UNIVERSIDADE CASTELO BRANCO CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO
CLÍNICA MÉDICA E CIRÚRGICA DE PEQUENOS ANIMAIS
ERLIQUIOSE CANINA
Renata Guimarães Canello
RENATA GUIMARÃES CANELLO Aluna do Curso de Pós-Graduação
Clínica Médica e Cirúrgica de Pequenos Animais
ERLIQUIOSE CANINA
São Paulo, Set. 2009.
Trabalho monográfico de conclusão do curso de Pós-Graduação (TCC), apresentado à UCB como requisito parcial para a obtenção do título de Pós-graduado em Clínica Médica e Cirúrgica de Pequenos Animais, sob a orientação do Prof. Harald Fernando Vicente de Brito
ERLIQUIOSE CANINA
Elaborado por Renata Guimarães Canello Aluna do Curso de Pós-Graduação da UCB
Foi analisado e aprovado com grau: ____________ São Paulo, ____ de _________________ de 2009. _________________________________________________ __________________________________________________ __________________________________________________ Professor Orientador Presidente
São Paulo, Set. 2009. ii
Dedico este trabalho aos meus pais, Sônia e Marques pelo apoio e dedicação que sempre tiveram comigo, ao longo de toda minha trajetória profissional e pessoal.
Não existe um caminho para a felicidade. A felicidade é o caminho. Mahatma Gandhi
SUMÁRIO Lista de Figuras ... vi Resumo ... .. vii Abstract ... viii 1. Introdução ... 01 2. Histórico ... 03 3. Etiologia ... 06 3.1 Agentes Etiológicos ... 07 4. Epidemiologia ... 09
4.1 Ciclo de Vida do Carrapato Rhipicephalus sanguineus ... 10
4.2 Controle das Infestações por R. sanguineus ... 14
5. Patogenia ... 16
5.1 Fase Aguda ... 17
5.2 Fase Subclínica ... 17
5.3 Fase Crônica ... 17
6. Sinais Clínicos e Achados Laboratoriais ... 18
6.1 Fase Aguda ... 18
6.2 Fase Subclínica ... 22
6.3 Fase Crônica ... 23
7. Lesões Anatomopatológicas ... 24
9. Diagnóstico Diferencial ... 29 10. Prognóstico ... 29 11. Tratamento ... 29 12. Profilaxia ... 31 13. Conclusão ... 32 Referências ... 33 v
LISTA DE FIGURAS
1. Ehrlichia canis – seta ………... 7
2. Ehrlichia canis em Leucócito ………. 8
3. Mórulas de Ehrlichia canis – setas ……… 8
4. Ciclo de vida do Carrapato R. sanguineus ……….. 12
5. R. sanguineus – macho ……….. 12
6. R. sanguineus – fêmea ……… 13
7. R. sanguineus – macho e fêmea ………... 13
8. R. sanguineus – fêmea fazendo a postura de ovos ………... 14
RESUMO
Ehrlichia spp. são riquétsias transmitidas pelo Rhipicephalus Sanguineus (carrapato marrom), que parasitam células brancas do sistema de defesa. A doença apresenta-se em três fases: aguda, subclínica e crônica, sendo que na fase aguda os animais podem apresentar anorexia, petéquias, anemia, apatia e emagrecimento. E no exame laboratorial, trombocitopenia, anemia e muitas vezes leucopenia. Já na fase subclínica alguns animais permanecem assintomáticos, contudo, em alguns casos, os animais podem apresentar depressão, perda de peso, mucosas hipocoradas, hemorragias e infecções secundárias. Passando para fase crônica, os sintomas podem ser leves ou severos, sendo as anormalidades hematológicas e bioquímicas acentuadas e incluem anemia não-regenerativa, trombocitopenia e leucopenia ou todas as três. O diagnóstico pode ser realizado pela identificação direta de Mórulas de E. canis em amostras de sangue periférico ou por reação em cadeia da polimerase (PCR). Para o tratamento da Erliquiose a Doxiciclina tem sido usada como a droga de escolha, além do tratamento de suporte.
ABSTRACT
Ehrlichia spp. are rickettsiae transmitted by Rhipicephalus Sanguineus (brown tick), which parasitize white blood cells of the defense system. The disease presents in three stages: acute, subclinical and chronic, and in acute phase animals may have anorexia, petechiae, anemia, apathy and weight loss. And in laboratory tests thrombocytopenia, anemia and often leucopenia. Already in the subclinical stage some animals remain asymptomatic, however, in some cases, animals may exhibit depression, weight loss, pale mucous membranes, bleeding and secondary infections. Turning to the chronic phase, symptoms can be mild or severe, and the hematological and biochemical abnormalities marked and include non-regenerative anemia, thrombocytopenia and leukopenia or all three. The diagnosis can be made by direct identification of Morulae of E. canis in peripheral blood samples or by polymerase chain reaction (PCR). For the treatment of Ehrlichiosis the Doxycycline has been used as the drug of choice in addition to supportive treatment.
1. INTRODUÇÃO
Ehrlichia spp. são um grupo de microrganismos, gram-negativos, intracelulares obrigatórios e pleomórficos que parasitam células brancas circulantes de várias espécies de animais domésticos e silvestres e do homem transmitidas por carrapato (MACHADO, 2004).
Segundo Cohn (2003) apud Machado (2004) as espécies dentro do gênero Ehrlichia foram divididas em formas monocíticas (E. canis, E. risticii), formas granulocíticas (E. ewingii e E. equi) e formas trombocíticas (Anaplasma platys), embora essa divisão demonstre limitações, pois a infecção por uma espécie pode ocorrer em mais de um tipo celular. Dumler at al. (2001) apud Machado (2004) demonstra uma classificação mais objetiva que tem utilizado a seqüência homóloga do RNA ribossomal (rRNA) em genes, para determinar o parentesco genético de vários organismos. Muitos organismos previamente incluídos no gênero Ehrlichia têm sido reclassificados e dirigidos para outros grupos genéricos e distribuídos dentro das famílias Anaplasmataceae e Rickettsiaceae. A família Anaplasmataceae possui quatro gêneros: Ehrlichia, Anaplasma, Neorickettsia e Wolbachia. Conforme a reclassificação realizada, o genogrupo 1 mantém o nome genérico Ehrlichia, enquanto membros do genogrupo 2 mudaram de Ehrlichia para Anaplasma, e membros do genogrupo 3 tornaram-se Neorickettsia (MACHADO, 2004).
Em 2003, Cohn apud Machado (2004) relatou que diferentes espécies de carrapatos são capazes de realizar a transmissão horizontal da infecção erliquial do vetor aos hospedeiros vertebrados. E. canis, usualmente, é disseminada
durante o ectoparasitismo do carrapato vermelho do cão Rhipicephalus sanguineus, o qual também transmite E. ewingii e provavelmente A. platys. Infecção concomitante com outros patógenos transmitidos por carrapatos tem sido bem documentada por vários pesquisadores, tais como: Kordick et al., (1999); Hua et al. (2000); Breitschweralt et al. (1998) apud Machado (2004).
O microrganismo não é transmitido por via transovariana no carrapato, de modo que os carrapatos não expostos devem alimentar-se em um cão riquetsêmico na fase aguda para tornarem-se infectados e perpetuarem a doença. A Ehrlichia spp. pode ser transmitida por transfusões sanguíneas, de modo que os doadores de sangue devem ser sorologicamente selecionados para evidência da infecção. Cães soropositivos para E. canis têm sido identificados por grande parte dos Estados Unidos, mas a maioria dos casos ocorrem em áreas com altas concentrações de R. sanguineus, como o Sudoeste e a Costa do Golfo (NELSON E COUTO, 2001).
Os sinônimos usados na literatura para esse distúrbio incluem doença do cão rastreador, pancitopenia canina tropical, febre hemorrágica canina e tifo canino. Ela se distribui mundialmente e alcançou destaque durante a Guerra do Vietnã, quando uma grande proporção de cães militares contraiu essa doença. Devido à sua natureza crônica e insidiosa, a Erliquiose é prevalente no ano inteiro em vez de somente durante os meses quentes do ano (COUTO, 2003).
2. HISTÓRICO
Huxsoll (1970) apud Machado (2004) afirma que a primeira espécie de Rickettsia canis foi descrita em um cão Pastor Alemão, na Argélia, por Donatien e Lestoquard, em 1935, porém reclassificada como Ehrlichia canis, em 1945, por Mashkovsky. Uma importante epizootia da erliquiose canina ocorreu em cães da Armada Americana, em ação na guerra do Vietnã, onde cerca de 300 cães desenvolveram uma enfermidade hemorrágica fatal, chamada pancitopenia tropical canina, caracterizada por debilidade, epistaxes, anemia e leucopenia. Rikihisa (1999) apud Machado (2004), afirmava que a Erliquiose monocítica canina (E. canis) tem sido comunicada em todo o mundo, especialmente em áreas tropicais e subtropicais, causando extensiva morbidade e mortalidade. Segundo Neer (1998); Harrus et al. (1997); Nvindo et al. (1980) apud Machado (2004) os sinais clínicos associados com a infecção por E. canis, provavelmente, são influenciados pela amostra do parasita, imunidade do hospedeiro e a raça dos cães. E. chaffeensis foi primeiramente documentada como patógeno erliquial de humanos na América do Norte por Dawson & Ewig (1992) apud Machado (2004), com tropismo para células mononucleares, e os cães são suscetíveis à infecção por esse organismo. Goldman et al. (1998) apud Machado (2004) afirma que a E. ewingii é uma entre dois agentes erliquiais conhecida por causar infecção granulocítica em cães junto a outro agente A. phagocytophila (E. equi), com distribuição geográfica no Sudeste e Centro-Sul dos Estados Unidos. Em seus estudos Magnarelli e Anderson (1993); Dumler et al. (1995); Bjoersdorff et al. (1999) apud Machado (2004) afirmam que as infecções por A. phagocytophila são
menos específicas em relação ao hospedeiro que outras infecções erliquiais, causando a Erliquiose granulocítica eqüina, febre do carrapato em pequenos ruminantes, Erliquiose granulocítica humana e, ainda, infecção em gatos. Harrus et al. (1997); Sainz et al. (1999) apud Machado (2004) apresentam que o A. platys tem distribuição cosmopolita, causando doença severa fora dos Estados Unidos, Kordick et al. (1999); Suksawat et al. (2001); Hua et al. (2000) apud Machado (2004) apresentam como sendo freqüente a co-infecção com E. canis, ambas transmitidas pelo mesmo vetor carrapato. Neorickttsia risticii (E. risticii) é o agente da Febre Potomac do cavalo, podendo infectar cães e gatos (MACHADO, 2004).
No Brasil, o primeiro relato de Erliquiose canina ocorreu em Belo Horizonte - MG, por Costa et al. (1973) apud Machado (2004), e o segundo relato em Jaboticabal - SP, por Maregati (1978) apud Machado (2004). Relatos de casos de “Pancitopenia Tropical Canina” vêm sendo diagnosticados em várias regiões do Brasil conforme relatos de Yamamura e Vidotto (1982), Silveira et al. (1984), Nascimento et al. (1984), Almosny et at. (1985), Silva et al. (1985), Kavinski et al. (1988), Seibert et al. (1997), Bulla et al. (2002), Oliveira et al. (2000), Ribeiro et al. (2000), Szabó et al. (2001), Moreira et al. (2003), Dagnone et al. (2002), Dagnone et al. (2003), Munhoz et al. (2003), Vilar et al. (2004) e Macieira et al. (2005) apud Machado (2004). Labarthe et al. (2003) apud Machado (2004) afirmam que a Erliquiose monocítica canina (EMC) vêm ocorrendo em, aproximadamente, 20% dos cães atendidos em hospitais e clínicas veterinárias em vários estados do Sudeste, Sul, Centro-Oeste e Nordeste do Brasil. Bulla et al. (2002), Moreira et al. (2003), Carazoni et al. (2003), Fonseca et al. (2003), Dagnone et al. (2004), Souza et al. (2004) apud Machado (2004) afirmam que o principal transmissor de
E. canis, no país, é o carrapato ixodídeo R. sanguineus. A. platys também tem causado trombocitopenia em cães em várias regiões do Brasil, sendo não raro a co-infecção com E. canis e Babesia canis, podendo o R. sanguineus ser o mesmo vetor dessas três espécies de microrganismos, no entanto, segundo Dagnone et al. (2004) e Souza et al. (2004) apud Machado (2004) maior atenção deve ser dada aos diagnósticos parasitológicos, uma vez que corpúsculos de inclusão de E. canis pode ser verificada em plaquetas. A Erliquiose em felinos naturalmente infectados foi notificada por Almosny et al. (1998) apud Machado (2004) e em Almosny et al (1999) apud Machado (2004) os estudos das alterações clínicas, parasitológicas, laboratoriais e anatomopatológicas foram realizados em gatos experimentalmente infectados por E. canis (MACHADO, 2004).
Ehrlichia canis foi isolada de um cão, fêmea de raça Weimaraner, em fase aguda da doença, por Machado em 1993, na cidade de Jaboticabal-SP, amostra esta caracterizada pelas alterações hematológicas, imunológicas e anatomopatológicas observadas em infecções experimentais em cães. A amostra de E. canis de Jaboticabal teve seu fragmento de 398 pb, obtido pela nested PCR (nPCR), seqüenciado, demonstrando identidade com a seqüência do gene 16 S rRNA de E. canis depositado no GeneBank. Ainda por técnicas de biologia molecular, a amostra de E. canis de Jaboticabal não demonstrou co-infecção com Anaplasma phagocitophila (E. equi), A. platys, E. chaffeensis e Babesia canis (MACHADO, 2004).
3. ETIOLOGIA
O agente causal é a E. canis que, preferencialmente, afeta os monócitos, mas, também, outros leucócitos do sangue, tem forma de cocos, gram-negativos; seu tamanho varia muito no transcorrer do ciclo de desenvolvimento, oscilando entre 0,5 e 10µm. Os leucócitos albergam E. canis como inclusões citoplasmáticas e, precisamente, na primeira fase da doença como corpúsculos iniciais; a seguir, na forma chamada mórula, a partir da qual são desenvolvidos os CoI que constituem a terceira forma (BEER, 1999).
Na microscopia eletrônica, foi demonstrado que todas as três fases do crescimento ocorrem dentro de um vacúolo citoplasmático. Cada organismo está revestido pelas suas próprias membranas exteriores e interiores. A multiplicação do organismo dentro do vacúolo ocorre por fissão binária. Em culturas de células, determinadas mórulas podem conter mais de 100 organismos e pode haver 30 ou mais mórulas dentro do citoplasma de um único monócito (RISTIC e HOLLAND, 1993).
Andereg e Passos (1999) apud Legatzki e Jorge (2002) afirmam que a E. canis localiza-se nas células do sistema retículo endotelial de órgãos hematopoiéticos como fígado, baço e linfonodos (LEGATZKI e JORGE, 2002).
De uma forma geral as infecções por E. canis tem sido descrito em cães com infecções concomitantes por Babesia canis e Hepatozoon canis, sugerindo que ocorre uma transmissão simultânea dos microrganismos pelos carrapatos vetores. Inokuma et al (1999) apud Legatzki e Jorge (2002), relataram que de 430 cães atendidos na Universidade de Yamaguchi no Japão, infectados por
carrapatos, 20 cães (4,3%) foram positivos para E. canis e 18 cães (4,2%) para H. canis (LEGATZKI e JORGE, 2002).
3.1 Agentes Etiológicos
Ehrlichia canis (Erliquiose monocitária canina). Ehrlichia ewingii (Erliquiose granulocitária canina).
Experimentalmente, a inoculação de Ehrlichia risticii (agente da febre eqüina de Potomac) pode induzir uma doença clínica leve ou subclínica em cães e gatos (COUTO, 2003).
Figura 2. Ehrlichia canis em Leucócito (www.laborcare.com.br)
4. EPIDEMIOLOGIA
De acordo com Harrus et al, (1997) apud Legatzki e Jorge (2002) a distribuição da Erliquiose canina está relacionada com a distribuição do vetor, sendo uma doença que ocorre nos quatro continentes (LEGATZKI e JORGE, 2002).
A importância do R. sanguineus na transmissão da Erliquiose canina tem sido demonstrada em numerosos casos em que o controle eficaz do carrapato impediu a ocorrência e a propagação da doença. Estudos posteriores demonstraram conclusivamente transmissão trans-estadial de E. canis e descreveu o desenvolvimento da bactéria nos tecidos do carrapato. Todas as três fases do crescimento, ou seja, larvas, ninfas e adultos, são capazes de transmitir a doença. Em carrapatos infectados, a E. canis se multiplica dentro dos hemócitos e células da glândula salivar. De lá, o organismo finalmente entra no tubo digestivo e infecta outros tecidos. Um R. sanguineus adulto pode transmitir E. canis por aproximadamente 155 dias após se desprender de seu mamífero hospedeiro. Postula-se que a atração de células mononucleares para o lugar inflamado da picada do carrapato pode facilitar a infecção dos monócitos do sangue canino com E. canis (RISTIC e HOLLAND, 1993).
O carrapato se infecta ao ingerir sangue, com leucócitos parasitados de animais doentes, isto geralmente ocorre na segunda ou terceira semana de infecção do cão, pois na fase aguda existe maior porcentagem de leucócitos infectados (LEGATZKI e JORGE, 2002).
Munhoz e Babo (1998) apud Legatzki e Jorge (2002) afirmam que por ser uma doença de caráter hematológico a E. canis pode ser veiculada pelas transfusões sanguíneas realizadas em animais submetidos a esse procedimento na clínica de pequenos animais (LEGATZKI e JORGE, 2002).
4.1 Ciclo de vida do Carrapato Rhipicephalus sanguineus
Os carrapatos passam por quatro estágios evolutivos em seu ciclo de vida: ovo, larva, ninfa e adulto. Assim que a larva nasce do ovo, ela se alimenta no hospedeiro por alguns dias, quando então faz a ecdise ou “troca de pele” para o próximo estágio evolutivo, a ninfa. Esta, após se alimentar por alguns dias no hospedeiro, realiza uma nova ecdise, neste caso para o estágio adulto. Os carrapatos adultos, diferenciados entre machos e fêmeas, alimentam-se no hospedeiro por alguns dias, copulam e, após a alimentação a fêmea realiza uma única postura de ovos, quando então morre. No caso do R. sanguineus, todas as fases da vida livre, tais como as ecdises e a postura-incubação dos ovos, realizam-se no ambiente (LABRUNA e PEREIRA, 2001).
O R. sanguineus tem hábitos nidícolas. Este termo, de origem latina, em seu sentido estrito, significa: (nidus = ninho; cola = que habita). Portanto, carrapato nidícola é aquele que vive no ninho, toca ou abrigo de seu hospedeiro. Quando não estão parasitando o hospedeiro, estes carrapatos estão sob as formas de vida livre escondidos nas frestas e buracos das tocas. É bem provável que os canídeos já convivessem com o R. sanguineus bem antes da domesticação quando, no seu ambiente natural, faziam uso de tocas como abrigo,
assim como o fazem vários carnívoros silvestres, atualmente. Muitos cães, nos dias de hoje, são criados em áreas restritas, construídas pelo homem para abrigá-los, especialmente nas regiões urbanas. Como exemplo dessas áreas, podemos citar a própria casinha do cão, os canis, um quintal onde o cão vive, enfim áreas circunscritas em que os buracos e as frestas das próprias instalações servem de abrigo para os carrapatos no ambiente, simulando uma toca de carnívoro na sua vida silvestre. Dessa forma, todo o ciclo do R. sanguineus ocorre nesse ambiente e, uma vez detectada a presença do cão pelo carrapato, este sai ativamente de seu esconderijo e vai de encontro ao hospedeiro para se alimentar. É interessante observar que, ao final de um repasto sanguíneo, os carrapatos nidícolas tendem a se desprender do hospedeiro, quando este se encontra no interior da toca ou do abrigo, a fim de garantir o ciclo nidícola naquele ambiente, de forma a que o estágio subseqüente do parasita não tenha dificuldade de encontrar o hospedeiro. As principais áreas do corpo dos cães que o R. sanguineus parasita são cabeça, pescoço, dorso, orelhas e espaços interdigitais (LABRUNA e PEREIRA, 2001).
Figura 4 – Ciclo de vida do carrapato R. sanguineus (www.controlinset.com.br)
Figura 6 – R.sanguineus – Fêmea (www.lincoln.ac.uk)
Figura 8 – R.sanguineus – Fêmea fazendo postura de ovos (www.caozinholegal.com.br)
4.2 Controle das infestações por R. sanguineus
Para o tratamento e o controle das infestações pelo R. sanguineus, há dois aspectos sobre os quais se pode atuar. No hospedeiro, no qual estarão 5% dos carrapatos em um determinado instante, e no ambiente, onde se encontram 95% da população de carrapatos. Logicamente, se o objetivo maior é controlar a infestação sobre os cães, sendo possível, por vezes até eliminá-la, o alvo principal do controle volta-se para aqueles 95% da população que se encontram no ambiente já que, um único tratamento curativo no animal não surtirá efeitos significativos sobre a população de carrapatos (LABRUNA e PEREIRA, 2001).
Há duas formas de atingir os 95% da população de R. sanguineus que se encontram no ambiente. Uma seria através de tratamentos carrapaticidas diretamente no ambiente (dedetização). Isto é viável para cães confinados em
canis, casinhas, pequenos quintais ou interior de residências, cuja área total poderia ser dedetizada com produtos à base de piretróides. De modo geral, três a quatro aplicações com intervalos de 14 dias são suficientes para eliminar as infestações pelo R. sanguineus, quando não existem outras áreas infestadas por perto. Uma observação importante é que, assim que os carrapatos ingurgitados desprendem-se dos cães e vão para o ambiente à procura de um local para se desenvolverem, eles mostram um comportamento de “caminhar para cima”. Por isso, é muito comum a visualização de fêmeas ingurgitadas subindo em paredes e muros. Desta forma, ao aplicar carrapaticidas no ambiente, devem ser priorizadas as paredes do ambiente onde o cão vive, uma vez que o chão parece ser um local pouco utilizado pelos carrapatos como esconderijo. Mesmo dentro de uma casinha, as paredes e o teto são sempre os locais em que são encontrados, em maior número, carrapatos em vida livre, enquanto o assoalho é um local raramente utilizado pelos carrapatos para as fases de postura e ecdise. Diante dessas informações, pode-se dizer que a aplicação de carrapaticidas no assoalho da casinha terá pouco ou nenhum efeito na população de carrapatos, ao passo que uma devida dedetização nas paredes internas, externas e teto podem garantir um controle adequado, notadamente quando o cão passa grande parte do dia ou da noite no interior da casinha (LABRUNA e PEREIRA, 2001).
Em algumas situações, é inviável a aplicação de carrapaticidas diretamente no local onde vive o cão, como por exemplo, em grandes quintais e no interior de algumas residências. Nestes casos, devem ser utilizados produtos carrapaticidas de longa ação, ou de efeitos preventivos sobre os próprios cães. Estes produtos devem ser reaplicados com base nos períodos de eficácia
preconizados. Por exemplo, se o produto apresenta um período de eficácia terapêutica maior que 95% sobre o hospedeiro por 15 dias, então deve ser reaplicado a cada 15 dias, até que uma grande quantidade dos carrapatos que estavam no ambiente (95%) vá passando para o hospedeiro e seja atingida pelos tratamentos preventivos, sem grandes chances de completar o ciclo. Além de alguns produtos carrapaticidas para aplicação direta sobre a pele dos cães, as coleiras impregnadas com carrapaticidas são de grande utilidade prática para este tipo de tratamento, por manterem longos períodos de ação sobre o hospedeiro. No entanto, sempre que possível, a aplicação direta de carrapaticidas no ambiente, deve estar associada aos locais onde os cães passam grande parte do dia ou da noite, como a casinha, o interior de um quartinho, o porão, etc. (LABRUNA e PEREIRA, 2001).
5. PATOGENIA
Os microrganismos inoculados através de uma picada de carrapato são absorvidos por células mononucleares, nas quais eles se replicam através de uma fissão binária. A infecção se alastra pelo sistema fagocitário mononuclear. As células infectadas também causam danos nos endotélios por todo o corpo, causando vasculite e trombocitopenia de consumo (DUNN, 2001).
Harrus et al. (1997) apud Legatzki e Jorge (2002) afirma que no desenvolvimento da Erliquiose canina, a doença apresenta um período de incubação variando de 8 a 20 dias pós-inoculação, podendo se dividir em três fases: aguda, subclínica e crônica (LEGATZKI e JORGE, 2002).
5.1 Fase Aguda
Essa fase da Erliquiose é variável em duração (2-4 semanas) e severidade (leve a severa). O organismo se replica em células monocelulares, principalmente no sistema fagocitário mononuclear (SFM) (nos linfonodos, no baço e na medula óssea), resultando em hiperplasia dessa linhagem celular e organomegalia (linfoadenopatia, esplenomegalia e hepatomegalia). Durante essa fase, é comum uma trombocitopenia (devida à destruição periférica de plaquetas), com ou sem anemia e leucopenia (ou leucocitose) (COUTO, 2003).
5.2 Fase Subclínica
Essa fase pode durar semanas a meses e se caracteriza por uma persistência do organismo após uma recuperação aparente da fase aguda. Durante essa fase, os cães podem eliminar o organismo ou a infecção pode progredir para a fase crônica (COUTO, 2003).
5.3 Fase Crônica
Essa fase ocorre quando o sistema imune é ineficaz e não consegue eliminar o organismo. O resultado é uma enfermidade vaga e crônica, perda de peso e disfunção de medula óssea (COUTO, 2003).
6. SINAIS CLÍNICOS E ACHADOS LABORATORIAIS
A Erlichiose canina é composta pelas fases aguda, subclínica e crônica. A fase aguda inicia-se 1 a 3 semanas após a infecção e dura 2 a 4 semanas. Durante esta fase, as células mononucleares infectadas margeiam os pequenos vasos ou migram para os tecidos endoteliais, induzindo vasculite. A fase subclínica persiste por até 5 anos em cães naturalmente infectados. Apesar de alguns cães eliminarem o microrganismo durante a fase subclínica, ele persiste de forma intracelular na maioria das vezes, resultando na fase crônica da infecção. Muitas das alterações clínicas e clinicopatológicas que se desenvolvem durante a fase crônica originam-se das reações imunes contra o microrganismo intracelular (NELSON e COUTO, 2001).
6.1 Fase Aguda
Os sinais clínicos e os achados do exame físico resultam principalmente da hiperplasia linforreticular disseminada e das anormalidades hematológicas (COUTO, 2003).
Castro (1997); Moreira et al. (2002); Castro et al. (2004) apud Machado (2004) afirmam que podem ser observados sinais clínicos como febre, linfadenomegalia, anorexia, petéquias, equimoses em pele e mucosas e prostração, podendo durar de duas a quatro semanas. Anemia, apatia e emagrecimento foram observados por Almosny (1998) apud Machado (2004) em cães experimentalmente infectados com E. canis. Oliveira et al. (2000), Faria et al.
(2003), Munhoz et al. (2003) e Nakaghi (2004) apud Machado (2004) afirmam que em cães naturalmente infectados por E. canis, têm sido observados apatia, hiporexia, diáteses hemorrágicas, poliúria e/ou polidipsia, e, mais raramente, ataxia e artrite (MACHADO, 2004).
Nesta fase os cães infectados podem apresentar também corrimento nasal seroso que, mais tarde, torna-se mucopurulento, fotofobia acompanhada de lacrimejamento bilateral, inicialmente seroso e, a seguir, purulento, além de vômitos, esplenomegalia e, freqüentemente, transtornos nervosos centrais (BEER, 1999).
Nakaghi (2004) apud Machado (2004) afirma que ao exame físico constata-se palidez de mucosas (ocular, oral e vulvar ou peniana), hipertemia, linfadenomegalia, hepato e/ou esplenomegalia e uveíte. Oriá (2001) e Oirá et al. (2004) informam que os sinais oftálmicos incluem opacidade de córnea, uveíte anterior, hifema, lesões coriorretinais focais, com alterações inflamatórias acentuadas em limbo, corpo e processo ciliar em cães experimentalmente e naturalmente infectados, detectando-se anticorpos anti-E.canis no humor aquoso de cães experimentalmente e naturalmente infectados (MACHADO, 2004).
Castro (1997), Moreira et al. (2002) e Castro et al. (2004) apud Machado (2004) informam que os achados hematológicos na Erliquiose experimental incluem anemia, trombocitopenia e leucopenia; a anemia normocítica normocrônica foi observada a partir da segunda semana pós-inoculação, acentuando-se, na terceira semana, em todos os cães inoculados com E. canis. Também Almosny (1998) apud Machado (2004) observou redução acentuada nos valores do eritrograma de cães experimentalmente infectados por E. canis, a
partir da primeira semana e com menores valores entre a quinta e sétima semanas. Silva (2001) apud Machado (2004) afirma que a anemia não regenerativa, com ausência de reticulócitos, foi mostrada em todos os cães estudados com Erliquiose canina experimental (amostra Jaboticabal), além de observar atividade da medula óssea com conseqüente fagocitose de eritrócitos na terceira e quarta semanas pós-inoculação. Castro (1997), Oliveira et al. (2000), Moreira et al. (2002), Castro et al. (2004) e Nakaghi (2004) apud Machado (2004) apresentam que a trombocitopenia é o achado mais freqüente em cães experimentalmente e naturalmente infectados por E. canis, observando-se queda no número já na segunda semana pós-infecção e permanecendo baixa durante toda a fase aguda e crônica da doença. No entanto, plaquetopenias não acentuada, foram observadas por Almosny (1998) apud Machado (2004), em cães experimentalmente infectados por E. canis, na fase aguda da doença, revelando um caráter cíclico e com alterações morfológicas das plaquetas a partir do terceiro até o 67º dia após a infecção. (Castro (1997), Moreira et al. (2002) e Castro et al. (2004) apud Machado (2004) afirmam que em cães experimentalmente infectados por E. canis, por volta da terceira e quarta semana, observa-se leucopenia com aumento de monócitos e queda significativa na contagem de neutrófilos segmentados, eosinófilos e linfócitos. Em Almosny (1998) apud Machado (2004) uma pequena elevação na contagem de leucócitos foi observada em cães infectados por E. canis, com discreta elevação dos monócitos e sem alteração significativa dos neutrófilos segmentados, linfócitos e de eosinófilos. Diferentes amostras de E. canis devem ser consideradas quando se analisa a infecção experimental, além da maior ou menor susceptibilidade de
raças dos cães. Alterações na celularidade da medula óssea foram descritas por Silva (2001) apud Machado (2004), observando-se aumento do índice celular mielóide:eritróide (M:E), com hiperplasia da série granulocítica entre a segunda e a terceira semana pós-infecção. Macrófagos em atividade foram observados por Silva (2001) apud Machado (2004) durante a fase aguda da Erliquiose experimental fagocitando hemácias e granulócitos. Ainda, segundo Silva (2001) apud Machado (2004) na medula óssea foram observadas alterações displásicas em série megacariocítica, com megacariócitos pleomórficos, com núcleos hipolobulados e hiperlobulados, dispostos em grupos próximos às trabéculas ósseas. Castro (1997) e Castro, et al. (2004) apud Machado (2004) descrevem que hipoalbuminemia, hiperglobulinemia e hipergamaglobulinemia são alterações das proteínas séricas freqüentes em cães naturalmente infectados com E. canis, decorrentes da anorexia desenvolvida pelos cães, e de lesões inflamatórias e degenerativas hepáticas, além de glomerulonefrite. Outrossim, Almosny (1998) apud Machado observa que o nível sérico de albumina não sofre variação significante na fase aguda da Erliquiose experimental. Atividades enzimáticas da alanina amino transferase e fosfatase alcalina séricas elevam-se acentuadamente entre a primeira e 10ª semanas em cães com Erliquiose experimental, mantendo-se as concentrações séricas das bilirrubinas direta e indireta, uréia, creatinina e glicose, dentro da normalidade (MACHADO, 2004).
A hiperproteinemia, resultante do aumento das concentrações de globulinas no sangue, sugere uma resposta imune exacerbada que provavelmente é ineficiente, podendo causar a síndrome da hiperviscosidade
sanguínea. Nessa fase, o animal infectado pode apresentar também hipoalbuminemia (LEGATZKI e JORGE, 2002).
6.2 Fase Subclínica
Na fase subclínica, os pacientes permanecem assintomáticos, no entanto, podem-se identificar alterações hematológicas e bioquímicas leves (COUTO, 2003).
Harrus et al. (1997) e Andereg e Passos (1999) apud Legatzki e Jorge (2002) afirmam que alguns animais podem apresentar, na fase subclínica, depressão, perda de peso, mucosa hipocorada, hemorragias, infecções secundárias e edemas nos membros. Presença de carrapatos no hospedeiro e/ou linfadenopatia e esplenomegalia são raras nesta fase. Podem ocorrer ainda lesões oculares como hifema, hemorragia sub-retinal, uveítes, deslocamento da retina e ablepsia. Podem ocorrer alterações neurológicas como ataxia, disfunção motora, hiperestesia localizada ou generalizada e tremores, que são provavelmente provocados por infiltrações celulares ou devido a hemorragias nas meninges ou ainda no parênquima cerebral e na medula espinhal (LEGATZKI e JORGE, 2002).
Gregory et al. (1990) e Goldman et al. (1998) apud Legatzki e Jorge (2002) observam que alguns cães também podem apresentar outros sinais clínicos como artrite localizada ou generalizada, provavelmente pelo depósito de imunocomplexos e trombocitopenia moderada, que é um achado muito comum e de importância no auxílio diagnóstico. Waner et al. (1995) apud Legatzki e Jorge
(2002) observam que também ocorre uma redução no número de leucócitos, neutrófilos e aumento na concentração de gamaglobulinas. A pancitopenia é rara na fase subclínica. A titulação de anticorpos anti-E.canis, através da imunofluorescência indireta, observada nessa fase, é muito alta, variando 1:2560 a 1:20480. Segundo Gregory et al. 1990 apud Legatzki e Jorge (2002) a fase subclínica pode durar de 6 a 9 semanas evoluindo para fase crônica (LEGATZKI e JORGE, 2002).
6.3 Fase Crônica
Na fase crônica, os sinais clínicos podem ser leves ou severos, podendo-se obpodendo-servar perda de peso, pirexia, sangramento espontâneo, palidez, linfoadenopatia generalizada, hepatoesplenomegalia, uveíte anterior e/ou posterior, sinais neurológicos causados por meningoencefalomielite, poliartrite e edema de membro intermitente. Estes sinais refletem hiperplasia linforreticular e anormalidades hematológicas, e desenvolvem-se 1-4 meses após a inoculação da bactéria (COUTO, 2003).
Alguns animais com Erliquiose podem apresentar dispnéia e tosse resultantes de edema intersticial ou alveolar, de sangramento do parênquima pulmonar ou de infecções secundárias. Poliúria, polidipsia e proteinúria têm sido relatadas em alguns cães com insuficiência renal (NELSON e COUTO, 2001).
Na fase crônica, as anormalidades hematológicas e bioquímicas são geralmente acentuadas e incluem anemia não-regenerativa, trombocitopenia, leucopenia ou pancitopenia, por hipoplasia de medula óssea; plasmocitose da
medula óssea e esplênica; linfocitose composta ocasionalmente de linfócitos granulares grandes; hiperglobulinemia causada por gamopatia policlonal ou, menos freqüentemente, monoclonal; hipoalbuminemia e proteinúria (COUTO, 2003).
7. LESÕES ANATOMOPATOLÓGICAS
Castro (1997) Silva (2001), Castro et al. (2004) apud Machado (2004) afirmam que o exame histopatológico dos vários órgãos de cães em fase aguda com Erliquiose experimental tem evidenciado hiperplasia de cordões medulares com plasmocitose e alguns histiócitos nos linfonodos. No baço, observa-se hiperplasia dos cordões de Billroth com discreto aumento das áreas foliculares, o que poderia ter sua origem na alteração estrutural e aumento de volume do órgão. No fígado, observa-se inflamação perivascular e presença de degeneração hidrópica, variando de leve a moderada. Lesões renais, observadas nos rins de cães com Erliquiose, foram caracterizadas como glomerulonefrite intersticial crônica multifocal, não decorrente de deposição de imunocomplexos e mais provavelmente associadas às alterações circulatórias, em conseqüência da compressão vascular e do processo inflamatório ou redução do fluxo sanguíneo por trombose. O exame do sistema nervoso central demonstra presença de meningoencefalite não-supurativa, com formação de manguitos perivasculares e infiltrados de células mononucleares nas meninges de cães com Erliquiose aguda (MACHADO, 2004).
Edema e enfisema pulmonares, ascite, gastroenterite, assim como aumento de volume do baço, fígado e gânglios linfáticos, podem ser observados. No córtex renal e na mucosa da bexiga urinária e do intestino são encontradas, ocasionalmente, petéquias. Os gânglios linfáticos aparecem úmidos na superfície de corte, podendo apresentar pigmentações. Na mucosa das bochechas podem ser observadas erosões e úlceras, e em cortes histológicos dos pulmões, ricketsias (BEER, 1999).
Na fase aguda da Erliquiose canina, as principais lesões são petéquias no tecido subcutâneo e em grandes órgãos, além de linfadenopatia generalizada, com gânglios mesentéricos sendo mais comumente afetados. Distribuições, número e gravidade da hemorragia são variáveis, embora sejam mais freqüentes no coração, pulmões e trato gastrintestinal e urogenital. Microscopicamente, os aspectos mais característicos são arquitetura alterada do tecido linfopoiético, com plasmacitose e linfóide perivascular generalizada e acúmulo de células plasmáticas. O acúmulo de células plasmáticas varia em termos de qualidade e distribuição, e é mais proeminentes na meninge, rins e tecidos linfopoiéticos (RISTIC e HOLLAND, 1993).
8. DIAGNÓSTICO
Castro (1997), Almosny (1998), Silva (2001) e Castro et al. (2004) apud Machado (2004) afirmam que o diagnóstico laboratorial tem sido rotineiramente realizado pela identificação direta de mórulas de E. canis em amostras de sangue periférico, porém, as mórulas são mais facilmente encontradas em período de
pico febril, na fase aguda da doença. Oliveira et al. (2000), Krym et al. (2002), Olicheski et al. (2002), Leite e Ribeiro (2003) e Nakaghi (2004) apud Machado (2004) observam que na fase crônica da doença, as mórulas dificilmente são encontradas. Silva (2001) e Moreira et al. (2002) apud Machado (2004) afirmam também que as mórulas podem ser evidenciadas em esfregaços corados da punção aspirativa da medula óssea (MACHADO, 2004).
Segundo Andereg e Passos (1999) apud Legatzki e Jorge (2002) para a confecção do esfregaço sanguíneo, utiliza-se sangue total coletado sem anticoagulante do ápice da orelha do animal, sendo que o esfregaço deve ser fixado com álcool etílico e depois corado. As mórulas coram-se em roxo com o corante de Wright e em azul com o corante de Giemsa, podendo ser visualizado em microscópio com o aumento de 100x. Porém, a identificação de mórula nos esfregaços sanguíneos é difícil devido à baixa parasitemia (LEGATZKI e JORGE, 2002).
O cultivo de E. canis foi realizado em células DH82 conforme demonstrado por Torres et al. (2002) apud Machado (2004) e em monócitos de sangue periférico canino por Saito (2003) apud Machado (2004), sendo um método sensível na detecção de infecção aguda precoce e crônica, porém laboriosa e com resultados positivos a partir de 14 até 40 dias de cultivo. Alves et al. (2002), Bulla et al. (2002), Dagnone et al. (2004), Nakaghi et al. (2004) e Macieira et al. (2005) apud Machado (2004) demonstram que dessa forma, a detecção molecular do agente da Erliquiose tem sido realizada pela reação em cadeia da polimerase (PCR) e “nested” PCR (nPCR), identificando cães experimentalmente (fase aguda precoce) e naturalmente infectados, em fase
crônica e em vetores ixodídeos, com maior sensibilidade e especificidade no diagnóstico da Erliquiose. Conforme afirmam Nakaghi et al. (2004) apud Machado (2004) a PCR, em única amplificação de DNA, não se mostrou sensível na detecção de pequeno número de E. canis, nas amostras de sangue de cães assintomáticos ou naturalmente infectados e/ou tratados, razão pela qual empregou-se a nPCR, a qual detectou 53,33% de positividade em 30 cães com suspeita clínica. A sensibilidade da nPCR foi avaliada utilizando a amostra E. canis de Jaboticabal, com positividade até 1,12 pg de DNA. Uma análise comparativa entre a PCR (gene dsb) e a nPCR (16S rRNA), realizada em 24 amostras sanguíneas de cães naturalmente infectados por E. canis, demonstrou ser as duas técnicas adequadas ao diagnósticos da Erliquiose, no entanto, a nPCR é a única capaz de diferenciar as espécies de Ehrlichia spp (MACHADO, 2004).
Waner et al. (2000) apud Legatzki e Jorge (2002) afirmam que o diagnóstico pode ainda ser feito com base em testes sorológicos, empregando-se teste de imunofluorescência indireta (IFI), sendo que a presença de anti-E.canis nas titulações de 1:20 ou 1:40 são considerados positivos. Os resultados falsos negativos podem ocorrer se o antígeno não for de boa qualidade (HARRUS et al., 1997). Portanto, este teste de deve ser realizado em laboratórios selecionados, pois requerem equipamentos específicos e técnicos devidamente treinados (LEGATZKI e JORGE, 2002).
Munhoz e Babo (1998) apud Legatzki e Jorge (2002) observam que nos exames de IFI, há possibilidade de ocorrer uma reatividade cruzada antigênica significativa entre as várias espécies de Erlichia existentes, mas ocorre também
reação cruzada entre E. canis e muitos patógenos caninos não ehrlichias (LEGATZKI e JORGE, 2002).
Como no caso de algumas outras doenças infecciosas, títulos altos não conferem proteção contra re-infecção. Os títulos podem persistir por até 9-12 meses após um tratamento ou recuperação (COUTO, 2003).
Andereg e Passos (1999) apud Legatzki e Jorge (2002) afirmam que outro teste usado é o dot-blot enzyme linked imunossay (ELISA), o qual é considerado sensível para detecção de anticorpos no soro sanguíneo. Os resultados são de fácil leitura por pessoal não treinado e proporcionam um registro permanente da doença. Waner et al (2000) apud Legatzki e Jorge (2002) compararam o teste de imunofluorescência indireta e o kit Elisa visando a sensibilidade e concluíram que ambos são sensíveis na detecção de anticorpos de E. canis proporcionando um diagnóstico correto da enfermidade (LEGATZKI e JORGE, 2002).
Oriá (2001); Nakaghi (2004) apud Machado (2004) concluíram que a freqüência de ocorrência de Erliquiose canina obtida pela RIFI situa-se entre 63,33% e 66,67%, enquanto que segundo Oliveira et al. (2000), Oriá (2001) e Nakaghi (2004) apud Machado (2004) no Dot-Elisa detectou-se positividade de 70% a 92,31% dos cães com suspeita da doença. O Dot-Elisa é considerado uma técnica mais sensível, ainda que a análise estatística não mostre diferença significativa, mas não deixa de ser uma técnica rápida, de baixo custo e fácil de ser empregada na rotina clínica para o diagnóstico da Erliquiose canina (MACHADO, 2004).
9. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL
Como dignóstico diferencial para Erliquiose, deverão ser levadas em consideração as babesioses e leishmanioses, além das parasitoses por vermes e as doenças carenciais. A forma cutânea da rickettsiose é semelhante à forma exantemática da cinomose canina (BEER, 1999).
10. PROGNÓSTICO
Segundo Shaw e Ihle (1999), a infecção aguda ou subclínica tem um prognóstico favorável se tratada e a infecção crônica reservado.
O prognóstico para a Erliquiose canina é excelente com um tratamento apropriado, a menos que a medula óssea fique severamente hipoplásica. A resposta clínica começa geralmente 48h após a iniciação da doxiciclina, mas na forma crônica pode levar até 3-4 semanas (COUTO, 2003).
11. TRATAMENTO
A doxiciclina é a droga de escolha para o tratamento de Erliquiose, em uma dosagem de 2,5-5 mg/kg, VO, a cada 12-24h, por 14-21 dias. Alternativamente, pode-se usar tetraciclinas em uma dosagem de 22 mg/kg, VO, a cada 8h, por 14-21 dias, devendo-se administrá-las com estômago vazio (COUTO, 2003).
Greene (1993) apud Legatzki e Jorge (2002) afirma que o cloranfenicol (50 mg/kg a cada 8 horas) também pode ser utilizado, principalmente em filhotes com menos de 5 meses, para evitar o amarelamento do esmalte dos dentes (LEGATZKI e JORGE, 2002).
A enrofloxacina não foi efetiva na eliminação da infecção em cães experimentais (COUTO, 2003).
A E. canis pode ser detectada no sangue total pela reação em cadeia da polimerase, 21 dias após o início da terapia, sendo que alguns cães têm títulos de anticorpos positivos por meses ou anos após o tratamento. Não está claro se tais achados indicam depuração incompleta do microrganismo, mas a recomendação atual é de que cães com Erliquiose sejam tratados por 6 a 8 semanas (NELSON e COUTO, 2001).
O prognóstico é bom para cães com Erliquiose aguda e variável a reservado para aqueles com erliquiose crônica. Febre, petéquias, vômito, diarréia, epistaxe e trombocitopenia freqüentemente se desenvolvem dentro de dias após o início da terapia em cães na fase aguda. Esteróides anabólicos e outros estimulantes da medula óssea podem ser administrados para combater a supressão da medula óssea que ocorre na fase crônica, mas é improvável que sejam eficazes, porque as células precursoras estão freqüentemente deficientes nestes casos. A vincristina (0,01 mg/kg IV semanalmente) foi usada para estimular a medula óssea a liberar plaquetas nos cães gravemente trombocitopênicos, contudo, é improvável que seja eficaz se a avaliação citológica dos aspirados de medula óssea evidenciar hipoplasia megacariocítica. Há probabilidade de que eventos imunomediados que resultam na destruição de
hemácias ou trombócitos ocorram nos cães com Erliquiose, de modo que se recomenda que, doses antiinflamatórias ou imunossupressoras de glicocorticóides, sejam administradas aos animais agudamente acometidos. A prednisona (1,1 mg/kg, VO, 2 vezes ao dia, durante os primeiros 3 a 4 dias após o diagnóstico) pode ser benéfica em alguns casos (NELSON e COUTO, 2001).
Terapia de suporte, incluindo transfusões sanguíneas em animais gravemente anêmicos, e sangue fresco ou plasma rico em plaquetas nos cães com problemas hemorrágicos graves, pode ser necessária (DUNN, 2001).
12. PROFILAXIA
Labruna e Pereira (2001) apud Legatzki e Jorge (2002) afirmam que as medidas de prevenção da doença baseiam-se no controle e combate do R. sanguíneus com pulverizações de carrapaticidas de longa duração nos cães associado ao tratamento dos doentes.
O controle do R. sanguineus pode ser feito com a aplicação de carrapaticidas a base de piretróides no ambiente, priorizando paredes e locais em que o cão vive, lembrando que 95% dos carrapatos encontram-se no ambiente que o cão habita. Em algumas situações as infestações pelo R. sanguineus abrangem áreas extensas, povoadas por diferentes cães pertencentes a proprietários vizinhos, neste caso, mesmo que um dos proprietários resolva dedetizar o seu quintal e o abrigo do seu cão, a re-infestação do ambiente poderá ocorrer em pouco tempo, caso o vizinho não tome as mesmas medidas preventivas (LEGATZKI e JORGE, 2002).
Os cães utilizados como doadores de sangue devem ser negativos para E. canis em dois testes sorológicos, feitos com intervalos de quatro semanas (LEGATZKI e JORGE, 2002).
Andereg e Passos (1999) apud Legatzki e Jorge (2002) afirmam que o tratamento com doses terapêuticas de tetraciclinas (6,6 mg/kg por dia) por períodos que abrangem pelo menos uma geração de carrapatos pode eliminar a infecção de uma dada região.
13. CONCLUSÃO
Como a Erliquiose é uma doença transmitida exclusivamente por carrapatos, principalmente pelo Rhipicephalus sanguineus, e como o microrganismo não é transmitido pela via transovariana no carrapato, obrigando-o a se alimentar de um animal contaminado na fase aguda para se contaminar. A melhor forma para diminuir a incidência da doença entre os animais é o controle populacional dos carrapatos, pulverizando ambientes infestados, pois 95% dos carrapatos ficam a maior parte do tempo no ambiente, mas se não for possível a pulverização do ambiente, o ideal é utilizar produtos carrapaticidas de longa ação, para o controle do parasito no animal.
Mas para ser eficiente o controle populacional de carrapatos e conseqüentemente a diminuição da Erliquiose e outras doenças transmitidas pelos carrapatos, é necessário que toda população da região infestada faça o controle de carrapatos, caso contrário, a eficácia será muito baixa.
REFERÊNCIAS
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DUNN, J. K. Infecções Específicas Caninas. Tratado de Medicina de Pequenos Animais: São Paulo: Editora Roca, 2001. p. 947-948.
NELSON, R. W.; COUTO, C.G. Doenças Riquetsianas Polissistêmicas. Medicina Interna de Pequenos Animais: 2ª. ed. Rio de Janeiro: Editora Guanabara Koogan, 2001. p. 1008-1010.
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