VIÇOSA
MINAS GERAIS- BRASIL 2016
RENATA CUNHA PEREIRA
SELETIVIDADE DE EXTRATOS BOTÂNICOS ÀS ABELHAS Partamona helleri E Apis mellifera
Ficha catalográfica preparada pela Biblioteca Central da Universidade Federal de Viçosa - Câmpus Viçosa
T
P436s 2016
Pereira, Renata Cunha, 1991-
Seletividade de extratos botânicos às abelhas Partamona helleri e Apis mellifera / Renata Cunha Pereira. – Viçosa, MG, 2016.
ix, 20f. : il. ; 29 cm.
Orientador: Flávio Lemes Fernandes.
Dissertação (mestrado) - Universidade Federal de Viçosa. Referências bibliográficas: f.17-20.
1. Abelhas - Efeito de inseticidas vegetais. 2. Extratos vegetais - Atividade inseticida. 3. Ecologia agrícola. 4. Abelhas - Alimentação. 5. Abelhas - Respiração. 6. Inseto – Voo.
7. Polinizadores . I. Universidade Federal de Viçosa.
Departamento de Entomologia. Programa de Pós-graduação em Agroecologia. II. Título.
RENATA CUNHA PEREIRA
SELETIVIDADE DE EXTRATOS BOTÂNICOS ÀS ABELHAS Partamona helleri E Apis mellifera
Dissertação apresentada à Universidade Federal de Viçosa, como parte das exigências do Programa de Pós-Graduação em Agroecologia, para obtenção do título de Magister Scientiae.
APROVADA: 11 de janeiro de 2016.
ii
Ao meu papai (presente mesmo que em outro
plano) e minha mamãe,
instrumentos de amor e incentivo.
Toda minha gratidão por tudo que fizeram e
fazem por mim. Essa conquista é de vocês!
Dedico
iii
“A
percepção do ambiente e dos organismos pelas
comunidades tradicionais, é diferente daquela que a ciência tem.
Essa percepção só pode ser estudada através de métodos
que sejam capazes de fazer a ponte entre dois universos:
o conhecimento popular e o conhecimento científico.”
iv AGRADECIMENTOS
Ao Deus presente em meu coração. Que me acalenta nos momentos difíceis e renova minhas forças e esperança. Que colocou em meu caminho pessoas de luz, as quais venho prestar meu mais sincero agradecimento.
Minha mamãe, que é a maior incentivadora dos meus sonhos e que não mede esforços para que eu possa realiza-los. Me faltam palavras para expressar meu amor e gratidão por você. Ao meu papai, que pôde me oferecer um amor gigante. Que se foi tão no inicio dessa etapa, mas que me conta em sonhos o quanto se orgulha de mim. Nunca
vou esquecer suas últimas palavras “Deus te abençoe minha filha”, e é isso que Deus e
o senhor estão fazendo aí do Céu. Papai e mamãe, vocês são meus grandes tesouros. Aos meus, tios e tias, primos e primas, afilhados obrigada pela presença e carinho, vocês são os melhores do mundo. Desculpem minha ausência, mas no meu coração vocês estão sempre presentes.
Ao Junin que está ao meu lado sempre, oferecendo seu apoio nos momentos mais difíceis e aquele abraço aconchegante. Que junto comigo, celebra as conquistas e vitórias. Aquele que acompanhou cada etapa desse projeto, cada madrugada no laboratório, mostrando que além de um grande parceiro na pesquisa é um companheiro para toda a vida. Ao José Olívio, Rosimar, Ítalo e Nath, vocês são aquelas pessoas que o coração escolhe. Gratidão pela presença de vocês em minha vida.
A minha segunda família, pessoas pelas quais tenho um amor gigante: Antônio, Solange, Érica e Letícia, amo muito vocês. E ao Silvério, Ilda, Renata e Rafaela, toda minha gratidão.
Aos verdadeiros amigos, vocês sabem que estou falando de vocês. Obrigada pela amizade, por fazerem parte da minha vida e tornarem meus dias mais felizes. E Carol, Suh e Maria, vocês são as irmãs chatas que a vida me deu, obrigada por todos os momentos juntas.
Aos mestres, desde o primário, até a Pós-Graduação. Em especial a Flávia, pelo apoio e amizade, mas principalmente por despertar em mim a paixão pelas abelhas.
v realização deste trabalho. Sorte a minha ter orientadores tão competentes, humanos e amigos.
Aqueles que foram essenciais na coleta e processamento dos dados e tornaram meus dias em Viçosa mais leves e agradáveis Flávia, Pagotinho, Juliana, Felipe, Adalgisa, Junin, Iná, Rodrigo, Ingrid, obrigada pela parceria, amizade e agradável convívio. Meu imenso agradecimento a dona Teresinha e ao senhor Jesus que me forneceram material para preparação dos extratos e foram a inspiração desta pesquisa.
Agradecimento especial ao professor Vicente Wagner Dias Casali, por tamanha bondade e capacidade em transmitir uma paz que tranquiliza em todos os momentos: um verdadeiro protetor. A professora Irene Maria Cardoso que é uma verdadeira fonte de inspiração, principalmente quando falamos em AGROECOLOGIA. Que foi essencial no encaminhamento do projeto, e que esteve sempre disposta a contribuir.
A Universidade Federal de Viçosa, a Pós-Graduação em Agroecologia, ao coordenador do programa professor Ricardo e a todos os professores. A secretária/amiga Rô, que sempre esteve disposta a ajudar nas dúvidas e problemas. Parabéns por ser este exemplo de mãe e profissional. Aos colegas do grupo GPMIP da UFV Campus Rio Paranaíba. Ao Departamento de Entomologia, em especial ao professor Raul por disponibilizar o seu laboratório para a realização dos experimentos.
Aos brilhantes e competentes funcionários do apiário da UFV, Iris, Ferreira, Cabrito, aos Toninhos e em especial ao Lulu, que tem o dom de conhecer as abelhas e transmitir seus ensinamentos, um verdadeiro mestre. Sem a sabedoria e auxilio de todos vocês, este trabalho não seria possível.
Agradeço aos membros da banca Maria Elisa, Vicente Casali, Flávia e Maria Augusta por aceitarem o convite e por toda contribuição para este trabalho.
A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pela concessão da bolsa de estudo.
Agradeço por fim, a todos os agricultores agroecológicos, aos amigos Agroecólogos e aos apaixonados pela Agroecologia. Obrigada por serem agentes transformadores da mudança que nosso mundo precisa. Um salve a Agroecologia!
vi BIOGRAFIA
vii ÍNDICE
RESUMO ... viii
ABSTRACT ... x
INTRODUÇÃO ... 2
MATERIAL E MÉTODOS ... 3
Plantas, solventes e insetos ... 3
Bioensaios ... 4
Bioensaio de Contato ... 5
Bioensaio de Ingestão ... 6
Análises dos dados ... 7
RESULTADOS ... 7
Sobrevivência ... 7
Bioensaio de contato ... 7
Bioensaio de ingestão ... 9
Consumo de alimento ... 11
Voo ... 13
Respiração ... 13
DISCUSSÃO ... 13
viii RESUMO
PEREIRA, Renata Cunha, M.Sc., Universidade Federal de Viçosa, janeiro de 2016. Seletividade de extratos botânicos às abelhas Partamona helleri e Apis mellifera. Orientador: Flávio Lemes Fernandes. Coorientadora: Maria Augusta Lima Siqueira.
ix Assim, caso sejam efetivos contra insetos-alvo, os extratos de N. tabacum (folha e rolo), A. columbrina e A. americana podem ser utilizados como alternativa aos compostos sintéticos de forma a contribuir para a preservação de abelhas melíferas e, principalmente, de abelhas sem ferrão.
1 Dissertação apresentada de acordo com as normas da revista Environmental
Entomology
2 INTRODUÇÃO
Aproximadamente 90 % das espécies de plantas que apresentam flores e 75 % dos cultivos agrícolas no mundo necessitam da polinização, sendo as abelhas consideradas os polinizadores mais importantes (Brosi & Briggs, 2013; Gianinni et al., 2015). Avalia-se em 153 bilhões de euros o Avalia-serviço de polinização, o que corresponde a 9,5 % do valor da produção agrícola mundial destinada a alimentação humana (Gallai et al., 2009).
Enquanto os polinizadores, em especial as abelhas, favorecem os cultivos agrícolas (Gianinni et al., 2015), outros insetos são considerados pragas, pois prejudicam os cultivos e aumentam os custos de produção (Gontijo et al., 2013; Gontijo et al., 2015). Sistemas convencionais de produção utilizam pesticidas sintéticos como o principal método de controle destes insetos (Gontijo et al., 2013), apesar dos elevados riscos de contaminação humana, ambiental (Epstein, 2014) e intoxicação de organismos não alvo (Sanchez-Bayo & Goka, 2014). As abelhas estão entre os organismos não alvos que podem ser prejudicadas pela exposição aos pesticidas, e a sua associação com o declínio dos polinizadores tem sido discutida em todo o mundo (Feltham et al., 2014; Johnson, 2015).
Em áreas de produção orgânicas e agroecológicas, onde não é permitida a utilização dos pesticidas, o uso de extratos botânicos tem sido uma opção para o manejo de insetos praga (Isman, 2006; Pereira, 2014). Piretro, rotenona, nim e óleos essenciais são os principais compostos de origem vegetal utilizados no controle de insetos. Ryania, nicotina e sabadilla também são utilizadas, porém com uso limitado. Há ainda, em diversas regiões e países, extratos preparados à base das mais diversas plantas, que são utilizados de acordo com preparações caseiras (Barbosa et al., 2015a), denominados caldas ou extratos botânicos.
Agricultores agroecológicos estão utilizando extratos botânicos de Nicotiana tabacum L., Anadenanthera columbrina Vell. e Agave americana L. com resultados satisfatórios no controle de insetos praga em hortaliças (Pereira, 2014). Porém, pouco se sabe sobre a toxicidade e efeitos subletais destes compostos sobre os organismos não alvos (ex. abelhas) (Tomé et al., 2014; Barbosa et al., 2015b; Tomé et al., 2015). Pois o fato de serem extratos botânicos, não os isentam de apresentar riscos aos organismos benéficos (Gontijo et al., 2015; Tomé et al., 2015).
3 seletividade as abelhas. E dois são os tipos de seletividade: a seletividade ecológica e a seletividade fisiológica. Seletividade ecológica consiste na utilização de técnicas de aplicação de compostos pesticidas a fim de minimizar o contato entre o produto utilizado e o inseto não alvo. Já a seletividade fisiológica busca identificar compostos que sejam mais tóxicos aos insetos praga, do que aos insetos benéficos (Pedigo, 1988). Neste trabalho, o termo seletividade será abordado referindo-se à seletividade fisiológica.
Assim, objetivou-se avaliar a seletividade dos extratos botânicos com formulações caseiras de N. tabacum L., A. columbrina Vell e A. americana L., às abelhas da família Apidae Apis mellifera (Apinini) e Partamona helleri (Meliponini). Estas abelhas foram selecionadas para o estudo uma vez que abelhas melíferas e abelhas sem ferrão constituem os principais polinizadores no Brasil (Gianinni et al., 2015). Verificou-se ainda o consumo de dieta, a taxa respiratória e o voo como parâmetros subletais às abelhas.
MATERIAL E MÉTODOS
Plantas, solventes e insetos
Os produtos a base de fumo (folha e rolo) (N. tabacum L.), angico vermelho (A. columbrina Vell) e piteira (A. americana L.) foram selecionadas por serem usados por produtores agroecológicos. Os extratos são utilizados no controle de pulgão (Metopolophium dirhodum), cochonilha (Dactylopius coccus), lagartas e besouros na produção de hortaliças, como Lactuca sativa L. (alface), Cichorium intybus L. (almeirão), Brassica oleracea L. (couve), Allium fistulosum L. (cebolinha), Eruca sativa Mill. (rúcula), Rumex acetosa L. (azedinha), dentre outras (Pereira, 2014). As folhas de fumo, a piteira e o angico foram coletados em uma propriedade na região de Viçosa,
MG (20º43’58,37”S, 42º49’23,50”), altitude 738 m. Já o fumo de rolo e o imidaclopride
(Evidence 700 WG) foram adquiridos no comércio na cidade de Viçosa, MG.
4 O fumo de rolo foi cortado em partículas de 10 cm e acondicionado 100 g em frasco de vidro (1 L) e adicionados 250 mL de álcool e 250 mL de água. Após 10 dias foi filtrado em algodão e diluído na concentração de 33,33 mL L-1 (v/v). O mesmo procedimento foi realizado no preparo do extrato à base das folhas do fumo. A casca do angico vermelho foi coletada retirando pedaços retangulares com auxílio de facão em uma árvore já adulta e 250 g destas foram inseridas em uma garrafa plástica contendo 250 mL de água. Após 30 dias o extrato foi filtrado em algodão e diluído em água na concentração de 10 mL L-1 (v/v). As folhas da piteira foram cortadas com um facão, os espinhos retirados e as folhas fatiadas com uma faca. Em liquidificador foram adicionados 100 g das folhas e 0,1 L de água e processado por três minutos. Para retirar os fragmentos maiores, o extrato foi filtrado em peneira e posteriormente em algodão. O extrato da piteira foi diluído na concentração de 3000 mL L-1 (v/v) (Pereira, 2014). A quantidade utilizada do imidaclopride (700 WG) foi calculada com base no volume de pulverização por hectare, na concentração de 3,00 mg de i.a. m-2 (300 g ha-1), de acordo com as recomendações do Ministério da Agricultura (MAPA, 2014). A diluição foi realizada em água destilada e deionizada para realização dos bioensaios por contato e em solução de sacarose 50 % (xarope de água/açúcar 50 % v/v) para os bioensaios de ingestão (Tomé et al., 2015).
Para montagem dos bioensaios utilizou-se operárias adultas de A. mellifera (abelha africanizada) e P. helleri (abelha sem ferrão). Essas abelhas foram coletadas no apiário e meliponário da Universidade Federal de Viçosa, 20º45’32,71’’ S, 42º52’04,10’’ O e altitude 815 m. Para a coleta de P. helleri utilizou-se um frasco Erlenmeyer (1 L), inserindo-se a sua abertura na entrada da colmeia para que as abelhas entrassem no frasco. Logo após, em um quarto escuro, liberou-se as abelhas em gaiolas de organza (0,4 x 0,4 x 0,4 m), com luz branca ao fundo para evitar a fuga e facilitar a transferência das abelhas para os potes plásticos (0,5 L). Por outro lado, A. mellifera foram coletadas manualmente das colônias, com auxílio de pinças entomológicas (Papilon, número 13) e transferidas diretamente para os potes de plástico (0,5 L).
Bioensaios
5 repetição). Os tratamentos foram: os extratos botânicos (folhas de A. americana, casca de A. columbrina, N. tabacum - folhas e rolo), o inseticida imidaclopride (controle positivo) e as testemunhas (solventes: água e água com álcool). Cada unidade experimental foi composta por 20 abelhas adultas, coletadas na mesma colônia em cada repetição.
Bioensaio de Contato
No bioensaio de exposição por contato utilizou-se potes plásticos de polietileno transparente com volume de 0,5 L, que apresentam resistência a produtos químicos orgânicos sob exposição em curto prazo (Nerin et al, 1996). Esses potes continham furos na tampa para a circulação do ar e uma abertura circular na lateral para posterior
adição de um alimentador às abelhas. Em cada pote foram pulverizados 500 μl do
respectivo tratamento (lateral e fundo com 395 μl e tampa com 105 μl), utilizando-se
um compressor com pressão de 50 PSI (Sagyima Pro, modelo ASW 186), de forma a cobrir toda a área interna do pote. Para as testemunhas os potes foram tratados apenas com o solvente utilizado no processo de obtenção dos extratos botânicos. Posteriormente, deixou-se secar à 25 ± 3° C por duas horas em ambiente fechado e escuro. Em cada pote, previamente tratado, foram adicionadas 20 abelhas e um alimentador com um furo na extremidade (Eppendorf®), onde foi fornecida alimentação (xarope de água/açúcar 50 % v/v). Após três horas de contato, as abelhas foram transferidas para recipientes não tratados, descartando os potes contaminados. Os potes com as abelhas foram mantidos em estufa B.O.D. (28 ± 2 ºC, 65 ± 5 % U.R.). A mortalidade das abelhas foi registrada uma, duas, três, seis, doze e vinte e quatro horas e foram consideradas mortas quando incapazes de se locomover. As abelhas sobreviventes a cada tratamento foram submetidas aos testes de respiração e voo.
A respiração das abelhas foi avaliada em condições de laboratório, utilizado respirômetro do tipo CO2 Analiser TR 2 (Sable System International, Las Vegas, EUA)
(Pimentel et al., 2007). Ao final do bioensaio, uma abelha de cada tratamento, foi transferida para uma câmara respirométrica de vidro, com capacidade volumétrica de 0,25 L. Estas câmaras são conectadas a um sistema completamente fechado, com um leitor infravermelho, no qual circula ar livre de CO2 para dentro da câmara durante dois
6 um período de três horas da quantidade de CO2 (µmL/CO2/h/abelha) (Tomé et al. 2014).
Realizou-se cinco repetições.
Para avaliar o voo após 24 horas de exposição aos extratos, todas as abelhas sobreviventes foram liberadas na base de uma torre de madeira de 1,05 m de altura, formada por três gaiolas de madeira empilhadas (0,35 × 0,35 × 0,35 m cada). As gaiolas eram envoltas com tela de organza, com seu interior aberto para permitir o livre voo das abelhas. O teste de voo foi realizado em sala escura, com apenas uma luminária de luz fluorescente, suspensa a 0,05 m da parte superior da torre. O tempo gasto de voo da
base até chegarem à luz era contabilizado em cronômetro, sendo esperado até 1’30” (um
minuto e trinta segundos). Após esse tempo, as abelhas que permaneciam na base da torre eram consideradas incapazes voar (Tomé et al., 2015).
Bioensaio de Ingestão
7 Análises dos dados
Os dados de sobrevivência dos bioensaios por contato e ingestão foram submetidos a análises de sobrevivência usando os estimadores de Kaplan-Meier (SigmaPlot 12.0). As abelhas ainda vivas no final dos bioensaios (24 horas) foram tratadas como dados censurados, pois não se conhece o tempo exato de sobrevivência destas abelhas. A semelhança global entre as curvas de sobrevida foi testada pelo teste de Log-Rank χ2 e as comparações pareadas entre as curvas foram testadas usando o método de Holm-Sidak (Tomé et al., 2015). Os dados do consumo da dieta no ensaio de ingestão foram submetidos à análise de variância de medida repetida para testar o efeito do consumo da dieta em relação ao tempo, e eventuais diferenças nos intervalos de tempo foram testadas pelo teste F (PROC ANOVA; SAS Institute 2008). Os dados do tempo de voo foram submetidos à análise de variância e os da respiração utilizou-se o teste não paramétrico de Kruskall-Wallis (Zar, 1999).
RESULTADOS
Sobrevivência
Bioensaio de contato
8 (Fig. 1a, c). Já o contato com imidaclopride causou mortalidade de 100 % das abelhas de ambas as espécies após 20 minutos de exposição (Fig. 1a, c).
Fig. 1 Curvas de sobrevivência de Partamona helleri (a) e Apis mellifera (c) expostas por contato aos extratos botânicos. As curvas foram geradas por estimadores de Kaplan-Meier e comparadas pelo teste de Log-Rank (P < 0,05). Os diagramas de caixa representam o tempo médio (horas de vida) e intervalo de confiança da sobrevivência das abelhas P. helleri (b) e A. mellifera (d). Letras diferentes indicam diferenças significativas entre os tratamentos com base no teste de Holm-Sidak (P < 0,05).
Partamona helleri Apis mellifera (a) (b) Proba bi lida de de S obre vi vê nc ia 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 T em po de vi da (hora s) 0 6 12 18
24 a abc abc bc ab
c d Tratamentos (c) (d) 0 6 12 18
24 a ab
bc c cd d e T em po de vi da (hora s) Tempo (horas)
0 6 12 18 24
0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 Proba bi lida de de S obre vi vê nc ia
Bioensaios de Contato
Controle água
A. americana A. columbrina
Imidaclopride
Controle água com álcool
N. tabacum (rolo) N. tabacum (fumo)
Controle água Controle água com álcool
Imidaclopride
9 Bioensaio de ingestão
As curvas de sobrevivência obtidas pelos estimadores Kaplan-Meier indicam que a ingestão dos extratos alterou a sobrevivência das abelhas P. helleri (Log-rank test: χ2
10 Fig. 2 Curvas de sobrevivência de Partamona helleri (a) e Apis mellifera (c) expostas por ingestão aos extratos botânicos. As curvas foram geradas por estimadores de Kaplan-Meier e comparadas pelo teste de Log-Rank (P < 0,05). Os diagramas de caixa representam o tempo médio (horas de vida) e intervalo de confiança da sobrevivência das abelhas P. helleri (b) e A. mellifera (d). Letras diferentes indicam diferenças significativas entre os tratamentos com base no teste de Holm-Sidak (P < 0,05).
Tratamentos Te m po de vi da (hor as) 0 6 12 18 24 Partamona helleri Apis mellifera (a) a (b) (c) Pr oba bi lida de de S obre vi vê nc ia 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 Tempo (horas)
0 6 12 18 24
Pr oba bi lida de de S obre vi vê nc ia 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 (d) a b c b b b b Te m po de vi da (hor as) 0 6 12 18 24 d ab c
ab ab b
Bioensaios de Ingestão
Controle água
A. americana A. columbrina
Imidaclopride
Controle água com álcool
N. tabacum (rolo) N. tabacum (fumo)
Controle água Controle água com álcool
Imidaclopride
11 Consumo de alimento
O tipo de extrato testado alterou a massa de alimento ingerido por A. mellifera (F5, 24 = 4,00, P < 0,001). Nessa espécie, o consumo de alimento também modificou ao
longo do tempo (Wilk`s Lambda = 0,03, F1, 24 = 732,90, P < 0,001). Entretanto, não
houve interação entre o tempo e o tipo de tratamento sobre a alimentação de A. mellifera (Wilk`s Lambda = 0,76, F5, 24 = 1,48, P = 0,234) (Fig. 3a). Já para as abelhas P. helleri o
tipo de extrato alterou a massa de alimento ingerida (F5, 24 = 5,33, P = 0,002). Ao longo
do tempo P. helleri também modificou o consumo de alimento (Wilk`s Lambda = 0,51, F1, 24 = 23,47, P < 0,001). E houve ainda interação entre o tempo e o tipo de tratamento
(Wilk`s Lambda = 0,63, F5, 24 = 2,77, P = 0,041) (Fig. 3b). Embora observada diferença
entre os tratamentos, não observamos diferenças entre os tratamentos e os seus respectivos controles (N. tabacum folha e rolo com o controle água com álcool e A. americana e A. colubrina com o controle água).
12 Fig. 3 Massa de alimento consumido por A. mellifera e P. helleri no ensaio de ingestão. Nas três primeiras horas o gráfico mostra o consumo do alimento contaminado com os extratos e depois o consumo do alimento contendo solução de sacarose livre dos tratamentos. Os símbolos representam a média e o erro padrão. As letras diferentes, no mesmo tempo (hora), indicam diferença significativa entre os tratamentos com base no teste de Tukey (P < 0,05).
Co
n
su
m
o
d
e ali
m
ento
(
m
g
/abelh
a)
0 10 20 30 a b b ab ab ab a a a a a aTempo (horas)
3 24 0 10 20 a a b ab a ab a a a a a a Controle águaControle água com alcool
A. columbrina N. tabacum (folha) N. tabacum (rolo)
A. americana
Apis mellifera
Partamona helleri (a)
13 Voo
O contato das abelhas com os tratamentos, ao final de 24 horas, não afetou o voo de P. helleri (F5,24 = 1,69, P = 0,174) e A. mellifera (F5, 24 = 2,27, P = 0,079).
Comportamento semelhante foi observado para os bioensaios de ingestão, onde os tratamentos também não afetaram o voo das abelhas P. helleri (F5, 24 = 2,25; P = 0,081)
e A. mellifera (F5, 24 = 0,70; P > 0,05).
Respiração
O contato com os tratamentos não alterou a taxa de respiração das abelhas não diferiu entre os tratamentos (P. helleri: χ2 = 4,82; g.l. = 5; P = 0,438; A. mellifera: χ2
= 1,08; g.l. = 5; P = 0,956). A média ± erro padrão da taxa de respiração para P. helleri foi 43,85 ± 5,70 µL/CO2 / h /abelha e para A. mellifera foi de 116,80 ± 15,77 µL/CO2/ h /
abelha.
A taxa respiratória das abelhas também não foi modificada após a ingestão dos diferentes tratamentos (P. helleri: χ2 = 9,48, g.l. = 6, P = 0,091; A. mellifera: χ2 = 4,42, g.l. = 6, P = 0,491). A média ± erro padrão da taxa de respiração de P. helleri 62,89 ± 13,73 µL/CO2 / h / abelha e de A. mellifera foi 105,76 ± 19,43µL/CO2 / h / abelha.
DISCUSSÃO
14 de ter ocorrido toxicidade de alguns extratos às abelhas, a sobrevivência foi sempre maior em relação aos resultados obtidos com o controle positivo. O imidaclopride causou mortalidade de 100 % de ambas às espécies de abelhas, no máximo 20 minutos após exposição por contato ou ingestão. As abelhas sobreviventes aos tratamentos não apresentaram alterações na taxa de respiração e voo.
Abelhas apresentam preferência por néctar contaminado com imidaclopride (Kessler et al., 2015), o que traz uma preocupação, pois a elevada toxicidade deste pesticida para as abelhas já é bem comprovada (Goulson, 2013; Johnson, 2015). Esta alta toxicidade se explica pela presença do grupo funcional nitro que confere a este pesticida grande afinidade ao receptor nicotínico de acetilcolina (Tomizawa & Casida, 2003). Os neonicotinoides são sistêmicos (Blacquière et al., 2012), podendo ser translocados até o grão de pólen e néctar (Goulson, 2013). Portanto, podem ser transportados até as colônias, podendo causar intoxicação por ingestão (Mullin, 2010) e/ou contato (Fairbrother et al., 2014). Dessa forma, os neonicotinoides podem extinguir a colônia, sendo apontados como uma das causas para a Desordem no Colapso de Colônias (CCD - Colony Collapse Disorder) (Blacquière et al., 2012; Goulson, 2013).
Esperava-se então, que extratos de N. tabacum não fossem seletivos às abelhas, já que nicotina e neonicotinoide têm mecanismos de ação semelhantes em insetos (Rand et al., 2015). De fato, para abelhas melíferas no bioensaio de contato, essa seletividade não foi observada (mortalidade > 60 %). Já para P. helleri os extratos de N. tabacum (folha e rolo) se apresentaram seletivos tanto nos bioensaios por contato quanto por ingestão (mortalidade < 30 %). Embora a décadas relata-se que abelhas de maior volume corporal apresente maior tolerância aos pesticidas, seja na exposição por contato ou ingestão (Johansen et al., 1983) e alguns autores relatarem que abelhas sem ferrão (Meliponini) são mais sensíveis aos pesticidas (Tomé et al., 2012; Del Sarto et al , 2014), os resultados mostraram que P. helleri foi mais tolerante aos extratos que A. mellifera. A menor suscetibilidade de P. helleri aos extratos pode estar relacionada a diversos aspectos além da espécie e tamanho corporal, tais como, diferenças genéticas, ciclo de vida, alimentação, comportamento de forrageamento e tipo de exposição (Arena & Sgolastra, 2014; Johnson, 2015).
15 mellifera tenha apresentado baixa seletividade, nas condições de campo a seletividade pode ser maior. Isto porque os extratos botânicos são de rápida degradação comparada aos pesticidas sintéticos formulados (Fantke et al., 2014; Tomé et al., 2015).
O consumo diferenciado de alimento entre as espécies pode ser devido ao comportamento natural de alimentação, visto que não houve diferenças entre as testemunhas e os tratamentos. Abelhas melíferas forrageiras são capazes de perceber que correm risco de passar fome, assim, elas carregam uma maior quantidade de alimento quando deixam o ninho para forragear (Tan et al., 2015). Possivelmente esta estratégia de A. mellifera explica um menor consumo do alimento contaminado após o jejum e, quando oferecido alimento livre dos extratos, elas aumentam o consumo para compensar a baixa ingestão após a inanição.
O voo e a respiração das abelhas A. mellifera e P. helleri não foi afetado pelos extratos em ambos os bioensaios (contato e ingestão). Tal resultado, possivelmente está relacionado a não atuação dos extratos na musculatura, ou mesmo no sistema nervoso das abelhas (Zafeiridou & Theophilidis, 2006). É fato que se os compostos afetassem o voo das abelhas, poderiam alterar o hábito de forrageamento e a sobrevivência da colônia (Henry et al., 2012; Tomé et al., 2012; Balbuena et al., 2015).
A seletividade de extratos botânicos a organismos não alvo já foi demonstrada (Castillo et al., 2009), mas há controvérsias (Barbosa et al., 2015b; Gontijo et al., 2015; Tomé et al., 2015). Porém, trabalhos que avaliaram a seletividade de extratos botânicos com formulações caseiras a abelhas melíferas e silvestres não foram encontrados. Este é primeiro trabalho a realizar este tipo de avaliação. O que se sabe em relação a tolerância das abelhas as toxinas naturais e sintéticas, é que um dos principais mecanismos utilizados é a resistência metabólica. E que as principais enzimas responsáveis pelo metabolismo ou desintoxicação das toxinas são a carboxilesterases (COEs), glutationa S-transferase (GSTs) e citocromo P450 (Rand et al., 2015). Mas ainda assim, existe a necessidade de novos trabalhos para conhecer os grupos de compostos químicos presentes e os pesos moleculares dos extratos utilizados para melhor esclarecer os mecanismos que conferem a estes extratos botânicos seletividade às abelhas. Os mecanismos que permitem as abelhas tolerar os metabolitos secundários tóxicos permanecem desconhecidos (Rand et al., 2015).
16 exposição. E que, mesmo os extratos mais tóxicos foram mais seletivos às abelhas do que o pesticida sintético usado como controle positivo. Isso demonstra que, caso sejam efetivos contra insetos-alvo, esses extratos podem ser utilizados como alternativa aos compostos sintéticos de forma a contribuir para a preservação de abelhas melíferas e sem ferrão.
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