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CONCENTRAÇÃO SÉRICA DOS AMINOÁCIDOS ESSENCIAIS E

Os resultados referentes às concentrações séricas dos aminoácidos essenciais, não essenciais e algumas relações estão apresentados na tabela 4.

A dieta do presente estudo por possuir inclusão de fontes proteicas vegetais possui maior proporção de aminoácidos de cadeia ramificada (leucina, isoleucina e valina), o que resultou em aumento da concentração sérica desses três aminoácidos após a ingestão do alimento, durante o período de 60 dias, embora não significativo. É possível que o fornecimento por um período maior pudesse resultar em aumento significativo desses metabólitos. Dentre os aminoácidos essenciais apenas a fenilalanina apresentou diferença, os outros obtiveram aumento da concentração no grupo Shunt em relação ao início do tratamento, porém não houve diferença. Brunetto e colaboradores (2007) relataram que o aumento dos aminoácidos aromáticos (fenilalanina, tirosina e triptofano) em relação aos aminoácidos de cadeia ramificada (leucina, isoleucina e valina) pode ser o fator responsável pelo desenvolvimento de encefalopatia hepática (EH).

As concentrações do aminoácido aromático fenilalanina nos animais do grupo Shunt foram maiores do que os animais do grupo controle, tanto no T0 quanto no T60 (p=0,0054), achados que corroboram os resultados obtidos por Watanabe e colaboradores (1995) ao avaliarem as concentrações de amônia e aminoácidos no sangue e no liquido cefalorraquidiano de cães com fístula de Eck. Neste estudo, os autores demonstraram que as concentrações séricas de aminoácidos aromáticos desses animais eram maiores do que as de aminoácidos de cadeia ramificada.

A degradação da fenilalanina, que ocorre predominantemente no fígado, resulta em tirosina, dessa forma o comportamento da concentração sérica desse aminoácido acompanha o comportamento da fenilalanina. No presente estudo, o grupo Shunt não apresentou diferença entre os momentos (T0 x T60) em relação a

ingestão do alimento teste, mas quando se comparou com grupo Controle, os animais do grupo Shunt apresentaram maiores concentrações (p=0,0106).

Tabela 4 - Concentrações de aminoácidos séricos essenciais e não essenciais observados nos grupos experimentais

EPM – Erro padrão da média; Razão de Fischer – razão entre aminoácidos de cadeia ramificada e aminoácidos aromáticos; BCAA - aminoácidos de cadeia ramificada; AAE – aminoácidos essenciais; AANE – aminoácidos não essenciais; BTR – razão entre os aminoácidos de cadeia ramificada e tirosina;

Variáveis Controle (n=9) Shunt (n=9) T60 T0 T60 EPM P

Aminoácidos essenciais séricos (µmol/L)

Arginina (ARG) 148,26 101,79 118,33 16,37 0,1348 Histidina (HIS) 61,99 124,00 125,71 18,25 0,1009 Isoleucina (ILE) 56,09 46,88 51,14 12,96 0,5757 Leucina (LEU) 115,88 93,34 109,74 26,99 0,2917 Lisina (LYS) 191,54 203,37 213,00 38,64 0,8587 Metionina (MET) 44,25 97,32 104,96 19,89 0,1343 Fenilalanina (PHE) 60,15B 201,57A 224,35A 25,48 0,0054 Treonina(THR) 84,88 68,63 71,23 17,51 0,7787 Valina (VAL) 142,91 118,20 127,60 34,67 0,4285

Aminoácidos não essenciais séricos (µmol/L)

Alanina (ALA) 473,87A 305,78B 344,64AB 35,94 0,0280 Asparagina (ASN) 13,04 73,59 73,17 18,29 0,1228 Glicina (GLY) 193,22 438,65 453,69 80,45 0,1298 Glutamato (GLU) 18,26B 85,05A 70,45A 11,10 0,0066 Glutamina (GLN) 126,98 524,10 554,66 115,29 0,0762 Prolina (PRO) 146,08 271,70 274,07 48,60 0,227 Serina (SER) 76,54B 227,13B 287,00A 42,32 0,0054 Taurina (TAU) 129,88 356,30 295,00 82,67 0,1529 Tirosina (TYR) 62,32B 158,6A 180,56A 22,34 0,0106 Razão de Fischer 2,41A 0,66B 0,66B 0,29 0,0093 BCAA 314,88 258,42 288,48 73,97 0,2662 AAE 905,94 1055,11 1146,06 183,46 0,1937 AANE 1240,2 2440,89 2533,24 772,33 0,4024 AAE/AANE 0,75 0,48 0,49 0,10 0,2272 BTR 4,82A 1,49B 1,49B 0,67 0,0243

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A alanina é um dos aminoácidos não essenciais mais solúveis e, desempenha papel importante no ciclo da glucose-alanina entre os vários tecidos e o fígado, nos músculos, por exemplo degradam aminoácidos para obtenção de energia, o glutamato por transaminação transfere o grupo amina para o piruvato através da alanina aminotransferase, originando alanina e cetoglutarato. Nas doenças hepáticas crônicas, as concentrações de alanina estão diminuídas principalmente pelo menor metabolismo hepático (D’Mello, 2003). No presente estudo, os animais do grupo Shunt no T0 apesentaram menores concentrações séricas desse aminoácido do que os do grupo Controle, no entanto, as concentrações de alanina aumentaram no momento T60 nos animais com DPS e passaram a não diferir do grupo Controle, o que demonstra melhora nas concentrações deste aminoácido com o consumo da dieta empregada no estudo durante 60 dias.

O glutamato participa do metabolismo da amônia no cérebro formando glutamina, essa via metabólica representa uma forma temporária de proteção contra a toxicidade da amônia, dessa forma as concentrações de glutamato e glutamina aumentam de forma significativa em situações de hiperamonemia (ZAVARIZE et al., 2010). Com base na tabela 4, as concentrações séricas de glutamato dos cães do grupo Shunt nos tempos T0 e T60 estudados foram maiores (p=0,0066) quando comparadas às do grupo Controle, o que demonstra que os cães ativaram a via de proteção glutamato-glutamina em reposta ao aumento das concentrações de amônia.

As concentrações séricas de serina, outro aminoácido não essencial, não diferiram entre os grupos no momento T0, mas diferiu no momento T60, no grupo Shunt (p=0,0054). Os valores séricos dos aminoácidos não essenciais asparagina, glicina, glutamina, prolina e taurina não diferiram quando comparados os grupos Controle x Shunt e nem entre os momentos (T0 x T60).

Em 1976, Fischer e colaboradores relataram que a razão molar entre os aminoácidos de cadeia ramificada e os aminoácidos aromáticos é importante para se avaliar as funções hepáticas, a severidade das suas disfunções e status da nutrição proteica. Os autores apontaram que a concentração sérica de albumina e a razão de Fischer diminuem à medida que a hepatite crônica progride para cirrose. No presente estudo foi calculada a razão de Fischer e, pode-se constatar que os seus valores corroboram com o descrito, já que os animais que possuem o DPS apresentaram menores valores dessa razão (p=0,0093) quando comparados ao

grupo controle. A dieta avaliada neste estudo não se mostrou eficiente em aumentar os valores dessa razão, o que significaria melhor prognóstico da doença hepática, porém se manteve constante, o que significa que a doença também não progrediu.

Diversos autores demonstraram que a razão entre os aminoácidos de cadeia ramificada e a tirosina em humanos pode ser um importante preditor de avaliação do metabolismo proteico, a albumina sempre exerceu essa função.

Suzuki e colaboradores (2008) avaliaram 447 pacientes com hepatopatias crônicas, 313 com hepatite crônica e 134 com cirrose hepática, com o objetivo de esclarecer se a razão da concentração sérica de aminoácidos de cadeia ramificada e tirosina (BTR) teria correlação positiva com a concentração sérica de albumina. Após analises concluíram que apenas 1,3% dos pacientes com hepatite crônica e 18,3% dos pacientes cirróticos apresentavam hipoalbuminemia, já em relação ao BTR, este se mostrou alterado mesmo em pacientes sem hipoalbuminemia; 3,8% dos pacientes com hepatite crônica, 39% dos cirróticos e 13,8% com hepatopatia crônica apresentavam essa alteração. Além disso, após acompanhamento de um ano a concentração sérica de albumina diminuiu nos pacientes que já tinham apresentado desequilíbrio no BTR. Dessa forma os autores consideraram que o BTR pode ser utilizado como um marcador precoce de hipoalbuminemia.

Com o mesmo objetivo de verificar a eficácia da utilização do BTR, Ishikawa (2012) realizou uma revisão para esclarecer se o BTR poderia servir como fator prognóstico para o tratamento de pacientes com carcinoma hepatocelular. Após extensa revisão, onde demonstra diversas formas de aplicação do BTR concluiu que seria útil a utilização desse parâmetro para avaliação das condições e evolução das doenças hepáticas.

Com o presente exposto foi calculado o BTR, com o objetivo de prever uma possível hipoalbuminemia nos animais selecionados, já que apesar da doença crônica hepática, os cães não apresentaram diminuição da albumina sérica. Quando calculado o BTR, foi possível observar que os animais do grupo Shunt (T0 e T60) apresentaram menores valores (p=0,0243) quando comparados ao grupo controle, porém T0 e do T60 eles tiveram os mesmos valores, o que podemos afirmar que não houve progressão da doença hepática, se mostrando eficiente o manejo nutricional implementado que impediu que o tecido hepático fosse ainda mais lesado. A alanina é um dos aminoácidos não essenciais mais solúveis e, desempenha papel importante no ciclo da glucose-alanina em diferentes tecidos e

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no fígado, nos músculos por exemplo, degradam aminoácidos para obtenção de energia. O glutamato, por transaminação, transfere o grupo amina para o piruvato através da alanina aminotransferase e por essa reação, origina alanina e cetoglutarato (D’Mello, 2003). Nas doenças hepáticas crônicas as concentrações de alanina estão diminuídas, principalmente pela redução dor metabolismo hepático (LEVEILLE-WEBSTER et al., 2005; KREHBIEL; MATTHEWS, 2003 ). No presente estudo, os animais do grupo shunt em T0 apresentaram menores concentrações de alanina do que os do grupo controle, porém no momento T60 os resultados foram semelhantes entre os grupos, o que demonstra melhora nas concentrações deste aminoácido com o consumo da dieta teste, por 60 dias.

O glutamato participa do metabolismo da amônia no cérebro e origina glutamina. Essa via metabólica representa um meio temporário de proteção contra a toxicidade da amônia, dessa forma, as concentrações de glutamato e glutamina aumentam de forma significativa com a presença de hiperamonemia (ZAVARIZE et al., 2010). Com base nos resultados ora aqui observados as concentrações séricas de glutamato dos cães do grupo shunt nos tempos T0 e T60 foram maiores (p=0,0066) quando comparados ao grupo controle. Esse achado demonstra que os cães desenvolveram essa via de proteção em função do aumento das concentrações de amônia em jejum e pós-prandial, nos momentos T0 e T60.

As concentrações séricas de serina, outro aminoácido não essencial, foram grupo controle foram semelhantes estatisticamente do grupo shunt no T0 e diferente do grupo T60 (p=0,0054).

Os aminoácidos não essenciais asparagina, glicina, glutamina, prolina e taurina não tiveram diferença quando comparou-se os grupos controle, shunt T0 e T60.

Em 1976, Fischer e colaboradores relataram que a razão molar entre os aminoácidos de cadeia ramificada e os aminoácidos aromáticos são importantes para avaliar as funções hepáticas, a severidade das suas disfunções e o status da nutrição proteica. As concentrações séricas de albumina e a razão de Fischer diminuem à medida que a hepatite crônica progride para a cirrose hepática. No presente estudo foi calculada a razão de Fischer e, ela demonstrou que os seus valores corroboram com o descrito, já que os animais que possuem o shunt portossistêmico possuíram valores dessa razão menores (p=0,0093) quando comparados ao grupo controle. A dieta proposta neste estudo não se mostrou eficiente em aumentar os valores dessa razão, o que significaria melhor prognóstico

da doença hepática, porém se manteve constante, o que significa que a doença também não progrediu.

Diversos autores demonstraram que a razão entre os aminoácidos de cadeia ramificada e a tirosina em humanos pode ser um importante preditor de avaliação do metabolismo proteico e, a albumina sempre exerceu essa função.

Suzuki e colaboradores (2008) avaliaram 447 pacientes com hepatopatias crônicas, 313 com hepatite crônica e 134 com cirrose hepática, com o objetivo de esclarecer se a razão da concentração sérica de aminoácidos de cadeia ramificada e tirosina (BTR) teria correlação positiva com a concentração sérica de albumina. Após as análises concluíram que apenas 1,3% dos pacientes com hepatite crônica e, 18,3% dos pacientes cirróticos apresentavam hipoalbuminemia, já para o BTR ele se mostrou alterado mesmo em pacientes sem hipoalbuminemia, 3,8% dos pacientes com hepatite crônica, 39% dos cirróticos e 13,8% com hepatopatia crônica apresentavam essa alteração. Além disso, após o acompanhamento durante um ano, as concentrações séricas de albumina diminuíram nos pacientes que já haviam apresentado desequilíbrio no BTR. Dessa forma os autores consideraram que o BTR pode ser utilizado como um marcador precoce de hipoalbuminemia.

Com o mesmo objetivo de se verificar a eficácia da utilização do BTR, Ishikawa (2012) realizou uma revisão para esclarecer se o BTR poderia servir como fator prognóstico para o tratamento de pacientes com carcinoma hepatocelular. Após extensa revisão, onde demonstrou diversas formas de aplicação do BTR concluiu que seria útil a utilização desse parâmetro para avaliação das condições e evolução das doenças hepáticas.

Com o presente exposto foi calculado o BTR no presente estudo, com o objetivo de se prever uma possível hipoalbuminemia nos animais selecionados, já que apesar de serem portadores de doença crônica hepática, os mesmos não apresentaram diminuição da albumina sérica. Quando calculado o BTR com os dados do presente estudo foi possível observar que os animais do grupo shunt T0 e T60 apresentaram menores valores (p=0,0243) quando comparados ao grupo controle, porém do T0 e do T60 eles tiveram os mesmos valores, o que podemos afirmar que não houve progressão da doença hepática, se mostrando eficiente o manejo nutricional implementado que impediu que o tecido hepático fosse ainda mais lesado.

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6 CONCLUSÕES

A dieta instituída no tratamento não foi eficiente em aumentar os aminoácidos de cadeia ramificada em detrimento dos aminoácidos aromáticos, porém com a manutenção das concentrações séricas dos aminoácidos, da razão de Fischer e do BTR foi possível concluir que o manejo dietético foi eficiente em prevenir a progressão da doença e controlar os sinais clínicos. Os cães com shunt naturalmente adquirido demonstraram apresentar a via protetora à hiperamonemia do glutamato e glutamina, aspecto ainda não relatado em animais nessa condição.

REFERÊNCIAS

AAFCO - ASSOCIATION OF AMERICAN FEED CONTROL OFFICIAL. Dog and Cat food substantiation methods, Oxford, 2009, p.124-126.

ALDRIDGE, D.R.; TRANAH, E.J.; SHAWCROSS, D.L. Pathogenesis of hepatic encephalopathy: role of ammonia and systemic inflammation. Journal of Clinical and Experimental Hepatology, v. 5, n. S1, p.S7-S20, 2015.

ALLEN, L.; STOBIE, D.; MAULDIN, G.N, et al. Clinicopathologic features of dogs with hepatic microvascular dysplasia with and without portosystemic shunts:42 cases (1991-1996). Journal of the American Veterinary Association, v. 214, n. 2, p. 218- 220, 1999.

AOAC – ASSOCIATION OF THE OFFICIAL ANALITICAL CHEMISTS. Official and tentative methods of analysis. 16. ed. Arlington, Virginia: AOAC International, 1995, p. 16-19.

ATTILI, A. F.; AUTIZI, D.; CAPOCACCIA, L. Determinação rápida de ammonia em plasma utilizando eletrodo íon específico. Biochemical Medicine, v. 14, p. 109-116, 1975.

BAKER, H. D. Comparative Nutrition and Metabolism: Explication of open questions with emphasis on protein and amino acids. Agricultural Sciences. v. 102, n.50, p. 17897–17902, 2005.

BERENT, A. C.; TOBIAS, K. M. Portosystemic Vascular Anomalies. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice, v. 39, n. 3, p. 513-541, 2009. BIRCHARD, S. J.; SHERDING R. G. Manual Saunders. Clínica de pequenos animais. 2. ed. São Paulo: Roca LTDA, 2003. p. 972 - 974.

BONELLI, M. A. et al. Shunt portossistêmico em cães e gatos. Medicina Veterinária, Recife, v. 2, n. 2, p. 44-50, abr/jun. 2008.

BRUM, A. M.; CHAMPION, T.; ZANATTA, R.; COSTA, M.T.; CANOLA, J.C.

Utilização de probiótico e de lactulose no controle de hiperamonemia causada por desvio vascular portossistêmico congênito em um cão. Ciência Rural, v. 37, n. 2 p. 572-574, 2007.

BRUNETTO, M. A.; TESHIMA, E.; NOGUEIRA, S. P.; JEREMIAS, J. T.; CARCIOFI, A. C. Manejo nutricional nas doenças hepáticas. Acta Scientiae Veterinariae. v. 35, p. s223-s235, 2007.

BUNCH, S. E.; JORDAN, H. L.; SELLON, R. K. et al. Characterization of iron status in Young dogs with portosystemic shunt. Am. J. Vet. Res., v. 56, p. 853-858, 1995. CAMIRE, M.E.; CAMIRE, A.; KRUMHAR, K. Chemical and nutritional changes in foods during extrusion. CRC Critical Review in Food Science and Nutrition, v.29, n.1, p.35–57, 1990.

57

CAPORASO JG, KUCZYNSKI J, STOMBAUGH J, BITTINGER K, BUSHMAN FD, COSTELLO EK, et al. QIIME allows analysis of high-throughput community

sequencing data. Nat Methods. v.7, n. 5, p. 335-336, 2010.

CENTER, S. A. Serum bile acids in companion animal medicine. Vet Clin North Am Small Anim Pract, v. 23, p. 625-657, 1993.

CENTER, S. A.; MANWARREN, T.; SLATER, M. R. et al. Evaluation of twelve-hour preprandial and two-hour postprandial sérum bile acid concentratios for diagnosis of hepatobiliary disease in dogs. J Am Vet Med Assoc, v. 199, p. 217-226, 1991. CENTER, S. A.; MAGNE, M. L. Historical, physical examination, and

clinicopathologic features of portosystemic vascular anomalies in the dog and cat. Semin Vet Med Surg (Small Anim), v.5, p. 83-93, 1990.

CONDON, R.E. Effect of dietary protein on symptoms and survival in dogs with an Eck fistula. American Journal of Surgery, v121, p.107–114, 1971

COOPER, A. J. Role of glutamine in cerebral nitrogen metabolismo and ammonia neurotoxicity. Ment Retard Dev Disabil Res Ver. v. 7, n. 4, p. 280-286, 2001. CULLEN, J.; VAN DEN INGH, T.; BUNCH, S.; ROTHUIZEN, J.; WASHABAU, R.; DESMET, V. Morphological classification of circulatory disorders of the canine and feline liver. In WSAVA Standards for Clinical and Histological Diagnosis of Canine and Feline Liver Diseases. Saunders Elsevier, p. 41-59, 2006.

DANIEL, G.B. Scintigraphic diagnosis of portosystemic shunts. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice, v. 39, n. 4, p.793-810, 2009.

ETTINGER S.J.; FELDMAN E.C. Tratado de medicina interna veterinária:

doenças do cão e do gato. 5. ed. Guanabara Koogan, Rio de Janeiro, p. 2156, 2004. FALLS, E. L.; MILOVANCEV, M.; HUNT, G. B.; DANIEL, L.; MEHL, M. L.;

SCHMIEDT, C. W. Long-term outcome after surgical ameroid ring constrictor placement for treatment of single extrahepatic portosystemic shunts in dogs. Veterinary Surgery, v. 42, p. 951-957, 2013.

FERENCI, P.; LOCKWOOD, A.; MULLEN, K. et al. Hepatic encephalopathydefinition, nomenclature, diagnosis, and quantification: final report of the working party at the 11th World Congresses of Gastroenterology, Vienna, 1998. Hepatology, v.35, n. 3, p. 716-721, 2002.

FRYER, K.J.; LEVINE, J.M.; PEYCKE, L.E. et al. Incidence of postoperative seizures with and without levetiracetam pretreatment in dogs undergoing portosystemic shunt attenuation. J Vet Int Med, v. 25, n. 6, p. 1379-1384, 2011.

GERRITZEN-BRUNING, M. J.; VAN DEN INGH, T. S.; ROTHUIZEN, J. Diagnostic value of fasting plasma ammonia and bile acid concentrations in the identification of portosystemic shunting in dogs. J. Vet. Intern. Med., v. 20, p. 13-19, 2006.

GORLA JUNIOR, J. A.; FAGUNDES, D. J.; PARRA, O. M.; ZAIA, C. T. B.;

BANDEIRA, C. O. P. Fatores hepatotróficos e regeneração hepática. Parte II: fatores de crescimento / Hepatotrophic factors and liver regeneration. Part II: growth factors. Acta Cirurgica Brasileira, v. 16, n. 4, p. 261-266, 2001.

GOW, A.G.; MARQUES, A.I.; YOOL, D.A.; CRAWFORD, K.; WARMAN, S.M.; ECKERSALL, P.D.; JALAN, R.; MELLANBY, R.J. Dogs with congenital porto- systemic shunting (cPSS) and hepatic encephalopathy have higher serum

concentrations of C-reactive protein than asymptomatic dogs with cPSS. Metabolic Brain Disease, v.27, n. 2, p. 227-229, 2012.

GREENHALGH, S. N.; DUNNING, M. D.; MCKINLEY, T. J.; GOODFELLOW, M. R.; FREITAG, T.; O’NEIL, E. J.; SALÃO, E. J.; WATSON, P. J.; JEFFERY, N. D.

Comparison of suvival after surgical or medical treatment in dogs with a congenital portosystemic shunt. J. Am. Vet. Med. Assoc., v. 236, n. 11, p. 1215-1220, 2010. GREENHALGH, S. N.; REEVE, J. A.; JOHNSTONE, T.; GOODFELLOW, M. R.; DUNNING, M. D.; O’NEILL, E. J.; HALL, E. J.; WATSON, P. J.; JEFFERY, N. D. Long-term survival and quality of life in dogs with a congenital portosystemic shunt after surgical or medical treatment. J. Am. Vet. Med. Assoc., v. 245, n. 5, 2014. HELLSTEN, Y.; RICHTER, E.A.; KIENS, B.; BANGSBO, J. AMP deamination and purine Exchange in human skeletal muscule during and after intense exercise. J. Physiol. v.520, p. 909-920, 1999.

HUNT, G.B.; KUMMELING, A.; TISDALL, P. L.; MARCHEVSKY, A. M.; LIPTAK, J. M.; YOUMANS, K. R.; GOLDSMID, S. E.; BECK, J. A. Outcomes of celofane banding for congenital portosystemic shunts in 106 dogs and 5 cats. Veterinary Surgery, v. 33, p. 25-31, 2004.

HUNT, G.B.; TISDALL, P.L.; WEBB, A.; MACPHERSON, G.C.; BRAIN, P.; MALIK, R. Congenital portosystemic shunts in toy and miniature poodles. Australian Veterinary Journal, v. 78, n. 8, p. 530-532, 2000.

ISHIKAWA, T. Branched-chain amino acid to tyrosine ratio value as a potential prognostic fator for hepatocellular carcinoma. World Journal of Gastroenterology. v. 18, n. 17, p. 2005-2008, 2012.

ISOBE, K.; MATSUNAGE, S.; NAKAYAMA, H. Histopathological characteristics of hepatic lipogranulomas with portosystemic shunt in dogs. J. Vet. Med. Sci., v. 70, n. 2, p. 133-138, 2008.

JAMES JH, ZIPARO V, JEPPSSON B, FISCHER JE. Hiperamoniemia, plasma desequilíbrio de aminoácidos, e o transporte de aminoácidos sangue-cérebro: uma teoria unificada da encefalopatia portal sistêmica. Lanceta. v. 2 n. 772, 1979. JOHNSON, S. E.; SHERDING, R. G. Diseases of the liver and the biliary tract. In: BIRCHARD, S. J.; SHERDING, R. G. Saunders Manual of Small Animal Practice. 3 ed. Philadelphia, USA: Elsevier Inc. 2006, cap. 71, p. 747-809.

JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Histologia básica. 10ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2004.

KREHBIEL, C. R.; MATTHEWS, J. C. Absorption of Amino Acids and Peptides. In. D’MELLO, J. P. F. Amino acids in animal nutrition, Second edition, p. 41-71, 2003. KIM, S. E.; GIGLIO, R. F. REESE, D. J.; REESE, S. L.; BACON, N. J.; ELLISON, G. W. Comparison of computed tomographic angiography and ultrasonography for the detection and characterization of portosystemic shunts in dogs. Veterinary

59

KOGIKA, M. M.; MATSUURA, S.; HAGIWARA, M. K.; MIRANDOLA, R. M. S.; ORTOLANI, E. L. Evaluation of preprandial and postprandial sérum bile acids and plasma ammonia concentration in healthy dogs, and the effects of frozen storage on plasma ammonia concentrations. Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science, v. 36, n. 1/3, p. 28-33, 1999.

KUMMELING, A.; TESKE, E.; ROTHUIZEN, J. et al. Coagulation profiles in dogs with congenital portosystemic shunts before and after surgical attenuation. J. Vet. Intern. Med., v. 20, p. 1319-1326, 2006.

KUMMELING, A.; VAN SLUIJS, F. J.; ROTHUIZEN, J. Prognostic implication of the degree os shunt narrowing ando f the portal vein diameter in dogs with congenital portosystemic shunts. Veterinary Surgery, v. 33, p. 17-24, 2004.

LAFLAMME, D.P. Development and validation of a body condition score system for dogs. Canine Practice, v.22, p.10-15, 1997.

LAMB, C. R.; DANIEL, G. B. Diagnostic imaging of dogs with suspected

portosystemic shunting. Compensium on Continuing Education for the Practicing Veterinarian, v. 24, n. 8, p.626-635, 2002.

LAMB, C.R.; WHITE, R.N. Morphology of congenital intrahepatic portacaval shunts in dogs and cats. Veterinary Record, v.142, n. 3 p. 55-60, 1998.

LEWIS, A. J.; BAYLEY, H. S. Amino acid bioavailability. In AMMERMAN, C. B.; BAKER, D. H.; LEWIS, A. J. Bioavailability of Nutrients for Animals – Amino Acids, Minerals, Vitamins, Academic Press, San Diego, Ca, p. 35-65, 1995.

LEVEILLE-WEBSTER C. History, clinical signs, and physical findings in hepatobiliary disease. In: EttingerSJ, FeldmanEC, eds.Textbook of Veterinary Internal

Medicine. 6th ed. Philadelphia: Elsevier Saunders; p. 1422-1434, 2005.

LIDBURY, J.A.; COOK, A.K.; STEINER, J.M. Hepatic encephalopaty in dogs and cats. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care, v. 26, n. 4, p. 471-487, 2016.

LIDBURY, J. A.; STEINER, J. M. Diagnostic Evaluation. In R. J. WASHABAU & M. J. DAY, Canine & feline gastroenterology, p. 863-875, 2013.

MADDISON, J. Hepatoencephalopathy. In: WASHBAU, R. J.; DAY, M. J. (Eds.) Canine and Feline Gastroenterology. 1. ed. St. Louis: Elsevier Saunders, p. 135– 139, 2013.

MANKIN, K. M. T. Current concepts in congenital portosystemic shunts. Vet. Clin. Small. Anim., v. 45, p. 477-487, 2015.

MARKS, S. L. Nutritional Management of Hepatobiliary Diseases. In: FASCETTI, S.J.; DELANEY, A. (Ed.). Applied Veterinary Clinical Nutrition. 1. ed. Chichester, UK: Wiley-Blackwell, p. 235–250, 2012.

MARKS, S.L. Nutritional management of hepatobiliary disease. In: Fascetti AJ, Delaney SJ. eds. Veterinary Clincial Nutrition. 1st ed. Hoboken: John Wiley & Sons, Inc; pp. 235–250, 2011.

MEYER, H. P. et al. Hepatobiliary disease. In: HAND, M. S. et al. (Eds.). Small Animal Clinical Nutritional. 5. ed. Topeka, Kansas: Mark Morris Institute, 2010. p. 1155–1192.

NATIONAL RESEARCH COUNCIL. Nutrient requirements of dogs and cats. Washington, DC: National Academy Press, 2006.

NICKEL, R. SCHUMMER, A.; SEIFERLE, E. The viscera of the domestic mammal. 2ed. Berlin: Verlag Paul Parey, 1979.

ODEH, M. Pathogenesis of hepatic encephalopathy: the tumour necrosis factor-alpha theory. Eur J Clin Invest, v.37, p. 291-304, 2007

OR, M.; DEVRIENDT, N.; KITSHOFF, A. M.; PEREMANS, K.; VANDERMEULEN, E.;

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