EMBRIOGÊNESE SOMÁTICA DIRETA EM Cattleya tigrina A. RICH. Periódico publicado: Propagation of Ornamental Plants
RESUMO
Cattleya tigrina A. Rich. é endêmica no Brasil com distribuição nas regiões Nordeste, Sudeste
e Sul do país. Devido ao tamanho e à exuberância das flores, esta orquídea torna-se preferida pelos decoradores, colecionadores e especialistas em orquídeas, levando ao desaparecimento de espécies. Este estudo teve como objetivo induzir a embriogênese somática em segmentos foliares de C. tigrina utilizando folhas jovens de plantas in vitro (aproximadamente 1 cm). O material foi inoculado em meio MS suplementado com 2,4-D (0,0; 0,05; 0,1; 0,3; 0,5; 0,7 e 0,9 mg l-1). Embriões somáticos de diferentes estágios de desenvolvimento foram utilizados para estudos histológicos. Os substratos para aclimatização de embriões somáticos continham casca de pinus, pó de coco e/ou vermiculita suplementada com calcário. O meio MS suplementado com 0,3 mg L-1 de 2,4-D promoveu embriogênese somática direta com maior formação de
embriões. Análises histológicas indicaram que os embriões somáticos foram originados de células da camada epidérmica da folha. A casca de pinus foi o substrato mais adequado para a aclimatização e sobrevivência de mudas de C. tigrina.
Palavras-chave: anatomia, ácido 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D), orquídea, embriões somáticos.
ABSTRACT
DIRECT SOMATIC EMBRYOGENESIS IN Cattleya tigrina A. RICH.
Cattleya tigrina A. Rich. is endemic to Brazil and is distributed in the northeast, southeast, and
south regions of the country. Due to flower size and exuberance, this orchid becomes preferred by decorators, collectors, and orchid specialists, leading to the disappearance of species. This study aimed to induce somatic embryogenesis in leaf segments of C. tigrina using young leaves of in vitro plants (approximately 1 cm) as explants. The material was inoculated in MS culture medium supplemented with 2,4-D (0,0; 0,05; 0,1; 0,3; 0,5; 0,7, and 0,9 mg l-1). Somatic
embryos of different development stages were used for histological studies. The substrates for acclimatization of somatic embryos contained pine bark, coconut coir, and/or vermiculite supplemented with limestone. The MS medium supplemented with 0,3 mg l-1 of 2,4-D
promoted direct somatic embryogenesis with higher embryo formation. Histological analyses indicated that somatic embryos were originated from cells of the leaf epidermal layer. Pine bark was the most suitable substrate for the acclimatization and survival of C. tigrina seedlings. Key-words: anatomy, 2,4-dichlorophenoxyacetic acid (2,4-D), orchid, somatic embryos. 4.1. Introdução
A família Orchidaceae é uma das maiores famílias de plantas existentes, possuindo elevado número de espécie entre as monocotiledôneas (Rech et al. 2011). No Brasil ocorrem 2.553 espécies, agrupadas em 238 gêneros, com aproximadamente 1.636 espécies endêmicas (Monteiro 2013). Destacam-se como importantes plantas ornamentais, de interesse econômico e botânico, inclusive de importância para indústria medicinal, cosmética e alimentícia (Galdiano-Junior et al. 2012).
Cattleya é conhecida como a “rainha das orquídeas” devido a sua beleza e tamanho de
suas flores. Este gênero é preferido por colecionadores, orquidófilos, decoradores e especialistas em orquídeas, o que faz de algumas espécies estarem vulneráveis à extinção (Soares et al. 2011, Ferreira et al. 2012).
Dessa forma, é extremamente relevante o estabelecimento de metodologias para a multiplicação rápida e eficiente de espécies de plantas ameaçadas de extinção. Dentre os diferentes métodos, a embriogênese somática pode ser uma ferramenta biotecnológica importante, visto que é uma técnica de aplicabilidade da cultura de tecidos in vitro que proporciona a obtenção de plantas em larga escala.
As células somáticas não são naturalmente embriogênicas, necessitando de uma fase inicial de indução para que possam adquirir tal competência (Castro et al. 2010). A iniciação pode ocorrer por via indireta, na qual os embriões somáticos se formam a partir de calos que apresentam células em diferentes estádios de diferenciação, e direta, na qual os embriões somáticos originam-se diretamente de tecidos de matrizes sem a formação de estádios intermediários de calos (Chen e Hong 2012). O que difere esses dois padrões de desenvolvimento embriogênico é a resposta à ação de reguladores de crescimento.
Técnicas de análise histológica são comumente usadas para elucidar e analisar a viabilidade dos embriões, a formação inicial de estruturas e o desenvolvimento das diferentes fases embriogênicas (Ulisses et al. 2016). Protocolos efetivos para embriogênese somática direta de orquídeas foram descritos para alguns híbridos pertencentes ao gênero Cymbidium [10 mg l-1 ácido 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D) e 0,1 mg l-1 de thidiazuron (TDZ)] (Chang e Chang 1998), Oncidium (1 mg l-1 de TDZ e 0,3 mg l-1 de cinetina) (Chen e Chang 2004b),
Phalaenopsis (4,54 mg l-1 de TDZ) (Chen e Chang 2004a), Oncidium (1 mg l-1 de TDZ) (Chen e Hong 2012) e Phalaenopsis (0,537 μM de ácido anaftalenoacético (ANA) e 13,62 μM de TDZ) (Ulisses et al. 2016).
O 2,4-D é uma substância sintética semelhante à classe das auxinas e sua adição ao meio de cultura é importante para a indução da embriogênese somática em muitas plantas cultivadas
in vitro. Na embriogênese somática, as auxinas e o 2,4-D são classificadas como substâncias
responsáveis por desencadear os processos de desdiferenciação e rediferenciação, alterando a determinação e atribuindo novos competências às células responsivas nos explantes (Guerra e Nodari 2006).
O objetivo do presente artigo foi estudar o efeito de diferentes concentrações de 2,4-D na embriogênese somática e realizar uma análise histológica.
4.2. Material e Métodos
4.2.1. Material botânico e estabelecimento da cultura
Frutos maduros foram coletados para o estabelecimento de plântulas in vitro, com base no estudo biogeográfico da ocorrência de populações de C. tigrina no estado de Sergipe (Arrigoni-Blank et al. 2016).
As cápsulas de sementes foram lavadas com água e detergente neutro e desinfestadas com álcool a 70% (v/v) durante 1 minuto numa câmara de fluxo laminar. Em seguida, o material foi imerso em solução de hipoclorito de sódio a 5% por 20 minutos e submetido à três lavagens com água destilada e autoclavada. As cápsulas foram abertas e as sementes foram isoladas e inoculadas em meio de cultura MS (Murashige e Skoog 1962), com metade dos macronutrientes, suplementadas com 30 g l-1 de sacarose, 7 g l-1 de ágar e 1 g l-1 carvão ativado. Os frascos foram mantidos em sala de temperatura controlada (25 ± 2ºC), com fotoperíodo de 12 horas e densidade de fluxo de fótons fotossintéticos (DFFF) de 40 μmol m-2 s-1. Plântulas com 1 cm de comprimento foram utilizadas como fontes de explantes para embriogênese somática.
4.2.2. Indução de embriões somáticos diretos com 2,4-D
Os explantes foram inoculados em meio MS suplementado com 2,4-D (0,0; 0,05; 0,1; 0,3; 0,5; 0,7 e 0,9 mg l-1) em delineamento experimental inteiramente casualizado com seis repetições. Cada repetição consistiu de cinco frascos e dois explantes por frasco, distribuídos aleatoriamente em contato com o meio de cultura. Os frascos foram mantidos no escuro por 15 dias, e após 90 dias foram avaliadas as variáveis, porcentagem de calos embriogênicos e número de embriões por explante.
4.2.3. Análise histológica dos embriões somáticos
Embriões somáticos de diferentes estágios de desenvolvimento (globular, cordiforme, torpedo e cotiledonar) foram utilizados para estudos histológicos. Os embriões foram selecionados e fixados em FAA (etanol a 70%, ácido acético glacial a 5% e formaldeído a 5%) por 72 horas e, em seguida, fixados em etanol a 70% até o momento da montagem em resina.
Estes fragmentos foram submetidos a séries crescentes de desidratação de etanol (70%, 80%, 90% e 100%) por 2 horas cada. O material foi transferido para uma solução de pré- filtração contendo 50% de etanol e 100% de metacrilato (Historesin-Leica) por 24 horas. Finalmente, os embriões foram colocados em uma solução de infiltração contendo 100% de metacrilato por 24 hoars (Historesin-Leica) (TITON et al. 2007). O material foi seccionado transversalmente na espessura de 8 μm usando um micrótomo semiautomático Leica RM 2235 e corado por 1 minuto com dupla coloração composta por Azul de Alcian e Safranina (1:1 v/v) e montados em lâminas permanentes com verniz vitral. As seções foram fotografadas em microscópio óptico equipado com câmera LEICA DM500 e visualizadas no computador com o auxílio do programa LAS EZ®.
4.2.4. Desenvolvimento e germinação dos embriões somáticos
Os embriões somáticos foram individualizados e em seguida subcultivados em frascos contendo a metade dos sais do meio MS. As plantas originadas a partir dos embriões somáticos foram individualizadas em frascos. Os frascos foram levados para sala de crescimento com temperatura controlada de 25 ± 2ºC, fotoperíodo de 12 horas de luz e densidade de fluxo de fótons fotossintéticos (DFFF) de 40 µmol.m-2.s-1por 30 dias.
4.2.5. Aclimatização das plântulas oriundas da embriogênese somática
As plântulas foram retiradas dos frascos, procedendo-se a lavagem em água corrente para eliminação do meio de cultura aderido às raízes. Em seguida foram transferidas para bandejas plásticas com o diâmetro de 13,5 cm contendo os diferentes tratamentos. O experimento foi conduzido em ambiente protegido com tela sombrite de 50% e sistema de irrigação e nebulização intermitente, garantindo alta umidade relativa.
O delineamento experimental foi o inteiramente casualizado com cinco substratos, sendo: casca de pinus; pó de coco; casca de pinus: pó de coco (2:1 v/v); casca de pinus: vermiculita (2:1 v/v); casca de pinus: pó de coco: vermiculita (2:1:1 v/v) com cinco repetições e cada repetição com cinco mudas.
Aos 60 dias, após o transplantio, foram avaliadas as variáveis, porcentagem de sobrevivência, altura da planta (cm) e comprimento da raiz (cm).
4.2.6. Análises estatísticas
Os dados da embriogênese somática foram submetidos à análise de variância e, quando necessário, as médias foram comparadas pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. As variáveis em porcentagem foram transformadas em arco seno da raiz quadrada de (X/100). As análises estatísticas foram realizadas usando o programa estatístico SISVAR (FERREIRA, 2011).
4.3. Resultados e Discussão
4.3.1. Desenvolvimento de embriões somáticos
Os explantes foliares de C. tigrina, na ausência de luz após 15 dias de inoculação, emitiram diretamente embriões somáticos da base do pecíolo foliar em todos os tratamentos. A ausência de 2,4-D resultou em menor quantidade de embriões somáticos. Isso permite inferir que o tecido tem capacidade embriogênica, mesmo na ausência de 2,4-D (Naing et al. 2011).
As estruturas arredondadas diferenciaram-se em embriões globulares que se projetavam para fora da superfície foliar aos 15 dias de cultivo na ausência de luz, indicando morfogênese direta, já que não foi visualizada a presença de calo (Fig. 1A). Essas respostas foram similares em Phalaenopsis amabilis (L.) Blume com diferentes associações e concentrações entre ANA e 2,4-D, obtendo assim o surgimento dos embriões somáticos diretos aos 20 dias de cultivo na ausência de luz (Chen e Chang 2006).
Um grande número de pró-embriões se diferenciou em embriões globulares e se desenvolveram na superfície adaxial da folha, próxima à região do pecíolo foliar (Fig. 1B). Após 20 dias de indução, os embriões globulares diferenciaram-se em embriões cordiforme (Fig. 1C). Três a quatro dias depois, os embriões se converteram em torpedo (Fig. 1D), mostrando a formação de cotilédones (Fig. 1E), e aos 40 dias após a inoculação, os embriões se transformaram em plântulas jovens (Fig. 1F).
A embriogênese somática não iniciou de forma sincronizada, ou seja, os embriões mantidos no mesmo meio de cultura e durante o mesmo período apresentaram diferentes estágios de desenvolvimento. Assim, verificou-se uma assincronização para os estágios de desenvolvimento dos embriões somáticos (globular, cordiforme, torpedo e cotiledonar). Apesar de ser comum, esse fenômeno é mais provável de ocorrer na embriogênese somática indireta.
As diferentes concentrações de 2,4-D variaram na porcentagem de embriogênese, com uma média de 42,0 a 85,0% (Tabela 1). As maiores formações de embriões foram nas concentrações mais baixas (0,05 a 0,5 mg l-1). Em Cattleya máxima, também baixas
concentrações de 2,4-D (0-0,3 mg l-1) apresentaram uma média de 42,0 a 96,3% embriões. Sendo assim, pode-se supor que a exposição de explantes do gênero Cattleya em concentrações superiores a 0,5 mg l-1 de 2,4-D proporciona uma diminuição da taxa embriogênica. Isso porque o 2,4-D altera o equilíbrio endógeno de AIA necessário para induzir a embriogênese e estabelecer o desenvolvimento embrionário (Agila et al. 2015). O 2,4-D favorece uma maior quantidade de embriões e sua capacidade na ativação da via embriogênica pode estar relacionada à sua eficiência de induzir genes de estresse que têm demonstrado contribuir para a reprogramação celular das células somáticas em direção à embriogênese (Mahendran e Bai 2016).
O número de embriões somáticos variou de 5,5 (controle) a 14 (0,3 mg l-1 de 2,4-D)
(Tabela 1). Essa variável depende da combinação de vários fatores inter-relacionados, como tipos e concentrações de reguladores de crescimento, duração das fases envolvidas no método, origem e idade fisiológica do explante e idade fisiológica da planta-mãe (Guerra et al. 1999, Ledo et al. 2002, Maciel et al. 2016). Assim, a qualidade dos embriões somáticos é geralmente o critério mais significativo para o desenvolvimento de um protocolo de embriogênese somática. A qualidade de um embrião somático refere-se à sua morfologia, similaridade bioquímica com o embrião zigótico e capacidade de produzir plantas normais. Os embriões somáticos de alta qualidade dispõem de uma morfologia idêntica ao zigótico e têm normalmente uma simetria radial (Maruyama et al. 2007, Saldanha e Martins-Corder 2012).
4.3.2. Análise histológica de embriões somáticos
O processo de divisão constante das células iniciais formou embriões globulares e embriões em estágio de torpedo (Fig. 2A). A diferenciação do embrião globular foi convertida em embrião cordiforme (Fig. 2B). Embrião somático com cotilédone diferenciado (Fig. 2C). A presença de folhas evidenciou a conversão direta de embriões somáticos e diferenciação de plântulas na superfície de explantes foliares (Fig. 2D).
4.3.3. Aclimatização de plântulas originadas de embriões somáticos
A análise de variância evidenciou diferenças significativas para as misturas de substratos aos 60 dias de aclimatização. Observa-se que a sobrevivência das plantas (100%) foi significativamente maior no tratamento contendo somente casca de pinus (Tabela 2, Fig. 3). Orquídeas epífitas, como as do gênero Cattleya, desenvolvem-se melhor em substrato com textura relativamente grossa, que permite maior drenagem da água (Lone et al. 2008), como é o caso da casca de pinus. Dessa forma, esse substrato pode ser indicado para o cultivo de orquídeas epífitas, por proporcionar alto índice de sobrevivência e desenvolvimento das plantas, bem como a elevada disponibilidade no mercado e o baixo custo.
Para a altura das plantas, o substrato composto apenas pelo pó de coco resultou no menor crescimento (2,3 cm), não diferindo significativamente do substrato casca de pinus: pó de coco: vermiculita (2: 1: 1 v / v) (2,6 cm) (Tabela 2). Resultados semelhantes foram relatados para
Miltonia flavescens, onde pó de coco mostrou o menor crescimento de plantas (Stefanello et al.
2009). Embora o pó de coco seja um substrato indicado e benéfico na produção de mudas de várias espécies, na aclimatização de C. tigrina não teve o mesmo desempenho, resultando no menor crescimento da planta, provavelmente esteja relacionado à má agregação física e à alta retenção de água no substrato.
As diferentes misturas de substrato utilizadas na aclimatização, não influenciaram significativamente no comprimento da raiz, com médias entre 1,5 a 1,7cm, indicando que os substratos testados propiciaram condições similares para o desenvolvimento dessas (Tabela 2). Esses substratos possibilitam a retenção de umidade e de aeração, melhorando as condições físicas das plantas, permitindo o desenvolvimento e crescimento radicular (Amaral et al. 2010).
Resultados semelhantes foram obtidos em trabalho com o híbrido Cattleya labiata Lindl. X
Cattleya forbesii Lindl., onde diferentes combinações de substratos (xaxim, fibra de coco, casca
de pinus e casca de arroz carbonizada) não diferiram significativamente quanto ao comprimento de raiz (Yamakami et al. 2006).
Agradecimentos: Os autores agradecem ao CNPq, CAPES, FAPITEC / SE e FINEP pelo apoio financeiro para este estudo.
4.4. Referências Bibliográficas
AGILA A. Y. C., GUACHIZACA I., CELLA R. (2015). Combination of 2,4-D and stress improves indirect somatic embryogenesis in Cattleya maxima Lindl. Plant Biosystems, 149: 235- 241.
AMARAL T. L., JASMIM J. M., ARAÚJO J. S. P., THIÉBAUT J. T. L., COELHO F. C., FREITAS C. B. (2010). Adubação de orquídeas em substratos com fibra de coco. Ciência e Agrotecnologia, 34: 11-19.
ARRIGONI-BLANK M. F., SANTOS M. S., BLANK A. F., RABBANI A. R. C., SILVA-MANN R., SANTOS J. B., COSTA A. S., MENEZES T. S. A. (2016). Analysis of genetic diversity of Laeliinae (Orchidaceae) in the State of Sergipe using ISSR markers. Genetics and
Molecular Research, 15: 1-9.
CASTRO L. M., FILHO F. A. A. M., MENDES B. M. J. M., MIYATAL L. Y. (2010). Embriogênese somática a partir de calos de cultivares de laranja doce. Ciência Rural, 40: 1831-1834. CHANG C., CHANG W. C. (1998). Plant regeneration from callus culture of Cymbidium
ensifolium var. misericors. Plant Cell Reports, 17: 251-255.
CHEN J. T., CHANG W. C. (2004a). Induction of repetitive embryogenesis from seed-derived
protocorms of Phalaenopsis amabilis var. Formosa Shimadzu. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant, 40: 290-293.
CHEN J. T., CHANG W. C. (2004b). TIBA affects the induction of direct somatic embryogenesis from leaf explants of Oncidium. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 79: 315-320. CHEN J. T., CHANG W. C. (2006). Direct somatic embryogenesis and plant regeneration from
leaf explants of Phalaenopsis amabilis. Biologia Plantarum, 50: 169-173.
CHEN J. T., HONG P. I. (2012). Cellular origin and development of secondary somatic embryos
in Oncidium leaf cultures. Revista Biologia Plantarum, 56: 215-220.
FERREIRA D. F. (2011). Sisvar: um sistema computacional de análise estatística. Ciência e Agrotecnologia, 35: 1039-1042.
FERREIRA J. P., MARTINS J. P. R., PALAORO G. J., FIGUEIREDO D. D. C., SCHMILDT E. R., SCHMILDT O. (2012). Crescimento in vitro de orquídea em diferentes concentrações de uréia em substituição ao nitrato de amônio. Nucleus, 9: 137-141.
GALDIANO-JUNIOR R. F., MANTOVANI C., PIVETTA K. F. L., LEMOS E. G. M. (2012). Crescimento in vitro e aclimatização de Cattleya loddigesii Lindley (Orchidaceae) com carvão ativado sob dois espectros luminosos. Ciência Rural, 42: 801-807.
GUERRA M. P., NODARI R. O. (2006). Apostila de biotecnologia. CCA/UFSC; Edição Da Steinmacher. Florianópolis, 41 pp.
GUERRA P. G., TORRES A. C., TEIXEIRA J. B. (1999). Embriogênese somática e sementes sintéticas. In: TORRES A. C., CALDAS L. S., BUSO I. A. (Eds.). Cultura de tecidos e transformação genética de plantas. EMBRAPA: Brasilia, 2: 533-568.
LEDO A. S., LAMEIRA A. O., MENEZES I. C. (2002). Embriogênese somática e regeneração de plantas em açaizeiro. Rio Branco: Embrapa Acre, Boletim de Pesquisa, 34: 22.
LONE A. B., BARBOSA C. M., TAKAHASHI L. S. A., FARIA R. T. (2008). Aclimatização de
Cattleya (Orchidaceae), em substratos alternativos ao xaxim e ao esfagno. Maringá, 30:
465-469.
MACIEL A. L. R., RODRIGUES F. A., PASQUAL M., CARVALHO C. H. S. (2016). Large-scale, high-efficiency production of coffee somatic embryos. Crop Breeding and Applied Biotechnology, 16: 102-107.
MAHENDRAN G., BAI V. N. (2016). Direct somatic embryogenesis of Malaxis densiflora (A.
Rich.) Kuntze. Journal of Genetic Engineering and Biotechnology, 14: 77-81.
MARUYAMA E., HOSOI Y., ISHII K. (2007). Somatic embryogenesis and plant regeneration in yakutanegoyou, Pinus armandii Franch. var. amamiana (Koidz.) Hatusima, an endemic and endangered species in Japan. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant, 43: 28-34.
MONTEIRO S. H. N. 2013. Orchidaceae. In: PRATA A. P. N., AMARAL M. C. E., FARIAS M. C. V., ALVES M. V. (Eds.) Flora de Sergipe. 1.edição. Aracaju: Gráfica e Editora Trifinfo Ltda: 431-490.
MURASHIGE T., SKOOG F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassys with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15: 473-479.
NAING A. H., CHUNG J. D., LIM K. B. (2011). Plant regeneration through indirect somatic embryogenesis in Coelogyne cristata orchid. American Journal of Plant Sciences, 2: 262- 267.
RECH A. R., ROSA Y. B. C. J., ROSA-JUNIOR E. J. (2011). Levantamento e características ecológicas de Orchidaceae da mata ciliar do Rio Dourados, Dourados-MS. Revista Árvore, 35: 717-724.
SALDANHA C. W., MARTINS-CORDER M. P. (2012). In vitro germination and embryogenic competence acquisition of Euterpe edulis Martius immature zygotic embryos. Crop Breeding and Applied Biotechnology, 12: 171-178.
STEFANELLO S., SILVEIRA E. V., OLIVEIRA L. K., BESSON J. C. F., DUTRA G. M. N. (2009). Eficiência de substratos na aclimatização de plantas de Miltonia flavescens Lindl. propagadas in vitro. Revista em Agronegócios e Meio Ambiente, 2: 467-476.
SOARES J. D. R., PASQUAL M., RODRIGUES F. A., VILLA F., ARAÚJO A. G. (2011). Fontes de silício na micropropagação de orquídea do grupo Cattleya. Acta Scientiarum Agronomy, 33: 503-507.
TITON M., XAVIER A., OTONI W. C., MOTOIKE S. Y. (2007). Efeito dos reguladores de crescimento dicamba e picloram na embriogênese somática em Eucalyptus grandis. Revista Árvore, 31: 417-426.
ULISSES C., PEREIRA J. A. F., SILVA S. S., ARRUDA E., MORAIS M. (2016). Indução e histologia de embriões somáticos primários e secundários do híbrido Phalaenopsis classic spotted pink (orquidaceae). Acta Biológica Colombiana, 21: 571-578.
YAMAKAMI K., FARIA R. T., ASSIS A. M., REGO-OLIVEIRA L. V. (2006). Cultivo de Cattleya
Figura 1. Iniciação de embriões somáticos diretos de explantes foliares de C. tigrina. Embriões somáticos formados a partir da região foliar basal aos dez dias após imersão em meio de cultura MS suplementado com 0,3 mg l-1 de 2,4-D (A), protrusão de embriões somáticos diretos na região basal foliar (B), diferenciação de embriões em estágio cordiforme (C), em forma de torpedo (D), embriões na fase cotiledonar (E), mudas originadas de embriões explantes foliares (F).
Figura 2. Evidência histológica da embriogênese somática direta no explante foliar de C.
tigrina. Formação de embriões globulares (glob) e fase torpedo (torp) (seta) (A), embrião em
estágio cordiforme (seta) (B), embrião somático com cotilédone diferenciado (seta) (C), germinação direta de embrião somático (D).
Figura 3. Plantas de C. tigrina originadas de embriões somáticos durante o enraizamento e aclimatização em 60 dias.
Tabela 1. Indução da embriogênese somática em folhas de Cattleya tigrina em função de diferentes concentrações de 2,4-D.
2,4-D (mg l-1) Embriogênese (%) Número de embriões
0,00 42,0 ± 0,2 c 5,5 ± 0,7 c 0,05 72,9 ± 0,2 ab 9,2 ± 2,1 b 0,10 80,0 ± 0,2 a 9,6 ± 1,9 b 0,30 85,0 ± 0,2 a 14,0 ± 2,4 a 0,50 83,3 ± 0,2 a 10,1 ± 2,8 b 0,70 63,3 ± 0,2 abc 8,5 ± 2,1 bc 0,90 53,3 ± 0,2 bc 7,5 ± 0,7 bc CV(%): 18,30 19,26
Médias ± erros padrão seguidas das mesmas letras não diferem entre si pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade. CV: coeficiente de variação
Tabela 2. Sobrevivência, altura de planta (cm) e comprimento de raiz (cm) de mudas de
Cattleya tigrina em função de diferentes misturas de substrato.
Substratos Sobrevivência (%) Altura da planta (cm) Comprimento da raiz (cm) Casca de pinus 100,0 ± 0,0 a 2,8 ± 0,0 a 1,7 ± 0,2 a Pó de coco 88,0 ± 0,1 b 2,3 ± 0,2 a 1,6 ± 0,2 a
Casca de pinus:Pó de coco (2:1) 84,0 ± 0,2 b 2,6 ± 0,1 a 1,6 ± 0,1 a Casca de pinus vermiculita (2:1) 80,0 ± 0,2 b 2,6 ± 0,0 a 1,6 ± 0,1 a Casca de pinus:Pó de
coco:vermiculita (2:1:1) 80,0 ± 0,2 b 2,6 ± 0,1 a 1,5 ± 0,1 a
CV (%) 7,32 5,81 9,38
Médias ± erros padrão seguidas das mesmas letras não diferem entre si pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade. CV: coeficiente de variação