Expressão de Pentraxina 3 no líquido amniótico e imunolocalização das membranas corioamnióticas de gestações de termo e complicadas por parto pré-termo / Laura Fernandes Martin. - Botucatu, 2013
Dissertação (mestrado) - Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Medicina de Botucatu
Orientador: Márcia Guimarães da Silva
Coorientador: Rodrigo Paupério Soares de Camargo Capes: 21104000
1. Líquido Amniótico - Exame. 2. Gravidez - Complicaçôes. 3. Trabalho de parto - Complicações e sequelas. 4. Prematuros.
ŕ
Deus marcou o tempo certo para cada coisa.
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Ao meu avô Vitório, exemplo de bondade e serenidade
pelos ensinamentos, incentivos e pela confiança durante todos esses anos.
Ao meu co-orientador Prof. Dr. Rodrigo Paupério Soares de Camargo
pelo apoio ao meu trabalho e pela oportunidade de
parceria com a Faculdade de Medicina de Jundiaí.
Agradeço aos meus pais Mara e Rodney por todo apoio, incentivo e amor incondicional. Essa é só mais uma das muitas conquistas que serão dedicadas a vocês.
Ao Mario, meu amigo de todos os momentos, companheiro de todas as jornadas, e amor pra vida toda. Obrigada por estar sempre ao meu lado.
À toda minha família, especialmente aos meus avôs, por todas as preces e orações pra me abençoar.
À minha irmã e meu cunhado por tudo que vocês representam na minha vida.
Com um carinho muito especial agradeço aos meus colegas do Laboratório de Imunopatologia da Relação Materno-fetal: Jossimara, Camila, Larissa, Bruna, Mariana, Eliane, Heloise e Carol.
Aos meus queridos amigos: Amanda, Carol, Gabriel, Juliana e Natália, não tenho palavras pra agradecer a amizade que nasceu desses anos de convivência.
À Doutora Andréa Tristão por todo ensinamento e pela oportunidade que me foi dada de acompanhar de perto a prática de ginecologia em seus ambulatórios.
À tia Jô por todo o carinho e apoio ao meu trabalho.
Agradeço aos docentes, residentes e funcionários do Departamento de Patologia da Faculdade de Medicina de Botucatu.
Agradeço também aos médicos, residentes e funcionários do Departamento de Tocoginecologia do Hospital Universitário da Faculdade de Medicina de Jundiaí.
Tenho o imenso prazer de agradecer a todas as gestantes que fizeram parte desse trabalho.
SUMÁRIO
Capítulo I
Revisão da literatura……….……….. 3
Referências bibliográficas……….…….…. 22
Capítulo II Article: PTX3 expression in amniotic fluid and immunolocalization in amniochorion membranes of women in term pregnancy and in spontaneous preterm delivery Abstract……….….. 34
Introduction……….………. 35
Methods………..……….. 36
Biological sample collection……….…… 36
Enzyme Immunoassay (ELISA)………...………. 37
Immunohistochemistry ………... 37
Statistical analysis……….. 38
Results………..……….……. 39
Sociodemographic and obstetrics characteritics………..….… 39
PTX3 concentration in amniotic fluid……….... 39
Immunohistochemistry detection on PTX3 in amniochorion membranes……….……….... 39
Discussion……….………... 40
Introdução
A gestação é uma fase caracterizada por alterações fisiológicas, hormonais e imunológicas
do organismo materno. Do ponto de vista imunológico, a gestação somente é possível porque
uma complexa rede imunorregulatória é disparada com objetivo único de desenvolver um estado
de tolerância materno-fetal e permitir a implantação e manutenção do concepto até que haja
condições de sobrevivência fora da cavidade uterina. Entre os fatores envolvidos nessa complexa
rede imunomodulatória para a tolerância e regulação do desenvolvimento fetal e formação da
placenta, destacam-se: a influência hormonal sobre o sistema imune materno, o reconhecimento
das moléculas do Complexo Principal de Histocompatibilidade (CPH) paterno, as citocinas
liberadas no meio, o controle da citoxicidade direta das células Natural Killer uterinas e atividade
das células T regulatórias1-5
.
Além das alterações imunológicas, a gestação é caracterizada por alterações fisiológicas e
hormonais. Dentre as alterações fisiológicas, há um amplo espectro que varia desde alterações
ectoscópicas até alterações dos sistemas cardiovascular, respiratório, gastrointestinal, urinário e
da pélve. Dentre as funções hormonais destacam-se a nutrição, desenvolvimento e crescimento
fetal, além dos efeitos de relaxamento da musculatura uterina e elasticidade da parede uterina,
bem como do canal cervical para facilitação do nascimento6,7
.
Os mecanismos que controlam a duração da gestação na espécie humana e o início do
trabalho de parto têm sido objeto de diversos estudos. No final da gestação, fatores favoráveis ao
parto são secretados para mediar o remodelamento do colo uterino e o útero é estimulado a
iniciar as contrações coordenadas8
. Dá-se início a sincronização da atividade miometrial que se
manifesta como contrações uterinas, a mudança na estrutura da cérvice e a rotura das
membranas fetais. Esses processos distintos e interdependentes envolvem eventos anatômicos,
fisiológicos, bioquímicos, imunológicos, endócrinos e neurais9 e culminam no remodelamento
cervical, na contratilidade uterina e no enfraquecimento das membranas, que juntos permitem a
expulsão do feto após a 37ª semana de gestação10,11
Aspectos Imunológico da Gestação
A função do sistema imune é a defesa do organismo contra micro-organismos infecciosos
e substâncias não próprias do hospedeiro. Essa defesa é mediada por reações iniciais da
imunidade inata e respostas tardias da imunidade adquirida. A imunidade inata ou natural é a
linha de defesa primária já constituída antes do estabelecimento da infecção, respondendo rápida
e essencialmente da mesma maneira à sucessivas infecções. É composta por barreiras físicas e
químicas, tais como epitélio, produtos antibacterianos, células fagocitárias, células Natural Killer,
proteínas do sangue e citocinas12. Determinados componentes da imunidade natural reconhecem
estruturas que são características de patógenos microbianos e não estão presentes nas células
dos mamíferos. A imunidade adquirida ou adaptativa é a resposta específica à exposição a longo
prazo a um agente infeccioso, mediada por linfócitos T e B e suas principais características
incluem a especificidade de distinguir as diferente moléculas e a habilidade de responder com
maior intensidade às exposições subsequentes ao mesmo micro-organismo. As respostas da
imunidade inata e adaptativa formam etapas contínuas e inter-relacionadas12.
O início da reação de defesa do organismo começa pelo reconhecimento do
micro-organismo pelo sistema imunológico como potencialmente prejudicial. Os micro-micro-organismos não
são reconhecidos na sua complexidade como um todo, mas sim, em vários conjuntos de regiões
moleculares altamente conservadas que são encontradas em diversos grupos de
micro-organismos. Esses padrões moleculares associados a patógenos (PAMPs) são os desencadeadores
da resposta imunológica. Estruturas moleculares semelhantes ou mesmo idênticas aos PAMPs
estão presentes em células do próprio hospedeiro, porém, em condições normais, estas
moléculas estão presentes apenas no interior do citoplasma celular, longe do alcance do
mecanismo de reconhecimento. As células do hospedeiro que sofrem apoptose ou necrose têm
seus PAMPs expostos em sua superfície ou até mesmo liberados para o espaço extracelular,
As moléculas constituintes do sistema imune que estão envolvidas no processo de
reconhecimento dos PAMPs de origem microbiana ou de estruturas próprias modificadas são
representadas pela linha germinativa de receptores codificados, conhecidos como moléculas ou
receptores de reconhecimento de padrões (PRRs)15. No corpo humano, os PRRs estão presentes
associados a células ou como moléculas de reconhecimento solúveis. Os PRRs associados às
células estão localizados na maioria dos tecidos e são representados pelos receptores de
sinalização Toll-like, lectinas tipo C, receptores scavengers e Nod-like receptors12. As moléculas de
fase fluida (PRRs solúveis) representam ancestrais evolutivos de anticorpos específicos de
antígenos16,17,18
. Este grupo heterogêneo de moléculas consiste em três subgrupos: as colectinas,
as ficolinas, e as pentraxinas, estando todos os três envolvidos na ativação do sistema
complemento e na opsonização de patógenos19,20.
Durante a gestação há uma regulação fisiológica da resposta imune materna para
prevenir a rejeição do aloenxerto fetal 21
. O reconhecimento do feto como aloenxerto por
Mendawar22
, devido à contribuição de aloantígenos paternos, desencadeou a elaboração da
teoria de que o sistema reprodutor feminino tem um privilégio imunológico durante a gestação,
ou seja, há um estado imunológico de tolerância por um período de tempo programado23
. O
desenvolvimento de tolerância imunológica do binômio materno-fetal ocorre desde o início da
gestação quando há interação dos antígenos paternos, que fazem parte do enxerto fetal, com as
células maternas. Essa interação desencadeia alterações importantes que serão responsáveis pela
adaptação do organismo materno à gestação. Não há dúvida de que a tolerância materna ao
enxerto feto-placentário é resultado da integração de numerosos mecanismos de diferentes
origens e modo de ação, que atuam em sinergismo, permitindo o sucesso da gestação24.
A teoria de que a gestação era apenas um estado anti-inflamatório, apoiada por dados de
pacientes que apresentaram um fenótipo Th1 em casos de aborto contra um fenótipo Th2 em
gestações normais25 foi substituída pelo paradigma Th1/Th2, o qual teoriza que o sucesso da
pró-inflamatórias, que se modifica ao longo da gestação normal26,27. O perfil Th1 é caracterizado pela
produção principalmente de citocinas com atividade pró-inflamatória, como as interleucinas (IL)
IL-1, IL-2, IL-6, IL-12, IL-15, IL-18, inte fe o γ IFN-γ e fato de e ose tu o al α TNF-α ,
enquanto o perfil Th2 está principalmente envolvido na produção de citocinas com atividade
anti-inflamatória como IL-4, IL-5, IL-10, IL-13 e o fator estimulante de colônias de granulócitos e
macrófagos (GM-CSF)28
.
O primeiro trimestre da gestação é mediado por resposta imune de perfil Th1, visto que
uma intensa resposta pró-inflamatória é necessária durante essa fase para permitir o reparo
adequado do epitélio uterino diante dos danos consequentes da implantação do feto e a remoção
de debris celulares27,28
. No segundo trimestre o predomínio passa a ser de resposta imune de
perfil Th2, pois esse é um período de rápido crescimento e desenvolvimento fetal e o aumento de
citocinas com atividade anti-inflamatória é de extrema importância para a manutenção da
gestação29
. No terceiro trimestre o predomínio volta a ser de perfil Th1, visto que os processos
fisiológicos do parto são mediados por citocinas com atividades pró-inflamatória e a resposta de
perfil Th1 é necessária para permitir a remoção adequada de fragmentos placentários além de
preparar o útero para defrontar possíveis patógenos no período pós-parto10
.
O paradigma Th1/Th2 foi recentemente reconstituído, passando a incluir uma terceira
população de células T auxiliares que produzem IL-17, as quais são designadas como células Th17.
O perfil Th17 tem papel específico na defesa do hospedeiro contra bactérias e fungos30
, nas
doenças autoimunes e rejeição de transplantes 31,32 e a presença de um desequilíbrio entre
Th17/Treg estaria associado com abortos recorrentes e pré-eclâmpsia33,34. Treg são um subtipo de
células T CD4+ capazes de suprimir a atividade de linfócitos auto-reativos35 de bloquear a secreção
de imunoglobulinas pelas células B, de estimular a atividade citotóxica de células NK e de agir na
maturação de células dendríticas. Desta maneira, a ação Treg resulta na indução de tolerância
Para manutenção da gestação é importante o controle da expressão de moléculas do CPH
de classes I e II durante a implantação do trofoblasto. Essas moléculas de classe I e II participam
da indução da resposta imune devido à apresentação de peptídeos antigênicos para as células T
citotóxicas, enquanto as moléculas de classe II expõe os peptídeos às células T auxiliares12.
Outro componente importante do privilégio imunológico é a progesterona (P4), um
imunomodulador essencial para a sobrevivência do aloenxerto fetal. A progesterona bloqueia a
proliferação linfocítica, modula a produção de anticorpos, diminui o burst oxidativo dos
monócitos, reduz a produção de citocinas pró-inflamatórias por macrófagos em resposta a
produtos bacterianos e favorece a produção de IL-1023,38-40
.
Mecanismos envolvidos no parto à termo
O processo de parto é definido como o conjunto de eventos anatômicos, fisiológicos,
bioquímicos, endócrinos, imunológicos e clínicos que ocorrem na gestante e/ou no feto, podendo
ocorrer a termo ou prematuramente41. As três etapas fisiológicas interdependentes envolvidas
nesse processo são: 1) início de contrações uterinas que aumentam de frequência e de amplitude
com o decorrer do parto; 2) o encurtamento do corpo uterino devido as contrações, e
apagamento e dilatação progressivos da cérvice e do colo uterino, e por fim, 3) o
enfraquecimento e a rotura das membranas coriamnióticas na região que se sobrepõe à cérvice,
expulsando feto e placenta para o exterior6,10
.
Durante o trabalho de parto e o esvaecimento cervical ocorre influxo de leucócitos,
principalmente neutrófilos e macrófagos, para a cérvice, miométrio e membranas
corioamnióticas. Na cérvice, ocorrem mudanças imunológicas, como a diminuição dos níveis de
P4, desencadeando a produção de IL- β, IL-6, IL-8 e TNF-α po leu ó itos, élulas epiteliais e
células do estroma42,43,44
. As citocinas inflamatórias podem levar ao esvaecimento cervical de
metaloproteinases (MMPs). Além disso, a IL- β alé de egula a di i uição da e p essão de
inibidores dessas MMps45
atua em diversos tipos celulares, aumentando a produção de
ciclooxigenase-2 (COX-2) e prostaglandina E2 (PGE2), mediador eficaz para a indução da dilatação
cervical. O aumento de óxido nítrico em gestações a termo está relacionado à vasodilatação,
facilitando o tráfico de leucócitos46
. A IL-8 é a citocina responsável pela migração de neutrófilos
periféricos em direção à cérvice e concentrações elevadas de fator estimulador de colônias de
granulócitos (G-CSF) também podem estimular a proliferação de neutrófilos47.
O padrão das alterações induzidas por citocinas pró-inflamatórias também parece ocorrer
no miométrio e nas membranas corioamnióticas. O aumento das concentrações de IL-1β e TNF-α
estimula a liberação de ácido araquidônico48
e a ativação do metabolismo de fosfolipídios, com
consequente aumento da produção de prostaglandinas pelo miométrio49. Durante o trabalho de
parto tanto a PGE2 quanto a ocitocina elevam a concentração de cálcio intracelular nas células do
miométrio, que é necessária para efetividade das contrações uterinas50
.
Estrutura e Função dos Anexos Embrionários
A placenta, o cordão umbilical e as membranas corioamnióticas constituem os anexos
embrionários6
. Os anexos embrionários atuam conjuntamente, permitindo a ocorrência de trocas
gasosas entre mãe e feto, além de atuarem como mecanismos protetores físicos e imunológicos.
A Placenta
A decídua, caracterizada pelo endométrio gravídico, é constituída por três regiões: a
decídua basal, parte que forma o componente materno da placenta; a decídua capsular, a parte
superficial que cobre o concepto; e a decídua parietal, representada por toda a parte restante da
decídua51
A placenta, órgão quimérico constituído por uma porção materna derivada do
endométrio e uma porção fetal originária do saco coriônico52
, tem seu desenvolvimento iniciado
com a proliferação do trofoblasto e a formação do saco coriônico e das vilosidades coriônicas. As
vilosidades coriônicas recobrem todo saco coriônico e, com o crescimento desse saco as
vilosidades são comprimidas e se degeneram, formando uma área relativamente avascular,
chamada córion liso. Com o desaparecimento das vilosidades do córion liso, um rápido aumento
das vilosidades da decídua basal no saco coriônico dá origem ao córion viloso. São essas
vilosidades coriônicas que prendem o saco coriônico a decídua basal51.
A placenta funciona como fonte da qual o feto em desenvolvimento deriva seu sustento
nutricional e obtém o seu metabolismo e requisitos imunológicos53,54
.
O cordão umbilical
O cordão umbilical, normalmente inserido na região central da superfície fetal da
placenta, é formado por duas artérias e uma veia envolvidas por tecido conjuntivo múcoide,
(geléia de Wharton) sendo totalmente revestido pelo âmnio funicular51,55 .
Em condições normais o cordão umbilical mede cerca de 50 cm a termo e apresenta
aparência espiralada. Cordões extremamente curtos ou longos estão associados a complicações
neonatais53. Fetos com ausência ou diminuição expressiva do tamanho do cordão umbilical
podem ter defeitos graves e fatais da parede abdominal ou mesmo alterações no
desenvolvimento cognitivo, além de serem submetidos a um maior risco de avulsão do cordão
durante o trabalho de parto, aumentando a chance de sangramento com asfixia perinatal. Fetos
com cordões longos tem maior risco de sofrerem asfixia perinatal por estrangulamento. Cordões
muito finos podem também causar restrição de crescimento intra-uterino56
As Membranas Corioamnióticas
As membranas corioamnióticas, formadas pelo âmnio, cório e decídua, são uma estrutura
multiestratificada de grande importância para o desenvolvimento gestacional. Elas apresentam
papel fundamental na manutenção do volume do líquido amniótico e acomodação do feto ao
longo da gestação e também desempenham papel protetor contra infecções ascendentes do trato
genital inferior51,57
. O âmnio é a camada mais interna que reveste todo o saco coriônico e tem
contato direto com o líquido amniótico. É histologicamente composto por uma monocamada de
células epiteliais cubóides. O cório liso é formado a partir do blastocisto implantado no pólo da
cavidade endometrial. A fusão entre essas duas camadas, que ocorre por volta da 16ª semana de
gestação, devido ao crescimento mais acelerado do saco amniótico do que do coriônico, origina
as membranas corioamnióticas58.
As membranas corioamnióticas são constituídas por diversos tipos celulares e pela matriz
extracelular (MEC)59
. A MEC é composta por proteínas fibrosas, colágeno e um gel polissacarídeo
que garantem a estrutura arquitetônica e a força tênsil das membranas. A maior resistência à
tração, característica principal das membranas corioamnióticas, é proporcionada pelos colágenos
intersticiais do tipo I e III, em conjunto com pequenas quantidades de colágeno tipo V, VI e VII. O
colágeno tipo IV presente na membrana basal (conectora do âmnio com o cório) fornece a base
para a estruturação de outras proteínas não derivadas de colágeno60. Os tipos V e VII são
colágenos fibrilares presentes em menores quantidades na MEC e proporcionam função adicional
ao colágeno tipo IV ao longo da membrana basal. Outros componentes não colagenosos da MEC
incluem: laminina, elastina, proteoglicanas, microfibrilas, fibronectina, decorina, plasminogênio e
integrinas60,61,62. A diminuição na força tênsil das membranas corioamnióticas com a proximidade
do parto combinada ao aumento da pressão exercida pelo peso do feto e do líquido amniótico,
desencadeia a rotura fisiológica dessas membranas, um evento não completamente elucidado,
Durante a gestação as membranas corioamnióticas são submetidas ao processo de
remodelação colagenolítica programado, para acomodar o aumento do volume de líquido
amniótico e da pressão uterina com o avanço gestacional62,63-65
. Os componentes moleculares da
MEC das membranas corioamnióticas são altamente resistentes à ação das proteases
extracelulares e o controle colagenolítico é mediado pelas MMPs66
. As MMPs são enzimas
endógenas zinco dependentes67
capazes de degradar o colágeno presente na MEC. O controle da
ação das MMPs é feito pelos inibidores teciduais de metaloproteinases (TIMPs)68 e o equilíbrio
entre eles e as MMPs, com a formação de complexos na razão de 1:1 inibe a atividade proteolítica
das MMPs na degradação do tecido69
. Outro fenômeno bioquímico responsável pelo rompimento
das membranas fetais é a morte celular programada ou apoptose. As células epiteliais do âmnio
submetem-se a um processo de morte celular programada associado à degradação da MEC.
Alguns mediadores como prostaglandinas, citocinas e hormônios regulam, entre outros efeitos, a
expressão e atividade de enzimas que degradam a MEC das membranas70
. Esses achados sugerem
que a rotura das membranas corioamnióticas é provavelmente o resultado de alterações
bioquímicas e forças físicas, atuando conjuntamente57
.
O Líquido Amniótico
O líquido amniótico desempenha papel fundamental para o desenvolvimento da
gestação, sendo algumas de suas funções: difundir impactos, permitir a mobilidade fetal, prevenir
a adesão do âmnio ao feto e possibilitar o desenvolvimento normal dos pulmões fetais71,72
. O
principal constituinte do liquido amniótico é a água (cerca de 98%), sendo que no início da
gestação essa água é originada a partir do plasma materno, o qual passa para dentro da cavidade
amniótica através das membranas fetais por ação das pressões hidrostática e osmótica72
. Com o
desenvolvimento dos sistemas respiratório e urinário do feto, a produção do líquido passa a ser
outros constituintes do líquido amniótico são componentes orgânicos (proteínas) e inorgânicos
(carboidratos, gorduras, hormônios e enzimas) não dissolvidos51
.
Muitos dos componentes da resposta imune inata foram identificados no líquido
amniótico e suas propriedades antimicrobianas, como prevenção e limitação de infecções, têm
sido relatadas na literatura72,74
. Dentre essas substâncias destacam-se: as citocinas, defensinas de
neutrófilos (HNP), defensinas humanas (HBD) e pentraxinas. Além desses mediadores, outras
moléculas também foram descritas, tais como lactoferrinas, lisozimas, proteínas surfactantes A
(SP-A) e calprotectina. A combinação de expressão apropriada e a atividade natural dessas
moléculas podem ser cruciais para o sucesso da gestação e para o nascimento a termo74,75
.
Em algumas situações adversas o líquido amniótico pode conter substâncias
potencialmente prejudiciais para o feto. A presença de mecônio no líquido ocorre em mais de 7%
dos nascimentos, frequentemente no terceiro trimestre gestacional. O mecônio inalado pode
causar a síndrome de aspiração de mecônio, na qual o desconforto respiratório resultante ocorre
possivelmente por obstrução mecânica das vias respiratórias, no entanto, o dano maior é de que
se desenvolva, após algumas horas de vida, pneumonite química secundária e infecção76
.
Parto pré-termo e invasão microbiana da cavidade amniótica
O trabalho de parto pré-termo (TPP) é uma importante intercorrência obstétrica que
acomete de 5 a 10% das gestações57,77
. É a maior causa de morbidade e mortalidade neonatal, e
apesar dos novos tratamentos e estratégias de prevenção, sua incidência tem diminuído muito
pouco nos últimos anos78. Mais de 40% dos nascimentos prematuros estão associados com
infecção intra-amniótica79-82, entretanto essa porcentagem é provavelmente subestimada, visto
que o diagnóstico de infecção pelo método de cultura nem sempre é realizado.
A rotura prematura das membranas (RPM) tem etiologia multifatorial57,83
acometendo de
denominada rotura prematura de membranas pré-termo (RPM-PT). A RPM-PT tem uma relação
estreita com a prematuridade, pois se estima que é a causa de mais de 30% dos nascimentos
prematuros57,84,86-88
. Vários micro-organismos têm sido associados à patogênese do parto
pré-termo, especialmente através da ascensão do trato genital inferior9, com subsequente
recrutamento neutrofílico para as membranas corioamnióticas e instalação de corioamnionite. A
corioamnionite clínica, frequentemente denominada de infecção intra-amniótica ou amnionite,
acomete de 1% a 2% dos partos de termo e 5% a 10% dos partos pré-termo, havendo aumento
dessa incidência quando há RPMpor tempo prolongado e seu diagnóstico é geralmente definido
o o p ese ça de te pe atu a ≥ , °C e pelo e os dois dos segui tes a hados: ta ui a dia
materna (acima de 120 bpm), leucocitose materna (acima de 18.000 células/mm3), presença de
sensibilidade uterina, líquido amniótico purulento ou de odor fétido ou taquicardia fetal (acima
de 160 bpm)89
. A corioamnionite histológica é definida pela presença de leucócitos
polimorfonucleares nas estratificações das membranas corioamnióticas, podendo também ser
avaliada a densidade e degeneração tecidual para estimar a intensidade e progressão da resposta
inflamatória materna90,91,92
.
A presença de micro-organismos no líquido amniótico de gestantes em TPP tem sido
descrita na literatura93-96
. Nesse sentido, Marconi et al.97
demonstraram infecção polimicrobiana
da cavidade amniótica em gestantes que apresentaram essa intercorrência gestacional,
corroborando os achados de DiGiulio et al.93
Os patógenos mais frequentemente isolados no
líquido amniótico de pacientes com infecção intra-amniótica são comumente encontrados na
microbiota vaginal, incluindo Gardnerella vaginalis, Escherichia coli, Leptotrichia amnionii,
Bacterioides fragilis, Prevotella bivia, Mycoplasma hominis e Ureaplasma urealyticum98. A
vaginose bacteriana, caracterizada pelo predomínio desses micro-organismos em detrimento dos
lactobacilos99
, está intimamente associada ao risco aumentado de parto prematuro100
.
Além da presença ou ausência de patógenos na cavidade intra-amniótica, outros fatores
de diferentes mediadores, consequentes da variabilidade genética presente na população, podem
atuar no desfecho gestacional. A adesão dos micro-organismos às células do hospedeiro é um
pré-requisito para a patogenicidade e componentes de membrana e outros fatores de virulência
são de extrema importância101,102. Kasper et al. 103 encontraram correlação positiva entre
concentração de bactérias no líquido amniótico e processo inflamatório, evidenciado pelo
aumento dos níveis de IL-8 e ocorrência de parto pré-termo, corioamnionite e sepse precoce.
Nesse contexto, Menon et al.104 descreveram que o perfil e a concentração de citocinas é
diferente dependendo do tipo bacteriano envolvido, o que sugere que a infecção e a resposta
inflamatória como potenciais causas de TPP não são homogêneas.
A principal consequência da prematuridade tanto no TPP quanto de RPM-PT são os
resultados neonatais adversos, que além de freqüentes causam uma série de efeitos deletérios a
curto, médio e longo prazo, como por exemplo: sepse, meningite, doença de membrana hialina,
enterocolite necrosante, hemorragia peri-intraventricular e outros. A sepse associada ou não à
meningite (em até 25% dos casos) é um problema freqüente e grave. Sua incidência varia com o
nível de assistência e a população envolvida, acometendo cerca de 3% nascidos vivos. A gravidade
da sepse é representada por sua alta taxa de mortalidade, que varia de 10 a 50 %. Com relação à
meningite, a preocupação reside não apenas em sua alta taxa de mortalidade, mas também na
elevada frequência de sequelas, observadas em até 50% dos sobreviventes105. A doença de
membrana hialina é o distúrbio respiratório mais freqüente nos recém-nascidos prematuros,
acometendo até 30% dos mesmos106
. A enterocolite necrotizante é uma das emergências
cirúrgicas mais comuns do trato gastrointestinal no período neonatal, acometendo
particularmente os prematuros. A hemorragia peri-intraventricular, considerada a principal
patologia neurológica do recém-nascido, está relacionada em muitos casos ao desenvolvimento
de hidrocefalia pós-hemorrágica além de comprometimento cognitivo e/ou motor a longo
através da diminuição da incidência de TPP e RPM-PT pode modificar o prognóstico a que esses
recém-nascidos podem estar submetidos.
Pentraxinas na Imunidade Inata
As pentraxinas são componentes prototípicos do braço humoral da imunidade inata,
constituindo uma superfamília de proteínas multifuncionais altamente conservadas durante a
evolução, na qual todos os membros contêm em sua região carboxiterminal um domínio de
aproximadamente 200 aminoácidos, no qual há uma sequência conservada de 8 aminoácidos
H C “/TW “, o de é ual ue a i oá ido de o i ada assi atu a pe t a i a 20,108
. Essas
moléculas receberam tal denominação devido a sua estrutura multimérica de 5 subunidades e a
partir de sua estrutura primária foram divididas em pentraxinas de cadeias curtas e longas, as
quais diferem entre si tanto estruturalmente quanto em sua organização gênica, localização
cromossomal e fontes celulares produtoras16
.
A primeira pentraxina de cadeia curta descoberta durante 1930 foi a proteína C-reativa
(PCR), a qual foi identificada e purificada de soro de pacientes com Pneumoccoccus
pneumoniae109,110. A PCR foi originalmente nomeada pela sua habilidade de ligar-se de forma
cálcio-dependente ao polissacarídeo C de Streptococcus pneumoniae108. Subsequentemente foi
incluído no grupo das pentraxinas de cadeia curtao componente amiloide P sérico (SAP), devido à
sequencia de aminoácidos homólogos a PCR111,112,113
. Apesar da estrutura bastante semelhante,
essas proteínas apresentam diferenças notáveis em seus níveis séricos basais, visto que
aproximadamente 6 horas após o início da resposta inflamatória, os níveis séricos de PCR já estão
alterados, enquanto os níveis de SAP são mantidos relativamente estáveis mesmo durante fases
agudas16
. Essas mudanças durante a resposta de fase aguda ocorrem principalmente em resposta
à citocinas pró-inflamatórias como IL-6 e IL-1, que estimulam hepatócitos a produzirem níveis
No início da década de 1990, uma nova pentraxina foi identificada como um gene indutor
de IL-1 em células endoteliais (PTX3) ou como um gene estimulador de TNF em fibroblastos
(TSG-14) 116,117
. A estrutura principal dessa nova pentraxina diferenciava-se da estrutura da PCR e SAP
por conter um domínio aminoterminal longo de 174 aminoácidos acoplado ao domínio
carboxiterminal, não presentes nas pentraxinas de cadeias curtas108
. Essa diferença estrutural
tornou a PTX3 o primeiro membro do grupo pentraxinas de cadeia longa. Outros membros desse
grupo foram posteriormente identificados, os quais compartilham da mesma organização
estrutural geral da PTX3. Dentre eles estão: pentraxina neuronal 1 e 2 (NP1 e NP2) e PTX4.
Pentraxina 3
O gene PTX3 humano localiza-se no cromossomo 3q25, sendo organizado em três éxons
separados por dois íntrons. Os dois primeiros éxons codificam o peptídeo principal e o domínio
aminoterminal da proteína e o terceiro exón codifica o domínio pentraxina localizado na região
carboxiterminal20,108. A proteína PTX3 contem 381 aminoácidos, sendo 203 no domínio
carboxiterminal e 178 no domínio aminoterminal e sua forma madura tem peso molecular de
40kDA108
.
A PTX3 foi originalmente identificada em células endoteliais e fibroblastos, tendo sua
expressão rapidamente induzida por diversos estímulos inflamatórios, como citocinas (IL-1 e
TNF- ), agonistas de TLRs, LPS, proteína externa de membrana A (OmpA) e micro-organismos
intactos118,119
. Esses mesmos sinais inflamatórios podem induzir a expressão de PTX3 por outros
tipos celulares108,114,120-122
,incluindo células dendríticas mielóides, macrófagos, células epiteliais do
rim, células sinoviais, condrócitos, adipócitos, células epiteliais alveolares, células da glia, células
mesangiais, células da granulosa e células a musculatura lisa116,118,123-127
. Diferentemente das
células anteriormente citadas, os neutrófilos não são capazes de expressar PTX3 em resposta a
em grânulos específicos (lactoferrina+), caracterizando um reservatório de rápida liberação para o
espaço extracelular, após a ativação dos neutrófilos por estímulos apropriados16,20,128
.
As principais vias de sinalização intracelular responsáveis pela regulação gênica de PTX3
são as vias do NF-κB e AP-1, que são fatores de transcrição presentes na região promotora do
gene PTX3129,130
. A via AP-1, que é responsável pela produção basal de PTX3129,130
, está envolvida
com a transdução de sinais intracelulares através de proteínas cinases associadas a mitógenos
(MAPKs)131. Chi et al.131 demonstram que as MAPKs desempenham papel tanto na regulação de
citocinas pró quanto anti-inflamatórias. Diferentemente da produção basal, a produção de PTX3
em resposta a citocinas pró-inflamatórias ocorre através da via do NF-κB, ue te i ício com o
reconhecimento de um PAMP por um PRR na superfície celular. A ativação do PRR desencadeia o
recrutamento de várias moléculas de sinalização dentro do citoplasma, sendo que a primeira
molécula recrutada é a proteína MyD88, a qual possui um domínio denominado TIR que se liga ao
domínio TIR do PRR. A segunda molécula recrutada no complexo de sinalização é cinase associada
ao receptor de IL-1 (IRAK), que contém um domínio que interage com a molécula MyD88. Quando
a IRAK é recrutada, ela sofre autofosforilação e se desliga da MyD88, ativando o fator 6 associado
ao TNF-R (TRAF-6). O TRAF-6 ativo desencadeia a cascata da cinase IκB leva do a ativação do NF
-κB12
. A ativação do NF-κB esulta a expressão de diversos genes que codificam importantes
citocinas como IL- β, TNF-α e IL-6. A IL- β e TNF-α atua o o fo tes i duto es da p odução de
PTX3 por diversos tipos celulares16,116
, enquanto a IL-6 atua como um fraco indutor121.
Interessantemente, outras citocinas apresentam papéis divergentes na produção de PTX3.
É conhecido que IFN-γ eduz a p odução de PTX po élulas de d íti as e o ó itos at avés da
inibição de sua transcrição e redução da estabilidade da proteína transcrita125,132. Por outro lado a
IL-10 amplifica a produção de PTX3 estimulada por LPS132
. Já as citocinas IL-4 e IL-13 não parecem
produzir efeito na produção de PTX3108
As propriedades multifuncionais exercidas pela PTX3 devem-se, em parte, pela sua
capacidade de interação com um amplo espectro de ligantes, como demonstrado na Tabela 1
adaptada de Deban et al.133
.
Principais Ligantes de PTX3 Consequências da interação
Micro-organismos Aumento da opsonização, melhoria da fagocitose
OmpA de Klebisiela pneumoniae Amplificação da resposta inflamatória
C1q Ativação da via clássica do sistema complemento
Fator H Modulação da via alternativa do sistema complemento
Lecitina ligante de manose (MBL) Amplificação da resposta inume mediada pelo sistema complemento
Ficolina-2 Amplificação da resposta inume mediada pelo sistema complemento
Células apoptóticas Inibição do clearance
P-selectina Atenuação do recrutamento de leucócitos no local da inflamação
Fonte: Adaptado de Deban et al, 2011.
Dentre os principais micro-organismos reconhecidos pela PTX3 estão alguns fungos como
Aspergillus fumigatus, Paracoccidoides brasiliensis, bactéria Gram-positivas e Gram-negativas
como Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella thyphimurium, Neisseiria
meningitides, Klebsiella pneumoniae e alguns vírus como citomegalovírus e influenza tipo A134-138.
Em alguns casos específicos de reconhecimento microbiano, a PTX3 pode amplificar a resposta
inflamatória, como ocorre na interação entre PTX3 e KpOmpA (proteína externa de membrana A
de K. pneumoniae). KpOmpA é reconhecida pelos receptores scavenger LOX-1 e SREC-1, induzindo
uma resposta pró-inflamatória em colaboração com o TLR2. Ao mesmo tempo, a KpOmpA induz a
leva ao aumento da inflamação local induzida pelo KpOmpA, através de um maior recrutamento
de células e aumento de produção de citocinas inflamatórias136
.
Outra importante propriedade da PTX3 é sua interação com os componentes chaves das
três vias do sistema complemento (C1q, Fator H, MBL e ficolinas-2), resultando na amplificação do
reconhecimento microbiano e das funções efetoras antimicrobianas mediadas pelo sistema
complemento139-142
.
Além disso, a PTX3 liga-se a células apoptóticas durante fases tardias da apoptose,
inibindo o clearance das mesmas por células dendríticas imaturas e macrófagos, prevenindo a
apresentação de antígenos presentes nas células apoptóticas por células apresentadoras de
antígenos (APCs) 143,144
.
Finalmente, estudos recentes demonstraram que a PTX3 tem a capacidade de se ligar
seletivamente a P-selectina, atuando como um mecanismo de feedback negativo, que previne o
recrutamento excessivo de neutrófilos145
.
Diversos estudos na literatura indicam uma possível correlação entre os níveis
plasmáticos de PTX3 e a severidade de diversas desordens infecciosas como sepse, choque
séptico, infecção por A. fumigatus, tuberculose, doença meningocócica e dengue146-149
. Outros
estudos têm relacionado os níveis de PTX3 a desordens cardíacas isquêmicas150-152
, incluindo
infarto agudo do miocárdio e angina pectoris153-156. Pacientes com vasculites de pequenos vasos,
doença crônica renal e artrite reumatoide apresentaram níveis aumentados de PTX3 no sangue,
plasma e no líquido sinovial, respectivamente157-159
. Além disso, níveis plasmáticos elevados de
PTX3 foram observados em gestações complicadas por pré-eclâmpsia, que caracteriza uma
manifestação clínica de disfunção endotelial122,160-162. Outras complicações gestacionais como o
trabalho de parto prematuro e a corioamnionite também têm sido relacionadas com níveis
elevados de PTX3 no plasma e no líquido amniótico163-166
Pentraxina 3 na Gestação Normal e nas Complicações Gestacionais
Embora esteja muito bem estabelecido na literatura que o sucesso da gestação depende
de uma complexa regulação do sistema imune inato, a PTX3, proteína que corresponde a um
importante componente do braço humoral da imunidade inata, ainda não teve seu papel
elucidado nas gestações normais e nas complicações gestacionais.
Poucos estudos avaliaram a expressão de PTX3 na interface materno-fetal de gestações
normais e os resultados apresentados são conflitantes. Aumento nos níveis de PTX3 com o avanço
da idade gestacional foram observados por diversos autores122,166,167. Rovere-Querini et al.122 e
Cruciani et al.166
observaram um aumento progressivo dos níveis séricos de PTX3 ao longo da
gestação normal, com elevação substancial no momento do parto a termo. No mesmo sentido,
Larsson et al.167 demonstram um aumento contínuo discreto dos níveis séricos de PTX3 até a 31ª
semana, sendo que o aumentos dos níveis após esse período foram mais evidentes, culminando
em um pico imediatamente antes do parto e um rápido decréscimo no pós-parto, reforçando a
ideia de que o trabalho de parto em si é caracterizado por um ambiente pró-inflamatório.
Divergindo desses resultados, Cetin et al.160 não observaram alterações nos níveis plasmáticos de
PTX3 ao longo da gestação.
Com relação à associação entre PTX3 e prematuridade, Cruciani et al.166
observaram
associação entre níveis plasmáticos elevados de PTX3 e TPP e RPM-PT. No mesmo sentido, Assi et
al.163
demonstraram que o parto prematuro espontâneo está associado a um aumento
significativo dos níveis plasmáticos de PTX3 entretanto, essa alteração não foi observada em
níveis vaginais.
Além disso, Cruciani et al.165 demonstraram que PTX3 é um constituinte fisiológico do LA.
A origem da PTX3 presente no LA ainda permanece incerta, porém diversas fontes têm sido
sugeridas, entre elas a produção de PTX3 pelas membranas corioamnióticas122
. Os mesmos
inflamação/infecção intra-amniótica (IAI), achado que sugere que essa proteína desempenha um
papel importante na resposta imune inata contra invasão microbiana da cavidade amniótica.
Corroborando essa ideia, Kacerovsky et al.164
em estudo recente com gestantes com RPM-PT,
demonstraram associação entre corioamninite histológica e níveis aumentados de PTX3 no LA.
Tendo em vista a escassez de estudos que avaliam a atuação da PTX3 na interface
materno-fetal, além da divergência dos resultados obtidos, a investigação da expressão e da
localização de PTX3 na cavidade amniótica é de grande importância para o entendimento da
Referências Bibliográficas*
1. King AE, Critchley HOD, Kelly RW. Presence of secretory leukocyte protease inhibitor in human endometrium and first trimester deciduas suggests an antibacterial protective role. Mol Hum Reprod 2000;6:191-6.
2. Naiman BM, Blumerman S, Alt D, Bolin CA, Brown R, Zuerner R, Baldwin CL. Evaluation of type 1 immune response in naïve and vaccinated animals following challenge with Leptospira borgpetersenii serovar Hardjo: involvement of WC1(+) gammadelta and CD4 T cells. Infect Immun 2002 Nov;70:6147-57.
3. Plevyak M, Hanna N, Mayer S, Murphy S, Pinar H, Fast L, et al. Deficiency of decidual IL-10 in first trimester missed abortion: a lack of correlation with the decidual immune cell profile. Am J Reprod Immunol 2002;47:242-50.
4. Wegmann TG, Lin H, Guilbert L, Mosmann TR. Bidirectional cytokine interactions in the maternal-fetal relationship: is successful pregnancy aTH2 phenomenon? Immunol Today. 1993;14:353-6.
5. Saito S, Sasaki Y, Sakai M. CD4(+)CD25 high regulatory T cells in human pregnancy. J Reprod Immunol 2005;65:111-20.
6. Rezende J. Obstetrícia. 10ª edição. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2005.
7. Berek JS. Tratado de Ginecologia. 14ª edição. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2008.
8. Terzidou V. Biochemical and endocrinological preparation for parturition. Best Pract Res Cl Ob 2007; 21:729-56.
9. Romero R, Espinoza J, Kusanovic JP, Gotsch F, Hassan S, Erez O, et al. The preterm parturition syndrome. BJOG 2006;113:17-42.
10. Peltier MR. Immunology of term and preterm labor. Reprod Biol Endocrinol 2003;1:122.
11. Orsi NM. Cytokine networks in the establishment and maintenance of pregnancy. Hum Fertil (Camb) 2008;11:222-230.
12. Abbas AK, Lichtman AH. Imunologia celular e molecular. 5ª Ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2005.
13. Akira S, Uematsu S, Takeuchi O. Pathogen recognition and innate immunity. Cell 2006;124:783-801.
14. Meylan E, Tschopp J, Karin M. Intracellular pattern recognition receptors in the host reponse. Nature 2006;442:39-42.
15. Kono H, Rock KL. How dying cells alert the immune system to danger. Nat Rev Immunol 2008;8:279-89.
17. Endo Y, Matsushita M, Fujita T. Role of ficolins in innate immunity and its molecular basis. Immunobiology 2007;212:371-9.
18. Holmskov U, Thiel S, Jensenius. Collectins and ficolins: humoral lectins of the innate immune defense. Annu Rev Immunol 2003;21:547-78.
19. Lu J, Marnell LL, Marjon KD, Mold C, Clos TWD, Sun PD. Structural recognition and functional
a tivatio of FCγR i ate pe t a i s. Natu e ; : -92.
20. Kunes P, Holubcova Z, Kolackova M, Krejsek J. Pentraxin 3(PTX 3): An Endogenous modulator of the Inflammatory Response. Mediators Inflamm 2012; Ebup ahead print.
21. Mohan AR, Loudon JA, Bennett PR. Molecular and biochemical mechanisms of preterm labour. Semin Fetal Neonatal Med 2004;9:437-44.
22. Medawar, PB. Some immunological and endocrinological problems raised by the evolution of viviparity in vertebrates. Symp Sot Exp Biol 1953;7:320-37.
23. Clark GF, Schust D. Manifestations of immune tolerance in human female reproductive tract. Front Immunol 2013;4:26.
24. Peraçoli JC, Martins RAR, Cruz MSP, Peraçoli MTS. Aspectos imunológicos da interação materno-fetal. Femina 2003;31:247-51.
25. Raghupathy R, Makhseed M, El-Shazly S, Azizieh F, Farhat R, Ashkanani L. Cytokine patterns in maternal blood after premature rupture of membranes. Obstet Gynecol 2001;98:122-6.
26. Chaouat G. The Th1/Th2 paradigm: still important in pregnancy? Semin Immunopathol 2007;29:95-113.
27. Mor G. Inflammation and pregnancy: The role of Toll-like receptors in trophoblast-immune interation. An NY Acad Sci 2008;1127:121-8.
28. Challis JR, Lockwood CJ, Myatt L, Norman JE, Strauss JF 3rd, Petraglia F. Inflammation and pregnancy. Reprod Sci 2009;16:206-15.
29. Mor G, Cardenas I, Abrahams V, Guller S. Inflammation and pregnancy: the role of the immune system at the implantation site. Ann NY Acad Sci 2011;1221:80-7.
30. Matsuzaki G, Umemura M. Interleukin-17 as an effector molecule of innate and acquired immunity against infections. Microbiol Immunol 2007;51:1139-47.
31. Cua DJ, Sherlock J, Chen Y, Murphy CA, Joyce B, Seymour B, et al. Interleukin-23 rather than interleukin-12 is the critical cytokine for autoimmune inflammation of the brain. Nature 2003;421:744-8.
32. Korn T, Oukka M, Kuchroo V, Bettelli E. Th17 cells: effector T cells with inflammatory properties. Semin Immunol 2007;19:362-71.
regulatory NK cells in human pregnancy. J Reprod Immunol 2008;77:14-22.
34. Darmochwal-Kolarz D, Kludka-Sternik M, Tabarkiewicz J, Kolarz B, Rolinski J, Leszczynska-Gorzelak B, et al. The predominance of Th17 lymphocytes and decreased number and function of Treg cells in preeclampsia. J Reprod Immunol 2012;93:75-81.
35. Zenclussen AC. Adaptive immune responses during pregnancy. Am J Reprod Immunol 2013;69:291-303.
36. Sakaguchi S. Naturale arising Foxp3-expressing CD25+CD4+ regulatory T cells in immunological tolerance to self and non-self. Nat Immunol 2005;6:345-52.
37. Akbar AM, Vukmanovic-Stejic M, Taams LS, Macallan DC. The dynamic coevolution of memory and regulatory CD4 T cells in the periphery. Nat Rev Immunol 2007;7:231-7.
38. Stites DP, Siiteri PK. Steroids as immunosupressants in pregnancies. Immunol Rev 1983;75:117-38.
39. Siiteri PK, Stites DP. Immunologic and endocrine interrelationships in pregnancies. Biol Reprod 1982;26:1-14.
40. Hansen PJ. Regulation of uterine immune function by progesterone-lesons from the sheep. J Reprod Immunol 1998;40:63-79.
41. Gotsch F, Romero R, Erez O, Vaisbuch E, Kusanovic JP, Mazaki-Tov S, et al. The preterm parturition syndrome and its implications for understainding the biology, risk assessment, diagnosis, treatment and prevention of preterm birth. J Matern Fetal Neonatal Med 2009;22:5-23.
42. Osman I, Young A, Ledingham MA, Thomson AJ, Jordan F, Greer IA, et al. Leukocyte density and pro-inflammatory cytokine expression in human fetal membranes, decidua, cervix and myometrium before and during labour at term. Mol Hum Reprod 2003;9:41-45.
43. Steinborn A, Gunes H, Halberstadt E. Signal for term parturition is of trophoblast and therefore of fetal origin. Prostaglandins 1995;50:237-52.
44. Steinborn A, Kuhnert M, Halberstadt E. Immunomodulation cytokines induce term and preterm parturition. J Perinat Med 1996;24:381-90.
45. Watari M, Watari H, Di Santo ME, Chacko S, Chi GP, Strauss JF 3rd. Pro-inflammatory cytokine induce expression of matrix-metabolizing enzymes in human cervical smooth muscle cells. Am J Pathol 1999;154:1755-62.
46. Kelly RW. Inflammatory mediators in cervical ripening. J Reprod Immunol 2002;57:217-24.
47. Senntrom MB, Ekman G, Westergren-Thorsson G, Malmstrom A, Bystrom B, Endresen U, et al. A human cervical ripening in inflammatory process mediated by cytokines. Mol Hum Reprod 2000;6:375-81.
49. Pollard JK, Mitchell MD. Effects of gestational age on prostaglandin production and its regulation in human myometrial cells. J Matern Fetal Med 1996;5:93-8.
50. Thornton S, Gillespie JI, Greenwell JR, Dunlop W. Oxytocin-evoked repetitive rises of intracellular calcium in single cultured human myometrial cells. Exp Physiol 1992;77:385-8.
51. Moore KL, Persaud, TVN. Embriologia clínica. Rio de Janeiro: Elsevier, 2004.
52. Maltepe E, Bakardjiev AI, Fisher SJ. The placenta: transcriptional, epigenetic, and physiological integration during development. J Clin Invest 2010;120:1016-25.
53. Chang KTE. Pathological examination of the placenta: Raison d’être, clinical relevance and medicolegal utility. Singapore Med J 2009;50:1123-33.
54. Redline RW. Placental pathology: A systematic approach with clinical correlations. Placenta 2008;22:86-91.
55. Benirschke K, Kaufmann P. Pathology of the human placenta. New York: Springer-Verlag, 1995.
56. Silver RK, Dooley SL, Tamura RK, Depp R. Umbilical cord size and amniotic fluid volume in prolonged pregnancy. Am J Obstet Gynecol 1987;157:716.
57. Menon R, Fortunato SJ. Infection and the role of inflammation in preterm premature rupture of the membranes. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol 2007;21:467-78.
58. Chua WK, Oyen ML. Do we know the strength of the chorioamnion? A critical review and analysis. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol 2009;144 Suppl1:S128-133.
59. Kendal-Wright CE. Stretching, mechanotransduction, and proinflammatory cytokines in the fetal membranes. Reprod Sci 2007;14:35-41.
60. Malak TM, Ockleford CD, Bell SC, Dalgleish R, Bright N, Macvicar J.Confocal Immunofluorecense localization of collagen types I, III, IV, V and VI and their ultrastructural organization in term human fetal membranes. Placenta 1993;14:385-406.
61. Aplin JD, Campbell S, Allen TD. The extracellular matrix of human amniotic epithelium: ultrastructure composition and deposition. J Cell Sci 1985;79:119-36.
62. Bryant-Greenwood GD. The extracellular matrix of the human fetal membranes: structure and function. Placenta 1998;19:1.
63. Skinner SJM, Campos GA, Liggins GC. Collagen content of human amniotic membranes: effect of gestation length and premature rupture. Obstet Gynecol 1981;57:487-9.
64. Vadillo-Ortega F, González-Avila G, Karchmer S, Cruz NM, Ayala-Ruiz A, Lama MS. Collagen metabolism in premature rupture of amniotic membranes. Obstet Gynacol 1990;75:84-8.
65. Kanayama N, Terao T, Kawashima Y, Horiuchi K, Fujimoto D. Collagen types in normal and prematurely ruptured amniotic membranes. Am J Obstet Gynecol 1985;153:899.
enzyme activity of matrix metalloproteinase-7 in fetal membranes during premature rupture of membranes at term in humans. Reprod Sci 2008;156-65.
67. Yonemoto H, Young CB, Ross JT, Guilbert LL, Fairclough RJ, Olson DM. Changes in matrix metalloproteinase (MMP)-2 and MMP-9 in the fetal amnion and chorion during gestation and at term and preterm labor. Placenta 2005;27:669-77.
68. Waterhouse P, Denhardt DT, Khokha R. Temporal expression of tissue inhibitors of metalloproteinases in mouse reproductive tissues during gestation. Mol Reprod Dev 1993;35:219-26.
69. Lagente V, Manoury, Nénan S, Le Quément C, Martin-Chouly, Boichot E. Role of matrix matalloproteinases in the development of airway inflammation and remodeling. Braz J Med Biol Res 2005;38:1521-30.
70. Gomes-Lopez N, laresgoiti-Sefvitje E, Olson BM, Estrada Gutiérres G, Vadillo-Ortega F. The role of chemokines in term and premature rupture of the fetal membranes: a review. Biol Reprod 2010;82:809-14.
71. Tong XL, Wang L, Gao TB, Qin YG, Qi YQ, Xu YP. Potential function of amniotic fluid in fetal development - Novel insights by comparing the composition of human amniotic fluid with umbilical cord and maternal serum at mid and late gestation. J Chin Med Assoc 2009;72:368-72.
72. Underwood MA, Gilbert WM, Sherman MP. Amniotic fluid: not just fetal urine anymore. J Perinat 2008;25:341-8.
73. Gilbert WM, Brace RA. Amniotic fluid volume in normal flows to and from the amniotic cavity. Semin Perinatol 1993;17:150-7.
74. King AE, Paltoo A, Kelly RW, Sallenave J-M, Bocking AD, Challis JRG. Expression of natural antimicrobials by human placenta and fetal membranes. Placenta 2007;28:161-9.
75. Soto E, Espinoza J, Nien JK, et al. Human beta-defensin-2: a natural antimicrobial peptide present in amniotic fluid participates in the host response to microbial invasion of the amniotic cavity. J Matern Fetal Neonatal Med 2007;20:15-22.
76. Edwards MO, Kotecha SJ, Kotecha S. Respiratory distress of the term newborn infant. Pediatr Respir Rev 2013; Epub ahead print.
77. Goldenberg RL, Culhane JF, Iams JD, Romero R. Epidemiology and causes of preterm birth. Lancet 2008;371:75-84.
78. Hamilton SA, Tower CL. Management of preterm labor. Obstet Gynecol Reprod Med 2013;23:114-20.
79. Agrawal A, Hirsch E. Intrauterine infection and preterm labor. Semin Fetal Neonatal Med 2012;17:12-9.
81. Goldenberg RL, Hauth JC, Andrews WW. Intrauterine infection and preterm delivery. N Engl J Med 2000;342:1500-07.
82. Lamont RF. The role of infection in preterm labour and birth. Hosp Med 2003;64:644-7.
83. Medina TM, Hill A. Preterm premature rupture of membranes: diagnosis and management. Am Fam Physician 2006;73:659-64.
84. Maymon E, Chaim, Sheinner E, Mazor M. A review of randomized clinical trials of antibiotic therapy in preterm premature rupture of membranes. Arch Gynecol Obstet 1998;261:173-81.
85. Lee T, Carpenter MW, Weber WW, Silver HM. Preterm premature rupture of membranes: Risks of recurrent complications in the next pregnancy among a population-based sample of gravid women. Am J Obstet Gynacol 2003;78:209-13.
86. French JI, McGregor JA. The pathobiology of premature rupture of membranes. Semin Perinatol 1996;20:344-68.
87. Mercer BM, Goldenberg RL, Meis PJ, Moawad AH, Shellhaas C, Das A, et al. The preterm prediction study: prediction of preterm premature rupture of membranes through clinical findings and ancillary testing. The National Institute of Child Health and Human Development Maternal-Fetal Medicine Units Network. Am J Obstet Gynecol 2000;183:738-45.
88. Kayem G, Maillard F. Preterm premature rupture of membranes: active or expectant management? Gynecol Obstet Fertil. 2009;37:334-41.
89. Gibbs RS, Duff P. Progress in phathogenesis and management of clinical intraamniotic infection. Am J Obstet Gynecol 1991;164:1317-26.
90. Blanc WA. Pathology of the placenta and cord in ascending and in haematogenous infection. Ciba Found Symp 1979;77:17-38.
91. Salafia CM, Weigl C, Silberman L. The prevalence and distribution of acute placental inflammation in uncomplicated term pregnancies. Obstet Gynecol 1989;73:383-9.
92. Redline RW, Faye-Petersen O, Heller D, Qureshi F, Savell V, et al. Amniotic infection syndrome: nosology and reproducibility of placental reaction patterns. Society for Pediatric Pathology, Perinatal Section, Amniotic Fluid Infection Nosology Committee. Pediatr Dev Pathol 2003;6:435-48.
93. DiGiulio DB, Romero R, Amogan HP, Kusanovic JP, Bik EM, Gotsch F, et al. Microbial prevalence, diversity and abundance in amniotic fluid during preterm labor: a molecular and culture-based investigation. PLoS One 2008;3:e3056.
94. Nguyen DP, Gerber S, Hohlfeld P, Sandrine G, Witkin SS. Mycoplasma hominis in mid-trimester amniotic fluid: relation to pregnancy outcome. J Perinat Med 2004;32:323-26.
96. Yoon BH, Romero R, Lim JH, Shim SS, Hong JS, Shim JY, et al. The clinical significance of detecting Ureaplasma urealyticum by the polymerase chain reaction in the amniotic fluid of patients with preterm labor. Am J Obstet Gynecol 2003; 189:919-24.
97. Marconi C, de Andrade Ramos BR, Peraçoli JC, Donders GG, da Silva MG. Amniotic Fluid Interleukin-1 Beta and Interleukin-6, but not Interleukin-8 Correlate with Microbial Invasion of the Amniotic Cavity in Preterm Labor. Am J Reprod Immunol 2011;65:549-56.
98. Sherman DJ, Tovbin J, Lazarovich T, Avrech O, Reif R, Hoffmann S, et al. Chorioamnionitis caused by gram-negative bacteria as an etiologic factor in preterm birth. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1997;16:417-23.
99. Sobel JD. Bacterial vaginosis. Annu Rev Med 2000;51:349-56.
100. Donders GG, Van Calsteren K, Bellen G, Reybrouck R, Van den Bosch T, Riphagen I, et al. Predictive value for preterm birth of abnormal vaginal microbiota, bacterial vaginosis and aerobic vaginitis during the first trimester of pregnancy. BJOG 2009;116:1315-24.
101. Witt A, Berger A, Gruber CJ, Petricevic L, Apfalter P, Worda C, et al. Increased intrauterine frequency of Ureaplasma urealyticum in women with preterm labor and preterm premature rupture of the membranes and subsequent cesarean delivery. Am J Obstet Gynecol 2005;193:1663-9.
102. Taylor-Robinson D, Lamont RF. Mycoplasmas in pregnancy. BJOG 2011;118:164-74.
103. Kasper DC, Mechtler TP, Reischer GH, Witt A, Langgartner M, Pollak A, et al. The bacterial load of Ureaplasma parvum in amniotic fluid is correlated with an increased intrauterine inflammatory response. Diagn Microbiol Infect Dis 2010;67:117-21.
104. Menon R, Peltier MR, Eckardt J, Fortunato SJ. Diversity in cytokine response to bacteria associated with preterm birth by fetal membranes. Am J Obstet Gynecol 2009;201:306 e01-06.
105. Gaynes RP, Edwards JR, Jarvis WR, Culver DH, Tolson JS, Martone WJ. Nosocomial infections among neonates in high-risk nurseries in the United States. Pediatrics 1996;98:357-61.
106. Reynolds EOR. Management of hyaline membrane disease. Br Med Bull 1975;31:8.
107. Allan WC. The IVH complex of lesions: cerebrovascular injury in the preterm infant. Neurologic Clinics 1990;8:529.
108. Garlanda C, Botazzi B, Bastone A Mantovani A. Pentraxins at crossroads between innate immunity, inflammation,matrix deposition, and female fertility. Annu Rev Immunol 2005;23:337-66.
109. Tillett WS, Francis T. Serological reactions in pneumonia with a non-protein somatic fraction of pneumococcus. J Exp Med 1930;52:561-71.
110. Abernethy TJ, Avery OT. The occurrence during acute infections of a protein not normally present in the blood: Distribution of the reactive protein in patients' sera and the effect of calcium on the flocculation reaction with c polysaccharide of pneumococcus. J Exp Med 1941;73:173-82.
Med 1982;27:345-72.
112. Szalai AJ, Agrawal A, Greenhough TJ, Volanakis JE. C-reactive protein: structural biology and host defense function. Clin Chem Lab Med 1999;37:265-70.
113. Pepys MB, Baltz ML. Acute phase proteins with special reference to C-reactive protein and related proteins (pentaxins) and serum amyloid A protein. Adv Immunol 1983;34:141-212.
114. Pepys MB, Hirschfield GM. C-reactive protein: a critical update. J Clin Invest 2003;12:1805-12.
115. Bottazzi B, Garlanda C, Salvatori G, Jeannin P, Manfredi A, Mantovani A. Pentraxins as a key component of innate immunity. Curr Opin Immunol 2006;18:10-5.
116. Breviario F, D'Aniello EM, Golay J, Peri G, Bottazzi B, et al. Interleukin-1-inducible genes in endothelial cells. Cloning of a new gene related to C-reactive protein and serum amyloid P component. J Biol Chem 1992;26722190-7.
117. Lee GW, Lee TH, Vilcek J. TSG-14, a tumor necrosis factor-alfa and IL-1-inducible protein is a novel member of the pentaxin family of acute phase proteins. J Immunol 1993;150:1804-12.
118. Bottazzi B, Doni A, Garlanda C, Mantovani A. An integrated view of humoral innate immunity: pentraxins as a paradigm. Annu Rev Immunol 2010;28:157-83.
119. Inforzato A, Jaillon S, Moalli F, Barbati E, Bonavita E, Bottazzi B, et al. The long pentraxin PTX3 at the crossroads between innate immunity and tissue remodeling. Tissue Antigens 2011;77:271-82.
120. Wisniewski HG, Vilcek J. Cytokine-induced gene expression at the crossroads of innate immunity, inflammation and fertility: TSG-6 and PTX3/TSG-14. Cytokine Growth Factor Rev 2004;15:129-46.
121. Alles VV, Bottazzi B, Peri G, Golay J, Introna M, Mantovani A. Inducible expression of PTX3, a new member of pentraxin family, in human mononuclear phagocytes. Blood 1994;84:3483-93.
122. Rovere-Que i i P, A to a i “, Dell’A to io G, A geli A, Al i a te G, Cin ED, et al. Plasma and tissue expression of the long pentraxin 3 during normal pregnancy and preeclampsia. Obstet Gynecol 2006;108:148-55.
123. Presta M, Camozzi M, Salvatori G, Rusnati M. Role of the soluble pattern recognition receptor PTX3 in vascular biology. J Cell Mol Med 2007;11:723-38.
124. Doni A, Peri G, Chieppa M, Allavena P, Pasqualini F, Vago L, et al. Production of the soluble pattern recognition receptor PTX3 by myeloid, but not plasmacytoid, dendritic cells. Eur J Immunol 2003;33:2886-93.
125. Goodman AR, Levy DE, Reis LF, Vilcek J. Differential regulation of TSG-14 expression in murine fibroblasts and peritoneal macrophages. J Leukoc Biol 2000;67:387-95.
126. Introna M, Breviario F, d'Aniello EM, Golay J, Dejana E, Mantovani A. IL-1 inducible genes in human umbilical vein endothelial cells. Eur Heart J 1993;14 Suppl K:78-81.
produce the long pentraxin PTX3. Kidney Int 2005;67:543-53.
128. Jaillon S, Peri G, Delneste Y, Freumax I, Doni A, Moalli F, et al. The humoral pattern recognition receptor PTX3 is stored in neutrophil granules and localizes in extracellular traps. J Exp Med 2007;204:793-804.
129. Basile A, “i a A, D’A iello E, B eviaio F, Garrido G, Castellano M, et al. Characterization of the promoter for the human long pentraxin PTX3. J Biol Chem 1997;272:8172-8.
130. Altmeyer A, Klampfer L, Goodman AR, Vilcek J. Promoter structure and transcriptional activation of the murine TSG-14 gene encoding a tumor necrosis factor/interleukin-1-inducible pentraxin protein. J Biol Chem 1995;270:25584–90.
131. Chi H, Barry SP, Roth RJ, Wu, JJ, Jones EA, Bennett AM, et al. Dynamic regulation of pro- and anti-inflamatory cytokines by MAPK phosphatase 1 (MKP-1) in innate immune responses. Proc Natl Acad Sci USA 2006;103:2274-9
132. Doni A, Michela M, Bottazzi B, Peri G, Valentino S, Polentarutti N, et al. Regulation of PTX3, a key component of humoral innate immunity in human dendritic cells: stimulation by IL-10 and inhibition by IFN-gamma. J Leukoc Biol 2006;79:797-802.
133. Deban L, Jaillon S, Garlanda C, Bottazzi B, Mantovani A.Pentraxins in innate immunity: lessons from PTX3. Cell Tissue Res 2011;343:237-49.
134. Diniz SN, Nomizo R, Cisalpino PS, Teixeira MM, Brown GD, Mantovani A, et al. PTX3 function as an opsonin for the dectin-1-dependent internalization of zymozan by macrophages. J Leukoc Biol 2004;75:649-56.
135. Garlanda C, Hirsch E, Bozza S, Salustri A, De Acetis M, Nota R, et al. Non-redundant role of the long pentraxin PTX3 in anti-fungal innate immune response. Nature 2002;420:182-6.
136. Jeannin P, Bottazzi B, Sironi M, Doni A, Rusnati M, Presta M, et al. Complexity and complementarity of outer membrane protein A recognition by cellular and humoral innate immunity receptors. Immunity 2005;22:551-60.
137. Bozza S, Bistoni F, Gaziano R, Pitzura L, Zelant T, Bonifazi P, et al. Pentraxin 3 protects from MCMV infection and reactivation through TLR sensing pathways leading to IRF3 activation. Blood 2006;108:3387-96.
138. Reading PC, Bozza S, Gilbertson B, Tate M, Moretti S, Job ER, et al. Antiviral activity of the long chain pentraxin PTX3 against influenza viruses. J Immunol 2008;180:3391-8.
139. Bottazzi B, Vouret-Craviari V, Bastone A, De Gioia L, Matteucci C, Peri G, et al. Multimer formation and ligand recognition by the long pentraxin PTX3. Immunol Rev 1997;272:32817-23.
140. Nauta AJ, Bottazzi B, Mantovani A, Salvatori G, Kishore U, Schwaeble WJ, et al. Biochemical and functional characterization between pentraxin 3 and C1q. Eur J Immunol 2003;33:465-73,
