GRAZI OLIVEIRA GRAZI OLIVEIRA LARISSA FERREIRA LARISSA FERREIRA MICHELE EIDT MICHELE EIDT MICHELLE VISCARDI MICHELLE VISCARDI
FISIOLOGIA VEGETAL
FISIOLOGIA VEGETAL
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS
G1
G1
Professor Sérgio Augusto Loreto Bordignon Professor Sérgio Augusto Loreto Bordignon
CANOAS, 2014 CANOAS, 2014
Introdução
Introdução
O presente relatório aborda
O presente relatório aborda três aulas práticas que ocorreram no laboratóriotrês aulas práticas que ocorreram no laboratório de Biologia do Centro Universitário La Salle em Agosto e Setembro de 2014, sob de Biologia do Centro Universitário La Salle em Agosto e Setembro de 2014, sob orientação e supervisão do Dr. Professor Sérgio Bordignon.
orientação e supervisão do Dr. Professor Sérgio Bordignon. A primeira parte dos experimentos tratou so
A primeira parte dos experimentos tratou sobre asbre as relações hídricasrelações hídricas (Osmose, Turgescência e Pressão de Parede),
(Osmose, Turgescência e Pressão de Parede), utilizando folhas de Trapoeraba- utilizando folhas de Trapoeraba-roxa (
roxa (Tradescantia pallida purpureaTradescantia pallida purpurea) em visualização microscópica e pesagem de) em visualização microscópica e pesagem de
batatas (
batatas (Solanum tuberosum).Solanum tuberosum).Já, a segunda, sobreJá, a segunda, sobre extração e cromatofrafia deextração e cromatofrafia de
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pigmentos fotossintéticos, utilizou-se Marcela (utilizou-se Marcela ( Achyrocline satureioides Achyrocline satureioides ),), IpêIpê
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Roxo ( Handroanthus impetiginosusHandroanthus impetiginosus ), ), Hibisco (Hibisco ( Hibiscus rosa-sinensis L.Hibiscus rosa-sinensis L. ) e ) e
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Trapoeraba-roxa (Tradescantia pallida purpureaTradescantia pallida purpurea) novamente, para visualização do) novamente, para visualização do
fenômeno fluorescente e capilaridad
fenômeno fluorescente e capilaridade no papel. Por fim, e no papel. Por fim, na terceira e última,na terceira e última, fotomorfogênese e fotoperíodo (Plantas de Sol e Plantas de
fotomorfogênese e fotoperíodo (Plantas de Sol e Plantas de Sombra)Sombra), foram, foram manuseados o
manuseados o “Catiguá” (“Catiguá” (Trichilia claussenii Trichilia claussenii ) e o “Louro Podre” () e o “Louro Podre” (Cordia ecalyculata),Cordia ecalyculata),
para medições com régua e observação microscópirca do mesófilo foliar. para medições com régua e observação microscópirca do mesófilo foliar.
São apresentados materiais, procedimentos e resultados dos
São apresentados materiais, procedimentos e resultados dos experimentos,experimentos, assim como anexos, tabelas e introduções acerca dos assuntos vistos.
1. RELAÇÕES HÍDRICAS
Osmose, Turgescência e Pressão de Parede (19.08.2014)
A água executa papéis cruciais na vida da planta, sendo que por cada grama de matéria orgânica feita ,cerca de 500 gramas de água são absorvidas pelas raízes, transportada através do corpo da planta e perdidas para a atmosfera. Este líquido representa de 80 a 95% da massa dos tecidos em crescimento, assim sendo, portanto, o principal constituinte do protoplasma. É neste ambiente aquoso que as reações metabólicas ocorrem, com a água sendo reagente ou produto de muitas destas.
1.1 PLASMÓLISE
É a condição em que o protoplasto se desprende parcialmente da parede celular, devido à saída de água, por osmose, do vacúolo, quando a célula se encontra em um meio hipertônico, ocorrendo o seu murchamento.
1.2 Material Água destilada
Folha de Trapoeraba-roxa (Tradescantia pallida purpurea)
Lâmina Lamínula Microscópio Pinça e Pincel Solução de HCL Solução de sacarose 2N 1.3 Procedimentos
Foi feito um corte paradérmico destacando a epiderme inferior da folha de Trapoeraba-Roxa; após este foi colocado em lâmina com água destilada e lamínula para ser visualizado no microscópio; Após o processo foi repetido com solução de HCl e novamente levado para observação no microscópio.
Lâmina 1 – Água destilada
Observa-se um estômato com suas células-guarda túrgidas. Isto ocorre por que a água destilada é um meio hipotônico em relação ao interior dessas células.
400x
Lâminas 2 e 3 – Solução de HCl
400x
Este tecido vegetal foi colocado em um meio hipertônico em relação ao interior das células. Assim houve plasmólise, com o desprendimento de algumas partes da membrana plasmática da parede celular, em conseqüência do esvaziamento do vacúolo e murchamento das
células. Observa-se, acima, uma célula da epiderme murcha, e, abaixo, um estômato com suas células-guarda, também murchas.
400x
1.4 PRESSÃO DE PAREDE
É a pressão mecânica exercida pela parede celular, para o interior da célula. Quanto mais rígida a parede (parede secundária), maior vai ser a pressão exercida por ela, limitando o aumento de volume da célula. É oposta à Pressão de Turgor.
1.5 Material
Água destilada (H2O) Béquer
Caule de planta da família Boraginaceae Gilete
1.6 Procedimentos
Realizado um corte em cruz no caule da Boraginaceae, esta foi mantida em um béquer com água destilada por cerca de trinta minutos.
Figura 4 –planta em corte imersa Figura 5 – Células da medula inchadas
Fotos: Gabriel Guimarães
O caule foi colocado em um ambiente hipotônico em relação ao interior das suas células, sendo possível observar o aumento de volume do caule, em consequência da pressão de turgor exercida pelo interior das células na parede celular.
1.7 OSMOSE
Difusão de água através da membrana plasmática, que é semipermeável. É regulada por um Gradiente de Potencial Hídrico, sendo um processo passivo.
1.8 Material
Água destilada (H2O) Balanço de massa
Batatas (Solanum tuberosum)
Béqueres Papel toalha
Solução de Sacarose 2N em diferentes porcentagens 1.9 Procedimentos
Foram cortadas batatas em seis cubos de 1,5cm x 1,5 cm e estes mantidos em solução de H2O por um minuto. Após, os cubos foram enxaguados em papel toalha e pesados. Anotada a pesagem, as batatas em cubos permaneceram em soluções preparadas de H2O e diferentes porcentagens de sacarose, por trinta minutos; depois do que foram lavadas, secadas e pesadas novamente.
Figura 6 – Batatas sendo pesadas antes de colocadas na solução de sacarose
Figura 7 – Batatas em soluções de sacarose.
Foto: Gabriel Guimarães
1.10 Resultados
Água destilada Sacarose 1% Sacarose 2% Sacarose 5% Sacarose 10%
1ª pesagem 20.835g 19.873g 20.177g 21.494g 19.001g
2ª pesagem 21.405g 20.416g 20.715g 21.571g 18.215g
Tabela 1 - Resultados das pesagens dos cubos de batatas antes e após estes serem mantidos em soluções de sacarose.
Na água destilada e na solução de sacarose 1% observa-se o aumento de peso dos pedaços de batata por estes serem meios com maior potencial hídrico em relação ao interior das batatas, ocorrendo então a passagem de água do meio para as células. Isto também é observado nas soluções de sacarose 2% e 5%, o que não era esperado, já que se supões que estas soluções sejam mais concentradas que o interior das células dos pedaços de batata, o que deveria ter ocasionado a diminuição de peso destes, que teriam perdido água para este meio mais concentrado. Na solução de sacarose 10% observa-se o já esperado, que é a diminuição do peso, em virtude da perda de água das batatas para o meio hipertônico.
2. EXTRAÇÃO E CROMATOGRAFIA DE PIGMENTOS FOTOSSINTÉTICOS (02.09.2014)
O processo pelo qual o vegetal transforma energia luminosa em energia química (matéria inorgânica em orgânica) chama-se fotossíntese e depende de pigmentos (moléculas orgânicas que captam a luz). De acordo com Félix (2010), os pigmentos fotossintéticos que se encontram nas plantas são denominados clorofilas a e b, respectivamente de cor verde intensa e verde-amarelada, e os carotenóides que incluem os beta-carotenos e xantofilas, respectivamente de cor laranja e amarela. A clorofila ocorre em todas as células fotossintetizadoras, e tem papel essencial no processo de bioconversão de energia, enquanto que os outros pigmentos são acessórios.
Uma das técnicas utilizadas para analisar a extração de pigmentos fotossintéticos é a cromatografia sobre papel, a qual baseia-se no princípio de absorção. O solvente sobe por capilaridade no papel e arrasta os diferentes pigmentos, ficando estes dispostos, da parte inferior para a parte superior, na seguinte ordem: clorofila b, clorofila a, xantofilas e carotenos.
O objetivo desta prática foi observar a extração de pigmentos fotossintéticos em folhas de Trapoeraba-roxa e flores de Marcela, Ipê Roxo e Hibisco, com auxílio da cromatoplaca. 2.1 Material Acetona (CH3-CO-CH3) Água destilada (H20) Almofariz Béqueres pequenos Capilar Cromatoplaca
Éter etílico (CH2-CH2-O-CH2-CH3)
Flores de Marcela ( Achyrocline satureioides )
Flores de Ipê Roxo ( Handroanthus impetiginosus )
Flores de Hibisco ( Hibiscus rosa-sinensis L. )
Papel filtro
Tubos de ensaio
Figura 8 - Flores a serem picadas Figura 9 - Solventes Fotos : Larissa Ferreira
2.2 Procedimento
Para a extração e separação de pigmentos fotossintéticos, foram picadas as folhas e flores, e logo, colocadas ao almofariz onde foi feita a maceração com o pistilo, adicionando 20ml de solução de acetona (80%), para a solubilização dos pigmentos fotossintéticos, além de éter etílico e água destilada.
Em seguida os compostos foram filtrados com papel separadamente em tubos de ensaio, resultando em um extrato o qual foi coletado com o uso do capilar e colocado em um Ponto de Aplicação da cromatoplaca, a qual ficou submetida à um béquer contendo éter durante 10 minutos, onde os extratos foram absorvidos e os pigmentos foram separados, obtendo-se por fim a presença de pigmentos clorofilados e carotenoides.
Figura 10 - Flores de Ipê Roxo picadas Figura 11 - Folhas de Trapieraba-Roxa e Flores de Marcela maceradas
Figura 12 - Filtração do composto de Ipê-Roxo Figura 13 – Filtração das sépalas de Hibisco
Fotos : Larissa Ferreira
2.3 Resultados 2.3.1 Polaridade Hexano Clorofórmio Acetiletila Acetona Metanol Etanol Água
Tabela 2 - Polaridade de alguns solventes
Nos tubos de ensaio, água e acetona se misturam perfeitamente porque ambas são substâncias polares, porém, por ser pouco polar, o éter não se mistura, embora não seja perceptível de inicio, já que os três solutos são transparentes.
Pigmentos não fotossitentizantes como as Antocianinas são bastante polares, diluindo-se na solução de água e acetona, como pode-se observar na fase vermelha; sendo as clorofilas e os beta-carotenos (pigmentos fotossintetizantes) menos polares, estes diluem-se no éter, como pode-se observar na fase verde.
Figura 14 – Fase verde: Pigmentos fotossintetizantes diluídos em éter;
Fase vermelha: Antocianinas diluídas em água e acetona. Foto: Aline Oliveira
2.3.2 Fenômeno da Fluorescência
O fóton, quantum de energia eletromagnética (luz), ao ser absorvido pela molécula de uma substância, excita seus elétrons, fazendo-os saltar para níveis energéticos superiores. Assim, a molécula ativada transforma o excesso de energia em movimento, chocando-se com as vizinhas. Dessa forma, o efeito inicial da radiação incidente se propaga em todas as direções. Em certos casos, esse excesso de energia também é emitido sob forma de radiação, geralmente com freqüência inferior, quando o elétron retorna a seu nível energético original, o que dá origem à fluorescência.
Figura 15 – Sépalas de hibisco maceradas, filtradas e diluídas em acetona sob luz ultravioleta
(360mm), onde o espectro vermelho da clorofila é refletido. Foto: Larissa Ferreira
2.3.3 Cromatoplaca
A clorofila presente no papel como uma faixa verde escuro é um pigmento menos polar, portanto, corre devagar no papel e, de acordo com Magalhães (1985) a distribuição da clorofila no cloroplasto pode ser avaliada através do conhecimento da estrutura da molécula e o seu comportamento quando associada às membranas de natureza lipoprotéica. As camadas lipídicas e protéicas que compõem as membranas, hidrofóbicas e hidrofílicas, respectivamente, interagem com a molécula de clorofila de modo que a região polar, representada pelo anel de porfirina e que contém o átomo de magnésio com carga positiva, tem afinidade pela água e se orienta na direção da camada de proteína. A região não polar, composta pelo fitol, fica localizada na região hidrofóbica da camada de lipídio. Por outro lado, os pigmentos carotenóides (amarelados) são pigmentos apolares, mais rápidos e intensos. Portanto, com a visualização da cor dos pigmentos por meio da cromatografia em papel, verificou-se que a folha de Trapoeraba-Roxa contém clorofilas (havendo migração de pigmentos) e Antocianina (sem migração), enquanto que a folha de Marcela apontou presença de Flavonóis (migração de cumarina e clorofila), e por fim as pétalas de Hibisco apresentaram Antocianina (sem migração) e as sépalas, pedúnculo e ovários da planta, demonstraram presença de Clorofila e Caroteno (com migração).
Figura 16 – Cromatoplaca com amostras dos extratos, representando (da esquerda para direita,
clorofila b, clorofila a, xantofilas e carotenos. Foto: Aline Oliveira
3. FOTOMORFOGÊNESE e FOTOPERÍODO Plantas de Sol e Plantas de Sombra
(23.09.2014)
Durante o ciclo de vida vegetal, diversas respostas, que conferem enormes vantagens no estabelecimento e na sobrevivência da planta, tais como germinação de sementes, inibição do alongamento caulinar, síntese de clorofila e antocianinas, expansão foliar, floração e tuberização, estão envolvidas diretamente com a duração e a qualidade da iluminação. O processo pelo qual a luz regula o desenvolvimento das plantas é denominado fotomorfogênese (Kendrick & Kronenberg 1994).
A periodicidade regular entre luz e escuro no desenvolvimento da planta é conhecida como fotoperiodismo. O efeito do fotoperíodo na floração é o aspecto mais evidente da presença ou ausência da luz sobre as mudanças dos padrões de crescimento durante o ciclo de vida das angiospermas.
Este experimento teve como objetivo comparar comprimento e largura das folhas da mesma espécie, separando as espécies crescidas sob luz e as que se desenvolvem no escuro, chamadas de folha de sol e folha de sombra,
respectivamente. 3.1 Material
10 Folhas de sol e 10 Folhas de Sombra de “Catiguá” (Trichilia claussenii ); 10 Folhas de sol e 10 Folhas de Sombra de “Louro Podre” (Cordia ecalyculata);
Água destilada (H2O);
Azul de Metileno (0,5 % e 10%); Isopor; Lâmina de barbear Lâminas; Lamínulas; Pincel; Placa de Petri; Régua;
Figura 17 e 18 – Materiais utilizados
Fotos:Gabriel Guimarães
3.2 Procedimentos
3.3. Médias de comprimento e largura de Folhas de Sol e Folhas de Sombra Foram retiradas dez folhas dos ramos de cada amostra, as quais foram medidas com régua, para obtenção do seu comprimento, no folíolo central e para largura, no meio da folha em sentido horizontal. Calculadas as médias de medidas e anotados os resultados das folhas de sol e sombra de cada espécie, foi comparado seu desenvolvimento.
Figura 19 - Cordia ecalyculata (Louro podre)
Figura 20 - Cordia ecalyculata (Louro podre)
Folhas de Sol
Figura 21 - Trichilia claussenii ( Catiguá )
Folhas de Sombra
Figura 22 - Trichilia claussenii ( Catiguá )
3.3.1 Resultados
Cordis ecalyculata - Sol Cordis ecalyculata - Sombra
Comprimento Largura Comprimento Largura
1 8,5 cm 2 cm 1 12,8 cm 4 cm 2 7,5 cm 2,4 cm 2 12,5cm 3 cm 3 7,9 cm 1,8 cm 3 11,5 cm 3 cm 4 7,6 cm 2,3 cm 4 11,6 cm 3 cm 5 7,1 cm 1,6 cm 5 10,5 cm 3 cm 6 6,7cm 1,5 cm 6 13,1 cm 3,2 cm 7 7,5cm 2 cm 7 11,4 cm 3 cm 8 6,8cm 1,5 cm 8 10,8 cm 3 cm 9 5,8cm 2 cm 9 10,2 cm 2,7 cm 10 5,0cm 1,7 cm 10 9 cm 2,5 cm
Tabela 3 - Medições de Louro Podre (Cordis ecalyculata)
Trichilia claussenii - Sol Trichilia claussenii - Sombra
Comprimento Largura Comprimento Largura
1 15,5 cm 2,4 cm 1 18,4 cm 3,6 cm 2 14 cm 2,8 cm 2 16,9 cm 3,5 cm 3 13 cm 2,3 cm 3 17,4 cm 3,4 cm 4 14 cm 2,6 cm 4 15,9 cm 3,1 cm 5 13,8 cm 2,4 cm 5 15,8 cm 3 cm 6 12 cm 2,1 cm 6 20,2 cm 4 cm 7 13,8 cm 2,8 cm 7 23,9 cm 4,1 cm 8 14 cm 2,8 cm 8 17,4 cm 3,4 cm 9 15 cm 3 cm 9 18,3 cm 3,4 cm 10 12,4 cm 2,5 cm 10 22,7 cm 4 cm
Tabela 4 - Medições de Catiguá (Trichilia claussenii )
Com os devidos resultados acima, observa-se que as folhas de sol tem menor desenvolvimento que as folhas de sombra, em ambas espécies, que explica-se segundo a morfogênese.
Em comparação com as folhas de sol, as folhas de sombra são maiores em área e menos espessas, possuem mais clorofila por unidade de massa, apresentam menos protéinas (incluindo o Rubisco) nos cloroplastos, além de terem uma maior quantidade de complexos coletores de luz, o que permite absorver e utilizar praticamente toda a luz que atinge a folha.
3.4 Observação de células do mesófilo foliar de sol e de sombra
Foi realizado corte transversal nas folhas de sol e de sombra de Cordia
ecalyculata (Louro podre) e a este adicionado água destilada e azul de metileno em
duas porcentagens (0,5 % e 10%), sendo colocado na lâmina e coberto com lamínula para observação ao miscroscópio da espessura do mesófilo foliar.
100x
Figuras 23 - Corte de Folha de Sombra de Cordia ecalyculata (Louro podre)
100x
400x
Figura 25 - Corte de Folha de Sol de Cordia ecalyculata (Louro podre)
Fotos: Gabriel Guimarães
3.4.1 Resultados
Verificou-se que as folhas que estão expostas ao sol apresentam maior espessura, com mais camadas de células compondo o mesófilo foliar, sendo duas camadas deste de parênquima paliçádico e aproximadamente seis de parênquima lacunoso.
Conclusão
O estudo apresentado foi de fundamental importância, já que através dos materiais examinados e experimentos praticados, foi possível verificar como ocorre o processo das relaçãos hídricas nas células vegetais, a extração e cromatofrafia de pigmentos fotossintéticos e a fotomorfogênese e fotoperíodo, agregando conhecimentos sobre plasmólise, osmose, pressão de parede, turgidez, polaridade, capilaridade, fluorescência e como comportam-se e desenvolvem-se folhas de sol e sombra.
Ao longo das aulas, foi possível conhecer mais a respeito do funcionamento fisiológico vegetal, além de avaliar detalhadamente estruturas comuns e importantes para a flora.
REFERÊNCIAS
KERBAUY, Gilberto B. Fisiologia vegetal. 2 ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan,
2012.
SUTCLIFFE, James F. As plantas e a água. São Paulo: EPU, 1980. 126 p. (Temas
de biologia ;v.23)
RAVEN, Peter H.; EVERT, Ray F.; EICHHORN, Susan E. Biologia vegetal. 7. ed. Rio
de Janeiro: Guanabara Koogan, 2007.
TAIZ, Lincoln; ZEIGER, Eduardo. Fisiologia vegetal. 3. ed. Porto Alegre: Artmed,
2004.
MAJEROWICZ, Nidia; FRANÇA, Marcel G. C.; PERES, Lázaro E. P.; MEDICI,
Leonardo O.; FIGUEIREDO, Sérgio A. Fisiologia Vegetal Curso Prático, Rio de Janeiro: Âmbito Cultural Edições LTDA., 2003
FÉLIX, A. A. F. Extração e separação de pigmentos fotossintéticos - Protocolo
experimental. Biologia e Geologia (ano 1), julho de 2010.
CARVALHO, Rogério F.; PERES, Lázaro E.P. Fotomorfogênese. Escola Superior
de Agricultura “Luiz de Queiroz. Disponível em :
