Departamento de Química
Programa de Pós-Graduação em Química
PREPARO E CARACTERIZAÇÃO DE MEMBRANAS DE
QUITOSANA MODIFICADAS COM POLI(ÁCIDO ACRÍLICO)
Maria do Socorro Pereira de Lima
Dissertação realizada sob a orientação da Profa.
Dra. Márcia Rodrigues Pereira, apresentada ao Pro-grama de Pós-Graduação em Química do Depar-tamento de Química da UFRN em preenchimento parcial dos requisitos para a obtenção do grau de Mestre em Química.
PREPARO E CARACTERIZAÇÃO DE MEMBRANAS DE
QUITOSANA MODIFICADAS COM POLI(ÁCIDO ACRÍLICO)
Maria do Socorro Pereira de Lima
Lima, Maria do Socorro Pereira de.
Preparo e caracterização de membranas de quitosana modificadas com poli (ácido acrílico) / Maria do Socorro Pereira de Lima. – Natal [RN], 2007.
89 f.
Orientador: Márcia Rodrigues Pereira.
Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Programa de Pós-Graduação em Química.
1. Quitosona - Dissertação. 2. Poli(ácido acrílico) - Dissertação. 3. Permeabilidade da membrana – Dissertação. 4. Complexos polieletrolíticos - Dissertação. I. Pereira, Márcia Rodrigues. II. Universidade Federal do Rio Grande do Norte. III. Título.
nos proporciona"
A Deus.
À Profa. Dra. Márcia Rodrigues Pereira e ao Prof. Dr. José Luís Cardozo Fonseca pela
orientação, dedicação, interesse e por compartilharem seus conhecimentos profissionais.
Ao Prof. Dr. Francisco Gurgel de Azevedo, in memorian.
Aos amigos, cuja colaboração e convívio possibilitaram a realização deste trabalho
A todos que fazem parte do Laboratório de Membranas e Colóides.
E, em especial, à minha amada família, João e Mateus, que representa a minha força, dedico
O propósito deste estudo foi produzir uma membrana assimétrica biocompatível e
biode-gradável de quitosana modificada pelo contato com uma solução de poli(ácido acrílico) em
uma de suas superfícies à temperatura ambiente e a 60◦C. As membranas de quitosana pura,
quitosana com poli(ácido acrílico) a 25◦C e quitosana com poli(ácido acrílico) a 60◦C foram
caracterizadas por: espectroscopia no infravermelho (FTIR-ATR) em ângulos de incidência
de 39◦, 45◦ e 60◦, ganho de massa em água, análise térmica (TG/ DTG), microscopia
ele-trônica de varredura (MEV) e, ainda, através dos ensaios de permeação in vitro utilizando
como fármaco modelo o metronidazol em solução aquosa nas concentrações de 0,1 e 0,2%.
Os resultados obtidos comprovaram a existência de interações iônicas entre os dois
políme-ros, através da formação dos chamados complexos polieletrolíticos. Também mostraram que
a reticulação foi mais efetiva a 60◦C , uma vez que essa temperatura está acima da
tempera-tura de transição vítrea da quitosana, o que facilita a difusão do poli(ácido acrílico) e que as
membranas resultantes são assimétricas, mais estáveis termicamente e menos permeáveis ao
metronidazol do que a membrana de quitosana pura.
The aim of this study was to generate an asymmetric biocompactible and biodegradable
chitosan membrane modified by the contact with a poly(acrylic acid) solution at one of its
sides at room temperature and 60◦C. The pure chitosan membrane, as well as the ones treated
with poly(acrylic acid) were characterized by infrared spectroscopy (FTIR-ATR) at angles of
39◦, 45◦and 60◦, swelling capacity in water, thermal analysis (TG/DTG), scanning electronic
microscopy (SEM) and permeation experiments using metronidazole at 0,1% and 0,2% as a
model drug. The results confirmed the presence of ionic interaction between chitosan and
poly(acrylic acid) by means of a polyelectrolyte complex (PEC) formation. They also showed
that such interactions were more effective at 60◦C since this temperature is above the chitosan
glass transition temperature wich makes the diffusion of poly(acrylic acid) easier, and that
the two treated membranes were asymmetrics, more thermically stable and less permeable in
relation to metronidazole than the pure chitosan membrane.
Símbolos e abreviaturas
DL50 dose letal capaz de causar o óbito de 50 % das cobaias;
mL mililitro;
g grama;
◦C graus Celsius;
D coeficiente de difusão do soluto em água (cm2s-1);
t tempo;
V volume;
α coeficiente angular;
ε absortividade;
mu massa da membrana úmida;
ms massa da membrana seca;
λ comprimento de onda;
A absorbância;
c concentração;
b caminho óptico;
P AA Poli(ácido acrílico);
pH Potencial hidrogeniônico;
S área da superfície da membrana;
P constante de permeabilidade;
Q quantidade de substância difundida;
F fluxo de substância através da membrana;
c1e c2 concentrações nas duas superfícies da membrana;
C1e C2 concentrações das soluções nos dois lados da membrana;
QUI membrana de quitosana pura;
QUIPAA25 membrana de quitosana tratada com poli(ácido acrílico) a 25◦C;
Lista de Figuras
1.1 Estrutura química da quitina. . . 16
1.2 Estrutura química da quitosana, com x representando o grau de acetilação. . 16
1.3 Estrutura química do poli(ácido acrílico). . . 21
1.4 Processo de policomplexação entre a quitosana e o poli(ácido acrílico). . . . 24
1.5 Estrutura química do metronidazol. . . 31
1.6 Célula de reflectância total atenuada76. . . . 33
2.1 Sistema para tratamento superficial das membranas de quitosana. . . 42
2.2 Sistema de permeaçãoin vitro. . . 45
3.1 Espectro no UV para uma solução aquosa de metronidazol. . . 49
3.2 Curva de calibração do metronidazol. . . 50
3.3 Espectros de FTIR-ATR para ambas as faces da membrana de quitosana pura obtido a um ângulo de incidência de 45◦. . . 52
3.4 Espectros de FTIR-ATR para ambas as faces da membrana tratada com poli(ácido acrílico) à temperatura ambiente, obtidos a ângulo de incidência de 39◦, 45◦e 60◦, respectivamente a, b e c. . . 55
3.6 Espectros de FTIR-ATR para a membrana de quitosana pura, tratada com
poli(ácido acrílico) à temperatura ambiente e a 60◦C, obtidas a um ângulo
de incidência de 60◦. . . 57
3.7 Porcentagem de ganho de massa para membranas QUI, QUIPAA25 e
QUI-PAA60 em função do tempo. . . 59
3.8 Curvas termogravimétricas (TG) das membranas QUI, QUIPAA25 e
QUI-PAA60 . . . 62
3.9 Curvas termogravimétricas derivadas (DTG) das membranas QUI, QUIPAA25
e QUIPAA60 . . . 63
3.10 Microscopia eletrônica da superfície da membrana QUI em contato com o ar
e em contato com a placa de Petri . . . 66
3.11 Microscopia eletrônica da superfície não tratada e tratada da membrana
QUI-PAA25 . . . 67
3.12 Microscopia eletrônica da superfície não tratada e tratada da membrana
QUI-PAA60 . . . 68
3.13 Microscopia eletrônica da superfície tratada das membranas QUIPAA25 e
QUIPAA60 na magnitude de 5000x . . . 69
3.14 Curvas de absorbância em função de tempo para a permeação de metronidazol
em membranas QUI. . . 72
3.15 Curvas de absorbância em função do tempo para a permeação do metronidazol
em membranas QUIPAA25. . . 73
3.16 Curvas de absorbância em função do tempo para a permeação de metronidazol
Sumário
1 Introdução 14
1.1 Quitosana . . . 15
1.2 Membranas . . . 18
1.2.1 Membranas de quitosana . . . 19
1.3 Poli(ácido acrílico) . . . 20
1.4 Formação de complexos polieletrolíticos de quitosana e poli(ácido acrílico) . 21 1.5 Difusão . . . 25
1.5.1 As leis de Fick . . . 26
1.5.1.1 Primeira lei de Fick . . . 26
1.5.1.2 Segunda lei de Fick . . . 27
1.5.2 Difusão através de membranas . . . 27
1.5.2.1 Constante de permeabilidade . . . 28
1.5.3 A permeabilidade da membrana . . . 29
1.6 Metronidazol . . . 30
1.7 Espectroscopia na região do infravermelho . . . 32
1.8 Análise térmica . . . 36
1.8.1 Análise termogravimétrica (TGA) . . . 37
1.9 Microscopia eletrônica de varredura (MEV) . . . 38
2 Metodologia experimental 40 2.1 Materiais . . . 40
2.2 Preparação das membranas . . . 40
2.2.1 Membranas de quitosana . . . 40
2.2.2 Membranas de quitosana/poli(ácido acrílico) . . . 41
2.3 Caracterização das membranas . . . 42
2.3.1 Espectroscopia de absorção na região do ultravioleta . . . 42
2.3.2 Espectroscopia de absorção na região do infravermelho . . . 43
2.3.4 Análise térmica . . . 43
2.3.4.1 Análise termogravimétrica . . . 43
2.3.5 Microscopia eletrônica de varredura (MEV) . . . 44
2.3.6 Ensaio de permeação . . . 44
2.3.7 Cálculo da permeabilidade das membranas . . . 45
3 Resultados e discussão 48 3.1 Espectroscopia na região do ultravioleta . . . 48
3.1.1 Curva de calibração do metronidazol . . . 48
3.2 Espectroscopia na região do infravermelho . . . 51
3.3 Ensaio de ganho de massa . . . 57
3.4 Análise térmica . . . 60
3.4.1 Termogravimetria . . . 60
3.5 Microscopia eletrônica de varredura (MEV) . . . 65
3.6 Ensaio de permeação . . . 70
4 Conclusões 77
1 Introdução
A tecnologia associada à modificação de preparações farmacêuticas para a liberação de
fármacos, tais como antibióticos, contraceptivos, enzimas e drogas contra o câncer, bem como
de moléculas de alta massa molar, como peptídeos e proteínas, sofreu um avanço notório nas
últimas décadas1.
Atualmente, além das formas farmacêuticas tradicionais, sólidas, pastosas e líquidas,
pode-mos destacar ainda cinco novas formas, que são:os comprimidos revestidos com membranas semipermeáveis, em que se obtém um sistema de liberação de fármaco de forma controlada,
promovendo, assim, um aumento no tempo de permanência desse no organismo2;os adesivos
transdérmicosde liberação controlada utilizando membrana semi-permeável, que são fixados
sobre a pele sadia, funcionando como um sistema reservatório que possibilita ajustar e
unifor-mizar a liberação do fármaco, garantindo o fornecimento constante por um prolongado período
de tempo3;os implantes subcutâneosde liberação controlada, conhecidos comopellets, e que
são introduzidos na região subcutânea, possibilitando a liberação do fármaco lentamente,
evi-tando, desse modo, o uso das injeções que são usadas diariamente por pacientes de doenças
crônicas;as microesferas inaláveis, que consistem na combinação de um polímero degradável
com um fármaco, formando microesferas de 8 a 20µm de diâmetro, o que possibilita seu uso
através de inalação e reduz o uso das injeções diárias; eos lipossomasque são microvesículas
esféricas com dimensões que variam de 0,1 a 2,0µm constituídas de material lipossolúvel de
alta absortividade4. Essa inovação permite que fármacos que são adsorvidos com dificuldade
através de formas farmacêuticas convencionais tenham uma absorção completa.
que controle a liberação do fármaco. Dentre os biomateriais, os hidrógeis biodegradáveis
têm emergido como uma importante classe devido a suas características biológicas, como
a biocompatibilidade, e pelo fato de seus produtos de degradação não serem imunogênicos,
carcinogênicos ou tóxicos ao ser humano5. Vários polímeros sintéticos e naturais têm sido
in-vestigados; dentre eles pode-se destacar o poli(ácido acrílico), o ácido hialurônico, o colágeno
e a quitosana. A taxa de liberação da droga nesses sistemas pode ser regulada por
proprieda-des poliméricas, tais como o inchamento, a degradabilidade, a porosidade e a permeabilidade
dos hidrógeis. O tipo de mecanismo que controla a liberação do fármaco também determina a
classificação dos sistemas, podendo ser: sistemas de difusão controlada, sistemas controlados
quimicamente, sistemas controlados por embebição e sistemas de liberação prolongada6.
Nesse trabalho foram obtidas membranas de quitosana pura e tratadas superficialmente com
uma solução aquosa de poli(ácido acrílico) a 25 e 60◦C com o objetivo de se estudar o seu
po-tencial uso em sistemas de liberação controlada. Para tanto, as interações ocorridas entre os
dois polímeros foram analisadas por diversas técnicas e também por ensaios de
permeabili-dadein vitroutilizando uma droga modelo. Os aspectos teóricos referentes aos materiais e às
técnicas utilizadas na pesquisa são relatados ainda na introdução desse trabalho. No segundo
capítulo, encontra-se descrita a metodologia experimental empregada na preparação,
caracte-rização e medidas de permeabilidade das membranas. No terceiro capítulo, são apresentados
e discutidos os resultados experimentais obtidos, no quarto capítulo, são apresentadas as
con-clusões alcançadas no trabalho e, por fim, no último capítulo, são descritas algumas sugestões
para futuras pesquisas.
1.1 Quitosana
A quitosana é um polímero natural, biodegradável, biocompatível e proveniente da reação
termoquímica alcalina de desacetilação parcial da quitina, um dos mais abundantes
(1-4)-2-acetamida-2-deoxi-D-glicopiranose e que constitui a maior fração dos exoesqueletos de insetos e crustáceos,
tais como caranguejo, camarão e lagosta7. A estrutura da quitosana é muito similar à sua
precursora quitina (figura1.1), exceto pela substituição do grupo acetamido (NHCOCH3) na
posição 2 do anel glicopiranosídeo por grupos amino (NH2). Estruturalmente, é um
polissa-carídeo linear com um número variável (em função do grau residual de acetilação) de grupos
N-acetil-glucosamina, aleatoriamente localizados, podendo ser definida como um copolímero
de 2-amino-2-deoxi-D-glicopiranose e 2-acetamido-2-deoxi-D-glicopiranose, cujas unidades
são unidas por ligaçõesβ(1-4), (figura 1.2). O termo quitosana abraça uma série de polímeros,
que variam em massa molar (em torno de 10.000 a 1 milhão de Daltons), dependendo da fonte
e procedimentos de preparação, e em grau de desacetilação de 50 a 95%8.
Figura 1.1: Estrutura química da quitina.
Figura 1.2: Estrutura química da quitosana, com x representando o grau de acetilação.
A quitosana é insolúvel em valores de pH neutro e alcalino, mas forma sais solúveis em
e acético, resultando em soluções viscosas9. Em meio ácido, é um polieletrólito catiônico que
tem seus grupos aminos protonados (NH+
3), conferindo à molécula cargas positivas
10. Quanto
maior a quantidade destes grupos protonados na molécula, maior será a repulsão
eletrostá-tica entre as cadeias e também maior a solvatação em água. A quitosana é um biopolímero
susceptível à mudanças estruturais, devido à grande quantidade de grupos reativos como as
hidroxilas e, principalmente, pela presença de grupos aminos, que caracterizam a sua forte
afinidade por moléculas polares11. Como um policátion, a quitosana pode formar complexos
eletrostáticos com espécies carregadas negativamente, incluindo proteínas, certos polímeros
aniônicos, fármacos e outros ânions de baixa massa molar12. A quitosana exibe excelente
propriedade de retenção de água, ação bactericida e uma dose letal, DL50encontrada na faixa
de 16g×kg−1de peso corporal, quando administrada oralmente em ratos, caracterizando uma
baixa toxicidade. Essas propriedades são características importantes que podem influenciar
no desempenho da quitosana em muitas das suas aplicações13.
Atualmente, a quitosana tem despertado muito interesse para as aplicações médicas e
far-macêuticas, por ter propriedades farmacológicas, tais como, ação hipolipêmica, propriedades
de cicatrização de feridas e em virtude dos seus produtos de degradação, os oligômeros de
N-acetil-D-glucosamina, terem atividade antiúlcera, antiácida, antimicrobiana e de serem
to-talmente absorvíveis pelo organismo, sendo assim, considerada um material biodegradável14.
Além dessas propriedades mencionadas anteriormente, a quitosana e seus derivados têm se
destacado pela propriedade da bio/mucoadesividade, uma vez que seus grupos podem sofrer
protonação em certos pHs fisiológicos e, assim, interagir eletrostaticamente com as cargas
negativas na mucosa ou superfícies celulares, caracterizando a sua propriedade de
bioadesivi-dade. O potencial da quitosana para a aplicação bio/mucoadesiva foi reforçado pelo primeiro
relato de L. Illum et al.15 sobre a capacidade que a quitosana possui de promover a
absor-ção transmucosa de pequenas moléculas polares, bem como de drogas peptídicas e protéicas
au-mentar a permeabilidade de drogas peptídicas via mucosa epitelial intestinal e se mostrar um
promissor material bioadesivo em pHs fisiológicos, por possuir grupos OH e NH2 que podem
promover pontes de hidrogênio, propriedade considerada essencial para a mucoadesão; termo
esse usado, porque a interação é restrita à camada mucosa17, 18. Assim, quando a quitosana
está exercendo a função de sistema carreador de fármaco, essa interação pode resultar em
um aumento no tempo de permanência desse sistema nos sítios específicos de absorção do
fármaco, liberando-o controladamente e melhorando a sua biodisponibilidade19. Esta
caracte-rística bio/mucoadesiva tem potencializado seu uso como carreador para a liberação
contro-lada e sustentada de agentes farmacêuticos, incluindo prednisolona20, albumina21, cisplatina22,
diclofenaco sódico23 e melantonina24 e, ainda, para a liberação sustentada de agentes
quimi-oterápicos25. Por tudo isso, a quitosana vem sendo considerada um promissor material para a
preparação das mais diferentes formas físicas de liberação controlada, tais como,
micropartí-culas26, microesferas27, nanoesferas28, géis e membranas29.
1.2 Membranas
De modo geral, uma membrana pode ser definida como uma barreira que separa duas fases
e restringe o transporte de várias espécies químicas de maneira específica. Uma membrana
pode também ser definida como uma película polimérica ou inorgânica que funciona como
uma barreira semi-permeável para uma filtração em escala molecular, separando duas fases e
restringindo, total ou parcialmente, o transporte de uma ou várias espécies químicas (solutos)
presentes na solução. Uma membrana pode ser homogênea ou heterogênea, simétrica ou
as-simétrica na estrutura, pode ser sólida ou líquida, pode ser neutra, carregar cargas positivas
ou negativas, ou pode ser bipolar. Quanto à configuração, pode ser densa ou porosa. Sua
espessura pode variar entre menos que 100nm e mais do que 1cm30. O termo "membrana"
in-clui uma grande variedade de materiais e estruturas, embora todos esses materiais apresentem
muito específica30. A seletividade à passagem de solutos presentes em soluções homogêneas
está relacionada com as dimensões da molécula ou partícula, o tamanho dos poros da
mem-brana, a difusividade do soluto no material que constitui a membrana e as cargas elétricas
associadas.
Em relação ao transporte de massa através da membrana, esse pode ser causado por
con-vecção ou por difusão de moléculas individuais, induzido por campo elétrico, concentração,
pressão ou gradiente de temperatura. A principal força motriz responsável pelo transporte
de uma espécie em processos com membrana é o seu gradiente de potencial químico entre
os dois lados da membrana que se traduz em seu gradiente de concentração, pressão e ou
temperatura30.
1.2.1 Membranas de quitosana
As membranas de quitosana foram descritas e caracterizadas pela primeira vez por
Muzza-relli et al31. Membranas de quitosana são comumente usadas como barreira, imitando a pele,
em sistemas de liberação de droga transdérmica, em rotina de controle de qualidade de testes
de sistemas de liberação de fármacos32, na osmose reversa33, na pervaporação34e na
ultrafiltra-ção35. A técnica mais simples para a preparação das membranas de quitosana é a evaporação
de solvente em uma solução de quitosana sobre uma placa de vidro que, geralmente, produz
membranas resistentes e transparentes36, com elevada absortividade à água e lenta degradação
enzimática pela lisoenzima, presente em tecidos e fluidos corporais de mamíferos37.
Diferentes formas de membranas de quitosana29, incluindo as reticuladas utilizando
rea-gentes bifuncionais e as obtidas por quelação com íons ou por complexação com polímeros
e proteínas, assim como redes interpenetradas, têm sido investigadas38. Membranas
reticu-ladas podem ser obtidas através da reticulação da quitosana com os mais utilizados agentes
reticulantes que são os dialdeídos, tais como o glioxal, o formaldeído e, principalmente, o
encontra-se o poli(ácido acrílico), o qual é uma alternativa para a obtenção de membrana
po-licomplexada através de interações iônicas e intermoleculares, que ocorrem entre as cargas
positivas presentes ao longo da cadeia polimérica da quitosana e as cargas negativas presentes
no poli(ácido acrílico). Membranas de quitosana reticuladas foram estudadas utilizando como
fármaco modelo a vitamina B1240. A reticulação é um processo em que as cadeias poliméricas
são unidas por ligações físicas fortes (reticulação iônica) ou químicas (reticulação química),
através das ligações covalentes, entre o agente reticulante e o polímero, ou entre dois
polí-meros distintos, objetivando modificar as propriedades moleculares do polímero, como, por
exemplo, aumentando a estabilidade química e térmica, alterando a permeabilidade, entre
ou-tras41. Deste modo, a permeação através das membranas de quitosana pode ser controlada
variando-se a natureza e/ou a concentração de comonômeros, ligações cruzadas e
plastifican-tes29, e, ainda, o grau de desacetilação e a massa molar da quitosana usada na preparação das
membranas42.
1.3 Poli(ácido acrílico)
O poli(ácido acrílico)(PAA) (figura 1.3) é um polímero sintético, solúvel em água, dioxano,
etanol, metanol e álcool isopropílico (bons solventes polares), e insolúvel em benzeno, acetona
e outros43, obtido pela polimerização via radicais livres do ácido acrílico. Possui em sua
estrutura grupos carboxílicos terminais que conferem um caráter polianiônico à sua molécula,
rendendo-lhe habilidade de trocas iônicas e complexação com íons de carga positiva44.
O poli(ácido acrílico) é caracterizado por uma compatibilidade com biomateriais, tendo
também extensas aplicações como agente espessante em tintas, no campo de adesivos, nas
formulações de produtos farmacêuticos, em cosméticos e na agricultura45. Desse modo, um
grande interesse tem sido mostrado na sua utilização em diversas aplicações e, dentre os usos,
os mais interessantes são a fabricação de olhos artificiais, lentes de contato e dentaduras
Figura 1.3: Estrutura química do poli(ácido acrílico).
O caráter aniônico polimérico do poli(ácido acrílico) em valores de pH alto (pH≥6) torna
este polímero adequado para a cobertura de sistemas de liberação oral16, tendo sido
inves-tigado como agente que promove absorção para a liberação peroral de drogas peptídicas47,
prolonga o tempo de residência e aumenta o tempo de contato com a mucosa no sítio de
ab-sorção da droga. Sua alta solubilidade, porém, limita seu uso como sistema de liberação de
droga transmucosa, pois pode ser dissolvido antes do tempo desejado de permeação da droga
através da membrana48. Já seu caráter aniônico favorece a sua capacidade de se complexar
com álcool polivinílico(PVA)49, poli(vinil pirrolidona)(PVP)45, poli(óxido de etileno)(PEO)45
e quitosana50, entre outros51, através de pontes de hidrogênio e interações eletrostáticas,
origi-nando, assim, misturas de aspectos homogêneos que possuem baixa solubilidade em água.
1.4 Formação de complexos polieletrolíticos de
quitosana e poli(ácido acrílico)
Novas tecnologias requerem materiais com combinação de propriedades que não são
en-contradas nos materiais convencionais. A escolha adequada dos constituintes de um material,
com propriedades físicas complementares, tem levado ao desenvolvimento de complexos
tecnológico.
Os complexos poliméricos são formados pela associação de dois ou mais polímeros
comple-mentares, surgindo de atrações eletrostáticas, interações hidrofóbicas, pontes de hidrogênio,
forças de van der Waals ou combinações dessas interações52. A formação destes complexos
depende diretamente do grau de ionização do polímero catiônico e aniônico (pH e força iônica
das soluções), densidades de suas cargas (conformações da cadeia) e suas concentrações53.
Al-guns estudos têm confirmado que polímeros com propriedades complexantes têm alcançado
importância em termos de suas aplicações potenciais na ciência dos materiais e são
extensi-vamente usados nas mais diversas formas54. Usualmente, complexos polieletrolíticos (PEC)
podem ser aplicados na forma de hidrogéis, filmes e membranas, e são formados quando
cargas opostas de polieletrólitos carregados de grupos catiônico ou aniônico são misturados,
interagindo via interações eletrostáticas e causando precipitação em meio aquoso55, de modo
que o precipitado compacto obtido na forma de filmes contínuos é aplicado para membranas
de processo de separação como diálise, ultrafiltração e osmose reversa56; tais membranas têm,
também sido usadas na desidratação de álcoois55.
Na literatura, são descritos vários trabalhos sobre as propriedades peculiares de
comple-xos polieletrolíticos (PEC) adequados para aplicações biomédicas57, dentre estes complexos,
destacam-se os de quitosana/poli(estireno sulfonado) e quitosana/PAA que tiveram suas
sínte-ses e características físico-químicas estudadas58e cujas estruturas têm levado a um novo
ma-terial polimérico com propriedades especiais, potencialmente proveitoso em vários campos,
incluindo liberação de droga57. Estudos também relatam formas de complexos
polieletrolíti-cos entre a quitosana, o alginato, a pectina e ainda interações entre membranas polieletrolíticas
e várias soluções de NaCl e proteínas plasmáticas59.
Os complexos de quitosana e poli(ácido acrílico)(PAA) são formados com o objetivo de
reduzir a solubilidade do PAA em água. Estudos mostraram que a solubilidade do PAA pode
ocorre sua complexação com a quitosana60. A insolubilidade é gerada pelas fortes
intera-ções eletrostáticas entre os polieletrólitos, poli(ácido acrílico) e quitosana61. De acordo com
a literatura55, 62, os complexos polieletrolíticos entre a quitosana e o poli(ácido acrílico)
po-dem ser obtidos pela mistura física entre os dois polímeros sob fusão, pela dissolução dos
polímeros em um solvente com posterior evaporação deste ou através da polimerização. A
li-teratura61também relata a formação de membranas de complexos polieletrolíticos (PEC) entre
quitosana-PAA construída pela difusão do poli(ácido acrílico), na superfície de membranas de
quitosana pura, variando-se temperatura, tempo de difusão e a massa molar do PAA, com o
objetivo de serem usadas em sistemas de pervaporação61.
A quitosana, quando dissolvida em meio aquoso ácido pH≤6,5, exibe uma alta densidade
de carga positiva no grupoN H3+, permitindo que esta se agregue a compostos polianiônicos
como o PAA. Observa-se ainda a presença dos grupos hidroxilas nos carbonos 3 e 6 que
também podem participar das interações através das pontes de hidrogênio permitindo obter-se
membranas com excelentes propriedades que são exploradas pela indústria farmacêutica63.
Estudos mostraram a ocorrência de interações iônicas na mistura de quitosana e PAA que
incluem reação iônica entre íons N H+
3 da quitosana e íons carboxílicos (COO−) do PAA, pontes de hidrogênio entre H da quitosana e OH do grupo carboxílico do PAA ou entre OH
da quitosana e o H do PAA (figura1.4). Essas interações iônicas são geralmente confirmadas
por FTIR64 e todas as três ligações têm mostrado afinidade por água e repulsão por
molé-culas orgânicas. As ligações iônicas entre o íon amônio e carboxilato são das mais fortes e
induzem entrecruzamentos, prevenindo a dissolução e o excessivo inchamento da matriz
po-limérica na presença de água64. Em alguns casos de hidrogéis polieletrolíticos, o equilíbrio
de inchamento e tamanho das formas obtidas foram principalmente governadas pela
percenta-gem dos componentes iônicos no polímero e grau de ionização da droga65. Desta forma, um
completo entendimento da complexação interpolimérica pode facilitar a aplicação industrial
O mecanismo de formação do complexo entre a quitosana e o poli(ácido acrílico) irá
de-pender do pH do meio. De acordo com a literatura66 em valores de pH de 3, 4 e 5, o grau de
ionização da quitosana é alto (1,0; 0,95 e 0,85, respectivamente). Nas mesmas condições, o
grau de ionização do PAA é em torno de 0,1; 0,2 e 0,5, respectivamente. Em outras palavras,
na faixa de pH entre 3 e 5 a maior parte dos grupos NH2 da quitosana está sob a forma
pro-tonada (NH+
3) enquanto que os grupos carboxílicos estão na forma de COOH. Nesse caso, o
mecanismo de formação do complexo sugerido é:
Q−N H3+ + P −COOH ≥ Q−N H +
3 −OOC−P + H +
Por outro lado, em pH = 6, o grau de ionização da quitosana é reduzido a cerca de 0,6
enquanto do PAA cerca de 0,8 ou seja, a maioria dos grupos amina está na forma de NH2
enquanto os grupos carboxila estão sob a forma de COO−. Isso sugere o seguinte mecanismo
de formação de complexo:
Q−N H2 + −OOC −P +H+
−−→ Q−N H3+−OOC −P
1.5 Difusão
De modo geral, entende-se por difusão o transporte de massa de moléculas individuais por
uma barreira ou espaço livre, que ocorre segundo um processo aleatório e depende de um
gra-diente de concentração ou pressão67. A difusão livre ou transporte passivo de uma substância
através de um líquido, de um sólido ou de membranas, é um processo de considerável
impor-tância na ciência farmacêutica. Exemplos de tópicos de fenômenos de transporte de massa
aplicados à farmácia são: dissolução de fármacos em tabletes, pós, grânulos, liofilização,
ul-trafiltração, liberação de fármacos de ungüentos e de bases de supositórios, passagem de vapor
embalagens3. É possível citar, ainda, a própria absorção passiva de fármacos pelo organismo
ou a distribuição de substâncias nos diferentes compartimentos fisiológicos do nosso corpo3.
A difusão é o principal meio de liberação de fármacos através de estruturas poliméricas,
tais como filmes e microesferas, nos quais a difusão acontece gradativamente, impedindo
a ocorrência de picos elevados na concentração plasmática e, com isso, os efeitos adversos
relacionados a muitos fármacos3.
A difusão também é conhecida como a tendência que as moléculas apresentam de migrar de
uma região de concentração elevada para outra região de concentração baixa em
consequên-cia direta do movimento browniano. O processo fundamenta-se em aspectos relacionados
com soluto e solvente, temperatura, pressão, potencial químico, entre outros68. O movimento
browniano das moléculas garante que o sistema passe de um estado inicial, sem equilíbrio,
para um estado final de energia livre mínima e entropia máxima e, portanto, em equilíbrio69.
1.5.1 As leis de Fick
1.5.1.1 Primeira lei de Fick
A difusão passiva rege-se pela primeira lei de Fick, a qual relaciona o fluxo com o gradiente
de concentração, sob condições de estado estacionário (Fin=Fex), onde o fluxo interno é
igual ao fluxo externo, ou seja, o processo de difusão em que o gradiente de concentração
∂c
∂t
não varia com o tempo. O mecanismo de liberação é governado por essa lei, que pode
ser expressa pela equação 1.170, e que estabelece que o fluxo de matéria é proporcional à
variação da concentração(∂c)e inversamente proporcional à distância(∂x).
Fx =−D
∂c ∂x
(1.1)
em queFxrepresenta a quantidade de substância que se difunde no intervalo de tempo através
quanti-dade de substância difundida por uniquanti-dade de tempo através da uniquanti-dade de superfície, quando
o gradiente de concentração ∂c
∂x
é também unitário. O sinal negativo da equação significa
que a difusão ocorre na direção de diminuição da concentração do difusante. A maioria dos
métodos experimentais utilizados para estudar a difusão tem interesse na variação da
concen-tração com o tempo e a distância. Nesse caso, a primeira lei de Fick pode ser convertida em
uma equação diferencial parcial de segunda ordem, a segunda lei de Fick70.
1.5.1.2 Segunda lei de Fick
A segunda lei de Fick (equação 1.2) representa a velocidade de alteração da concentração
de soluto em função do tempo e do deslocamento, dois importantes fatores na determinação
do coeficiente de difusão de qualquer soluto em diferentes sistemas. A segunda lei de Fick
é usada no estado não estacionário, isto é, quando a concentração muda com o tempo, sendo
mais conhecida como equação da difusão:
∂c ∂t =D
∂2
c
∂x2 (1.2)
em que cé a concentração de substância difusora,t é o tempo, D é o coeficiente de difusão
exé uma das direções em que o fluxo pode ocorrer em um corpo. Para qualquer situação, o
problema é encontrar uma solução apropriada para a equação 1.2. Diversos métodos para a
obtenção de soluções são encontrados no livro "The Mathematics of Difusion"70.
1.5.2 Difusão através de membranas
O estudo da difusão de uma dada substância pode ser desenvolvido usando uma membrana
de espessurale coeficiente de difusãoD,que separa dois compartimentos e cujas superfíciesx
=0ex=lsão mantidas à concentrações constantes c1e c2, respectivamente. Depois de algum
tempo, o estado estacionário é alcançado e as concentrações permanecem constantes em todos
coeficiente de difusão constante e integrando em relação ax, tem-se:
dc
dx =constante (1.3)
e, através de integração posterior, introduzindo as condições em quex= 0 ex= l:
c−c1
c2−c1
= x
l (1.4)
As equações 1.3 e 1.4 mostram que as concentrações variam linearmente de c1 a c2através
da membrana. Além disso, o fluxo de substância difusora é o mesmo através de todas as
seções da membrana e dado por:
F =−Ddc
dx =−D
(c2−c1)
l (1.5)
Se a espessurale as concentrações de superfícies c1e c2são conhecidas,Dpode ser obtido
a partir de um valor observado deF usando a equação 1.5. No entanto, experimentalmente,
nem sempre os valores das concentraçõesc1ec2podem ser determinadas71.
1.5.2.1 Constante de permeabilidade
Em alguns sistemas, quando as concentrações das superfícies c1 e c2 não podem ser ob-tidas, mas somente as concentraçõesC1 e C2 das soluções nos dois lados da membrana são conhecidas, o fluxo de transferência no estado estacionário é então descrito como72:
F =−P (C2−C1)
l (1.6)
e a constantePé denominada de constante de permeabilidade do sistema. Sendo o coeficiente
de difusão D constante e existindo uma relação linear entre a concentração das soluções e
equivalentes, resultando em:
−D(c2−c1)
l =−
P (C2−C1)
l (1.7)
assim tem-se:
P =D (c2−c1)
(C2−C1)
(1.8)
Sabendo-se que o coeficiente de partição é dado por:
K = (c2−c1) (C2−C1)
(1.9)
Substituindo a equação 1.9 na equação 1.8, tem-se:
P =DK (1.10)
1.5.3 A permeabilidade da membrana
O cálculo da permeabilidade da membrana pode ser desenvolvido assumindo uma
mem-brana de espessurale área S entre dois compartimentos com soluções em diferentes
concen-traçõesC1 eC2. Se inicialmente o sistema estiver livre de diferenças de concentração entre as faces da membrana, ou seja,c1=c2, pode-se dizer que a concentração inicial de permeante na membrana é zero. Após adicionar uma solução de concentraçãoC1em um dos compartimen-tos da célula de permeabilidade, a quantidade de matériaQque difunde deste compartimento
para um outro, considerando um comportamento linear quandot≥ ∞, é dada por70:
Qt=
Dc1
l
t− l
2
6D
(1.11)
em queDé o coeficiente de difusão elé a espessura da membrana hidratada.
que atravessa a membrana de áreaSno tempoté70:
Q=−SD(c2−c1)
l t (1.12)
sabendo que o coeficiente de partiçãoK dado na equação 1.9 se aplica a ambas as superfícies
da membrana, a equação 1.12 se torna:
Q=−SDK(C2−C1)
l t (1.13)
como P = DK, tem-se:
Q=−SP(C2−C1)
l t (1.14)
desse modo, o coeficiente de permeabilidadeP pode ser determinado através da reta Q × t
no estado estacionário. Em muitos experimentos tem-se uma situação em queC1≫C2, nesse caso, a equação 1.14 pode ser simplificada para:
Q= SP C1
l t (1.15)
1.6 Metronidazol
O metronidazol (2-metil-5-nitroimidazol) (figura 1.5) é um pó, cristalino, branco, muito
so-lúvel em água a 25◦C (10,5 mg×mL−1) e ativo contra um amplo espectro de infecções para-sitárias, protozoários e bactérias anaeróbicas (B. fragilis, B. melaninogênicoseClostridium),
possuindo atividade particularmente elevada in vitro contra T. vaginalis (tricomoníase), E. histolítica(amebíase) eGiardia lamblia (giardíase)73, sendo a molécula de DNA celular dos
microorganismos o principal alvo de sua ação biólogica. O metronidazol tem uma estrutura
heterocíclica, consistindo de núcleos baseados em imidazol com um grupo nitro na posição 5.
atingindo concentrações plasmáticas de cerca de 10 mg×mL−1 após 1h de uma dose de 500
mg73.
Figura 1.5: Estrutura química do metronidazol.
A meia-vida do metronidazol é de cerca de 8h, e sua ligação às proteínas plasmáticas é de
10%. O metronidazol é encontrado inalterado em vários tecidos e na urina, após administração
oral. Apesar de ser geralmente bem absorvido após administração oral, alguns pacientes não
respondem bem ao tratamento em virtude da baixa concentração sistêmica, sendo esse caso
uma questão aberta. O fígado é o principal local do seu metabolismo, sendo responsável por
mais de 50% da depuração sistêmica do metronidazol. O metronidazol pode causar
desconfor-tos gastrointestinais e, ainda, reação eritemadesconfor-tosa com prurido e urticária. A sua administração
em altas doses pode causar distúrbios neurológicos. Sob aspecto clínico, os efeitos colaterais
apenas raramente foram suficientemente graves para causar interrupção da medicação.
Toda-via, pesquisas relataram que a droga metronidazol com anéis nitroimidazol em sua estrutura
é suspeita de ser carcinogênica e mutagênica74. O metronidazol foi escolhido para ser usado
nesse trabalho por ser um fármaco solúvel em água que possui absorção na região do UV e
1.7 Espectroscopia na região do infravermelho
A espectroscopia na região do infravermelho é freqüentemente aplicada como um dos mais
importantes métodos analíticos usados na determinação de moléculas orgânicas no estado
lí-quido, sólido e gasoso. A espectroscopia vibracional tem sido aplicada em determinações
qualitativas e quantitativas de materiais poliméricos, onde vários parâmetros podem ser
in-vestigados, incluindo grupos terminais, ramificações de cadeias, configuração e conformação,
assim como, isomerismo geométrico e estérico.
A espectroscopia de infravermelho é baseada nas vibrações dos átomos nas moléculas e
pode ser obtida passando radiação através da amostra e determinando que fração de radiação
incidente é absorvida em uma energia particular; a energia em que algum pico em um espectro
de absorção aparece correspondente à freqüência de vibração de uma parte da amostra da
molécula.
Diversos métodos podem ser utilizados na espectroscopia de infravermelho, dentre eles está
a espectroscopia de transmissão, a espectroscopia de reflectância externa, a espectroscopia de
reflectância difusa (DRIFT), a espectroscopia fotoacústica (PAS), a espectroscopia por
elip-sometria e a espectroscopia de reflectância total atenuada (ATR), sendo este último o mais
comumente utilizado pelos cientista depois da transmitância75.
A espectroscopia de reflexão total atenuada (ATR) utiliza o fenômeno de reflexão total
interna, figura 1.6 que permite a obtenção de espectros qualitativos de sólidos ou líquidos.
Esta técnica baseia-se no fato de que um feixe de luz refletido internamente pela superfície
de um meio transmissor penetra uma pequena distância além da superfície refletora e retorna
ao meio transmissor durante o processo de reflexão. Os cristais usados na célula de ATR são
feitos de materiais que têm baixa solubilidade em água e altíssimo índice de refração, como,
por exemplo, o seleneto de zinco (ZnSe), que é insolúvel em água, em solventes orgânicos e
em ácidos diluídos e bases, o que permite uma análise de amostras líquidas e sólidas76.
n2) e que estão em contato entre si, sua trajetória é refratada. A magnitude dessa distorção
depende do ângulo de incidência,θ, e das densidades óticas de ambos os meios. A um ângulo
de 90◦ a luz é refletida e transmitida, a um ânguloθ < θ
critico ela será refletida e refratada e
a um ânguloθ > θcritico ela será totalmente refletida. Esta é a base para a espectroscopia de
reflectância interna. O ângulo crítico é função do índice de refração dos materiais em contato,
sendo definido por77:
θc=sin−1n
21 (1.16)
em que:
n21 =
n2
n1
(1.17)
n1é o índice de refração do cristal de ATR e on2 é o índice de refração da amostra.
Figura 1.6: Célula de reflectância total atenuada76.
O fenômeno da reflexão interna total é familiar. Pode ser observado em um copo de água,
por exemplo. Se a parte do vidro, localizado abaixo da água é observada obliquamente através
da superfície da água, ela parecerá espelhada e não podemos ver nenhum objeto atrás deste
vidro. Isto ocorre porque a luz que incide na superfície do vidro é totalmente refletida e,
um dedo, por exemplo, os padrões da pele tornam-se evidentes, o que indica que a reflexão
total foi destruída onde o contato foi feito. Isto pode ser explicado pela penetração do campo
eletromagnético no meio de menor densidade um pouco além da superfície refletora e,
en-tão, quando um objeto é colocado suficientemente próximo desta superfície, interage com este
campo eletromagnético destruindo a reflexão total. Este fenômeno é explicado pela formação
de uma onda estacionária no meio denso, perpendicular à superfície refletora e de um campo
evanescente no meio de menor densidade que decai exponencialmente com a distância a partir
da superfície. Portanto, no caso da espectroscopia de reflexão interna, a reflectividade é uma
medida de interação de uma onda evanescente com a amostra, resultando em seu espectro77.
A exploração do fenômeno da reflectância interna ou reflectância total atenuada para
pro-dução de espectros foi, inicialmente, desenvolvida por N. J. Harrick77 e J. Fahrenfort78. Após
isto, uma enorme quantidade de publicações com diferentes aplicações desta técnica
tornaram-na a segunda técnica de infravermelho mais utilizada, depois da transmissão.
Em um ensaio de ATR a amostra é colocada em contato com o elemento de reflexão
in-terna, conhecido como cristal de ATR, com alto índice de refração. A radiação infravermelha
é focalizada na extremidade do cristal, refletida através dele e depois direcionada para o
de-tector (figura 1.6). Como citado anteriormente, embora ocorra reflexão interna na interface
cristal/amostra, a radiação (onda evanescente) penetra a uma curta distância na amostra, onde
pode ser absorvida. É obtido então um espectro de absorção. O grau de penetração na amostra,
dp, foi definido por N. J. Harrick77como sendo a distância necessária para que a amplitude da
onda evanescente decaia a um valore−1 do seu valor inicial na interface.
A profundidade de penetração em ATR é uma função do comprimento de onda (λ), do
penetração, dp, para uma absorbância nominal média é dada pela equação 1.18:
dp =
λ n1 2π
sin2θ−n2
n1
2
1 2
(1.18)
O dpdá, portanto, uma idéia da faixa de espessura da amostra que está sendo analisada. De
acordo com a equação 1.18, uma das formas de se alterar o valor da dp é através da variação
no ângulo de incidênciaθ. O grau de penetração aumenta à medida que nos aproximamos do
ângulo crítico, de modo que várias profundidades podem ser atingidas, ajustando-se o ângulo
de incidência. No entanto, o número de reflexões, e, também, o dp irão diminuir à medida que
θ se aproxima de uma incidência rasa. O número de reflexões no cristal dá uma medida da
intensidade do espectro resultante e pode ser calculado através da seguinte equação77:
N = l × cotθ
t (1.19)
em quelé o comprimento do cristal etsua espessura. Estes pontos foram enfatizados porque
frequentemente se deseja observar camadas finas da superfície através da variação destes
pa-râmetros (θ en1), no entanto, isto possui sempre a desvantagem de diminuir a intensidade do
sinal.
Os espectrômetros modernos geralmente possuem acessório que permite a variação no
ân-gulo de incidência,θ. Observando-se a figura 1.6, verifica-se que o cristal possui a forma de
um paralelepípedo cortado para produzir um ângulo de 45◦. Caso o ângulo de incidência seja
diferente de 45◦, a radiação não será mais normal à superfície e, desse modo, ocorrerão perdas
por refração. Nesse caso, o ângulo efetivo pode ser calculado usando a lei de Snell e algumas
relações trigonométricas75. A relação obtida é :
θef = 45−sen−1
n1
n2
sen(45−θescala)
em queθef é o ângulo efetivo eθescalaé o ângulo indicado na escala do acessório.
1.8 Análise térmica
Talvez nenhum campo de caracterização de polímeros tenha se expandido tão rapidamente
como as análises térmicas. Desde a introdução de modernos instrumentos em 1962, a
popu-laridade da grande variedade de técnicas de análise térmica tem crescido satisfatoriamente.
Análise térmica é um termo que abrange um grupo de técnicas que medem as propriedades
físicas e/ou químicas de uma substância e seus produtos de reação em função da
tempera-tura, com métodos que envolvem mudanças da massa e energia, à medida que a substância é
submetida a um programa de temperatura controlada79.
Na análise térmica, a amostra é aquecida ou resfriada à taxa constante ou mantida à
tem-peratura constante. Em diversos experimentos, a atmosfera é igualmente importante, podendo
ter um efeito significativo nos estágios de decomposição de uma amostra. Particularmente, ela
diferencia entre o uso de gases inertes e oxidantes.
As vantagens da análise térmica podem ser resumidas como as seguintes:
• a amostra pode ser analisada em larga faixa de temperatura, usando-se vários programas
de temperatura;
• qualquer forma física de amostra (sólida, líquida ou gel), pode ser acomodada, usando
uma variedade de porta-amostras;
• é necessário somente uma pequena quantidade de amostra;
• a atmosfera do ensaio é padronizada (inerte, oxidante ou uma composição de gases);
• flexibilidade no tempo de ensaio, podendo levar desde alguns minutos até várias horas.
Existem várias técnicas em análise térmica e cada uma delas apresenta respostas
tabela 1.1. Nesse trabalho, foi utilizada a análise termogravimétrica (TGA) para analisar a
estabilidade térmica das membranas de quitosana e quitosana/PAA.
Tabela 1.1: Técnicas de análise térmica.
Análise Sigla Propriedades
Análise termogravimétrica TGA Variação de massa em função da temperatura
Análise termogravimétrica diferencial DTG Velocidade de variação da massa em
função da temperatura
Análise térmica diferencial DTA Mudança na quantidade de calor liberado ou absorvido
Calorimetria diferencial de varredura DSC Medida quantitativa das mudanças de entalpia
em função da temperatura e do tempo
Análise dinâmico mecânica DMA Variação de módulo dinâmico e/ou amortecimento
de uma substância sob uma carga oscilatória em
em função da temperatura e frequência
Dilatometria ou análise TMA Variação da dimensão linear em função da temperatura
termomecânica e medida de coeficiente de expansão térmica sob carga
não oscilatória
1.8.1 Análise termogravimétrica (TGA)
O termo análise termogravimétrica (TGA) é comumente empregado, particularmente, em
polímeros, no lugar de TG, por ser seu precendente histórico e para minimizar a confusão
verbal com Tg, abreviação da temperatura de transição vítrea. A análise termogravimétrica é
usada para determinar alterações da massa de amostras em função da temperatura ou de tempo
a uma temperatura constante, usando uma microbalança. A aplicação típica desta técnica está
na avaliação da estabilidade térmica e temperatura de decomposição. Em uma TGA, há um
sendo de natureza instrumental (taxa de aquecimento do forno, atmosfera do forno,
geome-tria do porta-amostra e do forno, entre outras) ou dependentes das características da amostra
(quantidade, solubilidade dos gases envolvidos na amostra, tamanho da partícula, calor de
reação, empacotamento da amostra, condutividade térmica, entre outras). A análise
termo-gravimétrica também pode ser usada para se obter algumas informações sobre distribuição de
seqüência de copolímeros, da composição de polímeros carregados e para analisar a cinética
dos processos físico-químicos que ocorrem nas amostras80.
A análise termogravimétrica geralmente é realizada de três formas:
1. Termogravimetria isotérmica, em que as variações de massa da amostra são medidas em
função do tempo, a uma temperatura constante;
2. Termogravimetria quase-isotérmica, em que a variação de massa da amostra é medida
em função do tempo a várias temperaturas constantes;
3. Termogravimetria dinâmica, em que o registro de variação de massa da amostra é feito
em função da temperatura, a uma taxa de aquecimento pré-determinada e
preferencial-mente constante, sendo essa a técnica utilizada nesse trabalho.
A termogravimetria derivada (DTG) é uma técnica que fornece a derivada primeira da curva
termogravimétrica (TG), e esta é caracterizada por apresentar a variação de massa em função
da temperatura ou em relação ao tempo sob a forma de picos, sendo útil nos casos em que a
análise da TG apresenta sobreposições, permitindo distinguir com maior facilidade o ínicio e
o fim de um processo. A aréa sob a curva da DTG é proporcional à variação de massa, o que
permite análises quantitativas precisas81.
1.9 Microscopia eletrônica de varredura (MEV)
Em 1965, o equipamento de microscopia eletrônica de varredura (MEV) tornou-se
materiais, ciência da vida, entre outras, uma vez que o desenvolvimento de novos materiais
tem exigido um número de informações bastante detalhado de características só possíveis de
serem observadas no MEV. Essa técnica é utilizada para analisar a morfologia de materiais
sólidos, pois permite uma caracterização rápida e precisa da superfície e de suas
subestrutu-ras. A área a ser analisada é bombardeada por um fino feixe de elétrons de alta voltagem,
que são direcionados na superfície da amostra coberta por um filme condutivo. Como
resul-tado da interação do feixe de elétrons com a superfície da amostra em análise ponto a ponto,
uma série de radiações é emitida, e, quando captada corretamente, fornece informações da
natureza topográfica da amostra, cujas imagens se apresentam com aparência natural em três
dimensões82.
Na microscopia eletrônica de varredura, as amostras em análise devem ser recobertas com
uma fina camada de material condutor (Au, Pd, C), para evitar que estas se alterem ou mesmo
queimem, devido a alta voltagem empregada para a aceleração dos elétrons e, também, pelo
fato de alguns materiais serem maus condutores de elétrons, como, por exemplo, as
membra-nas preparadas a partir de materiais poliméricos. Pode-se também usar uma baixa voltagem
de aceleração no feixe de elétrons. Para a maioria dos materiais, o uso de voltagem entre 1 e
2 Metodologia experimental
2.1 Materiais
A quitosana em pó (Polymar Ltda, Brasil) usada neste trabalho apresenta grau de
desace-tilação em torno de 90,47%, segundo o fabricante. Sua massa molar média (Mv = 2,2×105
Daltons) foi determinada pelo método de viscometria, utilizando a equação de
Mark-Howink-Sakurada, cujos valores das constantes específicas a e K são 0,76 e 3,5×10−4, respectiva-mente83. O fármaco metronidazol (M M = 171,15g×mol−1, Aldrich, USA), o Poli(ácido acrílico) (M M = 250.000 Da, Aldrich, USA), o ácido acético (P. A., Reagen Quimibrás
Ltda, Brasil) e o hidróxido de sódio (P.A., Vetec Ltda, Brasil) foram utilizados sem qualquer
purificação prévia.
2.2 Preparação das membranas
2.2.1 Membranas de quitosana
A quitosana foi dissolvida em solução aquosa de ácido acético 2 % v/v, e mantida sob
agitação constante durante 24h, em temperatura ambiente, de modo a se obter uma solução
1,5 % m/v do polímero. Após esse período, a solução foi filtrada, sendo esse procedimento
realizado em duas etapas. Na primeira, foi utilizado um filtro com tela de náilon a fim de
utilizado um filtroMillex MilliporeR com diâmetro de poros de 41µm. Em seguida, o filtrado
foi deixado em repouso por cerca de 6h para permitir o desaparecimento de bolhas de ar. Um
volume de 25mL da solução de quitosana foi colocado em placas de Petri, que foram deixadas
em repouso por cerca de 1h para eliminar as bolhas e, em seguida, colocadas em estufa a
50◦C por 24h para evaporação do solvente. Depois de retiradas da estufa, as membranas
foram neutralizadas com uma solução de NaOH 5 % por 2h e lavadas com água destilada
repetidamente para a remoção dos resíduos da solução alcalina. Após o estiramento e secagem,
à temperatura ambiente, por 24h, foram obtidas membranas de quitosana denominadas (QUI)
com espessura na faixa de 32 a 42µm (micrômetro digital Check-line DCF 900).
2.2.2 Membranas de quitosana/poli(ácido acrílico)
As membranas de quitosana/poli(ácido acrílico) foram preparadas a partir de membranas de
quitosana pura obtidas como descrito na subseção 2.2.1, entretanto, antes do processo de
se-cagem em extensor à temperatura ambiente, as membranas foram fixadas em suporte ilustrado
na figura 2.1. Um volume de aproximadamente 50mL de uma solução aquosa de poli(ácido
acrílico) na concentração de 2,0g×L−1 e (pH 3,2) foi colocado em contato com a camada
su-perior das membranas fixadas ao suporte e mantidas em duas diferentes temperaturas: 25◦C
e a 60◦C. A temperatura de 60◦C foi obtida utilizando-se um banho termostático (Tecnal-TE
184), pré-aquecido. Em ambos os casos, o tempo de tratamento foi de 2h. Depois do
tra-tamento com o poli(ácido acrílico)(PAA), as membranas foram cuidadosamente retiradas do
suporte e lavadas em água destilada para a remoção dos resíduos de PAA. Após isso, foram
estiradas e secadas à temperatura ambiente por 24h, obtendo-se assim, membranas de
quito-sana/poli(ácido acrílico) denominadas QUIPAA25 e QUIPAA60, com espessura na faixa de
Figura 2.1: Sistema para tratamento superficial das membranas de quitosana.
2.3 Caracterização das membranas
2.3.1 Espectroscopia de absorção na região do ultravioleta
A curva de calibração do metronidazol foi obtida a partir de soluções de metronidazol
na faixa de concentração de 0,006g×L−1 a 0,028g×L−1, em comprimento de onda (λ) de
320nm por espectrofotometria na região de UV, em espectrofotômetro Varian, modelo Cary
100UV/Visível. Todas as medidas foram feitas em duplicatas. A espectrofotometria é
funda-mentada na Lei de Lambert-Beer (equação 2.1), utilizada nesse experimento para a obtenção
do valor da absortividade do metronidazol, o qual é um dos parâmetros utilizados para o
cálculo da permeabilidade das membranas. Para medidas de absorção de radiação em
deter-minado comprimento de onda, tem-se a equação 2.1:
A=εbc (2.1)
em que A é a absorbância, ε é a absortividade molar, b é o caminho óptico da célula do
2.3.2 Espectroscopia de absorção na região do infravermelho
As medidas espectroscópicas na região do infravermelho das membranas obtidas, como
descrito na seção 2.2, foram realizadas com um espectrofotômetro FT-IR Thermo Nicolet
Nexus 470. As membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60 foram analisadas pela técnica de
reflexão total atenuada (ATR) em cristal de ZnSe, com comprimento de 50mm e a espessura
de 3mm, utilizando-se ângulos de incidência de 39◦, 45◦e 60◦.
2.3.3 Ensaio de ganho de massa
A porcentagem de ganho de massa por intumescimento das membranas foi determinada pela
imersão destas individualmente em becker de 250mL contendo água destilada a temperatura
ambiente. O procedimento foi realizado no período de tempo de 15min a 48h, usando uma
balança analítica B-TEC-U210A Tecnal. A porcentagem de água absorvida foi calculada,
através da equação 2.2:
% =
mu−ms
ms
× 100 (2.2)
onde mu e msrepresentam, respectivamente, as massas das membranas úmidas e secas.
2.3.4 Análise térmica
2.3.4.1 Análise termogravimétrica
As membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60 foram analisadas em um analisador
termo-gravimétrico DTG-60 de marca SHIMADZU que consiste de uma balança eletrônica acoplada
a um forno tipo mufla de temperatura máxima de trabalho de 1500◦C e com um controle de
temperatura que permite a aplicação de taxas de aquecimento de 0,1 até 25◦C×min−1. As
aná-lises foram feitas com amostras de 5mg submetidas à uma razão de aquecimento de 10◦C×
min−1em uma atmosfera dinâmica de N
25 a 800◦C.
2.3.5 Microscopia eletrônica de varredura (MEV)
Para a realização das análises, foram retirados fragmentos de 0,5cm do centro de cada
mem-brana. As fotomicrografias das amostras das membranas de QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60
foram obtidas de sua superfície, de modo a se observar a morfologia externa. As membranas
foram fixadas com fita adesiva em suportes de alumínio próprios para o MEV, sendo
pos-teriormente recobertas com uma fina camada de ouro de 20nm de espessura. Usou-se um
microscópio eletrônico de varredura da marca Phillips-XL30, operando com feixe de elétrons
secundários com aceleração 2kV e que permite visualização morfológica da amostra em
dife-rentes magnitudes.
2.3.6 Ensaio de permeação
A medida de permeabilidade do fármaco é outro método importante na caracterização de
membranas. A determinação é simples e não destrutiva para a membrana. O experimento
foi realizado com as membranas de QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60, previamente imersas em
água destilada, à temperatura ambiente, por aproximadamente 24h.
As membranas foram colocadas entre dois compartimentos A e B de uma célula de
perme-abilidade em formato de ”U”, feita de PVC. A superfície tratada ficou sempre voltada para o
lado A da célula. No compartimento B foi colocado um volume de 230mL de solvente puro
(água destilada) e no compartimento A igual volume de uma solução aquosa de metronidazol
nas concentrações de 0,1 e 0,2%. O solvente e a solução foram submetidos à agitação
mecâ-nica constante sincronizada. Todo o sistema foi mantido em banho termostático à temperatura
constante de 30±0,1◦C (figura 2.2).
Uma bomba peristáltica (Micronal B 332 II), ligada através de duas mangueiras ao
metronidazol que difundiram do compartimento A para o compartimento B em intervalos de
tempo regulares de 5min e a absorbância foi medida no comprimento de onda (λ) de 320nm;
a alíquota retirada foi devolvida automaticamente ao compartimeno de origem, após análise.
Todos os experimentos foram feitos em duplicata e duraram em torno de 3h.
Figura 2.2: Sistema de permeaçãoin vitro.
2.3.7 Cálculo da permeabilidade das membranas
Os valores de permeabilidade foram determinados utilizando o modelo descrito por Crank70
para o fluxo através de membrana. Assumindo que a membrana possui inicialmente
concen-tração(c0 = 0) e que a concentração em uma das faces da membrana é muito maior que a
outra, isto é,c1 ≫ c2, tem-se quec1−c2 ≈ c1. Nesse caso, a quantidade total de substância
Qque difunde através da membrana de área Sno tempoté dada pela equação 2.3 mostrada,
abaixo:
Q= Dc1
l
t− l
2
6D
em queDé o coeficiente de difusão elé a espessura da membrana hidratada. Como a
quan-tidade de fármaco que passa através da membrana foi determinada espectroscopicamente,Q
pode ser dado por:
Q= V c
S (2.4)
pela equação 2.1, lei de Lambert-Beer, a concentração é dada por:
c= A
εb (2.5)
portanto, substituindo a equação 2.5 na equação 2.4, tem-se:
Q= V A
εbS (2.6)
em queV é o volume da célula de difusão,A é a absorbância,εé a absortividade calculada
a partir do coeficiente angular da curva de calibração, b é o caminho ótico da célula eS é a
área de superfície da membrana. Igualando a equação 2.6 com a equação 2.3 e rearranjando,
obtém-se:
A= Dc1εbS
V l t−
c1lεbS
6V (2.7)
em quec1é a concentração inicial da substância difusora na superfície da membrana,Dé o
co-eficiente de difusão ela espessura da membrana. Entretanto, como as membranas em análise
são relativamente finas, a determinação da concentração do fármaco na superfície da
mem-brana, necessária para a determinação do valor de D, é muito difícil. Dessa forma, substitui-se
o cálculo do coeficiente de difusãoDpelo cálculo da permeabilidade, utilizando-se para isto
1.10 na equação 2.7, obtém-se:
A= P C1εbS
V l t−
c1lεbS
6V (2.8)
Desse modo, o coeficiente de permeabilidade pode ser determinado através da inclinação
da curva gerada pelo gráfico de absorbânciaversustempo no estado estacionário, em que:
α= P C1εbS
3 Resultados e discussão
Neste capítulo são apresentados os resultados experimentais referentes à preparação das
membranas poliméricas, sua caracterização morfológica, térmica e espectroscópica, assim
como o comportamento dessas membranas em relação à permeação do fármaco
metronida-zol.
3.1 Espectroscopia na região do ultravioleta
3.1.1 Curva de calibração do metronidazol
A figura 3.1 mostra o espectro de ultravioleta obtido para a solução aquosa de
metronida-zol a 0,022g×L−1. De acordo com a figura 3.1, observa-se a existência de três bandas de
absorção. A banda com máximo localizado emλ= 320nm foi escolhida para ser usada na
ela-boração da curva de calibração por apresentar maior intensidade. De acordo com a literatura84
o metronidazol apresenta tal absorção na faixa de 200 a 350nm.
A figura 3.2 apresenta o gráfico com os valores de absorbância versus concentração usados
na curva de calibração. Considerando a relação existente entre a absorbância e a concentração
da solução dada pela lei de Lambert-Beer, equação 2.1, tem-se que o coeficiente angular da
reta gerada fornece o valor de absortividade (α=εb). O valor obtido para a absortividade do
metronidazol foiε= 54806g−1×cm2.
com-partimento B da célula de permeação, os valores de permeabilidade das diferentes membranas
puderam ser calculados em relação ao metronidazol.
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
1.6
1.8
0.005
0.01
0.015
0.02
0.025
0.03
Absorbância
C (g/m
3)
3.2 Espectroscopia na região do infravermelho
A técnica FTIR-ATR com ângulo variável foi utillizada nesse trabalho com o objetivo de,
através da variação no ângulo de incidência, obter-se espectros mais representativos da
su-perfície das membranas. Para se determinar a faixa de ângulo a ser utilizada, a primeira
providência foi determinar o ângulo crítico de acordo com a equação 1.16. Utilizando um
valor de 1,50 para o índice de refração da quitosana85, 86 e 2,40 para o cristal de seleneto de
zinco (ZnSe)76, foi obtido um valor de ângulo crítico de 38,7◦. A partir desse valor, os ângulos
escolhidos foram 39◦, 45◦e 60◦.
A tabela 3.1 fornece algumas informações características de cada ângulo utilizado, como
valores de profundidade de penetração (dp), número de reflexões e ângulo efetivo, que foram
calculados utilizando-se as respectivas equações 1.18, 1.19 e 1.20, já descritas na seção 1.7.
Tabela 3.1: Características de cada ângulo utilizado na técnica FTIR-ATR.
θescala θef etivo n◦de reflexões dp(µm)p/ν = 1.600 cm−1
39◦ 41,2◦ 19,0 5,32
45◦ 45,0◦ 16,6 1,25
60◦ 54,0◦ 12,1 0,69
Observa-se que, quanto maior o ângulo de incidência, menor o número de reflexões e o
grau de penetração na amostra; e conclui-se que, utilizando-se um ângulo de incidência de
60◦com grau de penetração de 0,69µm, é possível se obter um espectro mais representativo da
superfície das membranas hidratadas, em relação a um ângulo de incidência de 39◦, com grau
de penetração de 5,32µm. Deve-se citar que as membranas hidratadas possuem espessura na
faixa de 69 e 72µm.
A figura 3.3 apresenta os espectros da quitosana pura obtidos usando os dois lados da
mem-brana, a um ângulo de incidência de 45◦. O lado A refere-se à face inferior da membrana, que
secou em contato com a placa de Petri, enquanto o lado B refere-se à face superior que secou
