USO DE PRÓPOLIS DE APIS MELLIFERA NO CONTROLE DO DESENVOLVIMENTO DOS OVOS DE TRICHOSTRONGILÍDEOS DE PEQUENOS RUMINANTES

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Texto

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USO DE PRÓPOLIS DE APIS MELLIFERA NO CONTROLE DO DESENVOLVIMENTO

DOS OVOS DE TRICHOSTRONGILÍDEOS DE PEQUENOS RUMINANTES

Krychak-Furtado, Silvana1; Palhano, Ana Luisa2; Funayama, Shigehiro3; Dias, Josiane de Fátima Gaspari4; Cerdeiro, Ana Paula dos Santos5

Resumo

Apresentam-se, nesta pesquisa, dados da avaliação in vitro de dois extratos de própolis sobre o desenvolvimento dos ovos de trichostrongilídeos de ovinos. Realizou-se o teste de eclodibilidade com soluções aquosas de compostos solúveis de própolis, após tratamento alcalino (SACSTA). Os testes laboratoriais evidenciaram que as soluções de própolis avaliadas não apresentaram atividade satisfatória sobre o desenvolvimento dos ovos de trichostrongilídeos de ovinos.

Palavras-chave: parasitas, anti-helmíntico, produtos naturais. Abstract

Data about in vitro evaluation of two propolis extracts on the development of the eggs of ovine trichostrongylides, are presented. It carried out the test hatchability with extracts prepared by alkali treatment. Laboratory tests evidenced that the extracts not presents activity on the development of the eggs of ovine trichostrongylides.

Keywords: parasites, anthelmintic, natural products.

Introdução

No sistema de produção animal, principalmente na área de ruminantes, é essencial um adequado e eficiente controle parasitário, visto que o impacto econômico dos parasitas sobre a produtividade é determinante para a obtenção de retorno financeiro ao produtor.

Embora a indústria farmacêutica tenha demonstrado grandes avanços na quimioterapia, não raro produtores e veterinários deparam-se com cepas de parasitos capazes de resistir ao tratamento convencional (Waller, 1994); (Charles, 1989). Além deste fator, que é de ocorrência mundial, no Brasil tem-se, adicionalmente, a interferência climática a favor dos parasitos, pois muitos deles apresentam ciclos favorecidos por climas quentes e úmidos e também processos produtivos pouco tecnificados e de baixa

1 Professora Drª. de Parasitologia Veterinária, Universidade Tuiuti do Paraná | Faculdade de Ciências Biológicas e de Saúde | Curso de Medicina Veterinária | Rua Sidney Rangel Santos, 238. Bairro Santo Inácio | CEP 82.010-330 Curitiba Paraná | autor responsável: 9977-6640, silvana.krychak@utp.br.

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Professora Drª. de Nutrição Animal, Universidade Tuiuti do Paraná. 3

Professor Dr. Bioquímica Veterinária (in memorian) , Universidade Tuiuti do Paraná. 4

Professora Drª. do Laboratório de Farmacotécnica, Departamento de Farmácia, Universidade Federal do Paraná. 5

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eficiência ou mesmo ultrapassados. Estes itens associados favorecem uma elevada incidência de parasitismo em nosso território.

Atualmente outros inconvenientes têm sido relacionados com medicações químicas sintéticas, tais como a possibilidade de ocorrerem resíduos na carne e no leite e a ecotoxicidade de alguns compostos (Mari et al,1992).

Esses problemas têm impulsionado estudos visando o desenvolvimento de alternativas que possam contribuir para redução ou substituição do uso de compostos químicos sintéticos tradicionais, sobretudo em animais de produção. Nessa categoria de animais, os mais acometidos e que vão a óbito facilmente devido às verminoses são os pequenos ruminantes, ovinos e caprinos. O principal parasita responsável pelo óbito dos animais é o Haemonchus sp, cuja ação reside em intenso hematofagismo. Tal parasita ainda tem alta capacidade de desenvolver resistência parasitária frente aos produtos químicos convencionais, o que torna seu controle difícil (Echevarria et al., 1996; Souza, 1997).

Esses problemas têm impulsionado estudos, buscando-se alternativas que possam contribuir para redução ou substituição do uso de compostos químicos sintéticos tradicionais, sobretudo em animais de produção. A busca por extratos vegetais com atividade antiparasitária tem sido amplamente testada por diversos autores, inclusive com resultados bastante promissores.

Pesquisa com ativos vegetais, realizadas em diferentes localidades do mundo indicam várias plantas com atividade antiparasitária, entre elas pode-se citar Zingiber purpureum que, usado na forma de infusão e/ou extrato, demonstra atividade contra Haemonchus sp in vitro (Beriajaya et al, 1998). Melia azedarach usado na forma de extrato aquoso obtido de folhas frescas tem ação de 90% na redução parasitária (Nirmal et al, 1998). Plantas possuidoras de tanino também são relatadas como agentes importantes no controle de Haemonchus sp, onde seu uso reduz a contagem de ovos e o desenvolvimento de ovos a L3 (Athanasiadou et al, 2001; Molan et al, 1999). Extrato de alho associado ao Chenopodium promove redução de 60% dos vermes intestinais (Perezgrovas, 1994). No Brasil, Dicksonia sellowiana foi testada em relação à ação antiparasitária e demonstrou alto índice de inibição de desenvolvimento embrionário dos ovos de trichostrongilídeos (Krychak-Furtado, 2006).

Derivando-se desta linha de pesquisas com produtos fitoterápicos, vislumbra-se a possível atividade da própolis para o controle de helmintos.

Própolis é um material resinoso, produzido exclusivamente por abelhas Apis mellifera. Este material é obtido a partir de substâncias extraídas de botões florais, casca de arvores e arbustos que são misturadas com cera e β-glucosidase secretadas pelas abelhas, durante a coleta vegetal (Ghisalberti 1979, König 1985, Burdock 1998, Nieva Moreno et al. 1999).

A função biológica da própolis é servir como material de vedação para as aberturas das colméias e protegê-las contra predadores como formigas, traças, besouros e camundongos (Ghisalberti 1979, König 1985, Burdock 1998).

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Quanto à composição química, a própolis apresenta uma mistura de compostos como flavonóides agliconas, derivados do ácido cinâmico e derivados terpenóides. Acredita-se que estes elementos determinem as atividades farmacológicas verificadas no produto (Simuth et al. 1986, Takaisi & Schilcher 1994, Koo & Park 1997, Park et al. 1998, Maciejewicz, 2001).

Algumas atividades biológicas como antibacteriana, antiinflamatória, antiviral, fungicida, anestésica, imunoestimulatória, antitumoral e atividade citotóxica foram detectadas em extrato etanólico da própolis (Ghisalberti 1979, Bankova et al. 1983, Grunberger et al. 1988, Aga et al. 1993, Fernandes et al. 1997, Matsuno et al. 1997, Mirzoeva et al. 1997, Bankota et al. 1998, Burdock 1998, Park et al. 1998, Park & Ikegaki 1998, Kujumgiev et al. 1999). Destas atividades, a antibacteriana é a mais extensivamente estudada (Fernandes et al., 1997; Matsuno et al., 1997; Mirzoeva et al., 1997; Nieva Moreno et. al., 1999). Contudo, segundo os autores citados acima, sabe-se que ocorrem diferenças significativas de atividades entre os extratos. Estas variações são devidas a alguns fatores como as espécies de abelhas (Bankova, 2005), origem da própolis, preparo do extrato e bactéria testada.

Conforme exposto acima, é grande o universo químico obtido a partir de extratos de plantas, porém poucos autores referem-se ao uso de produtos oriundos de abelhas na biologia parasitária. Neste aspecto, encontram-se apenas artigos relacionando atividades contra os protozoários (De Castro &Higashi, 1995; Marcucci, 1995; Marcucci et al., 2001), não sendo obtidas informações a respeito de atividade contra nematóides parasitas.

Objetivo

Este trabalho objetiva avaliar a eclodibilidade dos ovos de trichostrongilídeos submetidos à ação de diferentes extratos de própolis.

Material e método

1. Obtenção das soluções aquosas de própolis

As amostras de própolis de Apis mellifera foram obtidas de colméias de abelhas oriundas do município de Tijucas do Sul, localizado no Sul do Estado do Paraná, Brasil. Estas amostras correspondem ao padrão de exportação oferecido por uma associação de apicultores desta região.

Para a preparação das soluções aquosas, a própolis foi submetida a um tratamento alcalino (SACSTA) pelo processo de extração adaptado de acordo com Funayama et al (2006).

Foram utilizadas duas amostras de 250 g de própolis de Apis mellifera. As amostras foram estocadas a 0,5 -1oC para endurecerem e então trituradas separadamente em homogeneizador do tipo Skymsen. Cada amostra triturada foi adicionada de 600 ml de etanol a 75% e o aparelho foi ligado cinco vezes por três minutos com intervalos de um minuto. Estas operações foram repetidas após três horas e as

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suspensões mantidas em maceração por 16 horas e então filtradas através de papel de filtro. Cada filtrado foi concentrado por aeração durante seis horas e nesse processo formaram-se uma fração aquosa e outra resinosa de cor amarela. As frações resinosas (110g) foram sovadas várias vezes na presença de 50 ml água destilada até que a água de enxágue se apresentasse límpida. Cada material resinoso foi dissolvido em 150 ml de etanol a 99,8% e rotulado como solução alcoólica do material resinoso (SAMR). Os pH destas soluções foram ajustados para 7,5 com a adição de 15 ml NaOH 2,5 N e estocadas a 20o C por pelo menos 20 horas. Após este período, o volume de cada solução foi reduzido pela metade por aeração e duas outras frações se formaram, uma aquosa e outra resinosa. As frações resinosas foram novamente sovadas três vezes na presença de 50 ml água destilada e os volumes da água dos enxágues juntados à fração aquosa anterior. Após a estocagem dessas soluções aquosas a 0,5o–2o C por 48 horas elas foram centrifugadas a 10.000 rpm durante 10 minutos, os resíduos descartados e os sobrenadantes coletados separadamente. Os sobrenadantes, assim obtidos, foram denominados de soluções aquosas de compostos solúveis após tratamento alcalino (SACSTA).

2. Obtenção dos ovos de helmintos

Para a obtenção dos ovos de helmintos que foram testados, frente às soluções aquosas de própolis, utilizaram-se fezes de ovino que apresentava ovos com características morfológicas típicas da família Trichostrongylidae, segundo o método de Gordon e Whitlock modificado (Ueno e Gutierres, 1983).

As fezes coletadas diretamente da ampola retal foram mantidas sob temperatura ambiente. O material foi homogeneizado com solução salina hipersaturada, filtrado em tamises de malhas de 180 mn/µm e 250 mn/µm e centrifugado a 2000 rpm por dois minutos. O sobrenadante foi transferido para outro tubo de centrífuga e três lavagens consecutivas com água destilada foram realizadas. Na última lavagem, o sedimento foi mantido com um pequeno volume de água destilada, ressuspendido e transferido para tubos de ensaio em alíquotas de 200µL, contendo aproximadamente 100 ovos, conforme versão modificada do teste de eclodibilidade, para determinação de resistência anti-helmíntica, proposto pela World Association for the Advancement of Veterinary- WAAVP (Coles et al., 1992).

3. Teste de Eclodibilidade

A metodologia utilizada para esta etapa foi uma versão modificada do teste de eclodibilidade, para determinação de eficácia anti-helmíntica, conforme proposto em Krychak-Furtado et al. (2005). A cada tubo de ensaio contendo 200 µL da suspensão de ovos foi adicionado igual volume da amostra a ser testada. Os tubos foram incubados sob umidade saturada em estufa à temperatura de 26 ± 1ºC, por 48 horas.

A ação das soluções de própolis sobre o desenvolvimento dos ovos foi avaliada, após o período de incubação de 48h, com a transferência do conteúdo dos tubos de ensaio para placas de Petri e

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procedendo-se a leitura em microscopia ótica em aumento de 100 vezes. Foram avaliados todos os ovos preprocedendo-sentes na amostra, classificando-os de acordo com o estágio de desenvolvimento em que se encontravam, a saber: ovo blastomerado, ovo larvado e larva fora do ovo, móvel ou não.

O procedimento foi realizado em triplicata e repetido com água destilada e etanol 70º GL diluído a 5% constituindo-se os controles para os testes.

4. Análise Estatística

Os dados obtidos representaram a eficácia dos extratos sobre o desenvolvimento dos ovos. Os resultados das três repetições de cada extrato foram comparados por meio de análise estatística realizado pelo cálculo de médias e porcentagem, seguido de teste de Tukey (Ferreira, 2000).

Resultados e discussão

Considera-se que um atraso no desenvolvimento normal dos ovos de nematóides corresponde a uma ação farmacológica do produto testado. As ações mais eficazes são observadas quando o tratamento interrompe o processo de formação da larva dentro do ovo ou quando ele impede a eclosão e liberação das larvas que se tornarão infectantes. Assim, quanto maior a porcentagem de ovos blastomerados, no período avaliado, maior será a efetividade do tratamento. Conforme cita Batista et al. (1999), o retardamento da eclosão de ovos e a atuação do extrato sobre larvas podem resultar numa inviabilização do total de ovos eliminados pelo parasita.

No presente estudo, o extrato aquoso de própolis (amostra 1) não apresentou efeito satisfatório, permitindo que apenas 40,67% dos ovos fossem mantidos na fase de blastomeração e que 59% atingissem a completa formação de larvas (QUADRO 1; FIGURA 1).

Quanto à amostra 2, a solução aquosa de própolis foi bastante ineficiente na inibição do desenvolvimento dos ovos de trichostrongilídeos, mantendo apenas 14% dos ovos em fase de blastomeração e permitindo que 86% dos ovos se tornassem larvados (QUADRO 1).

Comparando-se os resultados com os controles, a água determinou que 92,67% dos ovos atingissem a fase de larva e o etanol 70º a 5% permitiu que 93,67% chegassem a esta fase (QUADRO 1).

A análise estatística evidenciou que ocorreu uma diferença significativa na fase de ovos blastomerados e que a observação quanto a ovos larvados e larvas eclodidas não foi estatisticamente significativa em nenhum dos tratamentos realizados (QUADRO 2).

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QUADRO 1: Porcentagem de ovos blastomerados, ovos larvados e larvas livres após 48 horas de incubação em extrato aquoso de própolis

Tratamento Ovos blastomerados % Ovos larvados % Larvas livres %

Própolis amostra 1 rep 1 24 76 0

Própolis amostra 1 rep 2 80 19 1

Própolis amostra 1 rep 3 18 82 0

Média 40,67 59 0,33

Própolis amostra 2 rep 1 20 80 0

Própolis amostra 2 rep 2 19 81 0

Própolis amostra 2 rep 3 3 97 0

Média 14 86 0 Água rep 1 0 84 16 Água rep 2 3 97 0 Água rep 3 3 97 0 Média 2 92,67 5,33 Etanol 70º a 5% rep 1 0 90 10 Etanol 70º a 5% rep 2 3 97 0 Etanol 70º a 5% rep 3 2 94 5 Média 1,67 93,67 5

QUADRO 2: Análise estatística entre os tratamentos com extrato aquoso de própolis, água e etanol 70º a 5%, após 48 horas de incubação

Tratamento Ovos blastomerados Ovos larvados Larvas livres

Própolis amostra 1 40,66 b 59,00 a 0,33 a

Própolis amostra 2 14,00 b 86,00 a 0,00 a

Agua 2,00 a 92,67 a 5,33 a

Etanol 70º a 5% 1,67 a 93,67 a 5,00 a

Médias seguidas com a mesma letra na mesma coluna não diferem estatisticamente entre si pelo Teste de Tukey (p< 0,05).

A avaliação do potencial antihelmíntico de plantas está sendo bastante estudada no Brasil e no mundo, assim autores como Krychak-Furtado (2006) encontraram resultados muito aproximados a 100% de eficácia na inibição de desenvolvimento embrionário em diversas plantas como na Trichillia pallida, Petiveria alliacea, Genipa americana e Dorstenia brasiliensis entre outras.

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Ao se tratar ovos de trichostrongilídeos de ovinos, com o extrato aquoso de Vernonia scabra Krychak-Furtado (2006) percebeu que a planta era capaz de inibir em torno de 63% o desenvolvimento do ovo. Este índice de atuação é mais elevado do que ao observado neste experimento, onde o extrato aquoso de própolis (amostra 1) manteve 40,67% dos ovos no estado blastomerado.

Comparando-se o presente trabalho, no qual a eclosão dos ovos foi bastante reduzida, encontraram-se trabalhos com resultados similares, como os realizados no Piauí por Girão e Carvalho (2004) que testando extratos aquosos de Luffa operculata, Operculina sp, Momordica charantia e Croton sp observaram inibição da eclosão de ovos de nematóides de ruminantes. Do mesmo modo, Batista et al. (1999) trabalhando no Ceará, demonstraram ação inibitória de 50 % na eclosão de ovos de H. contortus obtidos de ovinos, tratados com extrato aquoso de Spigelia anthelmia e M. charantia. A primeira espécie foi também testada por Assis et al. (2003), que relatam inibição de 100% na eclosão de ovos a partir do uso da fração acetato de etila. Porém, é necessário observar que os extratos de própolis avaliados não foram estatisticamente diferentes dos controles água e etanol, na avaliação de presença de ovos larvados e larvas livres. Desta forma, não se pode considerar que estes extratos foram efetivos na inibição da eclosão dos ovos de trichostrongilídeos.

Diferenciando-se do uso de extratos vegetais obtidos por solventes, alguns autores pesquisaram a atividade do óleo essencial obtido de vegetais, entre eles destacam-se Pessoa et al. (2001) que utilizaram óleo essencial de Chenopodium ambrosioides e Ocimum gratissimum sobre ovos de H. contortus, provenientes de fezes de caprinos, e obtiveram 99,8 e 100% de inibição de eclosão de ovos, respectivamente. Também Ketzis et al. (2002) verificaram que o óleo de C. ambrosioides é efetivo na prevenção da eclosão de ovos de nematóides oriundos de fezes de caprinos.

Quanto ao uso da própolis para controle parasitário não foram encontrados trabalhos realizados por outros autores a fim de que se pudessem comparar os resultados aqui verificados. E tampouco informações populares que indicassem uma possível ação antiparasitária, embora diversos autores comprovem ação antibacteriana, antiinflamatória, antiviral, fungicida, anestésica, imunoestimulatória, antitumoral e citotóxica (Ghisalberti 1979, Bankova et al. 1983, Grunberger et al. 1988, Aga et al. 1993, Fernandes et al. 1997, Matsuno et al. 1997, Mirzoeva et al. 1997, Bankota et al. 1998, Burdock 1998, Park et al. 1998, Park & Ikegaki 1998, Kujumgiev et al. 1999).

Conclusões

Neste experimento investigou-se a atividade de soluções aquosas de compostos solúveis após tratamento alcalino (SACSTA) de própolis da região de Tijucas do Sul - Paraná, como objetivo de triagem do potencial anti-helmíntico deste material, frente ao desenvolvimento de ovos de trichostrongilídeos de ovinos. Das duas amostras testadas, nenhuma apresentou efetiva ação inibitória sobre o desenvolvimento dos ovos de trichostrongilídeos de ovinos. Nesta perspectiva, este estudo evidencia a baixa atividade antiparasitária

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da própolis, porém não inviabiliza o incentivo a novos estudos sobre este material com outros objetivos farmacológicos.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Universidade Tuiuti do Paraná pela disponibilização de equipamentos, material e laboratórios.

Referências bibliográficas

AGA, H.; SHIBUYA, T.; SUGIMOTO, K.; NAKAJIMA, S.. Isolation and identification of antimicrobial compounds in Brazilian propolis. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry, v. 58, p 945-946,1993. ASSIS, L. M.; BEVILAQUA, C. M. L.; MORAIS, S. M.; VIEIRA, L. S.; COSTA, C. T. C.; SOUZA, J. A. L. Ovicidal and larvicidal activity in vitro of Spigelia anthelmia Linn. extracts on Haemonchus contortus. Veterinary Parasitology, Netherlands, v. 117, p. 43-49, 2003.

ATHANASIADOU-S; KYRIAZAKIS-I; JACKSON-F; COOP-RL. Direct anthelmintic effects of condensed tannins towards different gastrointestinal nematodes of sheep: in vitro and in vivo studies. Veterinary-Parasitology. 99: 3, 205-219, 2001.

BANKOVA, V.; POPOV, S.S.; MAREKOV, N.L. A study on flavonoids of propolis. Journal of Natural Products, v. 46, p. 474-478, 1983.

BANKOVA, V. Chemical diversity of propolis and the problem of standardization. Journal of Ethnopharmacology, v.100, p.114-117, 2005.

BANKOTA, A.H.; TEZUKA, Y.; PRASAIN, J.K.; MATSUSHIGE, K.; SAIKI, I.; KADOTA, S. Chemical constituents of Brazilian propolis and their cytotoxic activities. Journal of Natural Products, v. 61, p. 896-900, 1998.

BATISTA, L. M.; BEVILAQUA, C. M. L.; MORAES, S. M.; VIEIRA, L. S. Atividade ovicida e larvicida in vitro das plantas Spigelia Anthelmia e Momordica charantia contra o nematódeo Haemonchus contortus. Ciência Animal, v. 9, p. 67-73, 1999.

BERIAJAYA; MURDIATI-TB; HERAWATY-M. Anthelmintic effect of Zingiber purpureum infusion and extract on adult worms of Haemonchus contortus in vitro. Jurnal-Ilmu-Ternak-dan-Veteriner. 3: 4, 277-282, 1998. BURDOCK, G.A. Review of the biological properties and toxicity of propolis. Food and Chemical Toxicology, v. 36, p. 341-363, 1998.

CASTRO, S.L. DE & HIGASHI, K.O. Effects of different formulations of propolis on mice infected with Trypanosoma cruzi. Journal of Ethnopharmacology, v.46,p.55-58, 1995.

CHARLES, T.P. Seazonal prevalence of gastrointestinal nematodes of goats in Pernambuco State, Brazil. Veterinary Parasitology, Netherlands, v. 30 p. 335-343, 1989.

COLLES, G. C.; BAUER, C.; BORGSTEEDE, F. H. M.; GEERTS, S.;KLEI, T. R.; TAYLOR, M. A.; WALLER, P. J. World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology (W.A.A.V.P.) methods for the detection of anthelmintic resistance in nematodes of veterinary importance. Veterinary Parasitology, Netherlands, v. 44, p. 35-44, 1992.

ECHEVARRIA, F.A.M.; BORBA, M.S.F; PINHEIRO, A.C.;WALLER, P.J.; e HANSEN, J.W. The prevalence of anthelmintic resistance in nematode parasites in sheep in Southern Latin America: Brazil. Veterinary Parasitology, Netherlands, v. 62, p. 199-206, 1996.

FERREIRA, D.F. Sistema de análise de variância de dados balanceados (SISVAR). Pacote computacional. Lavras: UFLA, 2000.

FERNANDES, Jr.A.; LOPOES, C.A.M.; SFORCIN, J.M.; FUNARI, S.R.C. Population analysis of susceptibility to propolis in reference strains of Staphylococcus aureus and Escherichia coli. Journal of Venomous Animals and Toxins, v. 3, p. 287-294, 1997.

(9)

FUNAYAMA, S., WERNER, P. R., ANDRADE, U. V. C. Action of inhibitor compounds on growth cultures of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa isolated from propolis of Apis mellifera. X Seminário de Pesquisa e IV de Iniciação Científica, Anais Virtuais da UTP Publicação.online., 2006.

GHISALBERTI, E.L. Propolis: A Review. Bee World, v. 60, p. 59-84, 1979.

GIRÃO, E. S.; CARVALHO, J. H. Avaliação de plantas medicinais com efeito anti-helmínitico em caprinos. Revista do Conselho Federal de Medicina Veterinária, Brasília, 2004.

GRUNBERGER, D.; BAERJEE, R.; EISINGER, K.; OLTZ, E.M.; EFROS, L.; CALDWEEL, M.; ESTEVEZ, V.; NAKANISHI, K. Preferential cytotoxicity on tumor cells by caffeic phenetyl ester isolated from propolis. Experientia, v. 44, p. 2330-232, 1988.

KETZIS, J. K.; TAYLOR, A.; BOWMAN, D. D.; BROWN, D. L.; WARNICK, L. D.; ERB, H. N. Chenopodium ambrosoides and its essential oil as treatments for Haemonchus contortus and mixed adult-nematode infections in goats. Small Ruminant Research, Amsterdam, v. 44, p. 193-200, 2002.

KÖNIG, B. Plant sources of propolis. Bee World, v. 66, p. 136, 1985.

KOO, H.; PARK, Y. K. Investigation of flavonoid aglycones in propolis collected by two different varieties of bees in the same region. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry, v.61, p. 367-369, 1997.

KRYCHAK-FURTADO, S.; Negrelle R.B.; Miguel, O.G.; Zaniolo, S.R.; Kapronezai; J.; Ramos, S.J.; Sotello, A. Efeito de Carica papaya l. (caricaceae) e Musa paradisiaca linn. (musaceae) sobre o desenvolvimento de ovos de nematódeos gastrintestinais de ovinos. Arq. Inst. Biol., v.72, n.2, p.191-197, abr./jun., 2005.

KRYCHAK-FURTADO, S.; Alternativas fitoterápicas para o controle da verminose ovina no Estado do Paraná: testes in vitro e in vivo. Curitiba, 2006. Tese (Doutorado), Universidade Federal do Paraná.

KUJUMGIEV, A.; TSVETKOVA, I.; SERKEDJIEVA, V.; BANKOVA, V.; CHRISTOV, R.; POPOV, S. Antibacterial, antifungal and antiviral activity of propolis of different geographic origin. Journal of Ethnopharmacology, v. 64, p. 235-240, 1999.

MACIEJEWICZ, W. Isolation of flavonoid aglycones from propolis by a column chromatography method and their identification by GC-MS and TLC methods. Journal of Liquid Chromatography and Related Technolology, v.24, p. 1171-1179, 2001.

MARCUCCI, M.C. Propolis: chemical composition, biological properties and therapeutic activity. Apidologie, v.26, p.83-99, 1995.

MARCUCCI, M.C. et al. Phenolic compounds from Brazilian propolis with pharmacological activities. J Ethnopharmacol, Limerick, v.74, n.2, p.105–112, 2001.

MARI, A; FIEL,C. Enfermidades parasitarias de importância econômica en bovinos. Uruguai: Editorial hemisferio sur, 1992. 519 p.

MATSUNO, T.; CHEN, C.; BANET, P. A tumoricidal and antioxidant compound isolated from aqueous extract of propolis. Medical Science Research, v.25, p.583-584, 1997.

MIZOREVA, O.K.; GRISHANIN, R.N.; CALDER, P.C. Antimicrobial action of propolis and some of its components: the effects on growth membrane potential and motility of bacteria. Microbiology Research, v. 152, p. 239-246, 1997.

MOLAN-AL; WAGHORN-GC; MCNABB-WC. Condensed tannins and gastro-intestinal parasites in sheep.In: SIXTY-FIRST CONFERENCE, Napier, New Zealand. Proceedings-of-the-New-Zealand-grassland-association. 61: 57-61; 26 ref.1999.

NIEVA MORENO, M.I.; ISLA, M.I.; CUDMANI, N.G.; SAMPIETRO, A.R. Journal of Ethnopharmacology, v. 68, p. 239-246, 1999.

NIRMAL-SANGWAN; SANGWAN-AK; SANGWAN-N. In vitro effects of leaf extracts of Melia azedarach on mortality of Haemonchus contortus. Indian-Journal-of-Animal-Research. 32: 1, 70-72; 4 ref..1998.

PARK, Y.K.; KOO, H.M.; ABREU, J.A.S.; IKEGAKI, M.; CURY, J.A.; ROSALEN, P.L. Antimicrobial activity of propolis on oral microorganisms. Current of Microbiology, v. 36, p. 24-28, 1998.

PARK, Y.K.; IKEGAKI, M. Preparation of water and ethanolic extracts of propolis and evaluation of the preparations. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry, v. 62, p. 2230-2232, 1998.

PEREZGROVAS-R; PARRY-A; PERALTA-M; ZARAGOZA-L; TROW-D; PEDRAZA-P. Chiapas sheep-wool production and animal health in a unique sheep breed. Proceedings-of-the-New-Zealand-Society-of-Animal-Production. 54: 177-180; 7 ref..1994.

PESSOA, L. M.; MORAIS, S. M.; BEVILAQUA, C. M. L.; LUCIANO, J. H. S.; COSTA, C. T. C. Avaliação, in vitro, do efeito ovicida dos óleos essenciais de Chenopodium ambrosoides e Ocimum gratissimum sobre Haemonchus contortus. Ciência Animal. V. 11, supl. 2, 2001.

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SIMUTH, J., TRNOVSKY, J., JELOKOVÁ, J. Inhibition of bacterial DNA-dependent RNA polymerases and restriction endonuclease by UVabsorbing components from propolis. Pharmazie, v.41, p. 131-132, 1986. SOUZA, F. P. Contribuição para o estudo de resistência dos helmintos gastrintestinais de ovinos (Ovis aires) aos anti-helmínticos no Estado do Paraná. Curitiba, 1997. Dissertação (Mestrado em Ciências Veterinárias) – Setor de Ciências Agrárias, Universidade Federal do Paraná.

TAKAISI, K. N. B., SCHILCHER, H. Electron microscopic and microcolorimetric investigations of the possible mechanism of the antibacterial action of the defined propolis provenance. Planta Médica, v.60, p. 222-227, 1994.

UENO, H.; GUTIERRES, V. C. Manual para diagnóstico das helmintoses de ruminates. Porto Alegre: Universidade Federal do Rio Grande do Sul, 1983.

WALLER, P. J. The development of anthelmintic resistence in ruminant livestock. Acta tropica. Ireland, v. 56, p. 233-243, 1994.

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Referências

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