UNIVERSIDADE FEDERAL DE RONDÔNIA – UNIR PRÓ-REITORIA DE PESQUISA (PROPESQ)
PROGRAMA INSTITUCIONAL DE BOLSAS DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA-PIBIC
AVALIAÇÃO DA SUPLEMENTAÇÃO DE VITAMINAS E MINERAIS NA REPRODUÇÃO DE Anopheles darlingi (DIPTERA: CULICIDAE)
Naiara Tavares Cabral, naiaratavares.pvh@gmail.com, (069)99320-0614; Laboratório de Bioecologia de Insetos, Br 364 km 11, labeinunir@hotmail.com; Alexandre de Almeida e silva, alealsil@unir.br, (069) 98123-9179;
PORTO VELHO-RO 2016
RESUMO
Os mosquitos são insetos dípteros conhecidos também como pernilongos muriçocas. Dentre os mosquitos, existem cerca de 460 espécies de anofelinos, sendo que 70 dessas espécies tem a capacidade de transmitir o parasito da malária. No Brasil, assim como em regiões amazônicas dos países sul-americanos, o Anopheles darlingi é considerado um dos principais vetores dos parasitos da malária humana. Os mosquitos em geral necessitam de sangue para desenvolver seu primeiro lote de ovos, sendo esse uma mistura de vários componentes tais como proteínas, lipídios, carboidratos, sais, vitaminas e minerais indispensável para a produção de seus ovos e larvas. Considerando a necessidade e aprimoramento da criação dessa espécie de mosquito em laboratório, o objetivo desse trabalho foi avaliar o efeito da suplementação do sangue com multivitamínico sobre os parâmetros reprodutivos de An. darlingi. As fêmeas dos mosquitos foram coletados em região rural de Porto Velho e o repasto sanguíneo foi dado em campo adicionando-se diferentes quantidades de multivitamínico para atingir concentrações entre 10 a 0,01%. O número de mosquitos ingurgitados foi anotado e, posteriormente, os mosquitos foram transportados para o laboratório e os parâmetros sobrevivência até a oviposição, proporção de mosquitos que ovipuseram, o número de ovos e larvas produzidos foram registrados. O ingurgitamento foi bastante reduzido nas maiores concentrações, i.e., 10 e 5%, não diferindo nas demais em relação ao controle (sangue sem multivitamínico). A sobrevivência e a oviposição não foram afetadas pela suplementação, mas o número de ovos e larvas foi menor nos mosquitos que foram alimentados com multivitamínico a 1% em relação ao controle, enquanto o número de larvas produzidas foi maior nos mosquitos que receberam o suplemento a 0,01%. Embora, vitaminas e minerais sejam indispensáveis para o desenvolvimento de larvas de insetos, incluindo mosquitos, as quantidades podem variar muito dentre as diferentes espécies. Altas contrações de vitaminas no sangue podem prejudicar o ingurgitamento dos mosquitos, mas parecem não ser tóxicas. Os presentes resultados sugerem que a suplementação com concentrações mais próximas as encontradas naturalmente no sangue aumentam a fertilidade de An. darlingi.
1. INTRODUÇÃO
Os mosquitos são insetos dípteros conhecidos também como pernilongos muriçocas ou carapanãs, estão classificados na Ordem Díptera, subordem Nematocera e família Culicidae (FORATTINI, 2002). Os culicídeos possuem três subfamílias: Toxorhyncitinae, Anophelinae e Culicinae, sendo as duas últimas de fundamental importância para os estudos epidemiológicos, pois possuem vetores de doenças como a malária, as filaríoses, a febre amarela, a dengue e outras arboviroses. Em números, essa família possui mais de 3500 espécies de mosquitos e 175 gêneros conhecidos e a maioria sem importância médica (FORATTINI, 2002; RUEDA, 2008).
Na subfamília Anophelinae encontram-se 3 subgêneros: Chagasia, Bironela e Anopheles, porém somente o último contém espécies de importância médica (CONSOLI E LOURENÇO-DE-OLIVEIRA, 1994). Esse gênero possui seis subgêneros: Stethomya Theobald, Lophopodomyia Antunes, Anopheles Meigen, Kerteszia Thoebald, Nyssorhyncus Blanchard e Cellia Theobald, sendo esse último presente apenas no Velho Mundo (FORATTINI, 2002).
O Anopheles possui 465 espécies conhecidas, sendo que 70 dessas espécies tem a capacidade de transmitir o parasito da malária 41 são considerados espécies dominantes capazes de transmitir a malária a um nível de grande preocupação para saúde pública (SINKA et al.,2012).
A distribuição geográfica desses vetores é ampla, sendo encontrados principalmente nos continentes Africano, Asiático e Americano (SINKA et al., 2012). A diversidade anofelínica é elevada no continente americano sendo An. freeborni e An. quadrimaculatus os principais vetores da malária humana na América do Norte. Na America Central espécies como An. albimanus, An. pseudopunctipennis, An. aquasalis. Já na América do Sul um dos principais vetores por manter a endemia na região é a espécie An. darlingi (WHO, 2014; SINKA et al ,2012)
O Anopheles darlingi é considerado dos principais vetores dos parasitos da malária humana nas regiões amazônicas dos países sul-americanos tais como: Bolivia, Colômbia, Guina, Peru, Venezuela, Guiana Francesa, Suriname e Brasil (HIWAT e BRETAS, 2011). São insetos que podem transmitir a malária dentro e fora
de domicílios e possuem hábito altamente antropofílico (CONSOLI e OLIVEIRA, 1998). O An. darlingi é um vetor altamente antropofilico, preferindo picar humanos e tem os picos de atividades nos horários crepusculares (TADEI e THATCHER 2000).É um vetor que se desenvolve em principalmente em grandes coleções de águas, com baixo teor de matéria orgânica, profundas, límpidas e sombreadas como rios, lagoas e remansos de rios (CHARLWOOD, 1996). É uma espécie que tem uma maior abundância nos períodos chuvosos e uma baixa da sua população na estação
seca (VITOR et al., 2009) porém pode ser encontrado durante todo o ano (GIL et al. 2003).Essa espécie, assim como os mosquitos em geral, passa por quatro estágios distintos: ovo, larva (possuindo quatro estádios = L1, L2, L3, L4), pupa e adultos alados (Figura 1) e possuem ciclos biológicos divididos em duas fases: aquático -onde as formas imaturas se desenvolvem e aéreo- no qual os adultos vivem (FORATTINI, 2002)
Figura 1. Ciclo de vida de um mosquito. A- Ovo; B- Larva; C- Pupa; D- Adulto, WILLIAMS & PINTO,( 2012).
Os ovos são postos isoladamente na superfície liquida, o exocório expande-se bilateralmente para construir os flutuadores, facilita a permanência dos mesmos na água. Os locais para deposição dos seus ovos são coleções d'água, geralmente, águas paradas, águas limpas de fluxo lento, ou sujas, ou de fluxo rápido e postos individualmente uns dos outros apresentando flutuadores, que os mantêm na superfície da água (FORATTINI, 2002).).
As larvas apresentam aspecto vermiforme, coloração que varia entre o esbranquiçado, esverdeado, avermelhado ou mesmo enegrecido. Apresentam quatro estádios larvais e são aquáticas de vida livre e com alta mobilidade. Não apresentam sifão respiratório, por isso dispõe-se horizontalmente na superfície da água para respirar, auxiliadas por cerdas adaptadas. O seu corpo está dividido em: cabeça, tórax e abdome, sendo os dois primeiros tagmas mais globosos, enquanto o abdome tem aparência semicilindrica e está dividido em nove segmentos (CONSOLI; LOURENÇO, 1994; FORATTINI, 2002). Os biótopos larvais são bem variáveis de acordo com cada espécie, e incluem fatores bióticos e abióticos como a exposição à luz solar, temperatura, agitação da água e precipitações pluviométricas; características químicas como o teor de gases dissolvidos, oxigênio e dióxido de carbono, pH, salinidade, teor de matéria orgânica; predadores, vegetação ótima fonte de alimentação. As maiorias das larvas alimentam-se indistintamente do microplâncton presente em seus habitats, constituído de algas, rotíferos, bactérias, esporos de fungos, ou quaisquer partículas de matéria orgânica (CONSOLI; LOURENÇO, 1994).
A pupa não se alimenta e muitas vezes, corresponde a um importante período de profundas transformações estruturais entre a forma larval e os adultos alados quando aparecem as asas, ainda escondidas em sacos internos ou não-funcionais, e corresponde o período de maior vulnerabilidade para o mosquito (FORATTINI, 2002).
Após os insetos emergirem, eles buscam um abrigo. Os adultos possuem um corpo dividido e cabeça, tórax e abdome (FORATTINI, 2002). A fêmea adulta apresenta a fronte com escamas, além de um distinto tufo de cerdas modificadas ou finas, projetado em direção anterior, os palpos maxilares são de comprimento equivalente ao da probóscide, as antenas mais curtas do que esta e dotadas de toro pequeno, pilosas. Já no macho verifica-se dimorfismo no aspecto dos palpos maxilares, tão ou mais longos do que a probóscide e com os dois últimos segmentos dilatados, o que empresta ao apêndice aspecto clavados. As antenas têm o toro apreciavelmente maior do que o da fêmea, além de plumoso (FORATTINI, 2002).
Os machos e as fêmeas se alimentam de substâncias açucaradas, porém, somente a fêmea é hematófaga. Os sucos de vegetais proporcionam uma
importante fonte de energia durante a maioria da vida de ambos os sexos quando adultos. Esses carboidratos naturais são: glicose, sacarose, maltose, e frutose encontrados no néctar de flores e de outros nectários, o orvalho, as gotículas secretadas de afídeos e frutas, eles são importantes para manutenção das atividades metabólicas e possibilitar executar outras funções como: o vôo, a dispersão e as múltiplas atividades biológicas (CONSOLI & LOURENÇO, 1994, REY, 2001, FORATTINI, 2002)
Porém somente a fêmea dessa espécie realiza a hematofagia, pois necessitam das proteínas encontradas no sangue dos vertebrados para o desenvolvimentos e maturação dos ovos (CONSOLI; LOURENÇO, 1994).
As fêmeas de An. darlingi são anautogêneas, ou seja, necessitam obrigatoriamente de uma alimentação sanguínea para desenvolver seu primeiro lote de ovos. A ingestão do sangue é importante para desencadear a vitelogênese e dar continuidade a ovogênese, que é o processo de formação do ovo (CLEMENTS, 1992). A vitelogênese é um processo de síntese, transporte e acúmulo de proteínas precursoras de vitelo no qual proteínas, lipídeos e açúcares são incorporados nos ovócitos (RAIKHEL et al, 2002). Após a ingestão de sangue os mosquitos liberam um sinal para o cérebro e quando o esse recebe o sinal libera um hormônio peptídico chamado hormônio ecdisteroidogênico ovariano (OEH) após a liberação do OEH o ovário começa a sintetizar e liberar ecdisona para a hemolinfa (RAIKHEL e DHADIALLA, 1992). Quando a ecdisona chega no corpo gorduroso é convertida em 20-hidroxiecdisona (20 HE) estimulando a síntese de proteínas precursoras do vitelo, em seguidas essas são secretadas e transportadas para o ovario onde serão incorporadas pelo ovócito em maturação(RAIKHEL e DHADIALLA, 1992).
O sangue que os mosquitos ingerem é uma mistura de vários componentes tais como proteínas, lipídios, carboidratos, sais, vitaminas e minerais (FARLEY, HENDRY e MCLAFFERTY, 2012) sendo alguns desses componentes essenciais para a criação bem-sucedida de mosquitos (ROSALES-RONQUILLO et al., 1973). A importância das proteínas para os mosquitos foi descrito em trabalhos como o de Woke (1937), Yeoli e Mer (1938) e Singh e Brown (1957) mostrando que esse é o principal nutriente do sangue para a produção de ovos em mosquitos. Porém os demais componentes ainda não foram bem explorados em relação a produção de ovos em mosquitos.
Para Dacus oleae, conhecidas como mosca-da-azeitona, as vitaminas se mostram importantes na sobrevivência de ambos o sexos, pois a falta de vitaminas como piridoxina, riboflavina entre outras. Para essa espécie a produção e eclosão dos ovos foram significativamente reduzidos com a omissão de vitaminas como biotina, cloreto de colina, inositol, ácido nicotínico, riboflavina e vitamina E (TSIROPOULOS, 1980).
O sangue oferecido para os mosquitos possuem uma quantidade de vitaminas relativamente baixa (KREBS, 1950). Apesar da importância comprovada de vitaminas na biologia reprodutiva de insetos não se tem relatos sobre a suplementação de vitaminas no sangue. Trabalhos relatam a administração de multivitamínicos na criação de insetos, em concentrações de 5% e 10% junto a sacarose (PHASOMKUSOLSIL et al., 2014). Porém é sabido que a alimentação do mosquitos são armazenadas em locais diferentes, sendo a sacarose no divertículo ventral e o sangue quando o ingerido é enviado direto para o intestino médio (FRIEND, 1978).
A criação em laboratório de anofelinos não colonizados faz uso de fêmeas de campo que são alimentadas com sangue para produção de ovos e, consequentemente, larvas que são utilizadas para experimentação ou produção de adultos. No entanto, o conhecimento a respeito dos aspectos nutricionais dos mosquitos é pequeno frente ao número de espécies existentes. Alguns autores tentaram estabelecer condições para a criação de Anopheles darlingi, incluindo a avaliação de diferentes dietas para criação (BERGO et al. 1990) ou o efeito de diferentes concentrações de alimento na biologia (ARAÚJO et al. 2012) dessa espécie visando a melhor entendimento da biologia para produção em laboratório, mas o maior foco dessas pesquisas está nas formas imaturas, assim, a investigação da suplementação nutricional em adultos pode trazer novas informações que melhorem a produção de ovos e larvas viáveis.
2. OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
Avaliar o efeito da suplementação de vitaminas e minerais na reprodução de An. darlingi.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Avaliar o efeito da suplementação de vitaminas e minerais em três concentrações nos seguintes parâmetros reprodutivos de fêmeas de Anopheles darlingi oriundas de campo:
Número de mosquitos ingurgitados; Sobrevivência até oviposição; Proporção de oviposição; Produção de ovos; Produção de larvas.
3 MATERIAIS E MÉTODOS 3.1 COLETA E CRIAÇÃO
A coleta e alimentação das fêmeas foram realizadas em uma propriedade rural (sítio do senhor Bigode), localizado a 31 km da cidade de Porto Velho, Rondônia, nas coordenadas 08°39.145’ S/ 063°56.155’ W, BR 319, sentido Humaitá, ramal Santo Expedido (Figura 1).
Figura 1: Local da captura dos mosquitos Anopheles darlingi, BR 319, km 31, Porto Velho, RO.
Foto: Elizângela Ferreira Melo, 2016
As coletas das fêmeas de Anopheles darlingi foram realizadas das 18:00 às 20:00 horas, utilizando da técnica de atração humana protegida. A técnica consiste em na exposição das pernas, protegidas com meia preta, para atrair os mosquitos que serão capturados com auxilio de aspirador manual antes que a picada e a subseqüente sucção sejam realizadas. Apenas os pesquisadores envolvidos no trabalho participaram das coletas dos mosquitos.
Após a coleta, os mosquitos foram separados e distribuídos em copos descartáveis de 300 ml, transparente e telado, em um número máximo de 10 mosquitos por copo (Figura 3).
Figura 3: Fêmeas de Anopheles darlingi recebendo alimentação nos copos descartáveis de 300 ml.
Foto: Naiara Tavares Cabral, 2016
Posteriormente, os mosquitos receberam o repasto sanguíneo com a adição de suplemento vitamínico e sais minerais ou sangue sem suplemento (controle). O método de alimentação foi adaptado de RUTLEDGE et. al. (1964) que consiste em colocar o alimento no fundo de um copo descartável de 50 ml, que é envolto por uma fita de politetrafluoretileno (Veda-rosca) e em seguida recebe água a uma temperatura de ~37 a 40 º C em seu interior (Figura 4).
O sangue utilizado nos experimentos foi coletado de doadores previamente autorizados pelo CEP: 53016315.9.0000.5300, assim como o método de captura protegida para realização desse trabalho.
Figura 4: Processo de alimentação sanguínea por meio de membrana. 1- Sangue sendo pipetado no fundo do copo de 50 mL com pipeta Pasteur; 2- Aplicação da fita veda rosca (membrana artificial) sobre o sangue; 3- Adição de água a 37 °C dentro do copo e 4- Membrana com alimento sendo colocado sobre as gaiolas dos experimentos.
Foto: Glaucilene Silva Costa, 2015
Preliminarmente, foram oferecidas as concentrações de 5 % e 10% do multivitamínico Vytinal, sendo os comprimidos triturados com auxílio de pistilo e gral e posteriormente diluído em sangue (Figura 5) (n=3). Posteriormente, utilizou-se concentrações menores de: 1%, 0,1% e 0,01% e o suplemento foi manipulado para forma líquida, facilitando assim sua diluição em sangue até o término dos testes.
Na realização dos experimentos com as concentrações de 1%, 0,1% e 0,01% realizou-se três repetições, com três réplicas cada tratamento, durante três dias da semana (n=9). Todos os experimentos foram realizados em campo, o sangue com o suplemento e o controle ficaram disponíveis por 20 minutos para os Anopheles darlingi coletados. Após a alimentação, os mosquitos não ingurgitados foram descartados das fases seguintes do experimento. A partir desse momento, os mosquitos ingurgitados foram colocados em uma caixa de isopor, onde cada copo recebeu um chumaço de algodão embebido com sacarose 10% e foi coberto por um plástico e um tecido úmido, para assim serem transportados até o Laboratório de Bioecologia de Insetos- LABEIN, onde foram mantidos por três dias, período de maturação dos ovos a temperatura de 25 ° - 28° C e fotoperíodo de 12 horas.
No terceiro dia após os experimentos em campo, os mosquitos foram identificados em nível de espécie com ajuda de chaves entomológicas de identificação de Consoli e Lourenço–de-Oliveira (1994) e induzidos à oviposição forçada, consistindo na remoção de uma das asas da fêmea com auxílio de um tubo mortífero contendo acetato de etila e pinças entomológicas e lupa (estereomicroscópio).
3.1. Avaliação dos parâmetros reprodutivos
Os parâmetros avaliados neste trabalho foram os seguintes: número de mosquitos ingurgitados, sobrevivência até oviposição, número de ovos e número de larvas produzidas em cada concentração.
O número de mosquitos ingurgitados foi avaliado pelo número de mosquitos que continham o abdome visivelmente distendido após o repasto sanguíneo.
Figura 5: Mosquitos da espécie An. darlingi, após o fornecimento dos alimentos. Mosquito:
1- ingurgitado com sangue 2- não ingurgitado.
Foto: Glaucilene Silva Costa, 2016 (modificada)
A proporção de sobrevivência até oviposição foi calculada dividindo-se o número de fêmeas vivas após o terceiro dia do repasto sanguíneo pelo número de fêmeas ingurgitadas em cada copo. A proporção de oviposição foi obtida
dividindo-se o número de fêmeas que ovipudividindo-seram pelo número de fêmeas sobreviveram até a oviposição em cada tratamento. O número de ovos foi obtido contando-se os ovos presentes no papel filtro umedecido no fundo de cada copo contendo uma única fêmea utilizando um estereomicroscópio. Os ovos foram transferidos para copos descartáveis de 100 ml com água para eclosão das larvas. No terceiro dia as larvas foram contabilizadas e, para avaliar a produção de larvas, i.e., número de larvas em cada copo.
3.2. Análises dos dados
A analise de dados foram avaliados por análise de variância ou equivalente não paramétrico utilizando o programa Prism 6 (Graph Pad Inc.) ao nível de significância de 5%.
4. RESULTADOS
Nos experimentos iniciais com concentrações de 5% e 10% de multivitamínico triturado, foi observado apenas um pequeno número de mosquitos ingurgitados em relação ao controle (sangue) (F=28,9; P=0,001), sendo que o número médio de mosquitos ingurgitados foi de 8,7, 1,7, 2,3 nos grupos alimentados com sangue, 5% e 10%, respectivamente (Figura 7).
Figura 7: Número de mosquitos, Anopheles darlingi, ingurgitados com sangue contendo diferentes concentrações de multivitamínico triturado (Vytinal).
Legenda: Controle = sangue; 5 % = Sangue + suplemento a 5% (m/v); 10%= Sangue+suplemento a 10% (m/v)
Nos experimentos seguintes, as concentrações de 1%, 0,1% e 0,01% do multivitamínico, na forma líquida não interferiram no ingurgitamento dos mosquitos (F=1,63; P=0,2) (Figura 8).
Figura 8: Número de mosquitos, Anopheles darlingi, ingurgitados com sangue contendo diferentes concentrações de multivitamínico liquido manipulado.
Legenda: Controle= sangue; 1%= Sangue+ Suplemento a 1% (m/v); 0,1% =Sangue+ Suplemento a 0,1% (m/v); 0,01%= Sangue+ Suplemento a 0,01% (m/v).
Das fêmeas que se alimentaram 87% sobreviveram até a oviposição no grupo controle, 88% no grupo 1%, 76% no grupo 0,1% e 94% no grupo 0,01%, não havendo diferença significativa (F=1,61; P=0,21) (Figura 11).
Figura 11: Sobrevivência de mosquitos, Anopheles darlingi, até a oviposição após repasto sanguíneo contendo diferentes concentrações de multivitamínico liquido manipulado.
Legenda: Controle= sangue; 1%= Sangue+ Suplemento a 1% (m/v); 0,1% =Sangue+ Suplemento a 0,1% (m/v); 0,01%= Sangue+ Suplemento a 0,01% (m/v).
A proporção de fêmeas que ovipuseram não diferiu significativamente entre os grupos (F=0,2; P=0,89) e variou de 74 a 81% (Figura 12).
Figura 12: Proporção de mosquitos, Anopheles darlingi, que realizaram postura após repasto sanguíneo contendo diferentes concentrações de multivitamínico líquido manipulado.
Legenda: Controle= sangue; 1%= Sangue+ Suplemento a 1% (m/v); 0,1% =Sangue+ Suplemento a 0,1% (m/v); 0,01%= Sangue+ Suplemento a 0,01% (m/v).
A produção de ovos, por outro lado, foi significativamente (F=4,31; P=0,0058) menor nos mosquitos alimentados com o multivitamínico a 1% (96 ovos) em relação ao controle e aos mosquitos alimentados com multivitamínico a 0,01% (129 e 131 ovos, respectivamente) (Figura 13)
Figura 13: Produção de ovos de mosquitos, Anopheles darlingi, após repasto sanguíneo contendo diferentes concentrações de multivitamínico liquido manipulado.
Legenda: Controle= sangue; 1%= Sangue+ Suplemento a 1% (m/v); 0,1% = Sangue+ Suplemento a 0,1% (m/v); 0,01%= Sangue+ Suplemento a 0,01% (m/v).
O número de larvas médio produzidas no grupo controle foi de 73, no grupo 1% foi de 64, no grupo 0,1% foi de 81 e no grupo 0,01% foi de 94. A produção larvas no grupo alimentado com multivitamínico a 0,01% foi significativamente (F=3,98; P=0,008) maior do que nos demais, com exceção daquelas alimentadas com 0,1% e cerca de 20% maior do que no controle (Figura 14).
Figura 14: Produção de larvas dos mosquitos, Anopheles darlingi, após repasto sanguíneo contendo diferentes concentrações de multivitamínico liquido manipulado.
Legenda: Controle= sangue; 1%= Sangue+ Suplemento a 1% (m/v); 0,1% = Sangue+ Suplemento a 0,1% (m/v); 0,01%= Sangue+ Suplemento a 0,01% (m/v).
5. DISCUSSÃO
Os mosquitos apresentam mecanismos responsáveis por monitorar a qualidade dos alimentos a serem ingeridos, entre eles: as sensilas e quimiorreceptores do cibário, quimiosensilas nos tarsos, labela e labro, selecionando os alimentos a serem ingeridos (CLEMENTS, 1992). Porém, foi observado, nas concentrações 5% e 10%, um baixo número de mosquitos ingurgitados em ambas as concentrações (Figura 7). Segundo Hosoi (1959), altas concentrações de sais no sangue podem ser rejeitadas pelos mosquitos. Além disso, soluções com a pressão osmótica divergente daquela do sangue podem reduzir o ingurgitamento e a distensão do abdome desses insetos.
As concentrações de algumas vitaminas a 5% e 10% oferecidas nos tratamentos são muito maiores, i.e. entre 48 a 7.000 vezes, do que as encontradas normalmente em sangue de vertebrados humanos (KREBS, 1950). No entanto, o oferecimento de concentrações de 5% de solução de multivitamínico junto a soluções açucaradas foram aceitas pelas espécies de An. kleini e An. stephensi, (PHASOMKUSOLSIL et al. 2014)
Dessa forma, nos experimentos seguintes foi manipulado um xarope baseado nas composições de vitaminas presentes no Vytinal em baixas concentrações (1%, 0,1%, 0,01%).
Em concentrações menores de multivitamínico não houve diferença significativa no número de mosquitos ingurgitados em relação ao controle (Figs 8). Apesar de que a concentração de algumas vitaminas, e.g., tiamina, ainda fosse 700 vezes (tratamento a 1%) maior do aquela encontrada no sangue (KREBS, 1950).
Posteriormente foram avaliados os parâmetros sobrevivência e postura das fêmeas, os quais também não apresentaram diferenças significativas entre os grupos que receberam o suplemento vitamínico líquido e o controle (sangue) (Figs 9 e 10). Concentrações mais altas, i.e., 5% foram administradas junto a soluções açucaradas para durante a reprodução de anofelinos por PHASOMKUSOLSIL et al. (2014), sugerindo que não há problemas de toxicidade associadas a altas concentrações de vitaminas.
Embora não haja muitos relatos sobre a influência direta de vitaminas na fecundidade de insetos, a vitamina B é necessária para produção de ovos por fêmeas de insetos nectarívoros (DADD, 1965). Apesar disso, a fecundidade parece ter sido afetada negativamente no grupo que recebeu a suplementação a 1%, cuja concentração de uma das vitaminas do grupo B ainda era 700 vezes maior do que a encontrada no sangue (Fig.11).
A produção larval foi afetada pela adição do multivitamínico e tende aumentar com a diminuição na sua concentração (Fig. 12). Além disso, a fertilidade na menor concentração, i.e, 0,01% foi significativamente maior do que no controle (sem vitaminas). Sabe-se que as vitaminas são de grande importância para o desenvolvimento das larvas. De acordo com Singh e Brown (1957), 8 vitaminas são essenciais para a nutrição de larvas: tiamina, riboflavina, ácido pantatênico, ácido nicotínico, piridoxina, biotina, ácido fólico, niacina. Além disso, os autores verificaram que na espécie Aedes aegypti, sem tiamina, ácido nicotínico, pantotenato de cálcio, não houve desenvolvimento larval e, na ausência de riboflavina, as larvas não se desenvolveram além do segundo instar. Adicionalmente quando houve a omissão de piridoxina, biotina, ácido fólico as larvas cresceram lentamente e não conseguiram pupar (SINGH E BROWN, 1957). Adultos de Myzus persicae criados desde o nascimento em dietas pobres em vitaminas produziram menos larvas e não foram capazes de crescer e se desenvolver adequadamente (DADD, 1965). HOUSE (1966) verificaram que a retirada de vitamina E da dieta de moscas da espécie Agria Affinis causou grande diminuição na produção larval. Apesar da clara necessidade de vitaminas para o desenvolvimento larval de diferentes insetos, o presente trabalho sugere que apenas concentrações de vitaminas suplementares mais próximas as do sangue, i.e. tratamento a 0,01% são necessárias para favorecer o desenvolvimento do embrião de An. darlingi, levando, assim, a um aumento da fertilidade.
6. CONCLUSÕES
Concentrações de multivitamínico adicionados a alimentação sanguínea acima de 5% alteram o ingurgitamento de Anopheles darlingi.
Concentrações entre 1% a 0,01% de multivitamínico adicionados a alimentação sanguínea não alteraram os parâmetros de sobrevivência e proporção de oviposição.
A fecundidade (ovos) e fertilidade (larvas) de Anopheles darlingi foi significativamente afetada pela adição de multivitamínico a alimentação sanguínea.
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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