4. APLICAÇÃO DA COMPONENTE EXPERIMENTAL NO ENSINO DA BIOLOGIA
4.2. Trabalhos práticos em laboratório (protocolos)
A – Estudo da anatomia da folha
As folhas são os órgãos das plantas essencialmente especializados na realização da fotossíntese. Embora as folhas adoptem formas muito diversificadas, apresentam algumas características estruturais comuns. Na parte exterior têm uma camada de células vivas que constituem a epiderme, onde existem estomas e por vezes tricomas. Na estrutura interna, entre a epiderme da página superior e a epiderme da página inferior, as folhas, além da existência de tecidos condutores, possuem um tecido clorofilino, o mesófilo, constituído por uma grande abundância de células fotossintéticas.
Folha de Camélia japónica (UME - UTAD). Objectivos
• Utilizar a técnica da dupla coloração para obtenção de cortes histológicos definitivos; • Observar e identificar os diferentes tecidos foliares;
• Comparar os tecidos foliares de folhas de sol e de sombra.
Material
• Folhas de sombra e de sol • Água destilada
• Xilol • Entellan
• Microscópio óptico • Lâminas, lamelas
• Micrótomo de mão ou navalha • Pinça e agulha de dissecação
80 • Vidro de relógio
• Água de Javel (lixívia)
• Álcool etílico (70%, 80%, 90%, 95%, 100%)
• Solução de carmim aluminado (os constituintes celulósicos celulares coram de carmim). • Solução verde iodo ou verde de metilo (toda a parte lenhosa das células cora de verde)
Procedimento experimental
1. Com a ajuda do micrótomo de mão e de uma navalha, faça cortes transversais das folhas muito finos.
2. Colocar os cortes em água de Javel durante 15 minutos, para remover o conteúdo celular. 3. Lavar em água corrente.
4. Passar em água acética para retirar o hipoclorito de sódio ainda existente. 5. Lavar em água corrente.
6. Passar para o verde iodo ou verde de metilo durante 5 minutos. 7. Lavar em água corrente.
8. Passar para o carmim aluminado durante 15 minutos. 9. Lavar em água corrente.
10. Desidratar em concentrações crescentes de álcool etílico comercial (70%, 80%, 90%, 95% e 100%).
11. Colocar em xilol, durante cerca de 5 minutos, para diafanizar os cortes.
12. Para a montagem, colocar os cortes entre a lâmina e a lamela utilizando como meio de montagem uma gota de Entellan.
13. Observar ao microscópio, em diferentes ampliações. Registo dos resultados
1. Desenhe e legende todos os tecidos vegetais de folhas de sol e de sombra que observou.
2. Compare os tecidos foliares das plantas de sol versus plantas de sombra.
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B – Aula de campo para visualização da biodiversidade e posteriores
observações em laboratório
Os diversos sistemas naturais que abundam à superfície da Terra diferem no clima, solo, vegetação, entre outros. Por exemplo, a diversidade biológica de um lago difere da zona de montanha e de um solo fértil. Também as plantas ajustam a sua estrutura de acordo com o ambiente onde vivem.
Participe com os seus colegas na planificação das actividades. Apresentam-se algumas sugestões.
Antes da saída
• Escolher o local ou locais de estudo, equacionando a localização geográfica e diferentes ambientes (aquático, solos férteis e solos áridos).
• Formulação de problemas adequados ao tema diversidade biológica. • Atribuição de tarefas aos diferentes grupos.
• Selecção do material para registo de notas, orientação (carta topográfica), observações e medições (máquina fotográfica, lupa, fita métrica) e recolha do material (sacos de plástico, mala térmica).
Durante a saída
• Localize na carta a posição em que se encontra e o percurso que vai realizar.
• Fotografe e esquematize zonas que considere importantes face aos problemas que seleccionou.
• Registe também dados relativos a interacções que os seres vivos estabelecem.
• Recolha folhas de plantas de diferentes ambientes (aquático, solos férteis e solos áridos) que terão interesse para observações futuras.
No laboratório Material
• Micrótomo de mão e navalha ou lâmina. • Agulha lanceolada.
• Vidros de relógio.
82 • Folhas recolhidas na saída de campo.
Procedimento
1. Faça cortes transversais das folhas o mais finos possível.
2. Utilizando uma agulha lanceolada passe os cortes, sucessivamente por uma série de vidros de relógio, nas condições indicadas na figura.
3. Monte os melhores cortes entre lâmina e lamela, utilizando uma gota de água. 4. Observe ao microscópio utilizando diferentes ampliações.
Nota:
A lixívia destrói o conteúdo celular, conservando-se apenas as paredes das células. A lavagem em água destilada elimina restos de lixívia, a qual poderia destruir os corantes. O ácido acético favorece a coloração.
O carmim cora de cor-de-rosa as paredes celulósicas e o verde iodo cora de verde as paredes celulósicas lenhificadas.
Discussão
1. Compare os tecidos foliares das plantas dos diferentes ambientes: aquático, solos férteis e solos áridos.
2. Infira sobre as diferenças obeservadas.
(Adaptado de Silva et al., 2007) Líxivia 3 minutos Água destilada 1 minuto Ac. Acético 1% 30 segundos 10 partes de carmim e 1 parte verde iodo 1 minuto
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C – Observação de estomas
Epiderme inferior onde se observam estomas da alfarrobeira (Ceratonia siliqua L.) (UME - UTAD).
Na epiderme dos órgãos aéreos, especialmente nas folhas, localizam-se os estomas. Cada uma destas estruturas é constituída por duas células oclusivas, ou células guarda, que delimitam uma abertura, o ostíolo, que comunica com um espaço interior, a câmara estomática. É essencialmente pelos estomas que se efectuam as trocas gasosas entre as folhas e o exterior.
Objectivos
• Localizar os estomas na folha
• Distinguir os estomas das restantes células da epiderme foliar. • Interpretar a função dos estomas
Material • Água destilada • Bisturi • Lâminas • Lamelas • Microscópio óptico • Folhas de japoneira
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Procedimento
1. Com ajuda de um bisturi faça uma incisão superficial na página inferior da folha da japoneira.
2. Retire uma porção da epiderme tentando destacá-la da camada do parênquima que lhe é aderente
3. Monte-a com uma gota de água destilada entre lâmina e lamela.
4. Observe ao microscópio com as objectivas de pequena e média ampliação. 5. Faça os respectivos registos.
6. Observe no microscópio as preparações realizadas com a maior ampliação possível. Discussão
1. Registe em pormenor os conjuntos de células diferentes das do restante tecido, com forma alongada e de contorno poliédrico.
2. Conclua sobre a função dos estomas.
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D – Observação microscópica de tecidos condutores em raízes, caules
e folhas de plantas monocotiledóneas e dicotiledóneas
As plantas enquanto seres pluricelulares complexos, necessitam de transportar água e outras substâncias minerais até às folhas, para garantir a síntese de compostos orgânicos que aí ocorre. Posteriormente, esses compostos terão de ser distribuídos a todas as células, de forma a poderem ser utilizados.
Algumas plantas mais simples (plantas avasculares) não possuem estruturas especializadas no transporte de substâncias. No entanto, nas espécies mais evoluídas (plantas vasculares), a distribuição de substâncias ocorre devido à existência de sistemas de transporte, localizados nos diferentes órgãos das plantas. Estes sistemas de transporte incluem o xilema que está especializado no transporte de água e sais minerais e o floema que transporta água e as substâncias orgânicas produzidas ou armazenadas durante a fotossíntese.
Secção transversal do caule de gibardeira (Ruscus hypothylum) – monocotiledonea (Antunes e Pinto, 2006).
Objectivos
• Localizar os sistemas de transporte nos diferentes órgãos das plantas. • Distinguir o xilema do floema.
• Comparar a localização relativa do xilema e do floema nas plantas dicotiledóneas e monocotiledóneas.
Material
• Micrótomo de mão e navalha ou lâmina. • Agulha lanceolada.
86 • Vidros de relógio.
• Lâminas e lamelas. • Microscópio óptico.
• Água destilada, lixívia, verde iodo ou verde metilo, carmim aluminado, ácido acético 1%. • Raízes, caules e folhas de feijoeiro e milho.
Procedimento experimental
1. Com a ajuda do micrótomo de mão e de uma navalha, faça cortes transversais das folhas, caules e raízes muito finos.
2. Colocar os cortes em lixívia durante 15 minutos, para remover o conteúdo celular. 3. Lavar em água corrente.
4. Passar em água acética para retirar o hipoclorito de sódio ainda existente. 5. Lavar em água corrente.
6. Passar para o verde iodo durante 5 minutos. Toda a parte lenhosa das células cora de verde. 7. Lavar em água corrente.
8. Passar para o carmim aluminado durante 15 minutos. Monte os cortes dos diferentes órgãos entre lâmina e lamela usando como meio de montagem água.
Discussão
1. Observe ao microscópio as preparações efectuadas.
2. Com ajuda do professor, localize os tecidos condutores nos diferentes órgãos vegetais. 3. Conclua acerca da localização dos tecidos condutores nas plantas observadas a nível da
raiz, do caule e das folhas.
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E - Medição da espessura de diferentes tecidos foliares
A espessura dos diferentes tecidos vegetais pode ser medida recorrendo ao micrómetro ocular e ao micrómetro objectivo. Este método utiliza o micrómetro ocular que tem uma escala arbitrária (não calibrada) e o micrómetro objectivo, que consiste numa lâmina de vidro com uma escala graduada, onde 1 mm foi dividido em 100 partes iguais, pelo que cada intervalo mede 10 μm.
Neste estudo será medida a espessura de tecidos vegetais de folhas tipicamente de sombra e outras de sol, já que as adaptações das plantas aos ambientes em que vivem são bem visíveis no mesófilo das folhas, ou seja, ajustam a espessura do mesófilo consoante a intensidade luminosa de que dispõem.
Objectivos
• Comparar a espessura dos diferentes tecidos foliares em folhas de sol e folhas de sombra. • Relacionar a intensidade luminosa com a espessura do mesófilo.
• Inferir acerca da relação entre a espessura do mesófilo e a actividade fotossintética.
Material
• Folhas de sombra e de sol • Microscópio óptico • Micrómetro objectivo • Micrómetro ocular • Lâminas e lamelas • Navalha ou lâmina • Micrótomo de mão • Pinça • Agulha de dissecação • Vidro de relógio • Água destilada Procedimento experimental
Determinação do valor micrométrico da ocular
1. Colocar a ocular micrométrica no tubo do microscópio e o micrómetro objectivo sobre a platina, estando a objectiva menor em posição de observação.
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3. Fazer coincidir o início das escalas dos dois micrómetros, movendo o micrómetro objectivo. 4. Registar o número exacto de intervalos do micrómetro objectivo que correspondam a um
número exacto de intervalos do micrómetro ocular no quadro 1. Proceder a três medições para a objectiva 10 X.
5. Obtenha o valor micrométrico a utilizar fazendo a média dos valores micrométricos calculados em cada medição.
Preparação de cortes em fresco
1. Com a ajuda do micrótomo de mão e de uma navalha, faça cortes transversais muito finos de folhas de sombra.
2. Com a ajuda de uma pinça, coloque cada um dos fragmentos obtidos anteriormente sobre uma lâmina, na qual deve previamente colocar uma gota de água destilada.
3. Cubra cuidadosamente a preparação com uma lamela, tentando evitar que nela fiquem bolhas de ar.
4. Observe a sua preparação ao microscópio, utilizando as objectivas 4X, 10X e 40X.
5. Efectue medições dos diferentes tecidos com o micrótomo ocular calibrado para as diferentes objectivas.
6. Registe, no Quadro 2, os valores obtidos.
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Registo dos resultados
Quadro 1 – Determinação do valor micrométrico da ocular.
10X Nº de divisões do micrómetro ocular Nº de divisões do micrómetro objectivo Valor micrométrico (μm) 1ª medição 2ª medição 3ª medição média =
Quadro 2 – Espessura (μm) de tecidos vegetais em folhas de sol e de sombra.
Folha Número Total
lâmina Epiderme superior Parênquima clorof. em paliçada Parênquima clorof. lacunoso Epiderme inferior Sol 1 Sol 2 Sol 3 Sol 4 Sol 5 Média Sombra 1 Sombra 2 Sombra 3 Sombra 4 Sombra 5 Média Discussão
1. Compare a espessura dos tecidos foliares das plantas de sol versus plantas de sombra. 2. Que conclusões se podem retirar deste estudo?
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F - Observação de grãos de amido nas folhas e nas células da batata.
Os seres fotossintéticos transformam a energia luminosa em energia química obtendo substâncias orgânicas produzidas a partir de substâncias minerais em regiões das plantas que possuam clorofila e fiquem expostas à luz. Um dos compostos sintetizados no processo fotossintético é a glicose. Esta pode ser convertida em amido, substância de reserva de inúmeros vegetais podendo ser visível nas folhas e em órgãos de reserva como caules e raízes.Grãos de amido de Castanea sativa Mill. (UME – UTAD). Objectivos
• Observar a presença de grãos de amido no mesófilo e nos órgãos de reserva. • Relacionar a presença de amido na folha com o processo fotossintético.
• Inferir sobre os processos que asseguram o transporte de substâncias através da membrana celular.
Material • Folhas, batata
• Navalha ou micrótomo de mão • Pinça e agulha de dissecação • Vidro de relógio
• Água destilada • Soluto de Lugol • Microscópio óptico • Lâminas e lamelas
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Procedimento experimental
1. Efectue cortes histológicos, com a ajuda de um micrótomo de mão e uma navalha, de diferentes folhas de batata.
2. Lave em água destilada.
3. Proceda à coloração dos grânulos de amido, emergindo os cortes durante 5 min numa solução de Lugol.
4. Lave em água corrente.
5. Escolha um corte por folha e faça a sua montagem entre a lâmina e a lamela. 6. Observe ao microscópio.
7. Registe o que observar. Discussão dos resultados
1. Justifique a presença de amido nas folhas.
2. Justifique a presença de amido nas células da batata.
3. Infira sobre o processo de passagem do amido do floema para as células da batata.
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Ciência-Tecnologia-Sociedade (CTS)
Textos para a abordagem CTS, onde se procura organizar o ensino da ciência em torno de assuntos e temas científicos que possam apresentar implicações sociais, promovendo a curiosidade, a exploração de possíveis explicações para diferentes factos, a pesquisa e a discussão, realçando a responsabilidade e autonomia do aluno.
1. A utilização do sabugueiro
O sumo da baga negra contém muitos metabolitos primários incluindo vários açúcares, ácidos orgânicos e uma elevada percentagem de antocianinas, indicador da qualidade dos frutos a nível da cor e do sabor. Assim, surge o interesse da aplicação das bagas como compostos funcionais em corantes alimentares e como bons agentes antioxidantes reduzem os danos oxidativos no corpo humano (Veberic et al., 2009).
A produção descontrolada de radicais livres e o mecanismo desequilibrado de antioxidantes pode estar na origem de muitas doenças e acelerar o envelhecimento (Dawidowicz, et al., 2006). Estudos recentes têm confirmado a existência de substâncias tóxicas na casca de Sambucus nigra L., sendo proteínas inactivadoras dos ribossomas (PIR) que inibem a síntese das proteínas (Manganelli et al., 2005). A conjugação das PIR aos anticorpos monoclonais pode ser uma técnica promissora na terapia do cancro (Manganelli et al., 2005; Benito et al., 1998).
2. A utilização do sumagre
Têm sido usados antioxidantes, na indústria dos alimentos, para retardar a degradação oxidativa das gorduras por inibir a formação de radicais livres. Mas os antioxidantes sintéticos amplamente utilizados nos produtos alimentares estão a ser questionados. Os consumidores tornaram-se mais prudentes quanto à qualidade nutricional e segurança dos aditivos alimentares havendo uma crescente procura de investigações sobre antioxidantes provenientes de fontes naturais. Estudos revelaram a existência nas folhas de sumagre de agentes antioxidantes (flavonóides, taninos, antocianinas e ácidos biológicos), mas é o fruto, que depois de seco e triturado, é normalmente consumido como especiaria (Kosar, et al., 2007).
Os extractos essenciais do sumagre, como o de outras espécies, nomeadamente, alho, menta, cominho, cebola e tomilho, foram descritos como tendo actividade antimicrobiana. Os
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resultados sobre as actividades antimicrobianas contra estirpes de bactérias demonstraram que os Bacillus cereus são as bactérias mais sensíveis ao sumagre, sendo que a actividade antibacteriana está concentrada no epicarpo dos seus frutos (Fazeli et al., (2007).
3. A utilização da fitolaca
A Phytolacca americana L. pode ser encontrada em habitats perturbados, especialmente nas zonas mineiras contaminadas com metais pesados, da China do Sul. Esta espécie revela um alto potencial em co-acumulação de elevadas concentrações de manganês (Mn) e cádmio (Cd) em rebentos (Peng et al., 2008). Considerando o seu rápido crescimento e a biomassa elevada, a fitolaca pode ser utilizada na correcção de solos contaminados com Mn e Cd. (Min et al., 2007; Peng et al., 2008). Esta propriedade é considerada importante pois está provado que nos humanos a exposição ao excesso de manganês provoca toxicidade, incluindo sintomas de Parkinson e anomalias do sistema de reprodução e do sistema imunológico (Min et al., 2007).
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