Os reatores de biodiscos rotativos (RBR) constituem-se, então, como uma tecnologia comprovadamente eficiente no tratamento de efluentes em larga escala, oferecendo vantagens como: ambiente com baixa tensão de cisalhamento, fácil scale-up, alta área de superfície por unidade de volume, baixos custos de manutenção, baixo requerimento de energia e simples construção e operação (GUIMARÃES et al., 2005). Tais reatores têm sido empregados recentemente para o tratamento de vários tipos de substrato (HIRAS et al., 2004).
HIRAS et al. (2004), utilizaram um sistema RBR em escala de laboratório com uma unidade aeróbia com 35% de submersão, e uma anóxica
completamente submersa, para remoção de nitrogênio e carbono, aplicando cargas de 38-182 g DQO.m-2.d-1 e 0.22-14 g N oxidado.m-2.d-1 na unidade anóxica, e 3.4-18 g DQO.m-2.d-1 e 0.24-1.8 g N-NH4.m-2.d-1 na aeróbia e variando
a razão de reciclo entre 1, 2, 3 e 4, obtiveram remoções de 82% de DQO e 54% de N total. A Tabela 3.2 apresenta os dados do sistema.
Tabela 3.2: Parâmetros do sistema RBR para remoção de carbono e nitrogênio utilizado por HIRAS et al., (2004).
Parâmetros unidade Anóxica unidade Aeróbia
Área de superfície 100 cm2 372 cm2 Profundidade do 11.5 cm 9.4cm Volume de operação 1.0L 2.75L No. discos 4 4 Diâmetro 7cm 20cm Imersão 100% 35% Área de superfície 343 cm2 2710 cm2 Veloc. de rotação 2 rpm 8 rpm
Fonte: HIRAS et al., (2004).
Conforme ja foi descrito anteriormente, o processo ANAMMOX, mais especificamente o processo CANON, foi observado em RBR no tratamento de água de prensagem de lodo. Com o intuito de estabelecer o processo CANON em RBR, PYNAERT et al. (2002), utilizaram um RBR contendo discos de PVC, cujos parâmetros estão apresentados na Tabela 3.3.
O reator cujos parâmetros estão descritos na Tabela 3.3 foi operado à uma temperatura de 20 oC, velocidade rotacional dos discos de 2 rpm e TRH de 1 dia. Inicialmente inoculou-se uma cultura nitrificante, e após 60 dias adicionou-se metanol ao sistema, como fonte de carbono. As concentrações do meio de alimentação utilizadas para aumento de carga foram de: 120, 200, 250, 350 e 450 mg N-NH4+ .L-1, além da diminuição do TRH por um período total de operação de
160 dias. Ao final deste período obteve-se um percentual de remoção de 84% para uma carga de 2300 mgN.m-2.d-1. Os autores concluíram que provavelmente tal remoção poderia ser atribuída a um processo de desnitrificação convencional, juntamente com o processo Oland.
Tabela 3.3: Parâmetros do RBR utilizado por PYNAERT et al. (2002) para remoção de carbono e nitrogênio.
Parâmetros Valores No. de estágios 2 No. de discos/estágio 20 Comprimento 88cm Largura 34 cm Altura 30 cm Nível de efluente no RBR 18 cm Diâmetro do disco 30 cm Espessura 0,5cm
Espaço entre os discos 1 cm
Área superficial total 5.84 m2
Volume líquido no RBC 44 L
% imersão 50%
Fonte: PYNAERT et al. (2002)
Posteriormente, os mesmos autores (PYNAERT et al., 2003), adicionaram ao mesmo reator, lodo granular anaeróbio, removeram a fonte de carbono do afluente. Após estas modificações foram realizados testes em batelada com nitrogênio marcado, provando que a remoção de nitrogênio era devido a desnitrificação heterotrófica, e também desnitrificação autotrófica,
Na continuidade deste trabalho, PYNAERT et al. (2003), revelaram que após 615 dias da partida do reator e 415 dias após a adição de lodo granular anaeróbio, as cargas, foram gradualmente elevadas durante um período de 150 dias de 4714 para 8304 mg N.m-2.d-1, e mantida em 8304 durante 100 dias, alcançando-se ao final do período uma remoção de 89% de N.
Várias outras aplicações para os sistemas de RBR são encontrados na literatura; por exemplo, GUIMARÃES et al. (2005) utilizaram tal sistema para descoloração de efluente de refinaria de açúcar, BRAR & GUPTA (2000), conseguiram remover 99,89% do tricloroetileno de um efluente sintético contendo 30 mg.L-1 deste composto. JIANLONG (2000) utilizou um RBR para produção de ácido cítrico por cultura de Aspergillus niger imobilizada em espuma de poliuretano.
3.5.F
ORMAÇÃO DEB
IOFILMESOs biofilmes podem ser definidos de forma simples e abrangente, como comunidades microbianas que estão aderidas à uma superfície. Um esforço concentrado para se estudar biofilmes microbianos teve início há duas décadas atrás, com a redescoberta de que, em sistemas aquáticos naturais, as bactérias são encontradas predominantemente aderidas à superfícies (GEESEY et al., 1977). Segundo WHURMANN, um percentual entre 90 e 99% dos microrganismos existem como biofilmes em rios a uma profundidade abaixo de 1,5m.
Os biofilmes podem compreender uma única ou múltiplas espécies microbianas (O’TOOLE et al., 2000). Estudos indicam que os biofilmes são um ponto estável em um ciclo biológico que inclui: iniciação, maturação, manutenção e dissolução, como apresentado na Figura 3.9. As bactérias parecem iniciar o desenvolvimento de biofilmes em resposta a condições ambientais específicas, como por exemplo a disponibilidade de um determinado nutriente. Tais biofilmes continuam a se desenvolver enquanto houver nutriente fresco sendo fornecido, no entanto, quando há uma limitação deste, os microrganismos se desprendem da superfície e retornam ao modo livre de crescimento. Presumivelmente, tal comportamento permite à célula procurar por uma nova fonte de nutrientes.
Uma vez que os microrganismos se estabeleceram na superfície, eles começam a resistir a uma série de mudanças que os faz se adaptarem à vida em superfície. As adaptações mais comuns já observadas incluem a produção de grandes quantidades de exopolissacarídeos (ou limo), que desempenham um papel de proteção do biofilme (BAYER et al., 1991; BOYD & CHAKRABARTY, 1995; GACESA, 1998; MAY et al., 1991). Além disso, biofilmes maduros podem ter aspectos arquiteturais complexos. Os estudos iniciais de biofilmes por microscopia eletrônica levavam à desidratação das amostras permitindo uma visão simplificada dos biofilmes como células empilhadas umas sobre as outras (COSTERTON et al., 1995).
Figura 3.9: Modelo de desenvolvimento de biofilme. Células livres individuais podem formar contatos célula-superfície ou célula-célula, resultando na formação de microcolônias. As células aderidas ao biofilme podem retornar ao estilo de vida livre para completar o ciclo de ddesenvolvimento do biofilme (O’TOOLE et al., 2000).