1. Transfira uma alíquota de 25 mL da solução A0 para um balão de 50 mL, completando o volume com água destilada. Chame esta solução de A2. 2. Prepare 100 mL de solução de NaOH 0,1 M. Pegue uma alíquota de 5 mL e
10 mL desta solução e transfira para dois balões de 50 mL, completando o volume com água destilada. Chame estas soluções de B1 e B2, respectiva- mente.
3. Tendo sido escolhido o filtro de trabalho, coloque, em um béquer, 10 mL da solução A2 e, em outro, 10 mL da solução B1. Verta o conteúdo de um béquer no outro e acione o cronômetro (note que as soluções A2 e B1 foram diluídas para metade da concentração inicial). Agite a mistura reacional e utilize uma alíquota para lavar a cubeta. Em seguida, encha a cubeta com a mistura. Coloque a cubeta no espectrofotômetro, feche a tampa do aparelho e determine a absorbância inicial (tempo “zero”). Faça leituras da absorbância em intervalos de 1 min até atingir o limite da faixa de calibração (cerca de 30 medidas). Meça a temperatura da mistura reacional e anote. (Nota: Utilize o filtro empregado na calibração para evitar a necessidade de recalibração e considere apenas as absorbâncias dentro da faixa de calibração para o tratamento de dados.)
4. Repita o procedimento usando 10 mL da solução A2 e 10 mL da solução B2. Utilize o mesmo filtro empregado na calibração, evite trabalhar fora da faixa de calibração, opere com os mesmos intervalos de tempo da medida anterior e registre a temperatura da mistura reacional.
T
RATAMENTO DED
ADOS1. Justifique: por quê escolher o filtro de maior absorbância?
2. Encontre m por ajuste a uma das equações integradas (ordem zero, 1a ou 2a ordem). Para tal, faça os gráficos de (i) (A-A
0) versus t, (ii) ln(A/A0)
versus t e (iii) (1/A)-(1/A0) versus t, onde A é a absorbância medida no tempo t e A0 a absorbância inicial.
3. Encontre os valores de kef para as duas concentrações de NaOH e, com estes, encontre o valor de n. Encontre também o valor de k.
4. Compare os seus dados com os da literatura.
Q
UESTÕES PARA OR
ELATÓRIO1. Os valores obtidos são satisfatórios?
2. Quais as possíveis fontes de erro ou limitações neste experimento?
B
IBLIOGRAFIA1. CORSARO, G., J. Chem. Educ., 41, 48, 1964. 2. DU, Z.; J. Phys. Chem. A, 117(2), 283-290, 2013.
P
ROCEDIMENTOPARTE A: MONTAGEM EXPERIMENTAL
1. Acenda a luz do polarímetro e espere alguns minutos.
2. Coloque água destilada no tubo polarimétrico, de tal modo que não haja formação de bolhas de ar, e coloque-o no aparelho. Gire o prisma analisador até que um máximo de intensidade seja observado. Verifique o zero do aparelho e, se houver desvio, anote-o para futuras correções. Esvazie o tubo.
3. Prepare as soluções de HCl 3, 2 e 1 mol/L. Padronize-as com bórax. 4. Pese 20 g de sacarose e dissolva-os em 100 mL de água destilada. 5. Misture 20 mL da solução de sacarose a 20 mL ...
PARTE B: COLETA DE DADOS
1. Pese 20 g de sacarose e dissolva-os em 100 mL de água destilada.
2. Misture 20 mL da solução de sacarose com 20 mL de solução de HCl 3 M, disparando o cronômetro simultaneamente.
3. Lave o tubo polarimétrico com a mistura reagente, encha-o com a mesma e efetue a primeira leitura do ângulo de rotação. Determine a temperatura da mistura reacional.
4. Efetue leituras em intervalos de 5 min por um período de 1 h. Determine a temperatura da mistura reacional ao final deste período.
5. Guarde a mistura para a última leitura após 48 h. 6. Repita o procedimento com HCl 2 M e 1 M.
T
RATAMENTO DED
ADOS1. Para cada experimento, faça um gráfico de θt vs t para obter o valor de θ0. 2. A partir de um gráfico de ln(θt-θ0)/ln(θt-θ∞) versus t, calcule a constante de
velocidade da reação.
3. Faça um gráfico de k versus concentração do íon hidrogênio no tubo polarimétrico para obter as constantes k(H2O) e k(H3O+).
Q
UESTÕES PARA OR
ELATÓRIO1. Os valores obtidos são satisfatórios?
2. Quais as possíveis fontes de erro ou limitações neste experimento?
B
IBLIOGRAFIA1. ATKINS, P.W.; Físico-Química, 7ª Ed., RJ, Ed. LTC, 2004.
PRÁTICA N° 7:
CATÁLISE ENZIMÁTICA VIA FOTOCOLORIMETRIA
O
BJETIVODeterminar os parâmetros cinéticos de uma reação catalisada por enzima a partir do acompanhamento de um processo reacional por espectrofotometria.
I
NTRODUÇÃOEnzimas são proteínas que catalisam reações químicas com uma eficiência
formidável. Por exemplo, uma única molécula da enzima catalase (ou
hidroperoxidase) pode acelerar de 107 a 108 vezes a decomposição de milhões de moléculas de peróxido de hidrogênio na reação:
H2O2(aq) 2H→ 2O(ℓ) + O2(g). (1) Uma das explicações para a eficiência das enzimas (E, o catalizador) é que estas formam, com o substrato (S, o reagente), um complexo enzima-substrato (ES, um intermediário da reação), com uma conformação bem próxima à do estado de transição da reação, reduzindo desta forma a energia de ativação do processo que leva à formação dos produtos da reação (P). A região da molécula onde a enzima e o substrato interagem é denominada de centro (ou sítio) ativo. O processo pode ser resumido como (mecanismo de Michaelis-Menten ):
E + S ⇌ [ES] P.→ (2) Outra característica importante da enzima é a sua especificidade. Cada enzima se combina com um substrato específico (ou com algumas poucas substâncias bem semelhantes em estrutura), sugerindo que a enzima e o substrato se encaixam em um sistema do tipo chave-fechadura.
Medindo-se a velocidade inicial v0 de uma reação (S P), quando esta é→ catalisada por uma dada concentração de enzima [E]0 sob condições constantes de reação, verifica-se que a velocidade inicial varia com a concentração de substrato [S]0. Fazendo-se um gráfico de v0 versus [S]0 obtém-se uma curva hiperbólica (figura 1), que demonstra que: (i) em baixas concentrações, a velocidade inicial é diretamente proporcional à [S]0, e que, (ii) em altas concentrações, a velocidade atinge um máximo vmax, e seu valor independe da concentração [S]0.
A equação experimental que relaciona v0 com [S]0, que pode ser deduzida do mecanismo de Michaelis-Menten, é escrita na forma:
v0 = vmax
1 + KM[S]0−1, vmax = k [E]0 , (3) onde KM é a constante de Michaelis. Nesta equação, [E]0 e [S]0 são as
concentrações iniciais (ou nominais), e não as concentrações das espécies livres.
método de Lineweaver-Burk, que utiliza o fato de que o inverso da equação (3) corresponde a equação de uma reta (figura 2):
1 v0 = 1 vmax +
(
KM vmax)
1 [S]0 , (4)com coeficiente linear 1/vmax e coeficiente angular KM/vmax.
Figura 1: Dependência da velocidade com
a concentração do substrato.
Figura 2: Gráfico de Lineweaver-Burk, onde se obtém os parâmetros vmax e KM.
Nesta experiência será utilizada a enzima polifenoloxidase, extraída da batata, na reação de oxidação do catecol, descrita abaixo:
.
(5)
A polifenoloxidase é uma enzima que pertence ao grupo de oxidação e redução. Esta enzima catalisa a remoção do hidrogênio (oxidação) do catecol, com produção de água e quinona. A quinona apresenta uma forte absorção na região de comprimentos de onda em torno de 458 nm. A absorbância é uma função linear da concentração e, portanto, pode ser utilizada para o monitoramento da formação da quinona.