INTRODUÇÃO

Os carotenoides são pigmentos naturais que podem estar presentes em vegetais, animais e micro-organismos. São compostos tetraterpenoides que apresentam cadeias poliênicas com 3 a 15 ligações duplas conjugadas. Estes pigmentos conferem cores que vão do amarelo ao vermelho, e alguns deles são capazes de serem convertidos em vitamina A e como tal desempenham um importante papel nutricional. Além disso, também podem exercer outras ações não relacionadas com a atividade provitamínica, tais como diminuição do risco de doenças degenerativas como as cardiovasculares, musculares, prevenção da formação de catarata e retardo do envelhecimento, por prevenirem danos oxidativos (FERREIRA, ZAMITH, ABRANTES, 2015; VALDUGA et al., 2009a). A ação antioxidante de carotenoides é a sua capacidade de receber elétrons de espécies reativas, neutralizando radicais livres (GAMMONE et al., 2015; GONNET; LETHUAUT; BOURY, 2010).

As indústrias farmacêuticas, cosmética e de alimentos, tanto destinadas ao homem quanto a animais demandam esses compostos para a aplicação em seus produtos, que, em grande parte, são produzidos por síntese química (VALDUGA et al., 2009b). No entanto, devido à preocupação com o uso de aditivos químicos em alimentos, há um interesse crescente em carotenoides obtidos naturalmente através de processos biotecnológicos (VALDUGA et al., 2009a). Phaffia rhodozyma é uma levedura GRAS (Generally Recognized as Safe), que tem a capacidade de produzir intracelularmente carotenoides e vem sendo estudada para obtenção destes compostos (FRENGOVA; BESHKOVA, 2009).

No entanto, os carotenoides são compostos instáveis a altas temperaturas, na presença de luz e de oxigênio, apresentando dificuldade em manter suas características funcionais ao serem submetidos a determinadas condições intrínsecas de alguns produtos (BAGETTI, 2009; JAESCHKE, 2013). Uma alternativa para aumentar esta estabilidade na estocagem e processamento, preservando, sua atividade antioxidante, é o emprego de métodos de microencapsulação, que consistem no aprisionamento de materiais sólidos, líquidos ou gasosos em cápsulas microscópicas, obtidas por diferentes técnicas. Desta maneira, é possível proteger o material encapsulado dos danos físicos, além da possibilidade de liberá-lo de forma controlada sob condições específicas, ampliando a sua aplicação em alimentos (FAVARO-TRINTADE et al., 2008).

Diante disso, torna-se pertinente o estudo da encapsulação dos extratos carotenogênicos produzidos pela levedura em questão, bem como o estudo de suas características e estabilidade, visando sua aplicação em alimentos.

2 OBJETIVOS

2.1 OBJETIVO GERAL

Microencapsular, usando duas técnicas, carotenoides produzidos pela levedura Phaffia

rhodozvma NRRL Y17268, avaliando suas características e estabilidade, visando ampliar seu

potencial de aplicabilidade industrial.

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

 Produzir biomassa da levedura P. rhodozvma NRRL Y17268 e recuperar os carotenoides usando a técnica de ruptura celular por ondas ultrassônicas para a obtenção dos extratos carotenogênicos;

 Obter extratos carotenogênicos encapsulados por técnicas de liofilização e atomização;

 Estudar a estabilidade dos extratos carotenogênicos não encapsulados e encapsulados;

 Determinar as características físico-químicas de carotenoides encapsulados e sua bioacessibilidade in vitro;

 Identificar os extratos carotenogênicos encapsulados com maior potencial de aplicação em alimentos.

CAPÍTULO II

3 REVISÃO DE LITERATURA

3.1 CAROTENOIDES

Os carotenoides são hidrocarbonetos lipossolúveis pertencentes ao grupo dos terpenos, contendo 40 carbonos unidos por unidades opostas no centro da molécula. São sintetizados pela rota metabólica dos isoprenóides a partir da união de unidades pentacarbonatadas e apresentam estrutura molecular linear e simétrica, com ligações duplas conjugadas que permitem a absorção de luz na região do visível, conferindo pigmentações que variam do amarelo ao vermelho. A cadeia pode ter de 3 a 15 duplas ligações conjugadas e o comprimento do cromóforo determina o espectro de absorção e a cor da molécula. Suas variações estruturais são verificadas nas extremidades da cadeia podendo apresentar anéis ou terminação poliênica (MATA-GÓMES et al., 2014; TAIZ; ZEIGER, 2004; TINOIA et al., 2005).

Tais compostos são classificados em dois grupos: os carotenos, que são exclusivamente compostos por átomos de carbono e hidrogênio, e as xantofilas, que além destes dois elementos, possuem oxigênio em sua molécula, estando a astaxantina incluída neste grupo (COULTATE, 2004).

Alguns carotenoides, como é caso do β-caroteno, o α-caroteno e a β-criptoxantina apresentam potencial pró-vitaminico A. Para tanto é necessário que tais compostos contenham em sua estrutura pelo menos 1 anel β-ionona ligado a uma cadeia poliênica de 11 carbonos. Desta maneira, carotenoides como a astaxantina, luteína, zeaxantina e o licopeno não apresentam a mesma capacidade devido às suas estruturas. Apesar disso, a presença de um sistema de duplas ligações conjugadas nos carotenoides confere a este grupo de compostos um potencial antioxidante, devido a sua capacidade de receber elétrons de espécies reativas, e consequentemente neutralizar radicais livres (GONNET; LETHUAUT; BOURY, 2010; RODRIGUEZ-AMAYA; KIMURA; AMAYA-FARFAN, 2008).

Outras atividades benéficas à saúde também são atribuídas a esse grupo de compostos como o retardo do envelhecimento, a diminuição do risco de doenças musculares, cardiovasculares e até o retardo da formação de catarata, atividades imunomoduladoras, anticarcinogênicas e a capacidade de prevenir a fotossensibilização em certas doenças de pele (DA SILVA; MERCADANTE, 2002; MALDONADE et al., 2007; MELÉNDEZ et al., 2007; VALDUGA et al., 2009b).

Alguns dos principais carotenoides encontrados na natureza podem ser observados na figura 1.

Figura 1- Estruturas dos principais carotenoides.

Fonte: AMBRÓSIO; CAMPOS; FARO, 2006.

O mesmo sistema de duplas ligações que confere propriedade antioxidante a este grupo de compostos, também os caracteriza como substâncias altamente reativas, facilitando a ocorrência de rações químicas pela absorção de luz, bem como pela presença de oxigênio e calor, como a isomerização e a oxidação. As alterações decorrentes das reações podem acarretar também na perda de sua bioatividade, em função da diminuição de sua da atividade antioxidante e da atividade pró-vitamina A. Além disso, o processo de isomerização é capaz de promover perda de cor, comprometendo sua utilização como pigmento, visto que os carotenoides que estão na forma mais estável que sua estrutura pode ser encontrada, ou seja,

trans, adquirem uma conformação cis (GONNET; LETHUAUT; BOURY, 2010;

MATA-GÓMES et al., 2014; RODRIGUEZ-AMAYA, 1997; SANTOS, 2010).

Os carotenoides são compostos amplamente utilizados nas indústrias farmacêuticas, cosmética e de alimentos, tanto destinadas ao homem quanto a animais para a aplicação em seus produtos, tanto na forma de pigmentos quanto como compostos funcionais (VALDUGA, et al., 2009a), sendo que, no ano de 2010, o mercado mundial de carotenoides movimentou cerca de $ 1,2 bilhões, com expectativa de uma taxa de crescimento anual de 2,3%,

estimando-se que até 2018 chegue a atingir 1,4 bilhões de dólares (MATA-GÓMES et al., 2014).

A indústria de alimentos demanda carotenoides para a aplicação em seus produtos, especialmente para desempenhar a função de corantes, sendo que os mais comumente aplicados são astaxantina, cantaxantina, β-caroteno, licopeno, bixina e norbixina (ambos presentes em extrato de urucum) (HAMERSKI; REZENDE; SILVA, 2013). Em escala industrial, a maior parte desses compostos é obtida a partir de síntese química. Em se tratando de estrutura molecular, os carotenoides sintéticos mostram-se muito semelhantes aos naturais, porém não garantem os mesmos benefícios à saúde, uma vez que suas propriedades funcionais nem sempre são equivalentes, por ocorrer majoritariamente a formação de carotenoides de conformação cis (MATA-GÓMES et al., 2014; VALDUGA et al., 2009a). Além disso, no que diz respeito à aplicação de carotenoides em produtos alimentícios, os consumidores têm buscado uma alimentação mais saudável, devido à preocupação com os danos associados ao uso de aditivos químicos em alimentos, o que induz a um interesse crescente em carotenoides obtidos naturalmente (VALDUGA et al., 2009b). Uma alternativa seria a extração destes compostos a partir de plantas e vegetais, porém este processo é dependente de condições sazonais e alguns carotenoides não podem ser obtidos destas fontes, como é o caso da astaxantina. Tais fatos acarretam em interesse crescente, por parte das indústrias, em estudos relacionados à obtenção de carotenoides por via tecnológica, pelo cultivo de micro-organismos que apresentem a capacidade de sintetizar estes compostos (BOTELLA-PAÍVA; RODRÍGUES-CONCEPCIÓN, 2006; MATA-GÓMES et al., 2014; VALDUGA et al., 2009a).

Os carotenoides podem ser sintetizados por todos os organismos fotossintéticos, incluindo fungos filamentosos e leveduras, e por algumas espécies de bactérias, microalgas e liquens, que podem ser utilizados como suplemento alimentar para humanos e animais. Entre as fontes microbianas de carotenoides, além das microalgas, como a Haematococcus pluvialis as leveduras tais como Phafia rhodozvma e Rhodotorula glutinis possuem interesse comercial (NAGHAVI et al., 2013; REYES; GOMEZ; KAO, 2013). Embora existam inúmeros micro-organismos produtores destes compostos, é possível destacar as leveduras devido às vantagens que oferecem, como a possibilidade de utilização de meios alternativos e de baixo custo, como coprodutos agroindustriais, uma vez que necessitam de fontes simples de carbono e nitrogênio para o seu crescimento, não requerem muito espaço físico, quando obtidos a partir de cultivos em escala industrial e as condições de produção podem ser facilmente

controladas, resultando em maior produtividade (CIPOLATTI et al., 2015; MACHADO, 2013; VALDUGA et al., 2009a).

Mesquita, Teixeira e Servulo (2017) realizaram uma análise de mercado, através de pesquisas nos sites das empresas e também pelo contato direto com as mesmas, a fim de verificar, em nível mundial e no Brasil, a situação industrial de carotenoides obtidos por via biotecnológica. Observaram que empresas de diversos países já investem na produção de carotenoides naturais, utilizando microalgas como micro-organismos produtores, encontrando 7 indústrias distribuídas entre os países Israel, Austrália, Alemanha, Estados Unidos, Suécia e Índia, sendo que 5 delas (Alga Technologies, Blue Biotech, Cyanotech, Fuji Chemical Industries e Parry Nutraceuticals) trabalham com a produção de astaxantina na forma de pó, emulsão ou cápsulas. A BASF (Badische Anilin & Soda Fabrik) se inseriu na produção biotecnológica de carotenoides por microalgas há poucos anos, em 2010, quando concretizou a aquisição da empresa Cognis Nutrition & Care, instalada na Austrália. No Brasil nenhuma indústria produtora de carotenoides por via biotecnológica foi encontrada e até o presente momento, não foi observada a comercialização de carotenoides naturalmente obtidos por leveduras.

3.1.1 Astaxantina

A astaxantina (3,3’-dihidroxi-beta,betacaroteno-4,4’-diona) é um carotenoide que faz parte do grupo das xantofilas, por ser um carotenoide oxigenado, que confere a coloração característica de alguns peixes, crustáceos, aves e micro-organismos, de tonalidade avermelhada (MALDONADE et al., 2007; SEABRA; PEDROSA, 2010; VALDUGA et al., 2009b).

Entre os carotenoides de interesse comercial para a aplicação em alimentos, além de apresentarem a capacidade de conferir cor, a astaxantina se destaca especialmente em função de apresentar alta atividade antioxidante, sendo a mais citada na literatura quando comparada a outros compostos que apresentam tal propriedade. De acordo com Nunes (2011) seu mecanismo de ação está relacionado com sua alta capacidade de interagir quimicamente com espécies reativas de oxigênio, como os radicais livres e o oxigênio singleto. Além disso, a presença de hidroxilas e cetonas em cada anel ionona explicam algumas características únicas, como a configuração mais polar que outros carotenoides, possibilidade de ser esterificada e seu elevado poder antioxidante (GHIGGI, 2007).

Em sua estrutura, são observados dois centros quirais nos carbonos 3 e 3’ dos anéis das extremidades, o que possibilita a existência de três estereoisômeros diferentes (Figura 2), sendo (3S, 3’S), (3R, 3’R) (enantiômeros) e (3R, 3’S) (meso). O isômero (3S, 3’S) é a forma predominante encontrada na natureza (SCHMIDT et al., 2011).

Figura 2- Estrutura dos isômeros de astaxantina.

Fonte: Adaptado de GOSWAMI; CHAUDHURI; DUTTA, 2010.

A astaxantina apresenta elevado valor comercial, sendo produzida, em nível mundial, majoritariamente (cerca de 97%) por via sintética (SCHMIDT et al., 2011). No entanto, sua síntese química é complexa e de elevado custo, devido à presença de centros quirais em sua estrutura molecular, além de resultar em um produto que pode conter moléculas com configuração diferente da natural, o que, consequentemente, acarreta na maior instabilidade do produto (CHOCIAI et al., 2002; NUNES, 2011). Valduga et al. (2009b) realizaram um levantamento de preço através do site da empresa Sigma Aldrich, observando que o custo de 1g de astaxantina, era aproximadamente de R$ 633, enquanto a mesma quantidade de β-caroteno apresentava um custo de R$ 57, possibilitando inferir que o valor comercial da astaxantina é mais de 11 vezes superior ao do β-caroteno.

A eficiência deste pigmento em comparação a outros carotenoides é muito superior, por seu poder antioxidante ser aproximadamente 10 vezes maior que o β-caroteno (NAGUIB, 2000; LORENZ, 2001) e 500 vezes maior que o α-tocoferol (Vitamina E) (CHEN et al., 2006; NAGUIB, 2000; LORENZ, 2001). Devido a tal propriedade, a astaxantina tem demonstrado importante desempenho na modulação de funções biológicas relacionadas à peroxidação lipídica, proteção contra radicais livres, danos oxidativos ao colesterol LDL, oxidação dos ácidos graxos poli-insaturados essenciais e proteção contra os efeitos da luz UV, exercendo efeitos benéficos sobre doenças crônicas como degeneração macular, doenças cardiovasculares e câncer (SEABRA; PEDROSA, 2010).

Pesquisas têm demonstrado efeitos benéficos referentes à atividade antioxidante da astaxantina obtida tanto de fontes naturais como da obtida sinteticamente, porém os estudos em humanos se limitam à utilização de fontes naturais (SEABRA; PEDROSA, 2010), uma vez que estes carotenoides são obtidos em sua conformação estrutural mais estável na forma

trans (MATA-GÓMES et al., 2014). Além disso, observa-se uma tendência mundial de

exclusão de compostos sintéticos da cadeia alimentar, e um grande interesse no uso de fontes biológicas para obtenção deste carotenoide (CHOCIAI et al., 2002; NUNES, 2011; VALDUGA 2009b).

A astaxantina tem sido considerada o principal carotenoide em salmão e crustáceos. Os resíduos do processamento de camarão, normalmente descartados, são também importante fonte de astaxantina (SEABRA; PEDROSA, 2010). Como os carotenoides não são sintetizados por animais, portanto, o pigmento vermelho presente no músculo ou na casca de crustáceos e que se acumula no tecido adiposo é adquirido pela ingestão de algas e de organismos unicelulares, e no caso do salmão, por se alimentar de camarões. O salmão criado em aquicultura não tem acesso aos organismos citados, entretanto a astaxantina é adicionada à sua ração, sendo responsável pela cor característica de sua carne (FERREIRA; ZAMITH; ABRANTES, 2014). Além disso, o mesmo pigmento pode ser encontrado naturalmente em microalgas como Haematococcus pluvialis, que produz o isômero (3S, 3'S), e na levedura

Phaffia rhodozyma, que produz astaxantina em sua configuração (3R, 3'R), e até o presente, é

a única fonte natural conhecida para este estereoisômero (GREWE; MENGE; GRIEHL, 2007; RODRIGUEZ-AMAYA, 2001; SEABRA; PEDROSA, 2010; SCHMIDT et al., 2011). Em P.

rhodozyma, este carotenoide existe principalmente na forma trans, mas alguns isômeros cis

3.2. Phaffia rhodozyma

A levedura P. rhodozyma, inicialmente chamada de Rhodozyma montanae, é um micro-organismo que apresenta a capacidade de produzir intracelularmente carotenoides, como astaxantina, luteína e β-caroteno, a partir de cultivos microbianos (CIPOLATTI et al., 2015; MICHELON et al., 2012; SILVA et al., 2016), e teve seu isolamento realizado no início dos anos 70 por Herman Phaff, Martin Miller, Minoru Yoneyama e Masumi Soneda a partir de exsudados desprendidos de árvores de regiões montanhosas do Japão e Alasca. Em homenagem a Herman Phaff, devido aos anos de dedicação ao estudo das leveduras, o micro-organismo passou a ser denominado Phaffia rhodozyma, mediante adequação Código Internacional de Nomenclatura Botânica (BONFIM, 1999; JOHNSON; AN, 1991; MILLER et al., 1976).

Após anos de pesquisa em Moscou e na Rússia, Goloubev, em 1995 denominou para a levedura novos gênero e espécie, baseados em demonstrações de seu ciclo sexual de reprodução, passando a ser designada como Xanthophyllomyces dendrorhous (BONFIM, 1999; FELL, BLATT, 1999).

A levedura Phaffia rhodozyma pertence à classe dos basideomicetos, apresentando células vegetativas elípticas isoladas, formando cadeias curtas ou aos pares. Possui parede celular multicamada, com composição polissacarídica, localizada próxima à região onde os brotos são formados (MILLER et al., 1976).

São micro-organismos aeróbios facultativos que formam colônias vermelho alaranjadas, apresentando padrão de crescimento relativamente rápido, com habilidade para alcançar alta densidade celular em fermentadores industriais metabolismo heterotrófico, com capacidade de fermentar glicose e outros açúcares como hemiceluloses, xiloses, amido, maltose, glicerol entre outras, não sendo capaz de assimilar lactose, galactose, ribose e D-arabinose (WAGNER; RAMBLA; LEGARRETA, 2008).

Além disso, P. rhodozyma destaca-se por ser produtora de carotenoides, entre os quais a astaxantina encontra-se em maior proporção (BONFIM, 1999; WAGNER; RAMBLA; LEGARRETA, 2008). Por tal motivo, esta levedura vêm sendo estudada no laboratório de Engenharia de Bioprocessos da Universidade Federal do Rio Grande desde 2006, através de pesquisas na área de produção de carotenoides por via microbiana.

Silva (2009) estudou a maximização da produção de astaxantina por P. rhodozyma utilizando diferentes meios de cultura, empregando a água de parboilização do arroz como substrato. A cepa NRRL Y-17268 foi identificada como a mais promissora para a produção de

astaxantina em meio de cultivo de pH inicial 5,0, composto por 16,25 g L^-1 de extrato de malte, 8,75 g L^-1 de peptona, 15 g L^-1 de sacarose e 87,5 g L^-1 de água de parboilização do arroz, através de cultivos em frascos agitados mantidos a 25ºC e 150 rpm durante 168 h, alcançando uma produção volumétrica de astaxantina de 5,3 μg mL^-1.

Pesquisas referentes à produção de carotenoides por cultivos submersos de P.

rhodozyma NRRL Y-17268 utilizando glicerol bruto e água de parboilização do arroz foram

realizadas por Silva (2010). Condições ótimas de cultivo para a bioprodução de carotenoides pela levedura foram observadas ao utilizar 10 g L^-1 de glicerol bruto, 7,5 g L^-1 de peptona, 6,4 g L^-1 de glicose, 90 g L^-1 de água de parboilização do arroz, 20 g L^-1 de extrato de malte, 1 g L^-1 de extrato de levedura, com pH inicial 4,0, 25ºC e 150 rpm durante 168 h. Nestas condições foram obtidas concentração de biomassa de 13,5 g L^-1, produção específica e volumétrica de carotenoides de 176, 0 µg g e 2,4 µg mL^-1, respectivamente.

Fonseca et al. (2011) estudaram diferentes técnicas de ruptura celular para a extração de carotenoides de P. rhodozyma NRRL Y-17268, cultivadas em meio YM, composto por 3 g L^-1 de extrato de malte, 3 g L^-1 de extrato de levedura, 5 g L^-1 de peptona e 10 g L^-1 de glicose, a 25ºC, 150 rpm durante 168 h. Verificaram que a ruptura com Na2CO3 não foi eficaz, e que técnicas como abrasão com pérolas de vidro, maceração com terra diatomácea e aplicação de ondas ultrassônicas foram considerados promissores para a realização de pesquisas futuras. O método mais eficiente observado na pesquisa foi a ruptura com DMSO de biomassa liofilizada, utilizando a relação biomassa:solvente de 0,025 g mL^-1, o que proporcionou aumento em até 25 vezes a recuperação dos carotenoides.

Silva et al. (2012) estudaram a produção de carotenoides por P. rhodozyma NRRL Y-17268 utilizando glicerol puro e glicerol bruto como fontes adicionais de carbono ao meio de cultivo. Foi observada produção máxima de biomassa 8,3 g L^-1, produção específica de carotenoides de 275,5 μg.g^-1 e produção volumétrica de carotenoides de 1,7 μg mL^-1 em cultivos mantidos a 25ºC, 150 rpm durante 168 h, compostos por 5,5 g L^-1 de extrato de malte, 5,5 g L^-1 de extrato de levedura, 5,5 g L^-1 de glicose, 10 g L^-1 de peptona, 15 g L^-1 água de parboilização do arroz parboilizado e 40 g de glicerol bruto. Além disso, este estudo indicou que tanto o glicerol puro quanto o bruto podem ser utilizados como fontes adicionais de carbono.

Michelon et al. (2012) estudaram diferentes técnicas mecânicas, químicas e enzimáticas de ruptura celular na extração de carotenoides de P. rhodozyma NRRL Y-17268 produzidas na melhor composição de meio de cultivo e condições de processo definidas por Silva (2009). Entre as técnicas estudadas, a maior concentração específica de carotenoides

(190,35 μg g-1

) resultou da ruptura celular empregando técnicas combinadas de maceração de biomassa congelada utilizando terra de diatomáceas e lise enzimática a pH do meio reacional de 4,5 a 55ºC com atividade inicial de β-1,3 glucanase de 0,6 U.mL^-1 durante 30 min.

Cipolatti (2012) realizou estudos visando estabelecer condições para recuperar carotenoides e determinar a atividade antioxidante dos extratos carotenogenicos de P.

rhodozyma, avaliando o efeito do congelamento da biomassa sobre estas determinações, além

de avaliar a produção de carotenoides a partir de meios contendo água de maceração de milho e glicerol bruto, e água de maceração de milho e melaço, comparando com o meio YM. A maior recuperação de carotenoides foi obtida no diâmetro de partícula inferior a 125 mm com 48 h de congelamento (271,7 μg g-1

), porém o extrato da biomassa sem congelamento apresentou atividade antioxidante superior aos demais, com 0,77; 2,05 e 4,30 mM trolox.μg-1 para os métodos do ABTS (2-2'-azino-bis (3-etilbenzo-tiazol-6ácido sulfônico)), FRAP (Ensaio do poder de redução do ferro) e DPPH (1,1-difenil-2-picrihidrazil), respectivamente. Ao avaliar a influência de métodos de rupturas celular no potencial antioxidante, o uso de Glucanex® resultou nas maiores atividades antioxidantes, sendo 344,1% inibição μg^-1 para ABTS e 0,5 de absorvância para FRAP. O estudo indicou que P. rhodozyma demonstrou elevada produção de astaxantina (3390 μg L-1) e elevada quantificação de β-caroteno (1133 μg L^-1) no meio composto por água de maceração de milho e melaço.

Visando a redução de custo dos meios de cultivo, Rios et al. (2015) estudaram a produção de carotenoides por P. rhodozyma NRRL Y-17268 através de meios de cultivos acrescidos de água de parboilização do arroz. As condições necessárias para obter a máxima produção de carotenoides foram observadas utilizando meio de cultivo composto por 16,25 g L^-1 de extrato de malte, 8,27 g L^-1 de peptona, 15 g L^-1 de sacarose e 87,5 g L^-1 de água de parboilização de arroz (87,5), com pH inicial de 5 a 25 ° C e 150 rpm durante 144 h, o que resultou em uma concentração volumétrica de carotenoides de 5,3 μg mL^-1 e específica de 628,8 μg g ^-1.

Cipolatti et al. (2015) compararam a influência da ruptura celular com DMSO e lise enzimática utilizando Glucanex®, na atividade antioxidante de extratos carotenogênicos obtidos por P. rhodozyma, cultivadas em meio YM, composto por 3 g L^-1 de extrato de malte, 3 g L^-1 de extrato de levedura, 5 g L^-1 de peptona e 10 g L^-1 de glicose, a 25ºC, 180 rpm durante 168 h. Os resultados demonstraram que utilizando o método enzimático de ruptura da parede celular, foi possível obter maiores valores de atividade antioxidante, utilizando os métodos ABTS e FRAP, com resultados de trolox 4,00 e 3,66 mM.μg^-1, respectivamente.