10. Tratamento e
controle de parasitoses controle de parasitoses
em peixes em peixes
Marieta Nascimento de Queiroz1*, Elizabeth Gusmão Affonso2
1Residente pós-doutoral, bióloga, doutora, Procad-Amazônia/Capes/ Cotei/Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, INPA.
2 Pesquisadora titular III, farmacêutica, doutora, Cotei/Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, INPA.
*Autor para correspondência: [email protected]
pixabay.com
de produtos químicos veterinários, na maioria das vezes, de forma em-pírica. O uso de produ-tos veterinários faz par-te dos diversos sispar-temas de produção animal, aquáticos ou terrestres.
Na aquicultura, a utili-zação de vacinas e me-dicamentos específicos para algumas espécies tem contribuído para o crescimento global
do setor (CNA- Comissão Nacional de Aquicultura - Doenças de Animais Aquáticos de Importância para o Brasil - Manual de identificação no campo) .
O Brasil não possui uma legislação específica para o uso de
produtos químicos des-tinados ao tratamento de patologias aquáti-cas, sendo a avaliação e o registro de produ-tos de responsabilida-de do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA). Segundo Decreto Nº 8.840, de 24 de agosto de 2016, é considerada produto de uso veterinário toda
substância química, biológica, biotecno-lógica ou preparação manufaturada cuja administração seja aplicada de forma
in-dividual ou coletiva, di-reta ou misturada com os alimentos, destinada à prevenção, ao diagnós-tico, à cura ou ao trata-mento das doenças dos animais, incluindo adi-tivos, suplementos pro-motores, melhoradores da produção animal, medicamentos, vacinas, antissépticos, desinfe-tantes de ambiente e de equipamentos, pestici-das e todos os produtos que, utilizados nos animais ou no seu habitat, protejam, restaurem ou modifiquem suas funções orgânicas e fisiológicas, ou também os produtos destinados ao
embelezamen-to dos animais (Brasil, 2016).
Atualmente, o úni-co produto de uso ve-terinário destinado ao tratamento de parasitos de peixes registrado no MAPA é o Masoten® (Registro nº 3.736, em 23/05/91). O uso des-se produto é indicado para controle dos ec-toparasitos monoge-néticos (Anacanthorus penilabiatus), Argulus sp., Dolops carvalhoi, Trichodina pedicu-lus e Trichodina magna, Ichthyophthirius multifiliis e Piscinoodinium pillulare em
O Brasil não possui uma legislação específica para o uso de produtos
químicos destinados ao tratamento de patologias aquáticas, sendo a avaliação e o registro de produtos de responsabilidade
do Ministério da Agricultura, Pecuária e
Abastecimento.
Atualmente, o único produto de uso veterinário destinado ao
tratamento de parasitos de peixes registrado no MAPA é o Masoten®
(Registro nº 3.736, em 23/05/91). O uso desse produto é indicado para controle
dos ectoparasitas
monogenéticos...
pacu (Piaractus mesopotamicus) e tilápia (Oreochromis niloticus). Assim, a apli-cação do Masoten® para o tratamento de doenças em outras espécies deve ser avaliada, pois as respostas do organis-mo animal podem variar, assim coorganis-mo a eficácia do produto (Noga, 2010).
A utilização de produtos químicos de forma indiscriminada na aquicultura pode trazer graves consequências, como resistência aos microrganismos, além de sérios riscos de contaminação do hospedeiro, do ambiente e do homem, por animais contaminados (Faruk et al., 2021).
O desenvolvimen-to de pesquisas, com a utilização de produ-tos químicos sintéticos destinados ao trata-mento de doenças de peixes e à profilaxia, vem contribuindo com informações específi-cas, relacionadas à se-gurança e à eficácia de produtos (Quadro 1).
Alternativamente, plan-tas ricas em proprie-dades antiparasitárias
também têm sido alvo de estudos, mui-tas delas apresentando resultados pro-missores, e que podem contribuir para a redução ao uso de produtos químicos sintéticos,os quais representam riscos aos diversos elos da cadeia produtiva (Quadro 2). Os produtos extraídos de
plantas, como extratos, óleos essenciais (OE) e oleorresina (OR), vêm sendo administrados tanto em forma de ba-nhos terapêuticos, com a aplicação do produto diretamente na água, como por via oral, administrados na ração (Costa et al., 2017; Corral et al., 2018 Gonzales et al., 2020; Queiroz et al., 2020; Seixas et al., 2020).
A seleção de espécies botânicas com potencial medicinal utilizadas na aqui-cultura é feita em estudos prospecti-vos, por avaliação de espécies com ação comprovada para determinados fins, ou ainda considerando-se o conhecimento popu-lar (Figueiredo, 2011;
Reverter et al., 2017). O estudo da composição química das substâncias presentes em produtos extraídos de plantas é uma etapa importante para o desenvolvimen-to de novos fármacos.
Isso torna possível a determinação dos efei-tos destas sobre o or-ganismo-teste, como a toxicidade ao parasito e hospedeiro e a ação terapêutica nos hos-pedeiros (Figueiredo, 2011; Costa et al., 2017; Queiroz, 2017; Gonzales et al., 2020). Além da caracterização química dos produtos fitoterápicos, os testes in vitro e o screening de atividade fitoquími-ca são etapas que fornecem informações
O estudo da composição química ... em produtos ... de plantas
é ... importante para o desenvolvimento de novos fármacos.
Isso torna possível a determinação dos efeitos
... [no] ... organismo-teste, assim como da toxicidade ao [parasito]
e da ação terapêutica
sobre os hospedeiros.
Quadro 1. Drogas convencionais sintéticas utilizadas para o tratamento de doenças parasitárias na aquicultura. Banhos terapêuticos em testes in vitro e in vivo e fármacos incorporados na ração. Produto testadoHospedeiroParasitoPeríodoConcentraçãoEficácia (%)Referência In vitro Dióxido de cloro (ClO2)Rhamdia quelenIchthyophthirius multifiliis (teronte)1 h25 mg/L*Eficaz na imobilizaçãoMelo et al., 2015 Sulfato de cobreOncorhynchus mykissIchthyophthirius multifiliis (teronte)13 min1 ppm 100Ogut et al., 2015 Cloramina-T21 ppm Peróxido de hidrogênioSeriola dumeriliBenedenia seriolae, Neobenede niagirellae30 min75 ppm*Eficaz na remo- ção dos parasitos da superfície
Hirazawa et al., 2016 FormalinaArapaima gigasDawestrema cycloancistrium1h660 mg/L100Andrade-Porto et al., 20172 h110 mg/L100 In vivo LoperamidaOncorhinchus mykissEchinorhynchus truttae e Neoechinorhynchus rutili3 dias50 mg/kg100Taraschewski et al., 1990 NiclosamidaO. mykissE.truttae e N.rutili3 dias50 mg/kg‡*Pouco eficazTaraschewski et al., 1990 PraziquantelColossoma macropomumMonogenoidea24 h12,5 mg/L61,8Maciel, 2009 Sulfato de cobre (CuSO₄)C. macropomumAnacanthorus spathulatus48 h4,37 mg/L99,3Tavares-Dias et al., 2011 *Percentual de eficácia não informado. (Continua)
Quadro 1. Drogas convencionais sintéticas utilizadas para o tratamento de doenças parasitárias na aquicultura. Banhos terapêuticos em testes in vitro e in vivo e fármacos incorporados na ração. (Continuação) Produto testadoHospedeiroParasitoPeríodoConcentraçãoEficácia (%)Referência PraziquantelScomber japonicusNeobenedenia girellae3 dias150 mg/kg80 Yamamoto et al., 2011 NitazoxanidaRhamdia quelenIchthyophthirius multifiliis96 h1,5 mg/L98Sutili et al., 2013 Prazinquantel Carassius auratusDactylogyrus vastator48 h20 mg/L80,3 Zhang et al., 2014 Triclorfon2,5 mg/L87,3 Peróxido de hidrogênioIctalurus punctatusLigictaluridus floridanus4 min570 mg/L100Benavides-González et al., 2015 EugenolC. macropomumMonogenoidea1 h10 mg/L81Boijink et al., 2015 TeflubenzuronOreochromis niloticusTrichodina magna, T. com- pacta e T. centrostrigeata1 h50 mg/L87,9 Ikefuti et al., 2015 Piaractus mesopotamicusT. heterodentata2 h50 mg/L96,1 Dióxido de cloroRhamdia quelenIchthyophthirius multifiliis48 h25 mg/L>50Melo et al., 2015 LevamisolMugil lizaGyrodactylus sp.24 h15 mg/L100Xavier, 2015 MebendazolColossoma macropomum Anacanthorus spathulatus, Notozotecium janauachen- sis e Mymarothecium boegeri
14 dias1,0 g/kg89,2Chagas et al., 2016 *Percentual de eficácia não informado. (Continua)
Quadro 1. Drogas convencionais sintéticas utilizadas para o tratamento de doenças parasitárias na aquicultura. Banhos terapêuticos em testes in vitro e in vivo e fármacos incorporados na ração. (Continuação) Produto testadoHospedeiroParasitoPeríodoConcentraçãoEficácia (%)Referência PraziquantelSeriola lalandi
Zeuxapta seriolae 3 dias
70 mg/kg (peso corporal) intubação
99,7 Forwood et al., 2016
Benedenia seriolae81,7 Z. seriolae120 mg/kg (peso corporal) intubação
98,4 B. seriolae89,2 Z. seriolae70 mg/kg (peso corporal)99,4 B. seriolae81,6
Peróxido de hidrogênio Seriola dumerili
Benedenia seriolae, Neobenedenia girellae e Zeuxapta japonica30 min75 ppm*Eliminação completaHirazawa et al., 2016
Formaldeído (1 mL/L) e cloreto de sódio (1%
)
Oreochromis niloticus
T. centrostrigata, T. miga- la,Trichodina heterodenta- ta, Trichodina compacta, Tripartiella orthodense Paratrichodina africana
15 min
Formaldeído 0,5 mL/L
e cloreto de sódio 1%*Eficaz Valadão et al., 2016a Formalina
Arapaima gigas
Dawestrema cycloancistrium1 h440 mg/L93,3% Andrade-Porto et al., 2017550 mg/L99,3% Levamisol
C. macropomum Neoechinorhynchus buttnerae
1 banho de 8 h100 mg/L98,1 Moraes, 2019125 mg/L99,2 2 banhos de 8 h com intervalo de 72 h100 mg/L90,2 125 mg/L90 *Percentual de eficácia não informado.
Quadro 2 . Produtos alternativos utilizados para o tratamento de doenças parasitárias na aquicultura . Testes
in vitro e in vivo com banhos terapêuticos e produtos incorporados na ração. Produto testadoHospedeiroParasitoPeríodoConcentraçãoEficácia (%)Referência In vitro Extrato Bixa orellanaColossoma macropomumAnacanthorus spathulatus
2 h500 µg/mL 90 Andrade et al., 2016
3 h250 µg/mL 1 h160 mg/L100 3 h80 mg/L100 6 h40 mg/L100 Melaleuca alternifolia, Lavandula Angustifólia e Mentha piperita
Piaractus mesopotamicusI. multifiliis4 h57 µL/L; 114 µL/L; 227 µL/L; 455 µL/L;
*Efeito citotóxicoValladãoet al., 2016b Menthaalter nifoliaP. mesopotamicusA. penilabiatus e M. viatorum4 h400 mg/L100 Costa et al., 2017 M. piperitaP. mesopotamicusA. penilabiatus e M. viatorum4 h400 mg/L100 OR Capaifera duckeiP. mesopotamicusA. penilabiatus e M. viatorum1 h100 mg/L100 *Percentual de eficácia não informado. (Continua)
Quadro 2 . Produtos alternativos utilizados para o tratamento de doenças parasitárias na aquicultura . Testes
in vitro e in vivo com banhos terapêuticos e produtos incorporados na ração. (Continuação) Produto testadoHospedeiroParasitoPeríodoConcentraçãoEficácia (%)Referência Piper aduncumC. macropomumA. spathulatus, N. janau- achensi e M. boegeri4 h100 mg/L100Queiroz, 2017 Lippia sidoidesC. macropomum
A. spathulatus, Notozothecium janauachen- sis e Mymarothecium boegeri
10 min320 mg/L100 Soares et al., 20171 h160 mg/L100 3 h80 mg/L100 6 h40 mg/L100 OE Ocimum gratissimumP. mesopotamicus Cichlidogyrus tilapiae2 h 160 mg/L87Meneses et al., 20183 h100 Mentha piperitaC. macropomumNeoechinorhynchus buttnerae1 h 55 min540 mg/L100Costa et al., 2020 OE Cymbopogon citratusC. macropomumA. spathulatus, M. boegerie Notozothecium janauachensis 5 min500 mg/L 100Gonzales et al., 2020
10 min400 mg/L 30 min300 mg/L 30 min200 mg/L 100 min100 mg/L *Percentual de eficácia não informado. (Continua)
Quadro 2 . Produtos alternativos utilizados para o tratamento de doenças parasitárias na aquicultura . Testes
in vitro e in vivo com banhos terapêuticos e produtos incorporados na ração. (Continuação) Produto testadoHospedeiroParasitoPeríodoConcentraçãoEficácia (%)Referência In vivo Bixa orellanaC. macropomumA. spathulatus
2 banhos de 2 h em dois dias consecu- tivos
125 µg/mL 100 Andrade et al., 20162 banhos de 2 h em dois dias consecu- tivos
250 µg/mL 1 banho de 12 h125 µg/mL L. sidoides Oreochromis niloticus
Cichlidogyrus tilapiae, C. thur- stonae, C. shalli e Scutogyrus longicornis
3 banhos de 10 min com intervalo de 24 h
20 mg/L1,96 e 14,16 Hashimoto et al., 2016 M. piperita40 mg/L33,33 e 41,63 OE Lippia sidoidesC. macropomumIchthyophthirius multifiliis e Monogenoideos60 min10 mg/L*Não eficaz Soares et al., 201715 min20 mg/L*Não eficaz *Percentual de eficácia não informado. (Continua)
Quadro 2 . Produtos alternativos utilizados para o tratamento de doenças parasitárias na aquicultura . Testes
in vitro e in vivo com banhos terapêuticos e produtos incorporados na ração. (Continuação) Produto testadoHospedeiroParasitoPeríodoConcentraçãoEficácia (%)Referência OE M. alternifoliaP. mesopotamicusI. multifiliis
Banhos de 2 h/dia durante 5 dias
50 µL/L100Valladão et al., 2016b OR Copaifera duckeiP. mesopotamicusA. penilabiatus e M. viatorum1 banho de 10 min50 mg/L
*Redução de 45% na intensida- de média parasitária
Costa et al., 2017 P. aduncumC. macropomumA. spathulatus, N. janau- achensi e M. boegeri
2 banhos consecu- tivos de 4 h
60 mg/L90,2Queiroz, 2017 OE Piper aduncumA. gigasHysterothylacium sp. (Nematoda, Anisakidae)15 dias64 ml/kg de ração76,21Corral et al., 2018 OE Ocimum gratissimumP. mesopotamicus Cichlidogyrus tilapiae
1 banho de10 min160 mg/L86,68% Meneses et al., 2018
1 banho de 5 min320 mg/L87,71% 48 h9 mg/L52,9 % 40 mg/L65,87 % *Percentual de eficácia não informado. (Continua)
Quadro 2 . Produtos alternativos utilizados para o tratamento de doenças parasitárias na aquicultura . Testes
in vitro e in vivo com banhos terapêuticos e produtos incorporados na ração. (Continuação) Produto testadoHospedeiroParasitoPeríodoConcentraçãoEficácia (%)Referência OE Mentha piperitaC. macropomumN. buttnerae24 h540 mg/L 100Costa et al., 2020OE Lippia albaC. macropomumN. buttnerae24 h540 mg L OE Zingiber officinaleC. macropomumN. buttnerae24 h540 mg L OE Cymbopogon citratusC. macropomumA. spathulatus, M. boegeri e N. janauachensis
3 banhos de 20 min em dias consecu- tivos
60 mg/L47,1 Gonzales et al., 2020 C. atratum e Sophora flavescensCtenopharyngodon idellaI. multifiliis10 dias cumulati- vamente6 mg/L*Prevenir e controlarFu et al., 2021 *Percentual de eficácia não informado. (Continua)
importantes a respeito do efeito do fármaco sobre o parasito. Entretanto, é importante lembrar que nem sempre os resultados obtidos em testes in vitro se-rão observados em ensaios in vivo.
As metodologias para os testes in vitro são aplicadas conforme as ca-racterísticas do patógeno, se ecto ou endoparasito. Para ectoparasitos (ex.:
monogenoides), a administração de produtos é relativamente simples, di-retamente sobre os arcos branquiais parasitados em placas de Petri, num período curto (Andrade-Porto et al., 2017). Entretanto, são
necessários alguns cui-dados com o ambiente onde será realizado o teste e com os equipa-mentos utilizados, prin-cipalmente em relação à temperatura, que pode influenciar na sobrevi-vência dos parasitos e, consequentemente, in-terferir nos resultados.
Os estudos in vitro com endoparasi-tos mais complexos, como acantocéfa-los, exigem alguns cuidados na remoção dos parasitos, os quais ficam aderidos à parede intestinal, e devem ser execu-tados em microscopia com estereomi-croscópio (Eiras et al., 2006). Outros cuidados estão relacionados ao controle do ambiente-teste e ao meio de cultura, que deverão oferecer condições propí-cias para a sobrevivência do parasito.
Alguns exemplos de testes in vitro com parasitos monogenoides e acantocéfa-los estão descritos nos Quadros 01 e 02.
Em geral, a eficácia de um fármaco in vivo depende ainda da avaliação do efeito tóxico sobre o organismo animal, sendo, portanto, um fator limitante para utilização de concentrações eficazes em testes in vitro, sendo necessário, muitas vezes, algumas estratégias de aplicação, como a utilização de baixas dosagens por um tempo prolongado ou banhos sucessivos com as mesmas dosagens (Andrade et al., 2016; Queiroz, 2017;
Gonzales et al., 2020).
Outra limitação ob-servada para o uso de produtos fitoterápicos, como banhos terapêu-ticos, está relacionada às propriedades anes-tésicas de algumas plantas (Soares et al., 2016; Queiroz, 2017;
Gonzales et al., 2020). A atividade química e a absorção podem ser influenciadas pelas variáveis físicas e químicas da água, como pH, tempe-ratura, luz, dureza da água, entre outros fatores. Assim, os testes in vitro devem ser considerados apenas como uma téc-nica auxiliar que irá nortear os estudos in vivo.
Os testes de toxicidade são guiados pela relação concentração-resposta, ou seja, a relação entre a concentração de exposição de determinado produto e
Os testes de toxicidade são guiados pela relação
concentração-resposta, ou seja, a relação entre a concentração
de exposição de determinado produto e a resposta do organismo
animal.
a resposta do organismo animal. Para determinar o efeito tóxico de um novo produto químico (sintético ou de ori-gem natural) para peixes, é necessária a realização de um teste de toxicidade aguda para estimar a concentração letal média (CL50) do produto químico na água em que os animais estão expostos.
A CL50 é a concentração de um produto químico capaz de matar 50% de uma população-teste durante determinado período especificado, sob quaisquer condições, estáticas, semiestáticas ou de fluxo contínuo de água. As morta-lidades e as anormamorta-lidades visíveis relacionados à aparência e ao com-portamento devem ser registradas.
Um teste de toxicidade depende de algumas condições e critérios, como:
a mortalidade nos grupos contro-le não deve exceder 10% no final do período de exposição, a concentração de oxigênio dissolvido deve ser ≥60%
do valor de saturação de ar em todos os recipientes de teste ao longo da exposição, as concentrações de teste devem passar por medição analítica obrigatória (OECD, 1992).
A administração de medicamentos via oral (ex.: ração) é utilizada tanto para o tratamento de ecto como de en-doparasitos. Entretanto, essa via pode apresentar algumas desvantagens, prin-cipalmente em casos de doenças que causam perda do apetite ou anorexia, e pode influenciar na menor ingestão do alimento medicado, ou até mesmo
impedir que os animais se alimentem, tornando o método pouco eficaz. Além disso, os animais também podem re-jeitar as rações medicadas, principal-mente quando são necessárias doses elevadas e o produto utilizado é pouco palatável (Forwood et al., 2016; Corral et al., 2018).
Em geral, antes de uma interven-ção terapêutica, algumas diretrizes de tratamento devem ser consideradas, como avaliar todas as variáveis relevan-tes, incluindo o patógeno envolvido, os efeitos secundários, o custo, o efeito da doença sobre o bem-estar dos ani-mais e as considerações legais. Assim, quando o resultado pretendido não é favorável, caberá ao clínico decidir pelo tratamento (Noga, 2010).
Conforme citado previamente, o aparecimento das doenças parasitárias na piscicultura está principalmente relacionado ao desequilíbrio do siste-ma de criação (Pavanelli et al., 2008), causado por uma série de fatores rela-cionados ao manejo de rotina na pis-cicultura e à falta de manejo sanitário, que enfraquecem o sistema de defesa do organismo animal e favorecem a ação de patógenos oportunistas pre-sentes no ambiente ou no próprio ani-mal (Pavanelli et al., 2008; Yamamoto e Bondad-Reantaso, 2011). Assim, os produtores devem estar atentos e ado-tar as Boas Práticas de Manejo (BPMs), incluindo os cuidados sanitários, com o objetivo de minimizar a ocorrência
de doenças provoca-das por parasitos na criação. A seguir, serão apresentadas algumas das principais práticas de manejo sanitário na piscicultura como forma de prevenir as doenças.
Abastecimento e drenagem da água do viveiro. O abastecimen-to de sistemas de cultivo pode ter diversas fontes de origem (Cerdeira, 2016; Senar, 2019).
Entretanto, é impres-cindível avaliar os riscos associados e as variáveis da qualidade de cada uma. As preocupações relacionadas aos riscos estão associadas à pre-sença de organismos
indesejáveis, como: espécies de peixes predadores, crustáceos, plantas aquáticas e outros (Pavanelli et al., 2008; Andrade-Porto e Furlan, 2014).
Em relação à qualidade da água, devem ser ob-servados temperatura, concentração de gases (ex.: oxigênio, gás car-bônico), pH, alcalinida-de e dureza (Queiroz, 2014; Izel-Silva e Silva, 2016). De posse desse
conhecimento, o pro-dutor será capaz de pre-ver as necessidades de controle, manutenção/
correção do sistema e, assim, evitar problemas durante os ciclos de pro-dução (Queiroz, 2014;
Izel-Silva e Silva, 2016).
O sistema de abasteci-mento e drenagem dos viveiros deve ser feito individualmente e, dessa forma, é possível contro-lar melhor cada unidade de produção, em relação tanto à matéria orgânica, que pode ser levada de um viveiro para outro, quanto à disseminação de doenças (Cerdeira, 2016; Senar, 2017). Em viveiros interligados por abastecimento e drenagem da água, o manejo pode ser dificultado, principal-mente em casos de surtos de doenças, quando não há possibilidade de
isola-mento da área onde os animais estiverem afeta-dos, bem como de rea-lização de assepsia do local (Cerdeira, 2016;
Senar, 2017).
Manejo da água do ambiente. A saúde, a sobrevivência e o de-sempenho dos animais
Abastecimento e drenagem da água do
viveiro As preocupações ...[com]... organismos
indesejáveis, como:
espécies de peixes predadores, crustáceos,
plantas aquáticas e outros ...
Em relação à qualidade da água, devem ser observados temperatura,
concentração de gases (ex.: oxigênio, gás carbônico), pH ... e
dureza...
O sistema de abastecimento e drenagem dos viveiros deve ser feito
individualmente.
Manejo da água do ambiente
...o oxigênio dissolvido, deve ser monitorado diariamente .... [com]
um oxímetro ... [com registros] nas primeiras
horas do dia (7h) e ao
final da tarde (16h)...
na produção são dependentes da qua-lidade da água do sistema (Queiroz, 2014; Izel-Silva e Silva, 2016). Algumas variáveis mais críticas, como o oxigê-nio dissolvido, devem ser monitoradas diariamente (Izel-Silva et al., 2020) e, para isso, o produtor deve possuir um oxímetro para fazer o monitoramento, nas primeiras horas do dia (7h) e ao final da tarde (16h), bem como re-gistrar os valores observados. Assim, pode acompanhar e prever déficits durante os ciclos de produção. O oxi-gênio além de ser essencial à sobrevi-vência dos animais está
relacionado aos diver-sos procesdiver-sos biológicos que ocorrem no meio (Kubitza, 2017; Izel-Silva et al., 2020). Além disso, as espécies pos-suem limites mínimos e máximos de tolerân-cia ao oxigênio, em que uma exposição contínua em limites mínimos pode levar os animais a
uma condição de estresse, deixando-os mais susceptíveis à ação de patógenos (Kubitza, 2017). Assim, respeitar a capa-cidade de suporte do sistema de criação e se possível, dispor de estratégias que possam suprir demandas de oxigênio emergenciais, a exemplo dos aeradores, pode contribuir com a saúde e a sobre-vivência dos animais (Izel-Silva et al., 2020).
Manejo alimentar e nutricional.
Animais bem alimentados são mais resistentes às doenças, ao manuseio e ao transporte. O manejo nutricional e alimentar deve ser capaz de suprir as necessidades de cada fase de desenvol-vimento e de cada espécie (Pohlenz e Gatlin, 2014; Rodrigues et al., 2020).
A quantidade de alimento, a granulo-metria e o percentual de proteínas das rações devem ser ajustados periodica-mente, levando-se em consideração os dados obtidos durante a prática da biometria. É importante lembrar que o excesso de alimen-to pode ser prejudicial aos animais, além de contribuir para a de-gradação da qualidade da água, como descreve Ono e Affonso (2014) e Ribeiro e Macedo (2016). Segundo esses autores, deve-se ofer-tar aos animais alimen-to de boa qualidade e bem conservados; para isso, as rações devem ser armazenadas em locais apropriados, com ventilação, livres de umidade e de roedores. A prática de utilização de resíduos provenientes do processamento de pescado e de outros animais na alimentação direta ou no preparo de ração caseira pode repre-sentar riscos à saúde dos animais pela possibilidade de contaminação por patógenos (Kubitza e Campos, 2006;