~ _{fina película que envolve a concha,}

de fácil desgaste;

.Camada prismática - _{formada por cristais de calcita;}

.Camada subnacarada - _{interna, dura e brilhante;}

.Hipostracum - _{região do músculo adutor.}

H

|

1 z

Ao remover~se uma das valvas, observa-se no interior

da concha o corpo, que Ó um músculo mole (a parte comestível

da ostra). ~

to, massa O corpo é formado por branquias,

palpos labiais, man-

visceral ou corpo propriamente dito e pericárdio.

(DQ..OU'flJ boca palpos labiais gõnadas estômago ` fígado

ag

fi×i;.* `\ =§

Í*

% J|='. pf? ;?'¡ IIIW V¬4nl¡ \ _ p/ 17

má

.K

*~,\11m

,rm

z

'\

"`*«~âë-}.Í;L'i'~I.À~@»"^”” ,, z

ú'

\\%.=è_\`_?¶41

11 L.:-P-23"-Q Hs

f

za

f?€"°<"“\\\m×\:.

z f ___,,r

\

-4-

coração ânus músculo adutor brânquias manto d e

W'

9- ' ` 1. . I \\? '¿À* q h I, I

2 . 3. ¬ zu..1;.Mm‹frAçAo

As ostras alimentam-se de fitoplâncton, zooplâncton e

detritos em suspensão na água. Os nutrientes são absorvidos por filtração, através de movimentos de suas branquias, providas de cílios. Os cílios levam os alimentos até os palpos labiais, onde são selecionados por tamanho. Quando há excesso de alimen-

tos na água ou quando as partículas são muito grandes, são ex- pulsas como pseudofezes. Os alimentos são digeridos no estômago e _{absorvidos pelo intestino. O} material não aproveitado é eli-

minado pelo ânus como fezes.

-

2.4 - _nEPRonuçÃo

Há espécies ovíparas e larvíparas. As ostras do gênero

Crassostrea e Saccostrea são ovíparas. Os óvulos e espermatozói- des são liberados na água, onde ocorre a fecundação. Tanto a

fertilização quanto o desenvolvimento larval são externos. Pos-

sui dois sexos (macho e fêmea) separados e instáveis. Podem de- sovar como macho ou como fêmea (dependendo da maturação e da in-

dução).

As ostras do gênero Ostrea são larvíparas e hermafro- ditas.

A

fecundação é interna e parte do desenvolvimento larval ocorre dentro da cavidade palial do corpo. As larvas no estágio

"veliger" são liberadas na água.

Ostrea ` .--/¬\ C|.1ss‹›s\r‹m `\\ N ovo ç / / _\ ' ‹ ¡`[\` ) \ Q \ ///

®

ovo \\\\`\ \ : efiriflo \

\

\\ P/ «D

ff

r

\

&\

aq

É

.R mnúao '

Í

ä

Ivuntólovn ~

*L

Q

_, ‹,_..- "www" ` “>Ê*š› \\ I ' ' Imvn I.) \ nrvn D

/

\ _\

/N

\_{`~. ._"}z V C5*

/

puúõvóaâum

W Of

_wnmmu véligur 1' _{l7*0~\= ¡:-,7=l.‹¡z} .-›¿¡__ 12

DESENVOLVIMENTO LARVAL DII Crassosirea gigas

I z “ET _'..“^D° DO °VÁF*'.°: _

I

.zC APÓS A FERTILIZAÇÃO SURGE O PRIMEIRO CORPO POLAR E

PRIMEIRO CORPO POLAR NO LADO VENTRAL (50~6O MINUTOS)

-Íz-Izz:Êz¿`-~í » =É.5..YUF9z;š.=E NÊÓ-Ê-__; A 95556954.. NU. Wã' E9

' 95-' E z-I

Q

F

MG , iH I ,:'.¡;:7Í7, 1 E 77--W 777" '_ ;7;::W E -'_Í_; Í' 7.7 _ V' _-.E7 ,:›:~::-:-:-~ PRIMEIRA CLIVAGEM ISBE,^IBSQR¢Â0LD0 PRIMEIRO ¢°HP°¬P°L^RL~ A E A

FORMACAO DO SEGUNDO CORPO POLAR (I HORA DE IO MINUTOSI

~~' f== f- ===»-~ _{..'=-~.~~¬~f}

:1 z¬ .V *Hc f +~~

SEGUNDA CLIVAGEM (90-120 MINUTOS)

-7"* T- ---_»______._"___ píq _ __ _ _ __

1

I

I

› .

REABSORÇÃO DO SEGUNDO CORPO POLAR

9

O

z E z . .zzz...__' rf _{f%n§__z_f__z} ._ _,_ | + V

f -›-~~ ›~~

J W _{IEEROEIRA CLIVAGEM} MÓRULA (3 HORAS)

Sxntmmv 1ÉÊ1z¬4E=** " * ”"*" , qIf."?Ê

*E

,É*. _H. z"i*f"*'¡f*»;; -J _,,§ñ1;'¬,w¿z;§:¶w%“

Q

I ~¬ I I ` ff' 7--I---n='1~zz-fz ---z «V z--- --.z-...f.\~.›.-¬.-.~_T_z z-_ __z¬;_z -1: Í' I 'I I'B_LÁs'ruLA_-Í ‹õ Hof=zAs›- ' _{_'} ' '~ '1 “

-. “ _{I. f~1.z.9Á.$T_3H.I:^_I=z_.IN^§W2Ã.0z 1-.IV-R5_‹.-.^TI3^zY_É5} .zz-90€-..zCÍ*--.I.z°§§..zz.Í.z.8.

J

5

T 4.

DESENVOLVIMENTO LARVAL DA Crassostrea gigas MW@“Hmär¬¬m:ä&@; M~~_~M¶$fl;:;;;_mwm“w_fifiwm,fl*w__,____!_¬¬ I

íí

0 z /¿*3\› Lú _V~¡iM¡ :;fi§fi1

Q

¶ÉšÍçI§ gm FORMA DE _{flQ§¿¿¢fi;,m,%@fifi}

~

~

Ô

ESTAG ¡ O UMB0 E E '

\

I

/

v ~ 7 ff _¡~~1U} zA;=:lnl›¬--:mí nu nf P"i _ -Wf* ~~ fE~› ~ PED|VÊL1GÉáfg1 iES íAE É ‹ La _V "EEO-15,DlAS›z;;â@z

EE»

SPA?? šššü Qšsfimvogy; ,._,

E“sPAT"'ë _{ÁÉÓS À E{X5ÇÃO}iT QL} Ê EE"”|MENTQ¿$;

3.0 - _{LABORATÓRIO ns SAMBAQUI}

3.1 _ _{AsPÉcTos GERAIS}

3.1.1 - _{LOCALIZAÇÃO}

O Laboratório de ostras está localizado na Ponta de Sambaqui, distrito de Santo Antônio de Lisboa, município de Flo- rianópolis, Estado de Santa Catarina, conforme mapas a seguir

SANTA CATARINA ¡ O SAMBAQUI sTo ANTóN1o DE “ LISBOA ILHA DE SANTA CATARINA (florianopolis) z. `.!,

J;gC.al0z0‹

/4 .› \ 15

‹z_ä=u 52% me ‹=___ I__W<

š

~~. ,_ Vrfi If . ~f~--V H _ fz: àg' _

xfl

'I .-‹ ._-- ...-1-

Fotografia 1 « Vista Parcial do Laboratório de Moluscos Marinhos

(Santo Antônio de Lisboa, Florianópolis - _SC.)

Fotografia 2 ~ Balsa para suporte das caixas de cresc

maturação de ostras.

_17

3.1.2 - _{REDE DE ÁGUA}

O laboratório é abastecido por água da CASAN, possuin-

do dois reservatórios com capacidade de 1.000 litros cada um.

A

água do mar é captada na baía, frente ao laboratório e bombeada

para um reservatório com capacidade de 10.000 litros, permane- cendo ali até que o material em suspensão decante.

3.1.2.1 - _{TRATAMENTO PRÉVIO DA ÁGUA DO MAR}

A água do mar, antes de chegar ao reservatório, passa por uma série de telas com o objetivo de impedir que vários or- ganismos sejam captados junto.

A

captação é feita com uma tubu- lação de 1,5 m de comprimento, perfurada e recoberta por "bi- din". Na entrada da tubulação há três telas, com malhas de 11

mm e 9 mm, e tela mosquito, respectivamente. Após decantação

no reservatório, a água passa por um filtro de areia, voltando

a ser armazenada em outro reservatório com a mesma capacidade.

Desta caixa, seguirá para as salas de algacultura e larvicultu- ra, passando, antes, por seis filtros cuno (5, 3 e 1 micron).

3.1.2.2 - _{ESTERILIZAÇÃO DA ÁGUA DO MAR}

Com exceção da água utilizada na maturação dos repro- dutores, toda a água salgada utilizada no laboratório é antes

esterilizada por um sistema a base de raios ultra-violeta. Este método consiste em se fazer a água passar por um tubo contendo

lâmpadas especiais, que emitem luz em baixo comprimento de onda

(250 nm). Este tipo de esterilização tem demonstrado ser o mais eficiente, exterminando quase toda a vida presente na massa d'água, evitando a proliferação de microorganismos (fungos, bac-

térias e protozoários).

3.1.3 - _A1-:unção

Tanto a sala de algacultura como a de larvicultura

possuem em toda a sua extenção um sistema de ar comprimido, res- ponsável pela aeração dos tanque de cultivo.

1 ₄ ¬`

,,,. -.,,

1 ^'Vfi~."

./›.,,

£'lt a ão (filtro de cartu-

Fotografia 3 - Vista do sistema de i r ç

).

cho

ta

Fotografia 4 - Vista do sistema e ) 1-zzz \ n .~ -« _ \ _` _` . ' ¡zzà;.z »' ×:.¬» . « z .x - ¬ ig ff «- ._:* '. _~ ;_V Í «x d esterilização

(ultra-viole-3.2 - _{UNIDADE DE PRODUÇÃO DE MICROBLGAS}

As ostras são animais íiltrantes, fazendo circular até quatro litros de água por hora no interior de sua concha.

O _{nutriente mais absorvido e, portanto,} o de maior importância para a alimentação das ostras é o fitoplâncton. Por este motivo,

o Laboratório de Sambaqui dispõe de uma Unidade de Produção de

microalgas, fonte de alimento para as ostras em todas as fases

de seu desenvolvimento. Esta unidade está dividida em duas sa- las: sala de inóculo e sala de massivo.

3.2.1 - _{SALA DE INÓCULO}

A

sala de inóculo possui temperatura controlada a 20

graus centígrados (+ ou - 2), mantida por um aparelho de ar con-

dicionado, onde busca-se a temperatura ideal para o cultivo de

microalgas. O controle sanitário é muito grande, uma vez que é

nela que são mantidos os "inoculuns" e as culturas estoques (que serão repicadas em tanques na sala de massivo). São manti-

das sepas de oito espécies de microalgas: Chaetoceros calci-

trans, Chaetoceros gracilis, Chaetoceros ceratosporum, Chaetoce-

rgg sp (espécie não identificada), Thalassiosira fluviatis, Te- trasselmis tetrathele, Tetrasselmis sp (espécie não identifi-

cada) e Isochrysis galbana var. Thaytiana.

A

sala de inóculo possui duas bancadas, onde ficam as

culturas em tubos de ensaio, erlenmeyer de 200 e de 2.000 ml e carboy de 5.000 ml.

Toda a Unidade de Produção possui em toda a sua exten-

são uma rede de ar comprimido, responsável pela aeração das culturas. A aeração é importante para que haja uma maior circu- lação de água e, portanto, uma mesma densidade em todo o reci-

piente, fazendo com que cada célula receba luz suficiente para realizar a fotossíntese. Além disso, é responsável pelo supri-

mento de dióxido de carbono (necessário também para a fotossín- tese).

A

aeração também diminui a sedimentação de células no

fundo do recipiente, o que inibiria a divisão celular, cau-

sando a morte das células.

Um outro fator limitante para a produção de microalgas é a iluminação. Por isso, todos os recipientes da sala de inócu-

lo (erlenmeyer de 200 e de 2.000 ml e carboy de 5.000 ml) re- cebem iluminação artificial 24 horas por dia.

A

iluminação é

fornecida por duas lâmpadas fluorescentes de 40W, fixadas na pa- rede, atrás das vidrarias. '

Todo o material antes de ser usado deve passar por uma

limpeza e _{desinfecção.} As vidrarias são lavadas com detergen-

te _{neutro, lavadas em água corrente (doce) e deixadas de} mo-

lho em solução de água com cloro. Antes de serem usadas devem,

ainda, serem lavadas com água doce (corrente) e água salgada (esterilizada em ultra-violeta). Feito isto, já estão prontas para receber o meio de cultura (que foi esterilizado em autocla- ve a 120 _{graus centigrados, durante 30 minutos, filtrado} e guar-

dado em geladeira).

O meio de cultura utilizado é o de CONWAY (Walne, 1966 - _{citado por Rodriguez, 1985), conforme descrito abaixo:}

COMPOSIÇÃO PARA DOIS LITROS DE ÁGUA DESTILADA.

soLuÇÂo PRINCIPAL U Naz (EDTA) . . . ._ 90.00 g H3Bo3 . . . .. 67.20 g , NaNo3 . . . .. 200.00 g NaH2PO4.2H2O . . . .. 40.00 g I MnC|2.4H2O . . . _. 0.72 g FeCI3 6H2O . . . .. 2.60 g SOLUÇAO DE METAIS . . . .. 2,0 ml H2O DESTILADA . . . .. 2.0 I

ADICIONAR I ml POR LITRO DE ÁGUA DO MAR.

SOLUÇÃO DE METAIS

ZnCI2 . . . ..

CoCI2.6H2O . . . _. 2.0

(NH4)sMo1O24.4H2O . . . .. 0.9

CUSO4 . . . .. 2.0

H2O DESTILADA . . . .. IO0 I'\J

|3(O(Q(Q(O

SOLUÇÃO DE v|TAM|NAs

TIAMINA (B1) . . . .. ZOO mg

CIANOCOBALAMINA (B12) . . . .. IO mg

H2O DESTILADA . . . .. ZOO mI

ACRESCENTAR 0.1 ml PARA CADA LITRO DE ÁGUA DO MAR

SOLUÇÃO DE SILICATO

usAoA QUANDO A M|cRoALGA cuLT|vAoA Fon UMA D|AToMÁcEA

Nas.oz.5Hzo . . . ..* . . . _. 4.0 g

Hzo DESTILADA . . . .. 1oo mu

ACRESCENTAR 2 ml PARA CADA LITRO DE AGUA DO MAR.

Fotografia 5 - Estante com diferentes culturas

Sala de Inóculo.

`...-~

vw

1"'-...,...-¬.‹›‹›. W.-_.

r`r¢`

Fotografia 6 - Estante para culturas ( tubos de ensaio e volumes

intermediários). Sala de Inóculo. __ k_¡ `., ~- ,...,.¿.¬\. nz-..,.~ V __.._..,_¡. <sub>B U</sub> __* __ ,äâl . › . . *MF , . .fz <sub>"!f"1_=_z§¿¿¿</sub> _, __.- Q ,,_,, \. ,. ››-_-›.._..._¶ 1., ._ . , ^ ›~'á\(.'~ .'f ~¬¡'¬ ¬¡1.'‹s(~.. 'ri' V' ` › I. ' I "À _“TA ' I .iv ‹›_:~___~__¬\. .. _ __; K ,._'‹L,1¡,,

1

9., ' __.š‹,A;: *"~ _,/“

_yz

_~+¢>wm , ' ~ ¡*.`.. ~ " ' *|_|›. .»‹ z , - .â':'~_z-fgí' í' <sub>ziäfifl</sub> ‹. _. . =Í×*”`3§¬3;¢'f.Xšf. . É-fr' . ~ 'z ¬ ` "=:;r'-. - 'F-,_¿-_`- , ›`91__nu z' \ ~ › :;‹}.«fj.»_~ Iv › ›‹ \ f , ...K ° \%.¿¬¿ . _ i

"

~r._¿¡ ' ° "'\› _ - ¬

aí

Í-›~. _ I J' V . "|_‹.` _ .¡p¡ V_xi«r ° › , «a i ~.-1 ~H~-M . . m, .U w - ~. 1. ›

f

' , ' V za f fu-4 'V 'Qt › ~ _{.=‹__“} .__ rw -‹ - ‹¡¡`zv, _» -›

w

. “ . -. cr .v ~›.f‹-z . ~ gif» - ›- .. ,.,,.‹w' . _{~~..."_'_V} .Vem -. v 1 4 `l"^&¢~-›.`A.. ¬‹ _ .«;f*..z

7

\

,.,›`._.` _/

Fotografia 7 - Sala de microscopia.

O objetivo da sala de inóculo é manter culturas puras, livres de contaminação, para que se possa fazer inoculações em tanques na sala de massivo, que serão utilizados para a ali-

mentação das ostras (nas diferentes fases).

São feitas inoculações semanalmente (com variações de- pendendo da necessidade), geralmente as sextas-feiras, obedecen-

do a seguinte metodologia:

São mantidos sempre dois tubos de ensaio para cada es- pécie de microalga.

. Repicagem de 1/3 do conteúdo de um tubo de ensaio

(com cultura da semana anterior) para outro tubo de ensaio e de 2/3 do conteúdo para um erlenmeyer de 200 ml.

. Repicagem de todo o volume contido em um erlenmeyer

de 200 ml da semana anterior para um erlenmeyer de 2.000 ml ou para um carboy de 5.000 ml.

3.2.2 - _{SALA DE MASSIVO}

Na sala de massivo, é mantida a temperatura ambiente.

Como na sala de inóculo, todos os tanques recebem aeração

(por motivos já explicados) e iluminação artificial 24 horas por dia.

A

iluminação é fornecida por duas lâmpadas fluorescen-

tes de 40W, a uma altura de 20 cm de cada tanque.

A

Sala de Massivo é atualmente composta por:

- _{três tanques de fibra de vidro de 500 litros;} - _{dois tanques de cimento amianto de 500 litros;} - _{quatro tanques de fibra de vidro de 250 litros;}

- _{um tanque de cimento amianto com água clorada (água}

sanitária), para limpeza de utensílios e vidrarias. Os tanques são utilizados para a produção massiva de microalgas. Atualmente trabalha-se com nove espécies (as mes-

mas da sala de inóculo).

Todo o material antes de ser usado deve passar por uma limpeza e desinfecção. As vidrarias são lavadas com detergen-

te neutro, lavadas em água corrente (doce) e deixadas de mo- lho em solução de água com cloro. Os tanques são lavados com es-

cova, enxaguados com água sanitária (1 l/1000 l de água doce) e,

lavados com água salgada (esterilizada por ultra-violeta).

...I

3.2.2.1 - _{PREPARO DOS TANQUES DE CULTURA}

Após a limpeza e desinfecção, os tanques são enchidos com água salgada (ultra-violeta) até o volume desejado. Recebem,

então, as tubulações de aeração e o meio de cultura. Para cada litro de água colocada no tanque, coloca-se 1 ml de meio de

cultura. O volume de inóculo acrescentado varia com a disponibi-

lidade no momento. Geralmente coloca-se de 2 a 5 litros para um

tanque de 500 litros.

O meio de cultura utilizado para os tanques de produ- ção massiva é descrito abaixo:

Uréia . . . . . . . . ... . . . . ... .. 300 g Superfosfato triplo . . . . . ... 150 g Agua destilada . . . . . . . . .. 5 l - L “HC”

\

\

*“\,¬

\

\

Fotografia 8 - Produção massiva de microalgas.

Sala de Massivo.

3.2.3 - _{DESCRIÇÃO DE ALGUMAS ESPÉCIES CULTIVADAS}

Tetrasselmis suecica

Mede de 7 a 9 micras de

diâmetro e 10 a 16 micras de com- primento. Sua coloração é verde

brilhante e tem quatro flagelos. Cresce bem a uma temperatura de 18

a 22 graus centígrados, pH 7,5 a

8,0 e salinidade de 25 a 30 o/oo. É

uma espécie bastante resistente, com boa curva de crescimento, durando 20

dias ou mais. É de bom valor ali-

mentício para as larvas, sementes e

adultos de bivalvos.

Isocrysis galbana

Mede de 6 a 8 micras de

diâmetro e possui dois flagelos. Sua coloração é amarela e seu cres- cimento ótimo está na faixa de 16 a 20 graus centígrados.

A

salinidade deve estar em torno de 25 a 28 0/oo

e a iluminação deve ser de 4000 lux.

Cresce de 4 a 5 dias, começando o

declínio, geralmente, a partir do

quinto dia. Devido a seu alto valor

nutritivo, é considerada a espécie

mais importante para a alimentação de bivalvos marinhos.

Çhaetoceros calcitrans Mede de 3 a 8 micras de

diâmetro. É um bom alimento, mas de

controle mais difícil. Cresce de 8

a 10 dias, começando o declínio,

geralmente, a partir do décimo dia. Os melhores resultados são obtidos

com salinidade de 20 a 30 o/oo. Thalassiosira pseudonana

Foi introduzida recente- mente no Laboratório de Sambaqui. Mede de 2,5 a 10 micras de compri- mento. É um bom alimento para as larvas, estágios juvenis e adultos.

26 li' , .,_ ¿ ¡¡ _(L 1 ' H? = ' I _f;` _ <sub>s</sub> . . *V .'. Q `

là

,//Ç / ."// ,ffv ,} z Lfí “ < .~ >__ _{fÍf>ffÍ_.//}

É

\_ .`¬ \ . .\Ú" / /7/ `\_ \_ ' `ͧ¡ÃÍ×Í~`\ I

3.2.4 - _{DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO CELULAR}

A concentração celular é determinada através de con- tagem do número de células em microscópio, através da Câmara

de Neubauer. Tem como objetivo determinar a concentração de

células contidas nos diferentes tanques, para que se possa

quantificar o volume que será utilizado na alimentação das os- tras e avaliar o crescimento da cultura; e/ou determinar a con-

centração das vidrarias (erlenmeyer e carboy), para que se pos- sa avaliar o crescimento dos inóculos.

Depois de coletada a amostra (+ ou - 50 ml), é diluído

junto a cultura uma solução de formol 4% para matar as células (somente para células móveis, impedindo o deslocamento das mes-

mas, o que dificultaria a leitura). Coloca-se, então, a lamínula

no hemocitômetro, umedecendo-se antes as bordas.

A

amostra é en-

tão coletada com um conta-gotas e colocada sob a lamínula, ten- do-se o cuidado de não formar bolhas e de não cobrir a área de contagem.

O hemocitõmetro (vide figura abaixo) possui quadrados

com 1 mm de lado e com uma profundidade de 0,1 mm, totalizando

um volume de 0,1 milímetros cúbicos.

Após a contagem do número de células em 0,1 milímetros

cúbicos, o número encontrado é multiplicado por 10 elevado a

quarta potência, obtendo-se, desta forma, o número de células por mililitro. ..U%-... __. - * , ', e. _. _ p _{_} _ _E | Í gv V _lä-_ _

__

__” -1 N D O §íÉ;Êš.}'š-Í~-~--- Í

:__t;

L fiz _ : ; ; ..

W

, _, -

L

Â; ,,,.:"7 :-0-:I Í =m?ff.1;.;if;=¶¡ ¡¡f5=- “ “ " '~ _ =

M

fl

*ví- I - *=1|_~'-'Ê_=;~l É 1 ¬-¬ *-‹--_-- _..¬_...'‹l‹_A..;;'~'_: ll r£fÀ'H¡l_l |i:tí-=g-'-í- .iflnfz ¿-L-›_~.|"1Í.“. ii ` : _--›-›-‹-‹-...-íí._.i,,__ .5;'~1iz z.=Pzf'fl'~í' 1='=« -‹.._.;!.JZLL£:;:::_í _;:;:: 4' ___ =*~ :;_z?v=;: _. -:Í › -;._..° ___.ÉI3' 111! _|___'-3'=¡...:_,g=;: !_? _. «-‹z~ .. ,_ ._ I 'QQ aí _ « 1 › *T 1 _ *¡' 5 ' V K 1 . ," ¬ 1 ‹n ` _ , w *ei- rvuv-1 .r T _‹¡-_- L. -_ i .| nn I -.lirrnn í-í,...e. _ ?.i..í.____..À.... ._ aiii p-J ›... sl-‹-Er:-_¿¿1:r.___-E-i`Í›~vu __.__.í.___.._ L..-z _-__...__'?._._- ,..-._. ' ;;;.-?t < "" .L !_ _l|.u _ H : 9. .__..'_..z.._ ..

-as

Câmara de Neubauer: 27

3.2.5 - _{FASES DE CRESCIMENTO DAS CULTURAS}

A densidade das microalgas nos tanques de cultura va- ria a _{medida em que avança} o tempo de cultivo.

A

contagem perió- dica do número de células de uma cultura torna possível traçar

a sua curva de crescimento. Desta forma é possível a verificação do ponto ideal de repicagem e da sua utilização como alimento

para as ostras. cel/ml 3 4

2.°°

_.5

1.'

' Z dias

Curva de crescimento de uma cultura de microalgas

- _Induçao

- _{Crescimento exponencial}

- _{Declínio da taxa de crescimento} - _{Fase estacionária}

- _Mortalidade

LHÕUJNH

As culturas devem ser mantidas no crescimento exponen-

cial, tanto para a inoculação de novas culturas de microal-

gas, como para a utilização na alimentação dos moluscos pois,

caso contrário, ao utilizar-se microalgas na fase 3 (declínio da

taxa de crescimento), pode-se estar alimentando as ostras com

células mortas, bactérias ou outros organismos, prejudicando a

larvicultura.

Foi feito um acompanhamento diário, por parte do esta- giário, de uma cultura de Tetrasselmis sp, do dia 05/05/92 até o _{dia 15/05/92, com} o esgotamento do tanque de cultura.

A

lei-

tura teve início após a inoculação de 1.800 ml da cultura em um

tanque de 250 litros.

A

concentração do inóculo era de 160 x

10.000 células. As leituras foram feitas todos os dias as 15 ho-

ras e os _{resultados estão descritos abaixo:}

data concentração 05/05 - _{x 10.000} 06/05 - Nil'-* _{x 10.000} sw ÕU1 28

data 07/05 08/05 09/05 10/05 11/05 12/05 13/05 14/05 15/05

Infelizmente o acompanhamento não pode prosseguir, uma vez que o tanque foi esgotado para alimentar os moluscos Entre-

tanto, pode-se observar que a cultura de Tetrasselmis sp já es-

tava na fase estacionária de crescimento

~ concentraçao 6,5 12,0 16,2 19,0 21,0 22,0 30,5 31,2 32,2 U 000 000 000 000 000 000 000 000 000

3.3 - _{UNIDADE DE PRODUÇÃO DE LARVAS DA OSTRA JAPONESA}

O principal objetivo do Laboratório de Sambaqui é a

produção artificial de sementes de ostra, através da reprodução

em laboratório destes moluscos, uma vez que a Crassostrea gi; gas não se reproduz em ambiente natural, fora de seu local de origem.

3.3.1 - _{DESCRIÇÃO DA UNIDADE}

A

Unidade de Produção de Larvas está situada em uma sala ampla, sendo composta por:

um tanque de fibra de vidro com capacidade de 2.000

litros;

- _{dois tanques de fibra de vidro com capacidade de}

1.000 litros;

- _{um tanque de material plástico com capacidade de}

1.000 litros;

- _{dois tanques de cimento-amianto com capacidade de}

1.000 litros;

com capacidade de

- _{dois tanques de cimento-amianto}

500 litros;

- _{um tanque de material plástico com capacidade de}

500 litros;

- _{seis baldes plásticos com capacidade de 100 litros.}

Toda a sala é provida de um sistema de aeração, res- ponsável pela distribuição de ar nos tanques de cultivo.

A

sala

é abastecida por um sistema de água salgada, captada na baia e

esterilizada em ultra-violeta; e por um sistema de água doce clorada, fornecida pela CASAN (conforme descrito anteriormente).

Todo o material antes de ser usado é enxaguado com

água clorada. Os tanques são lavados e escovados com uma solu- ção de água sanitária, sendo, depois, lavados com água doce e,

posteriormente, com água U.V.

As mangueiras, peneiras,. vasilhames, enfim, todo o

material utilizado no laboratório fica de molho em uma solução

de cloro, para evitar contaminação.

4.0 - _{MATURAÇÃO DA Çrassostrea gigas}

O Laboratório de Sambaqui possui um tanque de matura-

ção dos reprodutores, onde são mantidos sob temperatura contro-

lada, recebem aerização e alimentação diária.

A

alimentação é

feita com o filtro desligado, aerizador ligado, através de um sifão (situado na sala de algicultura), por gravidade, aprovei- tando a _{correta situação da sala de} massivo (piso superior do

laboratório). O volume de solução de microalgas utilizado para alimentar os reprodutores é em torno de 70 litros de massivo

(geralmente utilizado Chaetoceros sp. e Isocrysis sp., cinqüên- ta por cento de cada).

No fundo do tanque há um filtro de cascalhos, respon- sável pela limpeza da água.

A

troca de água é feita de 48 em 48 horas, com água do mar filtrada, não esterilizada em U.V.

(pois poderia estimular a desova). As ostras ficam depositadas em bandejas perfuradas, espaçadas adequadamente para não preju- dicar a alimentação.

Os reprodutores necessitam de 500 a 700 graus dias pa-

ra desovarem. Com uma média diária de temperatura de 22 graus centígrados, seria necessário de 30 a 40 dias para desovarem. No dia 27 de maio houve uma desova natural (expontânea) no tanque

de maturação, o que gerou a LS30. Como a última desova havia si- do feita no dia 28 de abril, houve um intervalo de 30 dias entre as duas desovas, com um somatório de 691,9 graus dias.

Com o objetivo de cessar a desova expontânea, utili-

zou-se dois comprimidos de Acido-Acetil-Salicílico (AAS). Os

comprimidos foram triturados e dissolvidos em água destilada e

acrescentados ao tanque de maturação. O AAS age sobre a prosta-

glandina das ostras, bloqueando a ação dos peróxidos.

Alguns reprodutores são maturados, também, na baia (suportados por uma balsa) e outros na praia da Pinheira (muni-

cípio de Palhoça).

5.0 -

_nwução

_À

_mssovn

Para que desove em laboratório, os reprodutores sele- cionados passam por um rigoroso controle, que inicia com a lim-

peza manual das valvas (conchas), através da retirada de cra-

cas, ostras nativas aderidas e do "fouling", ficando depois em água clorada, para eliminar toda espécie de parasita externo.

Os _{reprodutores que alcançam} a maturação são , então, induzidos

à desova. `

Antes da indução, alguns reprodutores (dois ou três)

são sacrificados para que se possa analisar seu estado gonadal.

A

desova é induzida na "calha de reprodução". Os re- produtores são separados por lotes, conforme a sua procedên-

cia. São identificados através de duas letras maiúsculas e dois números arábicos. As letras representam seus locais de origem;

os números, a desova na qual foram gerados.

Os reprodutores utilizados, até o momento, sao: SO - _{SOSTRAMAR (Cananéia} - _SP)

MK - _{MOLUSKUS (Praia da Pinheira/Palhoça} - _SC)

OS - _{OSTRA SUL (Baia Sul/Florianópolis} - _SC)

BT - _{BETAO (Sambaqui/Florianópolis} - _SC)

MC - _{MORRO DOS CAVALOS (Palhoça} - _SC)

Ls - _{LABoRA'róR1o SAMBAQUI (rlúriânópolis} - _sc)

A

indução à desova é feita por elevação controlada da temperatura da água (tratada com ultra-violeta) e tem inicio em temperatura ambiente. O processo consiste em elevar-se a tem-

peratura 2 graus centígrados a cada 30 minutos, com intervalos

de 5 minutos a seco (sem água na calha).

A

temperatura pode che- gar até a 28 graus centígrados. Caso a desova não ocorra, é

acrescentado à água 70 ml de água oxigenada (10 volumes).

Antes da desova, os reprodutores respondem ao estímulo através de batimento das valvas e eliminação de fezes e pseudo- fezes.

Com a desova, torna-se fácil a identificação dos sexos

das ostras. O macho elimina os espermatozóides em forma de uma fumaça de cigarro, enquanto a fêmea elimina os óvulos em

forma de uma núvem de poeira.

É

A ~

hi

Q

" “ _.z

/

KL \-` o n . c \ 32

e” An

'

\E;B'A

B\B\..\í¿

vw

Fotografia 9 - Calha de indução

1" x ii * ' 3 I' `-3:1 ,d¡#¡ \hú-no-f-*u--››‹. ' vt JIM. 1

1L

desova.

W

O. ‹ 1 ‹ \ ‹v-._ -..__ _____~__ vg $ N *Á 1 N ~_

31-1

Fotografia 10 - Tigelas com ostras desovando (separadas por lote

e sexo).

Iniciando o processo de desova por apenas um indiví-

duo, o restante é estimulado por este a desovar. As ostras que

estiverem desovando são retiradas da calha e colocadas em tige-

las com água U.V. (separadas por lote e sexo) para que a deso-

va se _{complete. Antes da fertilização,} é feito uma análise mi-

croscópica dos ovócitos e dos espermatozóides, para que se pos- sa analisar a qualidade dos mesmos.

A

suspensão de ovócitos é peneirada em malha de 83 mi-

cras (para reter impurezas) e 37 micras (para reter os ovóci-

tos).

A

solução de ovócitos é, então, homogenizada, retirando-se

dela 1 ml para contagem em lupa (estéreo microscópio).

Para fertilização utiliza-se uma média de 7 a 10 es-

permatozóides por óvulo. Deve-se tomar cuidado para evitar uma superpopulação de espermatozóides (poliespermia). Uma hora após a _{fertilização,} já é possível a observação da embriogêne- se em microscópio.

5.1 - _{DESOVAS REALIZADAS DURANTE O ESTÁGIO}

DATA PROGENITORES ORIGEM SITUAÇÃO 28/O4/92 LS01 LS01

LS01

(fêmea) (fêmea)

(femea) SO05 SO02 LS24 LS25

X LS01 (macho) LS23 ABANDONADA (macho)

(macho) ABANDONADA FIXADA

12/05/92 LS01

SO05 (fêmea) (femea) MK0l MK0l (macho) (macho) LS26 LS27 ABANDONADA ABANDONADA

15/05/92 LS01 (fêmea) MK0l (macho) LS28 ABANDONADA

26/05/92 LS01 (fêmea) MK02 (macho) LS29 LARVA

27/05/92 LS01 (fêmea) MC0l (macho) LS30 LARVA

51101 _

LS23

ACOMPANHAMENTO rms LARv1cuL1'UnAs ATÉ 29/os/92

Larvas obtidas na desova do dia 28 de abril, através

do cruzamento de LS01 (fêmea) 'X LS01 (macho). Obteve-se

5.000.000 de ovócitos. Foi abandonada no dia 4 de maio devido a

alta infestação de micro-crustáceos (possivelmente copépodos).

_-z ._ ff- I' -4 -J -¢'."¬ri

--aí

z

'NU' 1 ow __. .-_,- ,¿.. -1-

Fotografias 11 e 12 - _{Diferentes tanques de criação de larvas. É}

possível identificar também as tubulações

de água, os aerizadores e aquecedores. Unidade de Produção de Larvas.

LS24

Larvas obtidas na desova do dia 28 de abril, através do cruzamento de LS01 (fêmea) X SO05 (macho). Obteve-se

5.000.000 de ovócitos. Foi abandonada no dia 4 de maio devido a

alta infestação de contaminantes. LS25

Larvas obtidas na desova do dia 28 de abril, através

do cruzamento de LS01 (fêmea) X S002 (macho). Obteve-se

12.000.000 de ovócitos. No dia 01 de maio observou-se (ao con-

trário das anteriores) o exelente estado das larvas. Um resumo

do acompanhamento diário desta larvicultura é descrito abaixo: 28/04/92 04/05/92 07/05/92 13/05/92 15/05/92 18/05/92 20/05/92 12.000.000 de ovócitos. 4.000.000 de larvas "D". 3.200.000 véliger.

200.000 véliger (já retidas na malha de 200

micras).

Observação do pedivéliger com ocelo. Sem

contagem.

As larvas retidas nas malhas de 250 e 230

micras foram para fixação em pó de concha.

As retidas nas malhas de 150 e 200 micras

continuaram num balde (100 1).

Peneirada as retidas na malha de 250 mi- cras, indo para a geladeira. As larvas me- nores continuaram num balde de 100 litros.

Na caixa de fixação houve limpeza e troca de água. As _{larvas foram colocadas na bandeja de fixação,} ambientando-se

por duas horas. Ficaram, depois, uma hora e meia a seco (na pró-

pria bandeja), com o nível de água mais baixo, e por vinte e

quatro horas sem aerização. Seis horas após a abertura do ar ob- servou-se a fixação das larvas nas paredes da bandeja e nos gãos

de conchas.

Lszõ Í

Larvas obtidas na desova do dia 12 de maio, através do

cruzamento de LS01 (fêmea) XfMK01 (macho). No dia 13 de maio

havia 5.300.000 larvas "D". _{Foi abandonada no dia 18 de maio}

devido a alta mortalidade. LS27

Larvas obtidas na desova do dia 12 de maio, através do

cruzamento de LS01 (fêmea) X MC0l (macho). No dia 13 de maio

havia 4.700.000 de larvas "D", _{e no dia 15 de maio 3.000.000.}

Foi _{Levada para um balde (100 l) no} dia 18 de maio. No dia 26 de

maio foi abandonada devido a alta mortalidade.

LS28

Larvas obtidas na desova do dia 15 de maio, através do

cruzamento de LS01 (fêmea) X MK01 (macho). Obteve-se 15.000.000

de ovócitos. No dia 18 de maio havia 6.000.000 de larvas "D". Foi abandonada no dia 20 de maio devido a alta mortalidade cau- sada por ostrácodos.

LS29

Larvas obtidas na desova do dia 26 de maio, através do cruzamento de LS01 (fêmea) X MK02 (macho). Obteve-se 54.000.000 de ovócitos. No dia 27 de maio havia 46.000.000 de larvas "D".

Não foi verificado a presença de contaminantes.

LS30

Larvas obtidas na desova do dia 27 de maio, através do cruzamento de LS0l^ (fêmea) X MK02 (macho).

A

desova ocorreu expontaneamente na caixa de maturação.

6.0 - _{FIXAÇÃO EM P6 DE CONCHA}

Na natureza, devido a necessidade sedentária das os-

tras, as larvas quando no estágio véliger nadam até encontra- rem uma superfície limpa e firme. Quando a encontram, segregam

através da glândula do pé (estágio pedivéliger) uma substância

(cimento) que a faz aderir a superfície. Este processo de fi-

xação natural é imitado no laboratório. Como a fixação é uma ne- cessidade biológica das ostras, é necessário que se forneça às

larvas um substrato para fixação. O Laboratório de Sambaqui optou como substrato o pó de concha. O tipo de substrato varia de _{laboratório para laboratório. Se} o objetivo da ostreicultura é levar diretamente a carne para mercado, a fixação pode ser feita em conchas (colarfde conchas inteiras), lâminas de

persianas, telhas coloniais, etc. Mas se o objetivo é levar a

ostra inteira à mesa, o ideal é a fixação em pó de concha (pois

não há deformação causada pelo substrato).

Para serem utilizadas como substrato, as conchas são trituradas, peneiradas e desinfetadas com cloro. O pó deve es- tar entre 250 e 500 micras de diâmetro. Se for maior do que 500

micras, há grande probabilidade de duas larvas se fixarem em

um mesmo grão, o que faria com que mais tarde uma se aderisse a

outra. Se for menor do que 250 micras, há probabilidade de não haver fixação, pois a ostra inicia o estágio de pedivéliger com mais de 200 micras.

O pó, de concha é distribuido em uma bandeja com tela

(malha de 200 micras). É previamente passado parafina (cera de vela) nas paredes da bandeja para que a superficie fique

lisa, diminuindo bastante a fixação das ostras na mesma, forçan-

do a _{fixação no} pó de concha.

A fixação ocorre em torno do vigésimo dia após a deso-

va, quando observa-se a presença do olho e do pé, a perda do "vélum" e a fixação de algumas larvas nas paredes do tanque de

larvicultura. Dura aproximadamente 48 horas, ficando as larvas sem receber alimentação durante este periodo. Após fixadas, re-

cebem o nome de "sementes", havendo troca de água a cada 24 ho- ras e alimentação uma vez por dia (30 % Isochrzsis sp e 70 %

Çhaetoceros sp).

Após a _fixação as ostras são chamadas de “spats" ou pós-larvas. Ficam em torno de 30 dias (tempo de fixação), in- do depois para o mar.

Durante o estágio foi acompanhado a fixação da larvi- cultura LS25 (conforme descrito anteriormente).

°° :Q

s~

l r_""` I, 9 " `

“QÊ

«~ 1 . . .__ _ ..z . .-' 1-' . . r,- . _` ç A _' . .‹ _{._} ~._. -_

- _{larvas natantes com vélum saliente} - _{procurando suporte com o pé}

e 7 - fase rastejante, vélum já ausente

- _fixação

10 - sementes com um e dois dias

KOCDUTUJI-* ` (D (DCD G\ DK) 38

W

\..\;Í%

I ___”

__

o

cê-

Fotografia 13 - Fixação da LS25 em bandeja com pó de concha

DE OM W OMu‹PZ@S_J‹ :HW <¬mGZ<É\_. OCW <=UZ°U MG ck `U <¬NQZ‹Ê Em °Nu<×_h m<fl°= ®Q < WM OS_׋S ||Im_. _ _ _ `Ê II I|l II ||I|I|I|||||| _ F ©§ _ Om “Og @ O®N\©©N E_W

í

O§ Om v©_ @ Í O@N\OON\O®_ E_W

2

É

CN DÊ “QM % ©©N\G%_

_

_

:_m MWM L_ OF Om *Cg @ ©CN\O@_ Zum

É

CB Om v©_ % OK:

9

C5 Om VO_ @ O@_

Í

E_W m_ Á" OW Om v©_ @ Om:

É

QP Om qÓ_ P oáz mm OP Om v©_ N flw z_m NJ CP Om v©# 5 OKZ \ __ CF CW v©_ N OKZ em GN OÓ VCH N _” 4 E_W ou i ©@ Ofi v©_ P C@ Omz

Ê

QÉ QP v©_ 5 O&Z ©Q_ v©_ cú 0% z_m

“

HW

2

OO_ v©_ o_ Oáz mm G©~ vO_ ofi OKZ

É

OO_ v©_ c_ OW z_m MO _ _'

_

©©fi v©_ o_ OMZ NH OÓ_ q©_ O_ Nm :_m

_

Õ

àm WQZNUQFMÉIU Qm M~Mx%ZbQW` O<u<MPzNUzOU °Mu¢PZH%“fl€ DO Nm ::::_:_::í :_Í_ `__::; ‹_::_ O OMZ 4 _

1

₃ íííiíí_

7.0 - _{ALIMENTAÇÃO DAS OSTRRS}

A

alimentação das ostras varia dia a dia conforme o

estágio larval, obedecendo o GUIA GERAL PARA LARVICULTURA. Pa-

ra que seja calculado o volume da solução de microalgas que será utilizado na alimentação, é necessário antes saber qual a con-

centração de larvas e qual a concentração de microalgas por mi-

lilitro.

A

leitura da concentração de algas é feita em micros- cópio (conforme ítem 3.2.4.).

O volume de solução de microalgas é fornecido conforme

fórmula abaixo:

Cf x Vt

Vf =

---

_{x X%} Cm

Onde:

Vf - _{volume de solução de microalgas que será forneci-}

do;

Cf - _{concentraçao final;}

Vt - _{volume de água no tanque cultivado;}

Cm - _{concentração de microalgas lida em microscópio;}

X% - _{Percentual da solução utilizada.}

Exemplo: No sétimo dia da larvicultura a leitura em microscópio nos forneceu o valor de 1.220 x 10.000 células de

Isocrhysis sp e 40 x 10.000 células de Chaetoceros sp.

A

concen-

tração final deve ser de 4 x 10.000 . A alimentação deve ser composta de 30% _Lgggggysis sp e 70% Qhaetoceros sp. Qual o volu-

me de soluçào de microalgas que deverá ser fornecido para cada espécie?

Cí x Ut

Vf = _..__..__...._.__

Cm #4 N

o\°

a) Cálculo do volume da solução de Isochrysis sp:

4 x 10.000 x 500 Vf = ' 5 x 0,7 = _{1,15 litros} 1.220 x 10.000 41

b) Cálculo do volume da solução de Çhaetoceros sp:

4 x 10.000 x 500

Vf = _{x 0,3} = _{15 litros}

40 X 10.000

8.0 - _BIOMETRIA

A

biometria é feita mensalmente, por amostragem, atra- vés de paquímetros. Os lotes são identificados e retirados do mar. Após limpeza, mede-se a altura de, em média, cem indivíduos retirados aleatoriamente, preenchendo-se a ficha de CONTROLE

DE CRESCIMENTO e a FICHA DE AMOSTRAGEM. Com a biometria conse- gue-se fazer uma média do crescimento das ostras durante os di-

ferentes meses que ficam no mar.

O quadro abaixo mostra o número de ostras de acordo com os diferentes intervalos de medida da LSOl. Observa-se

que para um mesmo lote o crescimento é bastante diferenciado.

ALTURA LEITURAS DE BIOMETRIA REALIZADAS EM: (em mm) 24/03/92 24/04/92 19/05/92 20-30 02 06 09 31-40 12 23 19 41-50 28 18 21 51-60 24 23 34 61.-vo 21 28 24 71-80 ll 19 05 81-90 06 07 02 TOTAL 104 124 114

As ostras devem ser comercializadas somente quando a

medida de sua altura estiver acima de 7 cm.

\

9.0 - _{CULTIVO DE OSTRAS}

Antes de planejar um cultivo de ostras, o produtor de- ve analisar alguns fatores importantes como: a escolha do local

de cultivo (que deverá ser regularizado junto ao IBAMA, FATMA e

Captania dos Portos), o suprimento de sementes, o sistema de

cultivo e o mercado consumidor.

9.1 - _{LOCAL DE CULTIVO}

Segundo Queiroz (1990), o local escolhido para o de-

senvolvimento de uma empresa ostreícola deve obedecer os seguin-

tes requisitos:

1. ser protegido da ação violenta de ventos, correntes

e ondas;

2. a renovação da água deve ser eficiente;

3. o local não pode ser inundado facilmente por água

doce, proveniente de rios, chuvas, etc;

4. a água deve ter quantidades adequadas de nutrientes para as ostras e suas larvas;

5. as condições de salinidade e temperatura devem ser

convenientes para o crescimento da espécie a ser cultivada;

6. a área deve ser livre das "marés vermelhas", explo-

sões fitoplantõnicas provocadas por dinoflagelados que produzem

substâncias que causam a "intoxicação paralítica" nos seres hu- manos, que pode ser letal. (Não existem citações de sua ocorrên- cia no Brasil);

7. o local deve ser protegido de detritos industriais

e _{domésticos, uma vez que concentram elementos que} podem ser no-

civos aos seres humanos, mesmo que nenhum efeito seja observado

nos mesmos.

9.2 - _{SUPRIMENTO DE SEMENTES}

A

obtenção de sementes pode,ser natural ou artificial.

A

produção artificial é necessária quando não há disponibilidade de sementes fora da época de reprodução de ostras nativas ou

quando se quer trabalhar com uma espécie exótica, como é o caso

da Crassostrea gigas. Para a produção artificial de sementes é

necessário que se monte um laboratório o que, na maioria das ve- zes, torna-se inviável ao produtor.

No processo natural, a captura de sementes é feita no ambiente natural, utilizando-se coletores. Para isto, devem ser identificadas a espécie que se que reproduzir, o local e a pro-

fundidade de ocorrência do maior número de larvas, além da época propícia. Os coletores não podem ficar por mais de 20 dias, pois serão colonizados por "fouling", inviabilizando a captura de se-

mentes.

Os coletores mais utilizados são:

- _{conchas de ostras ou de outros moluscos enfileiradas}

em "rosário" ou em sacos de náilon;

- _{placas onduladas de cimento-amianto;} - _{bambu, tiras ou placas de madeira;} - _{lâminas de persiana metálica;}

- _{lâminas de PVC ou plástico flexivel;}

- _{ramos de mangue-vermelho (Rhizophora mangle) para as}

larvas de Çrassostrea rhizophorae.

9.3 - _{SISTEMAS DE CULTIVO}

As sementes obtidas artificialmente (desovas realiza- das em laboratório) ou coletadas no ambiente natural, são leva-

das a campo com aproximadamente 40 dias de vida, até atingirem

tamanho adequado para comercialização.

As ostras podem ser destacadas dos coletores e serem

colocadas em engradados plásticos (ficando com uma maior área livre para se alimentarem e crescerem) ou podem continuar fixa- das no coletores. Neste caso, se for utilizado como substrato a

fieira de conchas, é necessário o uso de espaçadores entre as

conchas, para evitar a aderencia entre as ostras durante o cres-

cimento.

9.3.1 - _{CULTIVO SUSPENSO}

›

O cultivo suspenso pode ser feito sobre parques flu-

tuantes ou fixos

. <.:~11- ' -... , .'_. 1 V1. . . `f':.>'. Í'¡ i- à-\z':'.~ -f ‹¡."¡A :_ .!_;›'.,.;\'v-,g-_` ¬ âwmfifiwfi *f-*M-;¿¿`¿»*í1§ sff .'t.f¬-`=¬*›P ` 'H ;ââ?:H¢¢ fz:-:_I~:§$'¡_ › äziz __+. ›- f-Éšfgrpf' J' › \» . .èz <sub>,V</sub> , » .,.=.~, z \.‹`¡` _‹3_-2¬ _ Y :Ç‹›'! - ¬.í_1,-`ë?`f“ T1-J' `

Fotografia 14 - Lanterna confeccionada por servidor do Laborató- rio. fi@@nwämzz x .V _' ¡gr! ` .‹¡._V._¬~z_:,- , _ .__ H, 1 -.› - -1» .›~:s\ 1 1' l ~' «` v ‹z \ z x k .Q F z¬` `

Nos parques flutuantes são utilizadas balsas ou espi-

nhéis. As balsas podem ser de madeira ou de bambu nas travessas;

e tambores de óleo, galões plásticos, isopor ou bambu são uti- lizados como flutuadores. Nas travessas são pendurados os engra-

dados ou as fileiras de conchas. Os espinhéis são mais utiliza-

dos em áreas oceânicas, onde é maior a _ação de ventos e ondas.

Consistem de vários flutuadores unidos por um cabo, fixado por âncoras ou pedras nas extremidades.

Os parques fixos são utilizados até uma profundidade de uns três metros, pois em profundidades maiores poderá ser an- ti-econõmica. As armações podem ser feitas de madeira ou de bam-

bu. Os «engradados e/ou as fieiras de conchas ficam suportados pela_armação.

9.3.2 - _{CULTIVO SOBRE ESTACAS}

O cultivo sobre estacas é mais apropriado para lagoas onde a profundidade é pequena e o fundo muito mole, não sendo possível a utilização de cultura suspensa. São utilizadas como suporte estacas de madeira, sobre as quais os coletores com as

sementes são instalados.

9.3.3 - _{CULTIVO SOBRE O FUNDO}

Neste cultivo os coletores são depositados no fundo do

mar. O fundo muito mole é prejudicial pois as ostras se enter- ram.

A

_ação de predadores e facilitada. Não é utilizada a nível

comercial. `

9.4 - _COLHEITA

A

época de colheita varia de local para local, com o

tipo de cultura, com a espécie utilizada e com as exigências de

mercado. As ostras, após serem retiradas da água passam por um

processo de limpeza, devendo ser lavadas e escovadas para a re-

moção de lama e do "fouling". Os exemplares pequenos, não comer- cializáveis, devem ser separados e devolvidos a campo. Após a

limpeza, se necessário, as ostras deverão ainda passar por um processo de depuração.

A

depuração tem como objetivo eliminar os

organismos patogênicos que os moluscos tem em seu corpo, devido

a poluição bacteriológica, tornandoqas próprias para consumo.

A

depuração consiste em se manter as ostras em água

bacteriologicamente pura por um tempo necessário, para que

ja liberação das impurezas. O processo pode ser natural ou arti-

ficial. No processo natural, as ostras provenientes de locais

com NMP (número mais provável de bactérias coliformes) maior que 70/100 ml devem ficar em gaiolas suspensas em locais de água limpa por uma a duas semanas. Como processo artificial é utili- zado a cloração, a esterilização por raios ultra-violeta ou a

ozonização. Na cloração é utilizado cloro na proporção de três partes por milhão. As ostras são imersas, após volatização do cloro, por um tempo que varia com o grau de contaminação. Este processo tem o inconveniente de deixar sabor característico na carne das ostras, além de produzir mal aspécto no corpo dos mo-

luscos. Na esterilização por raios ultra-violeta são utilizadas lâmpadas ultra-Violetas sobre os tanques de esterilização. As bactérias são eliminadas na água devido a presença desses raios. No processo de ozonização, é produzido o gás ozônio que é libe-

rado na água de depuração, eliminando assim as bactérias.

9.5 - _{ACONDICIONAMENTO}

Estando pronta para comercialização, as ostras devem

ser acondicionadas em caixas (plásticas, de madeira ou de pape-

lão plastificado). Entre cada duas camadas de ostras deve haver uma camada de material macio e limpo, para evitar o atrito entre

as conchas e manter a umidade e a aeração. No transporte a tem- peratura deve ficar entre 5 e 15 graus centigrados. As ostras

resistem fora d'água de dois a dez dias, dependendo das condi-

ções ambientais. `

\

\

«

`d

V

10.0 - _{VISITA REALIZADA} B. EMPRESA MOLUSKOS S.A.

A

Moluskos S.A. é uma empresa localizada na Praia do

Sonho, município de Palhoça, a 45 Km de Florianópolis.

A

empresa não possui laboratório para desova, comprando sementes de Cras- sostrea gigas em São Paulo (SOSTRAMAR)Vou no Chile. Além de tra- balhar com a ostra japonesa, a Moluskos trabalha também com me-

xilhões (Perna perna).

A

área utilizada pela empresa é de apro- ximadamente 10.000 metros quadrados e no dia 22 de maio do ano corrente tinha 70.000 sementes no mar.

.Todo o cultivo é feito sobre parques flutuantes ("long

line"). As sementes ao chegarem na empresa são colocadas em cai-

xas plásticas (51x33x28 cm) revestidas por telas mosquiteiro, com divisões internas, ficando ali até atingirem de 2 a 3 centí-

metros. Depois, são colocadas em lanternas de 10 andares com ma- lha miúda (em média 150 ostras por andar). Após atingirem apro- ximadamente 6 cm de comprimento, são colocadas em lanternas com

malha maior (aproximadamente 100 ostras por andar) ficando ali até atingirem o tamanho comercial (acima de sete centímetros de comprimento).

As ostras são comercializadas nas praias próximas, em

Florianópolis, Porto Alegre, Curitiba e São Paulo. Os mexilhões são comercializados em bares e restaurantes da Grande Florianó-

polis.

I

\