Estabilidade de Estocagem

Com armazenamento adequado, a estabilidade das enzimas imobilizadas depende do tipo de imobilização, do suporte e do meio de preservação (se em solução ou seca). Geralmente, em condições adequadas de armazenamento, as enzimas imobilizadas apresentam-se mais estáveis do que as enzimas livres.

Conforme metodologia descrita no item 4.3.8.2, a atividade residual da enzima livre (LCR) e dos derivados imobilizados (DIPM e DINb600) preservados a 4°C e secos foi monitorada a cada 30 dias durante 60 dias. O resultado é apresentado na Tabela 31.

Tabela 31: Estabilidade de estocagem da LCR, DIPM e DINb600.

LCR DIPM DINb600 Tempo (dias) Atividade (Umg-1) Atividade Relativa (%) Atividade (Umg-1) Atividade Relativa (%) Atividade (Umg-1) Atividade Relativa (%) 0 325,0 100,0 167,5 100,0 50,0 100,0 30 300,0 92,3 150,0 89,6 33,8 67,5 60 292,5 90,0 147,5 88,1 27,5 55,0

Observa-se que, após 60, dias a enzima livre perdeu apenas 10 % de sua atividade inicial, ao passo que o DIPM reduziu 11,9 % e o DINb600 reduziu 45 %.

Esse resultado contraria a literatura, que aponta para maior estabilidade de estocagem da enzima imobilizada. Neste caso, o tipo de imobilização pode ter influenciado na perda de atividade dos derivados imobilizados. Ainda assim, 11,9 % de perda de atividade no DIPM é um resultado bastante satisfatório, tendo em vista que nenhum tratamento térmico foi aplicado à palha de milho, o que demonstra boa afinidade entre este suporte e a lipase.

5.6.6 Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV)

A morfologia superficial dos derivados imobilizados foi avaliada por microscopia eletrônica de varredura na intenção de identificar possível adsorção da enzima na superfície dos materiais avaliados como suportes de imobilização. Como é possível observar na Figura 48, a presença da lipase na superfície dos suportes foi bem sutil ou quase inexistente.

As Figuras 48a e 48b apresentam a micrografia do Nb600 com ampliação de 500 X e do DINb600 na mesma ampliação. Ao comparar as duas imagens, é possível considerar que a imobilização não alterou as características morfológicas do suporte já discutidas no item 5.1.1.2. A imagem do DINb600 aparenta ter partículas menores do que o que é apresentado no suporte sem enzima, sugerindo a presença da lipase em sua superfície. Tendo em vista a compatibilidade do tamanho dos poros apresentados pelo Nb600 (material mesoporoso, discutido no item 5.1.1.2) com o tamanho da lipase, é possível que a lipase adsorvida tenha se concentrado no interior dos poros do Nb600, explicando a sua quase ausência nas imagens de microscopia.

Figura 48: Micrografias do a) Nb600 500 X, b) DINb600 500 X, c) PM 150 X, d) DIPM 150 X.

As Figuras 48c e 48d referem-se às micrografias da PM com ampliação de 150X e do DIPM na mesma ampliação, respectivamente. Nessas imagens, é possível observar que a palha de milho preservou seus aspectos morfológicos, apresentando, no entanto, após a imobilização, uma ampliação considerável dos seus poros, observada pela presença de estruturas semelhantes a colmeias na extremidade de suas partículas, o que conferiu um aspecto mais esponjoso ao material. Esse acontecimento pode ser devido à utilização de pH mais ácido (pH 4) no processo de imobilização da lipase, atuando como uma espécie de tratamento ácido na palha de milho. Isso explicaria o melhor desempenho desse material em pH 4, uma vez que a análise textural (BET) indicou a ausência de poros. A adsorção em pH 4 contribuiu para que houvesse uma pequena perturbação no material na direção de aumentar a área da palha de milho e assim contribuir para uma melhor adsorção.

Novamente, como as micrografias da superfície da palha de milho e do seu derivado imobilizado não apresentaram diferença visual que apontasse para a presença da lipase na superfície do suporte, pode-se afirmar também que a imobilização aconteceu no interior desses poros formados pela utilização de pH ácido na adsorção.

5.6.7 Espectroscopia na Região do Infravermelho por Transformada de Fourier (IVTF)

Os derivados imobilizados foram analisados por espectroscopia na região do infravermelho por transformada de Fourier e comparados ao espectro obtido para a lipase pura e o suporte utilizado com o intuito de identificar a presença de grupos funcionais da enzima nos derivados imobilizados e quais modificações ocorreram no suporte com a imobilização.

A Figura 49 apresenta os espectros obtidos para a enzima livre, o Nb600 e o DINb600. Observa-se que a LCR possui um espectro típico de proteínas, com presença de grupos amidas caracterizados pela existência de uma banda em 1658 cm-1, causada pelo estiramento C-O e também pela existência de uma banda em 3346 e 1543 cm-1, característicos do estiramento N-H em amidas secundárias e dobramento N-H, respectivamente (PAVIA et al., 2010); PAULA et al., 2008). Um estiramento da ligação C-N ocorre na faixa de 1350 e 1000 cm-1 em aminas, sugerindo que as absorções em 1196, 1131 e 1098 cm-1 podem ser por esse motivo (PAVIA et al., 2010). Em 2936 cm-1, a banda apresentada pode ser devido ao estiramento da ligação C-O (LV et al., 2013).

Figura 49: Espectros no infravermelho com transformada de Fourier da LCR, Nb600 e DINb600.

Ao se comparar os espectros azul e vermelho, referentes ao DINb600 e ao DIPM, respectivamente, pode-se afirmar que aconteceu uma mudança considerável: em 1161 cm-1 observa-se uma absorção discreta que não existia no Nb600, e que existe numa frequência muito próxima (1131 cm-1) no espectro da enzima pura. Essa observação sugere a adsorção da enzima ao suporte sem promover a modificação estrutural do mesmo, uma vez que o restante do espectro do DINb600 permanece muito semelhante ao espectro do suporte puro (Nb600), difererindo basicamente na intensidade das absorções.

A Figura 50 traz o mesmo espectro da enzima livre, juntamento com o espectro da PM e do seu derivado imobilizado (DIPM). Percebe-se que houve imobilização ao se observar a diminuição sutil da intensidade da banda em 3343 cm-

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no DIPM em relação à PM, sugerindo que houve ligação da lipase nos grupos hidroxila da palha de milho, causando tal diminuição da banda. O restante do espectro permaneceu exatamente igual entre a PM e o DIPM, indicando que não houve mudança estrutural da palha de milho devido à adsorção, fato que se constitui

uma vantagem, pois o suporte pode ser facilmente regenerado ao final do processo sem perder sua identidade.

6.CONCLUSÃO

Na busca de novos materiais de imobilização de enzimas que visem à redução dos custos na operação dos biocatalisadores, faz-se necessário estudar o grau de afinidade entre a enzima e o suporte a fim de se obter um biocatalisador estável e ativo. A imobilização por adsorção é o método mais simples e de menor custo, mas não menos promissor que os demais métodos, e é aplicável tanto a materiais inorgânicos quanto orgânicos. Este trabalho, portanto, propôs um estudo de adsorção de lipase de Candida rugosa em óxido de nióbio e palha de milho para aplicação na transesterificação do óleo de soja.

As análises conduzidas neste trabalho indicam que tanto o óxido de nióbio quanto a palha de milho são materiais adequados à imobilização de lipase por adsorção. A análise estatística não mostrou significância de nenhuma das variáveis estudadas no processo de imobilização da lipase em palha de milho dentro dos limites estabelecidos. No entanto, a influência linear do pH mostrou-se significativa ao se utilizar o HY340, Nb400 e Nb600 como matrizes de imobilização. Apesar de ter obtido elevados valores de RP % (61,9 % para o DINb600 contra 43,4 % para o DIPM), o óxido de nióbio demonstrou ser menos atrativo em relação à recuperação de atividade, retendo apenas 33,9 % da enzima ativa contra 83,7 % do DIPM. O estudo termodinâmico, cinético e de equilíbrio de adsorção da lipase em Nb600 sugere que houve fisissorção da enzima no suporte, com cinética de pseudo- primeira ordem e isoterma de Langmuir. Já o derivado imobilizado da palha de milho apresentou características de quimiossorção, cinética de pseudo-segunda ordem, e isoterma de Langmuir, além de ter conferido maior proteção física à enzima. Tais resultados demonstram que as propriedades texturais (área superficial e tamanho de poros) se mostraram mais relevantes do que as propriedades químicas na imobilização por adsorção. No entanto, o tipo de adsorção ou a umidade do DINb600 pode ter causado uma redução na recuperação de atividade do biocatalisador, fazendo do DIPM uma opção mais vantajosa.

REFERÊNCIAS

AARTHY, M., et al. Enzymatic transesterification for production of biodiesel using yeast lipases: an overview. Chemical Engineering Research and Design, vol. 92, n. 8, p. 1591-1601, 2014.

ADAMCZAK, M.; BORNSCHEUER, U. T.; BEDNARSKI, W.. The application of biotechnological methods for the synthesis of biodiesel. Eur. J. Lipid Sci. Technol, vol. 111, p. 808–813, 2009.

AGUIEIRAS, E. C. G.; SOUZA, S. L.; LANGONE, M. A. P. Estudo do comportamento da lipase comercial Lipozyme RM IM em reações de esterificação para produção de biodiesel. Química Nova, vol. 36, n. 5, p. 646-650, 2017

ALVES, Janainne Nunes. Produção e caracterização de matrizes modelo de triacetatos de celulose obtidos da palha de milho e diacetato comercial para liberação controlada de naproxeno. 2015. 147 f. Tese (Doutorado em Química). Instituto de Química, Universidade Federal de Uberlândia, Minas Gerais.

ALVES, M. D., et al. Isotherm, kinetic, mechanism and thermodynamic studies of adsorption of a microbial lipase on a mesoporous and hydrophobic resin. Chemical Engineering Journal, vol. 311, p. 1- 12, 2017.

ALTARURGIO, M. L.; PEREIRA, E. B. Imobilização de lipase de Candida rugosa em micropartículas de quitosana utilizando diferentes agentes ativadores. Revista Brasileira de Iniciação Científica, vol.3, n. 1, p. 89 – 105, 2016.

ANP. RESOLUÇÃO ANP Nº 7 de 19 de Março de 2008. Publicada no diário oficial de união em 20 de Março de 2008, 2008.

ANP. Biodiesel. Publicado em 16 de Agosto de 2016. Disponível em: <http://www.anp.gov.br/wwwanp/biocombustiveis/biodiesel>. Acesso em: 23 de Maio de 2017.

AOAC-Association of Official Analytical Chemists. Official methods of analysis, 18 ed. Washington: AOAC, 2007.

ARPINI, Bruno Henrique. Estudo da preparação de biodiesel utilizando diferentes compostos de nióbio como catalisadores na transesterificação de óleos vegetais e álcoois de cadeia curta. 2016. 101 f. Dissertação (Mestrado em Química) – Universidade Federal do Espírito Santo, Vitória.

ATABANI, A. E., et al. A comprehensive review on biodiesel as an alternative energy resource and its characteristics. Renewable & Sustainable Energy Reviews, vol. 16, n. 4, p. 2070-2093, 2012.

ATKINS, Peter; DE PAULA, Julio. Físico-Química. 9. ed. [S.l.]: LTC Livros Técnicos e Científicos, 2012.

BABAKI, M., et al. Enzymatic production of biodiesel using lipases immobilized on silica nanoparticles as highly reusable biocatalysts: effects of water, t-butanol and blue silica gel contents. Renewable Energy, vol. 91, p. 196-206, 2016. BAJAJ, A., et al., Biodiesel production through lipase catalyzed transesterification: An

overview. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, vol. 62, p. 9-14, 2010.

BARÃO, Carlos Eduardo. Imobilização e caracterização de lipases para reações de transesterificação. 2012. 83 f. Tese (Doutorado em Engenharia Química) – Universidade Estadual de Maringá, Paraná.

BAYRAMOGLU, G., et al. Covalent immobilization of lipase onto amine functionalized polypropylene membrane and its application in green apple flavor (ethyl valerate) synthesis. Process Biochemistry, vol. 46, p. 372–378, 2011.

BENTO, H. B. S.; DE CASTRO, H. F.; DE OLIVEIRA, P. C.; FREITAS, L. Magnetized poly(Sty-co-DVB) as a matrix for immobilizing microbial lipase to be used in biotransformation. Journal of Magnetism and Magnetic Materials, vol. 426, p. 95 – 101, 2017.

BERGAMASCO, R. et al. Characterization of free and immobilized invertase regarding activity and energy of activation. Brazil Journal Chemical Engineering, vol.17, p. 4-7, 2000.

BLANCO, R. M. et al. Functionalization of mesoporous silica for lipase immobilization characterization of the support and the catalysts. Journal of molecular Catalysis B: Enzymatic, vol. 30, p. 83-93, 2004.

BON, E. P. S.; FERRARA, M. A.; CORVO M. L.. Enzimas em biotecnologia: produção, aplicações e mercado. Editora Interciência Ltda. Rio de Janeiro- RJ-Brasil. 2008.

BRADFORD, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein. Utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem, vol. 72, p. 248-254, 1976.

BRASIL. LEI No 13.263 de 23 de Março de 2016. Publicada no Diário Oficial da União em 23 de Março de 2016, 2016. Disponível em: < http://www.planalto.gov.br/ccivil_03/_ato2015-2018/2016/lei/L13263.htm> CABRAL, J. M. S.; AIRES-BARROS, M. R.; GAMA, M. Engenharia Enzimática.

Lidel-Edições Técnicas Ltd. Lisboa-Porto-Portugal, 2003.

CARDOSO, C. L.; DE MORAES, M. C.; CASS, Q. B. Imobilização de enzimas em suportes cromatográficos: uma ferramenta na busca por substâncias bioativas. Química Nova, vol. 32, n. 1, p. 175 – 187, 2009.

CASAGRANDA, Lucas; DA ROCHA, Raquel Dalla Costa. Avaliação do Potencial da Palha de Milho como bioadsorvente de corante têxtil. In: CONGRESSO DE CIÊNCIA E TECNOLOGIA, UTFPR Campus Dois Vizinhos - PR, 2015.

CASTELLAN, Gilbert William. Fundamentos de físico-química. Rio de Janeiro, RJ: LTC, c1986. xx, 527 p. ISBN 9788521604891.

CASTRO, H. F.; SILVA, M. L.; SILVA, G. L. J. Evaluation of inorganic matrixes as supports for immobilization of microbial lipases. Brazilian Journal of Chemical Engineering, vol. 17, n. 4/7, p. 849 – 857, 2000.

CASTRO, H. F.; Mendes, A. A.; DOS SANTOS, J. C. Modificação de óleos e gorduras por biotransformação. Química Nova, vol. 27, n. 1, p. 146-156, 2004.

CASTRO, D. C.; CAVALCANTE, R. P.; JORGE, J.; MARTINES, M. A. U.; OLIVEIRA, L. C. S.; CASAGRANDE, G. A.; JUNIOR, A. M. Synthesis and Characterization od Mesoporous Nb2O5 and Its Application for Photocatalytic

Degradation of the Herbicide Methylviologen. Brazilian Journal os Chemistry, vol. 27, N. 2, p. 303-313, 2016.

CHEN, G., et al. Effects of membranes with various hydrophobic/hydrophilic properties on lipase immobilized activity and stability. Journal of Bioscience and Bioengineering, 2011.

CHRISTENSEN, M. W. et al. Industrial lipase immobilization. European Journal of Lipid Science Technology, vol. 105, p. 318-321, 2003.

CHRISTOPHER, L. P.; KUMAR, H.; ZAMBARE, V. P. Enzymatic biodiesel: Challenges and opportunities. Applied Energy, vol. 119, p. 497 – 520, 2014. COLLA, L. M., et al. Surface response methodology for the optimization of lipase

production under submerged fermentation by filamentous fungi. Brazilian Journal of Microbiology. 2016.

COLTON, I. J., et al. Insights into the molecular basis of chiral acid recognition by

Candida rugosa lipase from an X-ray crystal structure of a bound phosphonate

transition state analog. Adv. Synth. Catal., vol. 353, p 2529 – 2544, 2011. CONCEIÇÃO, L. R. V., et al. Aplicação do catalisador óxido de nióbio sulfatado na

produção de biodiesel utilizando óleo de macaúba: Otimização dos parâmetros reacionais por metodologia de superfície de resposta. In: XXI CONGRESSO BRASILEIRO DE ENGENHARIA QUÍMICA, Fortaleza, Ceará, 2016.

CORN Stover Classification. Iowa State University – extension. Disponível em: <https://www.extension.iastate.edu/stover/cotent/classification>.

COSTA, D. M., et al. Aplicação de sabugo de milho como suporte para imobilização de lipase. In: XX CONGRESSO BRASILEIRO DE ENGENHARIA QUÍMICA. Florianópolis – SC, 2014.

COSTA, Diego Melo. Sabugo de Milho como suporte para imobilização de lipase. 2015. 157 f. Tese (Doutorado em Engenharia de Processos). Universidade Tiradentes, Aracaju, Sergipe.

COSTA-SILVA, T. A., et al. Enzymatic synthesis od biodiesel using immobilized lipase on a non-commercial support. Energy and Fuels, 2016.

DA RÓS, P. C. M., et al. Evaluation of the catalytic properties of Burholderia cepacia lipase immobilized on non-commercial matrices to be used in biodiesel synthesis from different feedstocks. Bioresource Technology vol. 101, p. 5508 – 5516, 2010.

DALLA-VECCHIA, R.; NASCIMENTO, M. G.; SOLDI, V.. Aplicações sintéticas de lipases imobilizadas em polímeros. Quimica Nova, vol. 27, n. 4, p. 623-630, 2004.

DE JESUS, M. V.; DE OLIVEIRA, T. S.; FERREIRA, R. D. M.; DE LIMA, A. M.; RODRIGUES, J. R. DA S.; DE SOUZA, R. R. Produção de lipase utilizando manipueira como fonte alternativa de carbono. Scientia Plena, vol. 12, N. 05, p. 1-7, 2016.

DIXON, M.; WEBB, E. C. Enzymes. Ed. 3, cap 2, London, Great Britain, Longman Group Limited.

DOBREV, G., et al. Lipase biosynthesis by Aspergillus carbonarius in a nutrient medium containing products and byproducts from the oleochemical industry. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, vol. 4, p. 77–82, 2015.

DUARTE, J. G., et al. Enzymatic hydrolysis and anaerobic biological treatment of fish industry effluent: Evaluation of the mesophilic and thermophilic conditions. Renewable Energy, vol. 83, p. 455-462, 2015.

ESTRADA, G. O. D.; BLANCO, A. L. P.; DA SILVA, J. F. M.; ALONSO, C. G.; FERNANDES-MACHADO, N. R. C.; CARDOZO-FILHO, L.; DE SOUZA, R. O. M. A.; MIRANDA, L. S. M. Pd/Nb2O5: eficiente suportes palladium

heterogeneous catalyst in the production of key intermediates for the synthesis of „sartans‟ via the Suzuki reaction. Tetrahedron Letters. Vol. 53, p. 1089- 1093, 2012.

FERNÁNDEZ-FERNÁNDEZ, M., SANROMÁN, M. Á.; MOLDES, D. Recent developments and applications of immobilized laccase, Biotechnology Advances, vol. 31, p. 1808-1825, 2013.

FERNANDEZ-LAFUENTE, R., et al. Immobilization of lipases by selective adsorption on hydrophobic supports. Chemistry and Physics of Lipids, vol. 93, p. 185– 197, 1998.

FICANHA, A. M. M.; NYARI, N. L. D.; LEVANDOSKI, K.; MIGNONI, M. L.; DALLAGO, R. M. Estudo da imobilização de lipase em sílica obtida pela técnica sol-gel. Química Nova. Vol. 38, N. 3, p. 364-369, 2015.

FICKERS, P., MARTY, A., NICAUD, J.M. The lipases from Yarrowia lipolytica: genetics, production, regulation, biochemical characterization and biotechnological applications. Biotechnology Advances. Vol. 29, p. 632–644, 2011.

FOGLER, H. SCOTT. Elementos de engenharia das reações químicas. Tradução: Verônica Calado, Evaristo C. Biscaia Jr.; revisão técnica: Frederico W. Tavares. 4. ed. – Rio de Janeiro: LTC, 2009.

FORMIGONI, Ivan. Evolução da produtividade do milho no Brasil: 40 anos de história. Farmnews, 2 de Jul. de 2017. Disponível em <http://www.farmnews.com.br/mercado/produtividade-do-milho/>.

FOUST, WENZEL, CLUMP, MAUS, ANDERSEN. Princípios das Operações Unitárias. 2 ed. Editora LTC, Rio de Janeiro, Guanabara Dois S. A., 1982.

FRAGA, Tiago. 4º Anuário Brasileiro das Indústrias de Biomassa e Energias Renováveis. Publicado em 02 de Março de 2016. Disponível em: <https://issuu.com/anuariobiomassa/docs/anuario_biomassa_2016_low> FREUNDLICH, H. The theory of adsorption. ZeitschriftfuerChemie und Industrie

der Kolloide. vol 3, p. 212 – 220, 1909.

GALLO, Inara Fernanda Lage. Preparação e caracterização de fotocatalisadores heterogêneos de titânio e nióbio e avaliação do potencial de fotodegradação 2016. 95 f. Dissertação (Mestrado em Química) – Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo, São Paulo.

GAO, S.; WANG, Y.; DIAO, X..Effect of pore diameter and cross-linking method on the immobilization efficiency of Candida rugosa lipase in SBA-15. Bioresource Technology, vol. 101, p. 3830–3837, 2010.

GOG, A., et al. Biodiesel production using enzymatic transesterification e Current state and perspectives. Renewable Energy, vol. 39, p. 10-16, 2012.

GOMES, F. M., et al. Determinação das propriedades catalíticas em meio aquoso e orgânico da lipase de Candida rugosa imobilizada em celulignina quimicamente modificada por carbonildimidazol. Química Nova, vol. 29, n. 4, p. 710 – 718, 2006.

GULDHE, A., et al. Biodiesel synthesis from microalgae using immobilized

Aspergillus niger whole cell lipase biocatalyst. Renewable Energy vol. 85, p.

1002-1010, 2016.

GUPTA, R., GUPTA, N., RATHI, P. Bacterial lipases: an overview of production, purification and biochemical properties. Applied Microbiology Biotechnology vol. 64, p. 763–781, 2004.

GRIFFITH, K. J.; FORSE, A. C.; GRIFFIN, J. M.; GREY, C. P. High-Rate Intercalation without Nanostructuring in Metastable Nb2O5 Bronze Phases. Journal of the American Chemical Society. Vol. 138, p. 8888-8899, 2016.

HAN, R. et al. Equilibrium biosorption isotherm for lead ion on chaff. Journal of Hazardous Materials B125, p. 266 – 271, 2005.

HE, J., et al. Effect of surface hydrophobicity/hydrophilicity of mesoporous supports on the activity of immobilized lipase. Journal of Colloid and Interface Science, vol. 298, p. 780 – 786, 2006.

HONORATO, A. C., et al. Biossorção de azul de metileno utilizando resíduos agroindustriais. Revista Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental, vol. 19, n. 7, p. 705 – 710, 2015.

HONÓRIO, Jacqueline Ferandin. Remoção de hormônios estrona, 17β-estradiol e estriol em solução presentes em resíduos de matrizes de suínos utilizando materiais adsorventes alternativos. 2017. 211 f. Tese (Doutorado em Engenharia Química). Universidade Estadual de Maringá, Paraná.

ITTRAT, P., et al. Application of agriculture waste as a supporte for lipase immobilization. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, vol. 3, p. 77 – 82, 2014.

IUPAC The PubChem Project, 2012 IUPAC – International union of pure and applied chemistry. Manual of symbols and terminology for physiochemical quantities and units – appendix II. Pure & Appl Chem. Vol.. 46, p. 71 – 90, 1976.

JAEGER, K. E.; DIJKSTRA, B. W.; REETZ, M.T. Bacterial biocatalysis: molecular biology, three-dimensional structures and biotechnological applications of lipase, Ann. Rev. Microbiology, vol. 53, p. 315–351, 1999.

JAEGER, K. E.; REETZ, M. T. Microbial lipases from versatile tools for biotechnology. Tibtech. Vol. 16, p. 396 – 403, 1998.

KATCHALSKI-KATZIR, E.; KRAEMER, D. M.. Eupergit C, a carrier for immobilization of enzymes of industrial potential. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, vol. 10, p. 157–176, 2000

KHARRAT, N., et al. Immobilization of Rhizopus oryzae lipase on silica aerogels by adsorption: Comparison with the free enzyme. Process Biochemistry, vol. 46, p. 1083–1089, 2011.

LAGE, F. A. P., et al. Preparation of a biocatalyst via physical adsorption of lipase from TL on hydrophobic supporte to catalyze biolubricant synthesis by esterification reaction on a solvent-free system. Enzyme and Microbial Technology, vol. 84, p. 56 – 67, 2016.

LANGMUIR, I. The Constitution and Fundamental Properties of Solids and Liquids. Part I. Solids. Journal of the American Chemical Society, vol. 252, p. 1916. LEOFANTI, G.; PADOVAN, M.; TOZZOLA, G.; VENTURELLI, B. Surface área and

pore texture of catalysts. Catalysis Today. Vol. 41, p. 207-219, 1998.

LI, Y., et al. Pore size of macroporous polystyrene microspheres affects lipase immobilization. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, vol. 66, p. 182 – 189, 2010.

LIMA, José Maria Gonçalves. Relatório Técnico 20 – Perfil da Mineração do Nióbio. Projeto de Assistência Técnica ao setor de Energia, Ministério de Minas e Energia – MME, 2010.

LIMA, L. N.; OLIVEIRA, G. C.; ROJAS, M. J.; DE CASTRO, H. F.; DA RÓS, P. C. M.; MENDES, A. A.; GIORDANO, R. L. C.; TARDIOLI, P. W. Immobilization of

Pseudomonas fluorescens lipase on hydrophobic suports and application in

biodiesel synthesis by transesterification of vegetable oils in solvente-free systems. Society for Industrial Microbiology and Biotechnology, 2015. LIMA, K. F. F.; NASCIMENTO, B. Z.; COSTA, A. P. O. Síntese de biocombustíveis a

partir de diferentes óleos vegetais utilizando catalisador heterogêneo à base de nióbio. Brazilian Journal of Production Engineering, vol. 3, n. 1, p. 1 – 13, 2017.

LIU, C., et al. Optimizing lipase production from isolated Burkholderia sp. Journal of the Taiwan Institute of Chemical Engineers, p. 511-516, 2012.

LIU, C., et al. Biodiesel production from waste cooking oil by immobilized lipase on superparamagnetic Fe3O4 hollow sub-microspheres. Biocatalysis and

Biotransformation, vol. 34, n. 6, p. 283 – 290, 2016.

LV, J., et al. Preparation and properties of adsorption material from corn core when used for enzyme immobilization and the subsequent activities of the adsorbed enzymes. Industrial Crops and Products, vol. 50, p. 787 – 796, 2013.

MA, F.; HANNA, M. A. Biodiesel production: a review. Bioresource Technology, vol. 70, p. 1 – 15, 1999.

MALDONADO, R. R.; AGUIAR-OLIVEIRA, E.; FOGAÇA, F. M.; RAMOS, G. G.;