Enzimas celulolíticas

mesmo substrato (farelo de trigo). Mas, colaboram com outros autores que obtiveram baixos resultados para a produção da enzima CMCase, como por exemplo, REIS et al. (2003) que demonstraram atividades cmcásicas bastante irrelevantes para Aspergillus nidulans empregando diferentes fontes de carbono, apresentando atividade de 0,040 a 0,051 U/mL utilizando o substrato farelo de trigo em porcentagens distintas. E ainda, MENEZES et al.

(2009) que determinaram pouca atividade cmcásica para todas as linhagens avaliadas utilizando bagaço de cana como substrato. No entanto, o uso de diferentes métodos torna difícil a comparação com resultados de outros autores. De acordo com Ruegger et al. (2004), é importante ressaltar também que na natureza os fungos produtores de celulases interagem com outros organismos celulolíticos e com aqueles que degradam vários polímeros, tal associação é responsável pela completa hidrólise dos substratos celulósicos nos ambientes onde estes organismos estão inseridos. Logo sugere-se que as baixas atividades cmcásicas exibidas pelos fungos avaliados pode ser resultado de fatores como: a baixa qualidade do substrato Carboximetilcelulose utilizado nos procedimentos deste estudo; ou ainda, o fato dos fungos não precisarem produzir grande quantidade de CMCase para degradar o substrato farelo de trigo, já que foram capazes de produzir outras enzimas que agiram em sinergismo para o mesmo fim, inclusive outras enzimas celulolíticas que não foram dosadas neste estudo, como por exemplo, a avicelase.

A determinação quantitativa de β-glucosidase foi realizada pelo método de Berghem’s

& Pettersson (1974) modificado, onde uma unidade internacional (U) de atividade de β- glucosidase foi definida como a quantidade de enzima capaz de liberar um µmol de ρ- Nitrofenil (ρ-PNP) por minuto sob as condições do ensaio, utilizando ρ-PNP como padrão.

Dos fungos analisados, 19 apresentaram atividade enzimática, a qual variou de 1,11 a 38,99 U/mL, com maior destaque para os isolados fúngicos F5 e F19 ambos pertencentes ao gênero Aspergillus, os quais exibiram os maiores valores para atividade enzimática (Tabela 5).

Segundo Silva et al. (1994), os principais fungos celulolíticos produtores de celulases incluem: Trichoderma reesei (também denominado Trichoderma viride), Trichoderma koningii, Trichoderma lignorum, Sporotrichum pulverulentum (também denominado Chrysosporum lignorum), Penicillium funiculosum, Penicillium iriensis, Aspergillus sp, Schizophyllumm sp e Chaetomium sp (BISARIA & GHOSE, 1981). De acordo com Stevens

& Payne (1977), as diversas espécies de Aspergillus são conhecidas por produzirem altos níveis de β-glicosidase. Onde, Aspergillus niger pode ser considerado, muitas vezes superior aos outros fungos reconhecidos como bons produtores dos complexos celulolíticos e hemicelulolíticos, como por exemplo, o Trichoderma viride (GOKHALE, 1986). Portanto, as atividades enzimáticas para β-glucosidase determinadas neste estudo para os fungos filamentosos analiasdos colaboram com os resultados de outros estudos científicos que afirmam a alta capacidade de Aspergillus sp. na produção da celulase β-glucosidase.

Tabela 5 – Atividades enzimáticas (qualitativa e quantitativa) para enzimas celulolíticas.

Isolado fúngico

Atividade Qualitativa

Atividade Quantitativa

Resultado

β-glucosidase CMCase

Atividade (U/mL)

Atividade específica (U/mg proteína)

Atividade (U/mL)

Atividade específica (U/mg proteína)

F1 - 19,52 ± 0,10 53,35 ± 3,28 ND ND

F2 - 5,42 ± 0,04 7,77 ± 0,26 0,05 ± 0,00 0,07 ± 0,01

F4 - 3,11 ± 0,44 3,98 ± 0,61 0,02 ± 0,00 0,04 ± 0,00

F5 - 38,99 ± 2,78 89,97 ± 8,13 ND ND

F6 - 16,61 ± 0,72 12,89 ± 1,18 0,04 ± 0,01 0,03 ± 0,00

F7 - 18,58 ± 1,88 58,54 ± 2,13 0,04 ± 0,00 0,16 ± 0,00

F8 - 1,11 ± 0,00 1,40 ± 0,08 0,06 ± 0,01 0,09 ± 0,00

F11 - 18,45 ± 0,10 15,29± 0,61 0,05 ± 0,00 0,05 ± 0,00

F12 - 1,81 ± 0,27 4,18 ± 0,67 ND ND

F13 - 7,76 ± 1,65 23,76 ± 4,45 0,06 0,18

F14 - ND ND ND ND

F15 - 2,08 ± 0,17 4,63 ± 0,05 ND ND

F17 - 15,58 ± 1,06 6,67 ± 0,50 ND ND

F18 - 5,08 ± 0,27 7,96 ± 0,99 ND ND

F19 - 29,21 ± 0,62 109,97 ± 6,62 ND ND

F20 - 11,81 ± 0,09 34,70 ± 0,59 0,02 ± 0,00 0,08 ± 0,00

F25 - 15,15 ± 1,90 24,02 ± 1,44 0,01 ± 0,00 0,02 ± 0,00

F26 - 9,42 ± 0,30 18,83 ± 2,07 ND ND

F31 - 6,97 ± 0,44 7,40 ± 0,43 0,06 ± 0,00 0,05 ± 0,00

F33 - 5,79 ± 0,21 9,77 ± 0,02 0,20 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Onde: ( + ) indica a presença de halo e ( - ) a ausência de halo; ND = atividade não determinada. FONTE: Paiva, 2009.

6. CONCLUSÃO

- O farelo de trigo se mostrou como uma ótima fonte de carbono, favorecendo a

produção de diferentes enzimas por fungos filamentosos.

- Das enzimas avaliadas neste estudo as que demonstraram melhores resultados foram

Xilanases, Amilases, Proteases e β-glucosidase, no entanto é muito provável que os microrganismos isolados tenham produzido outras enzimas que não foram consideradas nessa pesquisa.

- Para todas as enzimas avaliadas foi bastante notória a grande variação dos resultados

obtidos, tal variação está relacionada com a diversidade fúngica analisada.

- A partir dos resultados obtidos neste estudo, foi possível selecionar três isolados fúngicos de maior destaque (F6 e F7 para produção de xilanase e F19 para produção de β-glucosidase) para futuros estudos de purificação e das condições ótimas de cultivo da enzima produzida por estes microrganismos, realizados por outros membros do grupo de pesquisa do Laboratório de Microbiologia e Fermentação do CAM/UFAM.

- Os fungos manipulados ainda não tiveram suas espécies reconhecidas, por isso tornou-

se difícil uma comparação mais detalhada dos resultados obtidos com atividades padronizadas de outros fungos. Mas, para fim de seleção de fungos filamentosos produtores de enzimas hidrolíticas, como xilanases, amilases, proteases, β-glucosidase e CMCase, os resultados foram bastante satisfatórios, pois foram capazes de demonstrar a capacidade de diferentes fungos amazônicos, isolados do solo no Campus da UFAM, em produzir as enzimas referidas, as quais oferecem diversas aplicações na indústria biotecnológica, confirmando a Região Amazônica como possuidora de grande diversidade fúngica para cooperar com a biotecnologia.

AGRADECIMENTOS

A Deus pelo dom da vida e por todas as oportunidades encontradas nela.

A minha querida família, meus amores, Lúcio e Suely (pai e mãe), Lucely e Lucinha (irmãs) e Eunice (que faz parte da nossa família), pelo afeto, pelo apoio e por fornecer todos os elementos necessários ao meu desenvolvimento pessoal e profissional.

Ao meu amor e algumas vezes anjo da guarda também, Daniel Souza, por todo o amor, apoio e dedicação incondicional que me oferece, pela paciência e fortaleza nos momentos mais difíceis e por me fazer uma pessoa mais feliz.

A Professora Leonor Alves de Oliveira da Silva, minha orientadora, pelas oportunidades e ensinamentos oferecidos.

A toda equipe do Laboratório de Microbiologia e Fermentação do CAM, em especial a querida amiga Paola e ao nosso saudoso técnico Oto Gil.

Aos meus amigos e amigas, pelo milagre da amizade, que sempre trazem um sabor adocicado a minha vida.

A todos os meus professores, e assim como disse Path Adams, principalmente aqueles que não morreram da cintura para cima. Que sabem ser um verdadeiro mestre, transferindo o conhecimento com a única intenção de formar bons profissionais.

A todos aqueles que de alguma forma contribuíram para a realização deste trabalho.

A Universidade Federal do Amazonas (UFAM) e a FAPEAM pela oportunidade e por toda a estrutura oferecida para a realização deste estudo.

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