UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE FACULDADE DE VETERINÁRIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM MEDICINA VETERINÁRIA ÁREA DE CONCENTRAÇÃO EM HIGIENE VETERINÁRIA
E PROCESSAMENTO TECNOLÓGICO DE PRODUTOS DE ORIGEM ANIMAL
LEANDRO DOS SANTOS MACHADO
DESEMPENHO E QUALIDADE DE OVOS DE
POEDEIRAS
COMERCIAIS INOCULADAS COM A CEPA F
DE Mycoplasma gallisepticum (MG)
NITERÓI, RJ 2014
LEANDRO DOS SANTOS MACHADO
DESEMPENHO E QUALIDADE DE OVOS DE POEDEIRAS COMERCIAIS INOCULADAS COM A CEPA VACINAL F DE Mycoplasma gallisepticum (MG)
Tese apresentada ao Programa de
Pós-graduação em Medicina
Veterinária da Universidade Federal Fluminense como requisito parcial para aquisição do Grau de Mestre. Área de concentração: Higiene Veterinária e Processamento Tecnológico de Produtos de Origem Animal.
Orientador: Dr. ELMIRO ROSENDO DO NASCIMENTO
Departamento de Saúde Coletiva Veterinária e Saúde Pública - UFF Co-orientadora: Drª VIRGINIA LÉO DE ALMEIDA PEREIRA
Departamento de Saúde Coletiva Veterinária e Saúde Pública - UFF
NITERÓI, RJ 2014
LEANDRO DOS SANTOS MACHADO
DESEMPENHO E QUALIDADE DE OVOS DE POEDEIRAS COMERCIAIS INOCULADAS COM A CEPA VACINAL F DE Mycoplasma gallisepticum (MG)
Tese apresentada ao Programa de
Pós-graduação em Medicina
Veterinária da Universidade Federal Fluminense como requisito parcial para aquisição do Grau de Mestre. Área de concentração:
Higiene Veterinária e
Processamento Tecnológico de Produtos de Origem Animal.
Aprovada em ________ de 2014
BANCA EXAMINADORA
___________________________________________ Prof. Dr. Elmiro Rosendo do Nascimento
UFF
____________________________________________ Profª. Drª. Virgínia Léo de Almeida Pereira
UFF
____________________________________________ Prof. Dr. Edísio Oliveira de Azevedo
UFPB
___________________________________________ Profª. Drª. Nilce Maria Soares
Instituto Biológico (Unidade de Pesquisa e Desenvolvimento de Bastos)
NITERÓI, RJ 2014
Aos meus pais, Adenair e Jozé Roberto, dedico mais esta conquista. O amor e o incentivo foram primordiais para a conclusão deste trabalho.
AGRADECIMENTOS
À minha família, pelo incentivo, apoio e preocupação.
Ao meu orientador, Elmiro Rosendo do Nascimento, pela confiança e pelos novos ensinamentos.
Á minha co-orientadora, Virginia Léo de Almeida Pereira pela disponibilidade e orientação.
Aos professores Dayse Abreu, Cristina Kimie Togashi, Rogério Tortelly, Maria Lúcia Barreto, e Juliana Almeida pela disposição em me auxiliar e grande contribuição para o desenvolvimento da pesquisa.
Á professora Mônica Queiroz de Freitas por ceder o laboratório para realização de algumas etapas necessárias a este trabalho.
Á professora Lígia Calixto da UFRRJ pela gentileza em ceder os equipamentos necessários para avaliação da qualidade dos ovos.
Aos amigos Rita de Cássia, Raquel Gouvêa, Felipe Faccini, Lídia dos Santos, Marisa Dinah, Cátia Cardoso, Mariane Verinaud, Liana Ogino, Liz Rodrigues e Môsar Lemos pelo auxílio e contribuição nas etapas do meu trabalho.
À CEVA e aos professores Jorge Pimentele Luiz Sesti pela contribuição a tese Á todos os professores do Programa de Pós-graduação e graduação que contribuíram para minha formação acadêmica.
Aos funcionários da Faculdade de Medicina Veterinária que direta ou indiretamente contribuíram para que este trabalho fosse possível.
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico pelo auxílio financeiro.
“Se você falar com um homem numa linguagem que ele compreende, isso entra na cabeça dele. Se você falar com ele em sua própria liguagem, você atinge seu coração."
RESUMO
Mycoplasma gallisepticum (MG) é um patógeno de preocupação para a indústria avícola por causar doença subclínica ou aparente em galinhas, perus e em outras aves. As manifestações clínicas da micoplasmose são tosse, descarga ocular e nasal, decréscimo no consumo de ração, retardo de crescimento, desuniformidade, queda na produção e qualidade dos ovos, mortalidade e condenação de carcaças. A vacinação em poedeiras comerciais reduz os prejuízos com antibióticoterapia, a queda na produção de ovos e minimiza novas infecções. As vacinas atenuadas estimulam as respostas imunes de base celular e humoral e atuam como instrumento de exclusão competitiva em relação às cepas de campo. Reações sorológicas falso positivas e dificuldades no diagnóstico de Mycoplasma gallisepticum (MG) têm aumentado recentemente como resultado de infecção por cepas de baixa virulência MG e o uso de vacinas atenuadas contra MG em aves. O objetivo desse trabalho foi detectar MG-F por respostas sorológicas e pela PCR, mensurar a resposta tecidual em traquéia e sacos aéreos e investigar alterações na qualidade externa e interna dos ovos comerciais entre três grupos de 30 poedeiras cada um, sendo um composto por aves não vacinadas; outro com aves vacinadas por via ocular na 8ª semana de idade, com vacina atenuada cepa MG-F; o terceiro, vacinado na 8ª e na 11ª semanas de idade.
Palavras-chave: Mycoplasma gallisepticum, vacina, poedeiras, ovos, sorologia, histopatologia, PCR
ABSTRACT
Mycoplasma gallisepticum (MG) is a pathogen of concern for the poultry industry to cause subclinical or apparent disease in chickens, turkeys and other birds. The clinical manifestations of mycoplasmosis are coughing, ocular and nasal discharge , reduction in feed intake, lower and uneven growth, uneven growth, decline in egg production and quality, and increase in mortality and carcass condemnation.The vaccination in commercial layers reduces losses with antibiotic therapy, decrease in egg production and minimizing new infections. Attenuated vaccines stimulate the immune responses of cellular and humoral base and act as an instrument of competitive exclusion in relation to field strains. False positive serological reactions and difficulties in the diagnosis of Mycoplasma gallisepticum (MG) have increased recently as a result of infection by low virulence strains of MG and the use of attenuated vaccines against MG in poultry. The aim of this study was to detect MG - F by PCR and serologic responses, measure the tissue response in the trachea and air sacs and investigate changes in external and internal quality of commercial eggs from three groups of 30 hens each: unvaccinated, vaccinated by the ocular route at 8 weeks of age with MG-F and vaccinatted at 8th and 11th weeks of age.
Keywords: Mycoplasma gallisepticum, vaccine, layers, eggs, sorology, histopathology, PCR
SUMÁRIO
RESUMO, p.6
ABSTRACT, p.7
1 INTRODUÇÃO, p.14
2 REVISÃO DE LITERATURA, p.15
2.1 PRODUÇÃO E COMERCIALIZAÇÃO DE OVOS NO BRASIL, p.15 2.2 FISIOLOGIA DA FORMAÇÃO DO OVO, p.15
2.3 ASPECTOS DA QUALIDADE DE OVOS, p.18
2.3.1 Qualidade Externa dos Ovos ou qualidade da casca, p.20 2.3.1.1 Integridade da Casca, p.20 2.3.1.2 Textura da Casca , p.20 2.3.1.3 Tamanho do Ovo, p.20 2.3.1.4 Forma do Ovo, p.21 2.3.1.5 Gravidade Específica, p.21 2.3.1.6 Percentagem de Casca, p.21 2.3.1.7 Espessura da Casca, p.21 2.3.1.8 Cor da Casca, p.22
2.3.2 Qualidade Interna dos Ovos, p.22 2.3.2.1 Câmara de Ar, p.22
2.3.2.2 Integridade da Câmara, p.23 2.3.2.3 pH do Albúmen, p.23
2.3.2.4 Altura do Albúmen / Unidade Haugh (HAUGH, 1937) , p.25 2.3.2.5 Percentagem de Albúmen, p.25
2.3.2.6 Manchas na Gema ou Albúmen, p.25 2.3.2.7 pH da Gema, p.26
2.3.2.8 Altura da Gema, p.26
2.3.2.9 Percentagem de Gema, p.26 2.3.2.10 Cor da Gema, p.26
2.5 MICOPLASMOSES AVIÁRIAS, p.28 2.5.1, Características gerais, p.28 2.5.2 Mycoplasma gallisepticum, p.30
2.5.3 Diagnóstico da micoplasmose aviária, p.33 2.5.4 Prevenção e controle, 36
3 DESENVOLVIMENTO, p.40
3.1 REVISÃO: MICOPLASMOSES AVIÁRIAS, p.40
3.2 DETECÇÃO PRECOCE DE Mycoplasma gallisepticum EM OVIDUTO DE GALINHAS POEDEIRAS, p.64
3.3 EGG QUALITY IN LAYING HENS EXPOSED TO Mycoplasma gallisepticum F-STRAIN ATTENUATED VACCINE, p.73
3.4 TRANSMISSION, SEROLOGIC AND TISSUE RESPONSES IN CHICKENS VACCINATED WITH Mycoplasma gallisepticum F STRAIN (MG-F), p.86
3.5 PERFORMANCE, RESPOSTA SOROLÓGICA E TRAQUEAL EM POEDEIRAS EXPOSTAS A CEPA F DE Mycoplasma gallisepticum, p.98
4 CONSIDERAÇÕES FINAIS, p.109
5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS, p.110
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Artigo 3: EGG QUALITY IN LAYING HENS EXPOSED TO Mycoplasma gallisepticum F-STRAIN ATTENUATED VACCINE
Figure1 ELISA serologic response by optical density (OD) for M. gallisepticum F-strain in chickens unvaccinated, vaccinated once or twice according to age in weeks.
LISTA DE QUADROS E TABELAS
QUADRO 1 - Classificação de ovos e parâmetros considerados; p.
Artigo 2: DETECÇÃO PRECOCE DE Mycoplasma gallisepticum EM OVIDUTO DE GALINHAS POEDEIRAS
TABELA 1. Mycoplasma gallisepticum pela PCR em diferentes porções do oviduto de galinhas poedeiras
Artigo 3: EGG QUALITY IN LAYING HENS EXPOSED TO Mycoplasma gallisepticum F-STRAIN ATTENUATED VACCINE
Table 1: ELISA serologic response by optical density (OD) for M. gallisepticum F-strain in chickens unvaccinated, vaccinated once or twice according to age in weeks.
Table 2. Analysis of Haugh unit, shell weight and shell thickness in unvaccinated birds (G1), vaccinated at eight weeks (G2) and vaccinated at eight and 12 weeks of age (G3).
Artigo 4: TRANSMISSION, SEROLOGIC AND TISSUE RESPONSES IN CHICKENS VACCINATED WITH Mycoplasma gallisepticum F STRAIN (MG-F)
Table 1: ELISA serologic response by OD for MG-F in chickens unvaccinated (G1), vaccinated at 8th weeks of age (G2) and vaccinated by contact (G3) according to age in weeks.
Table 2: Response by SAR for in chickens unvaccinated (G1), vaccinated at 8th weeks of age (G2) and vaccinated by contact (G3) according to age in weeks.
Table 3. Mean scores of gross lesions (M) and microscopic (m) in tracheas and air sacs in chickens no vaccinated (G1), vaccinated (G2) and vaccinated by contact (G3) with F strain of Mycoplasma gallisepticum (MG-F), at different stages of the experiment.
ARTIGO 5: PERFORMANCE, RESPOSTA SOROLÓGICA E TRAQUEAL EM POEDEIRAS EXPOSTAS A CEPA F DE Mycoplasma gallisepticum.
Tabela 1: Resposta sorológica pelo ELISA em DO para MG-F de grupos (G) de aves não vacinadas(G1) e vacinadas com uma dose na 8ª semana(G2) e duas doses da 8ª a 11ª semana de idade (G3) de acordo com idade em semanas.
TABELA 2: Peso Inicial, peso final e ganho de peso semanal (GPS) de grupos (G) de aves não vacinadas(G1) e vacinadas com uma dose na 8ª semana(G2) e duas doses da 8ª a 11ª semana de idade (G3).
Tabela 3. Médias dos escores de lesões macroscópicas (M) e microscópicas (m) nas traqueias de aves não vacinadas(G1) e vacinadas com uma dose na 8ª semana(G2) e duas doses da 8ª a 11ª semana de idade (G3).
LISTA DE ABREVIATURAS
BI Bronquite Infecciosa das aves
DN Doença de Newcastle
EDS Egg Dropping Syndrome
FAO Organização das Nações Unidas para Agricultura e Alimentação
MG Mycoplasma gallisepticum
MG-F cepa F de Mycoplasma gallisepticum PCR Reação em Cadeia da Polimerase
pH Potencial hidrogeniônico
PNSA Programa Nacional de Sanidade Avícola UBA União Brasileira de Avicultura
1 INTRODUÇÃO
A avicultura de postura brasileira tem evoluído muito nos últimos anos, e na atualidade ocupa a sétima posição no ranking dos maiores produtores. O segmento é importante na produção de alimento humano de alto valor biológico e tem se adequado às técnicas que possibilitam a melhoria da eficiência de produção das aves.
A produção de ovos pode ser comprometida pela influencia de fatores como a sanidade, genética, manejo, nutrição, instalações e outros. Entre as doenças aviárias, as micoplamoses, coriza infecciosa, salmoneloses, bronquite infecciosa, laringotraqueíte infecciosa, doença de Newcastle, pneumovirose, síndrome da queda de postura e encefalomielite podem causar impacto sobre a produção e a qualidade dos ovos.
As perdas econômicas atribuídas as micoplasmoses, principalmente por Mycoplasma gallisepticum (MG), estão associadas à queda na postura e qualidade do ovo, má eclodibilidade (altas taxas de mortalidade embrionária e refugos), queda na eficiência alimentar, altas taxas de mortalidade e condenação de carcaças nas aves de corte; e do alto custo com medicamentos e programas de controle, além do sinergismo quando associados a outras doenças.
Os prejuízos ocasionados pelas infecções micoplasmáticas implicam na adoção de estratégias de controle, dentre elas a vacinação. A vacinação em poedeiras comerciais reduz os prejuízos com antibioticoterapia, à queda na produção de ovos e minimiza novas infecções. As vacinas atenuadas possuem maior aceitação em relação às inativadas por estimularem as respostas imunes de base celular e humoral e atuar como instrumento de exclusão competitiva em relação às cepas de campo. Contra MG, existem quatro vacinas vivas disponíveis no mercado: a cepa Conn-F (MG-F), MG-70, ts-11 e 6/85. Dentre estas, a cepa F uma das mais usadas nos programas de vacinação em poedeiras, pois ameniza a queda de produção, não afeta o peso corporal das aves, deslocando as cepas de campo de MG e possui boa transmissibilidade aos lotes, sendo um diferencial entre as outras cepas vacinais (ts-11 e 6/85).
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 PRODUÇÃO E COMERCIALIZAÇÃO DE OVOS NO BRASIL
O Brasil ocupa a 7ª posição do continente, segundo Organização das Nações Unidas para Agricultura e Alimentação (FAO), no mercado produtor mundial de ovos, porém seu consumo anual por habitante e as exportações ainda estão aquém em relação aos diversos países, demonstrando que ainda existe um grande caminho para evoluirmos neste setor. As exportações brasileiras de ovos somaram 26,8 mil toneladas em 2012, o que representa um aumento de 61,2% em relação a 2011. A receita cambial, de US$ 42,6 milhões, teve um incremento de 50,8% Do volume exportado em 2012, 94,47% foi de ovos comerciais in natura (em casca), enviados principalmente para África e Oriente Médio e dentre os maiores compradores destacaram-se a Angola e os Emirados Árabes Unidos. No mesmo ano observou-se que 99% do destino da produção de ovos no mercado nacional se destinavam ao mercado interno (UBA, 2013).
. A maior parte da produção brasileira de ovos é comercializada no mercado interno e as adequações no setor têm ocorrido nos últimos anos com a finalidade de incrementar as exportações. Para atender as exigências do consumidor nacional e do mercado internacional existe a necessidade da contínua implementação de programas que garantam elevado padrão de qualidade dos ovos. Nesse sentido, a aplicação de boas práticas de produção e, em especial, as que visam à preservação do meio ambiente, bem como o bem estar animal e dos trabalhadores, devem ser consideradas para o progresso da atividade avícola e para a inserção definitiva do setor no mercado mundial. O setor também tem buscado alternativas de comercialização, explorando novos nichos de mercado como produtos processados e realizar frentes de trabalho pró-consumo e, com isso, aumentar tanto o consumo per capta, quanto à produção (UBA, 2009).
2.2 FISIOLOGIA DA FORMAÇÃO DO OVO
O sistema reprodutivo das aves domésticas sexualmente madura é constituído por um único ovário, o esquerdo, e respectivo oviduto (FURLAN, 2009; SESTI; ITO, 2009).
O ovo é formado por quatro partes principais: a casca, a membrana da casca, a gema e o albúmen ou clara. A casca representa 10% do peso do ovo, enquanto que a gema, ou oócito, representa 30% do peso total do ovo e o albúmen, representa 60% do peso do ovo (BENITES et al., 2005).
O oviduto é um tubo tortuoso, dilatável e largo, que durante a reprodução estende-se do ovário até a cloaca, sendo formado por cinco regiões funcionais e distintas: infundíbulo, magno, istmo, útero ou glândula da casca e vagina (FURLAN, 2009). A gema (óvulo) ao passar pelas regiões do oviduto vai sendo sucessivamente revestida pelo albúmen (albumina), pelas membranas interna e externa da casca, pela casca e por fim pela cutícula (FURLAN, 2009; SANTOS, 2009).
O infundíbulo possui parede muito delgada e ampla, com formato de funil e uma porção caudal, de estrutura mais espessa, semelhante a um túbulo (FURLAN, 2009; SANTOS, 2009). É nesta região que ocorre a captação do óvulo, fecundação, deposição da primeira camada do albúmen e formação das calazas, proteínas mucinas retorcidas que mantém a gema no centro do ovo (BENITES, TABELEÃO, 2005).
O magno, também conhecido como glândula albuminífera, é a parte mais longa e espiralada do oviduto. Apresenta as paredes espessas devido a presença de numerosas glândulas tubulares que estão dispostas dentro das pregas longitudinais da mucosa.e esbranquiçadas (FURLAN, 2009). Suas funções são: formar a base do albúmen e adicionar, ao ovo em formação, a mucina e a maior parte dos íons sódio, cálcio e magnésio (BENITES, TABELEÃO, 2005). O albúmen é formado pelas calazas que envolvem a gema; camada fina interna que envolve as calazas; a camada espessa que corresponde a maior porção do albúmen e está aderida à membrana da casca nas extremidades do ovo e por fim, a camada fina externa (COUTTS, WILSON, 2007).
O istmo é a região do oviduto mais curta e estreita, possui camada muscular mais espessa e mais desenvolvida que a do magno. Em sua parede encontra-se poucas glândulas tubulares secretoras das duas membranas da casca (FURLAN, 2009; SANTOS, 2009). Esta região secreta a membrana testácea, composta de dois folhetos, membranas interna e externa da casca, que formam um saco fechado para conter os componentes do ovo em formação; além de ser adicionadas ao albúmen proteínas e uma pequena quantidade de água (BENITES, TABELEÃO, 2005). A calcificação inicial de pontos específicos ou sítios mamilares de nucleação sobre a
membrana externa ocorre no istmo (NASCIMENTO; SALLE, 2003; BENITES, TABELEÃO, 2005).
A glândula da casca ou útero é uma região curta, dilatada com pregas longitudinais e transversais contendo glândulas tubulares semelhantes ao magno (BENITES, TABELEÃO, 2005; SANTOS, 2009). Segundo Santos (2009), o epitélio é colunar com células ciliadas e secretoras, como nas outras regiões. A região tem como função a formação da casca e da cutícula, adição de grande quantidade de água, vitaminas, maior parte dos íons potássio e secreção de pigmentos do tipo porfirina, responsáveis pela coloração da casca do ovo.
A vagina é a região final do oviduto, que se abre na cloaca com uma abertura em forma de fenda na parede lateral do urodeo (FURLAN, 2009). Possui uma camada muscular bem espessa e sua função é transportar o ovo para o meio externo e reter os espermatozóides para futuras fecundações (BENITES; TABELEÃO, 2005).
O processo biológico de formação do ovo tem início com o rompimento do folículo ovariano maduro (ovulação) e liberação do óvulo (gema), que será captado pela região do infundíbulo. Em seguida, o ovo em formação passa para região do magno, onde permanece por aproximadamente 3 horas, e recebe o depósito da maior porção da proteína do ovo, o albúmen. Em continuação, ele chega ao istmo, onde fica por mais ou menos 90 minutos, local da formação das membranas interna e externa da casca e da camada mamilar da casca. Após, o ovo em formação chega à glândula da casca e num período de 18 a 22 horas é formada a camada esponjosa pela deposição de carbonato de cálcio que vai se sobrepor a matriz orgânica (SESTI; ITO, 2009). Segundo Ito (2000) no processo de calcificação da casca os íons cálcio são retirados da corrente sanguínea e os níveis de cálcio sanguíneo variam conforme a disponibilidade desse mineral na dieta e o equilíbrio fisiológico da galinha. Ainda na glândula da casca, antes da ovoposição, ocorre a formação da cutícula e da pigmentação da casca.
A casca do ovo tem espessura de 0,28 a 0,42mm e contém 7.000 a 17.000 poros, conferindo permeabilidade para a troca de gases (SOLOMON, 1991). Em condições normais, as bactérias não conseguem penetrar no ovo através desses poros, uma vez que os mesmos são recobertos pela cutícula cuja capacidade de proteção dura, aproximadamente, quatro dias. Após este tempo, o seu efeito protetor diminui pela formação de rachaduras na película causadas pelo ressecamento.
A estrutura da casca do ovo está dividida de acordo com a composição química e estrutural: membrana interna e externa da casca, camada ou cone mamilar, camada em paliçada ou esponjosa e cutícula (CARBÓ, 1987). O cálcio compreende cerca de 4% do peso do ovo, enquanto a casca é formada por 95% de carbonato de cálcio (MILES, 1993).
2.3 ASPECTOS DA QUALIDADE DE OVOS
A avaliação da qualidade do ovo é realizada para descrever as diferenças entre ovos frescos produzidos por galinhas submetidos a diferentes tratamentos nutricionais, ambientais e características genéticas ou então, para descrever a queda da qualidade dos ovos com diferenças no tempo ou condições de armazenamento (ALLEONI; ANTUNES, 2001).
O ovo deve ser conservado durante período de comercialização, uma vez que pode transcorrer semanas desde o momento da postura até a aquisição e o consumo, e assim manter suas propriedades nutritivas. A relação entre o período de comercialização e a qualidade dos ovos é inversamente proporcional, já que, logo após a postura, eles perdem qualidade de maneira contínua (MORENO; AVENS, 1990). A redução da qualidade interna dos ovos, durante o período de estocagem, está associada principalmente à perda de água e de dióxido de carbono que provoca desequilíbrio do sistema tampão de ácido carbônico (H2CO3), promovendo assim, a elevação do pH do ovo. A alcalinização irá promover modificações como liquefação do albúmen denso, movimentação de líquidos entre os compartimentos, distensão e flacidez da membrana vitelina e rompimento da gema (AUSTIC, NESHEIM, 1990; CRUZ, MOTA, 1996; STADELMAN, COTTERILL, 1994).
A qualidade dos ovos recebe diferentes enfoques para produtores, consumidores e processadores. Para os produtores, a qualidade parece estar relacionada com o peso do ovo e resistência da casca assim como defeitos, sujeiras, quebras e manchas de sangue. Para os consumidores, a qualidade está relacionada com o prazo de validade do produto, com as características sensoriais, como cor da gema e da casca, bem como a composição nutricional (colesterol, vitaminas, ácidos graxos). Para os processadores, a qualidade está relacionada com a facilidade de retirar a casca, com a separação da gema da clara, com as propriedades funcionais e com a cor da gema (especialmente para massas e produtos de padaria)
(FRANCO, SAKAMOTO, 2007), embora sob diversos ângulos, os mecanismos que influenciam a qualidade dos ovos ainda são os mesmos: genética, idade da ave, ambiente, manejo e nutrição.
A melhoria da qualidade dos ovos consiste de estratégias de manipulação desses mecanismos em conjunto ou isoladamente, de acordo com o objetivo desejado (FRANCO, SAKAMOTO, 2007).
A qualidade do ovo é determinada por inúmeros fatores externos e internos. Valor nutricional, sabor, odor, cor da gema, palatabilidade e aparência são fatores de qualidade que não são facilmente determinados. Apesar de haver uma diferença na aparência entre ovo fresco e ovo velho, não foi demonstrada diferença nutricional entre os dois (ENGLERT, 1998).
Existem pelo menos cinco fatores intrínsecos que influenciam na qualidade dos ovos: raça, alimentação, doenças, idade e ambiente (MORENG, AVENS, 1990).
O mercado de comercialização de ovos frescos exige padrões rigorosos de forma a assegurar que somente ovos de alta qualidade cheguem ao consumidor. Apesar de aproximadamente 92% dos ovos sejam comercializados in natura, segundo Souza et al. (1997) a refrigeração nos pontos de comercialização é um aspecto que preservaria a qualidade interna dos ovos.
A qualidade do ovo refere-se a padrões tanto da qualidade interna como da externa (COUTTS, WILSON, 2007). O peso do ovo é um importante parâmetro na padronização, comercialização e fiscalização do produto e de acordo com Ahn et al. (1997) e Akbar et al. (1983), incorpora três componentes: a gema, o albúmen e a casca. O peso do ovo aumentará com a idade da poedeira. Fatores associados à ave (genética, idade e precocidade sexual), a nutrição e o ambiente também podem influenciar o peso do ovo (LARBIER; LECLERCQ, 1992). As poedeiras em início de postura produzem ovos pequenos, variando de 35 a 45 gramas e à medida que a galinha envelhece, ocorre aumento de até 20% no peso do ovo, porém não ocorre aumento proporcional no peso da casca (COTTA, 1997; MILES, 1993). A proporção entre gema e albúmen é determinada em sua maior parte pela linhagem e idade da poedeira (COTTA, 1997).
O primeiro passo no processo de controle de qualidade é proceder a retirada de ovos com defeitos óbvios, em seguida deve-se fazer a ovoscopia, antes de outros testes (COUTTS, WILSON, 2007). Na ovoscopia coloca-se o ovo à frente de um foco de luz (ovoscópio), numa sala escura, e assim podem-se visualizar defeitos
internos, como manchas de sangue e de carne na gema, câmara de ar aumentada, claras muito ralas, cascas trincadas e finas (GUEDES, 1961).
Para manter uma boa qualidade de ovo, principalmente a de casca, durante toda a vida produtiva da poedeira é necessário controlar a alimentação das aves, fornecendo ração com níveis adequados de cálcio e fósforo, para que ocorra a perfeita deposição de cálcio na casca; adotar um bom programa de vacinação para evitar prejuízos com doenças como a Síndrome da Queda de Postura ou Eggs Drop Syndrome (EDS), Bronquite Infecciosa (BI), Doença de Newcastle (DN) que podem causar anormalidades na casca e no conteúdo dos ovos, (ITO, 2000); fazer a escolha da linhagem de aves; manejo rigoroso com o acompanhamento do peso das aves, da densidade de ave por gaiola, do tipo de inclinação da gaiola, da freqüência de colheita e da temperatura ambiente (TOGASHI et al., 2009), controlar a temperatura e a umidade de armazenamento; e por fim garantir a integridade do ovo do transporte até a hora da embalagem. Os programas de luz possuem um importante papel no desenvolvimento de poedeiras, tanto no que se refere a persistência do pico de postura como no tamanho e peso dos ovos produzidos (TOGASHI et al., 2009).
2.3.1 Qualidade Externa dos Ovos ou qualidade da casca
2.3.1.1 Integridade da Casca
Segundo Coutts e Wilson (2007), os ovos com as cascas trincadas (fratura da casca, porém as membranas da casca estão integras) ou quebradas (membranas rompidas com extravasamento de conteúdo) não devem ser destinados ao consumo (COUTTS; WILSON, 2007).
2.3.1.2 Textura da Casca
O ovo deve apresentar casca lisa, sem deformação, sem manchas, pois as áreas de aspereza e enrugamentos são pontos frágeis para quebra do ovo (GUEDES, 1961).
Definido pela idade do lote, precocidade de início de produção, manejo da alimentação e dos níveis nutricionais, consumo de água e ração, bem como pela temperatura ambiente (SESTI; ITO, 2009).
2.3.1.4 Forma do Ovo
A avaliação da forma do ovo é importante para padronização das embalagens. O ovo deve ser ovóide, ovos de forma irregular são mais sujeitos a quebra durante o transporte (GUEDES, 1961).
2.3.1.5 Gravidade Específica
Este parâmetro indica a qualidade da casca em relação aos demais componentes do ovo e esta diretamente relacionada com a espessura da casca (MILES, 1993). No período de postura a gravidade específica desejável deve estar entre 1,080 e 1,088 (MILES, 1993). HAMILTON (1982) descreve que ela é obtida pela imersão do ovo em diferentes soluções salinas com densidades variando de 1,050 a 1,100, preparadas com o auxilio de um densímetro. Segundo Miles (1993), quanto mais fina for a casca, menor será a gravidade específica e maior será a possibilidade de trinca e de quebra dessa casca.
2.3.1.6 Percentagem de Casca
É obtida após a quebra do ovo e secagem da casca em estufa à 65°C/24h ou em meio ambiente por um período de 48 horas. Deve-se aguardar 30 minutos até a casca esfriar e adquirir a umidade ambiente para então se realizar a pesagem. Posteriormente a casca é pesada em balança eletrônica com precisão de 0,01g. O cálculo é feito dividindo o peso da casca seca pelo peso do ovo inteiro e multiplica-se por 100.
2.3.1.7 Espessura da Casca
O parâmetro espessura de casca é de grande interesse para os produtores de ovos, uma vez que a perda de ovos por quebra ou rachaduras poderão trazer prejuízos, além de indicar também que, provavelmente, a causa do problema esteja ocorrendo devido a falha de ambiência dentro das instalações onde as aves se encontram (BARBOSA FILHO, 2004).
Segundo Jacob et AL. (2000), problemas na casca, poderão também resultar em baixa classificação dos ovos, o que poderá causar uma desvalorização do produto no mercado.
A espessura de casca está relacionada ao excesso de porosidade existente na casca do ovo. A porosidade tem uma maior importância quando os ovos são produzidos ou destinados à produção de pintos, uma vez que, conforme Peebles e Brake (1985), a porosidade tem uma relação direta com a qualidade do embrião produzido.
Deve ser no mínimo de 0,33 mm. Após a quebra na região equatorial e a secagem da casca, com o auxílio de um micrômetro, mede-se os fragmentos de casca dos dois pólos e do meio do ovo. Depois se calcula a média aritmética dos três valores, obtendo-se assim a espessura da casca, que quanto maior melhor será a sua qualidade.
2.3.1.8 Cor da Casca
Está ligada á genética e não tem influência na qualidade nutricional do ovo, mas influi na qualidade comercial. Segundo, A cor da casca do ovo varia de acordo com as linhagens genéticas e pode torna-se mais clara, à proporção que avança a postura (GUEDES, 1961).
2.3.2 Qualidade Interna dos Ovos
Envolve as propriedades funcionais, estéticas e microbiológicas da gema e do albúmen do ovo (COUTTS; WILSON, 2007) e se refere a limpeza e viscosidade da clara (albúmen), tamanho da câmara de ar, formato e resistência da gema.
2.3.2.1 Câmara de Ar
A perda de água que ocorre no ovo depois da postura, em conseqüência da evaporação, provoca um aumento progressivo da câmara de ar e conseqüentemente uma diminuição da gravidade específica do ovo.
Logo que o ovo é posto, começam a ocorrer mudanças que baixam sua qualidade e, eventualmente, causam sua deterioração. Essas mudanças podem ser retardadas, porém não podem ser evitadas inteiramente. Durante a maturação, o tamanho da câmara de ar vai aumentando, a gema se alarga, suas membranas enfraquecem, a clara torna-se mais rala, o ovo torna-se mais alcalino e seu odor e sabor se deterioram (GRISWOLD, 1972).
Deve ser observada quanto ao tamanho, pois quanto mais velho o ovo maior a perda de água e conseqüentemente, maior o tamanho da câmara de ar. Uma má qualidade da casca pode contribuir para o aumento da câmara de ar, já a má qualidade do albúmen pode contribuir para a redução da mesma (SESTI; ITO, 2009).
A ausência da câmara de ar ou a localização anômala tem relação com erros de manipulação e / ou boa qualidade de casca do ovo (SESTI; ITO, 2009).
2.3.2.2 pH do Albúmen
Os ovos frescos e com qualidade apresentam pH neutro e clara límpida, transparente, consistente, densa e alta com pequena porção mais fluída (MURAKAMI et al., 1994). Em um ovo de postura recente, o pH do albúmen está entre 7.6 e 7.9, no qual a maioria dos microrganismos cresce. Entretanto, o pH do albúmen aumenta de acordo com o aumento do período de armazenamento do ovo e pode chegar a 9.5, faixa que tem efeito inibidor no crescimento de bactérias (ALLEONI; ANTUNES, 2001).
2.3.2.3 Altura do Albúmen / Unidade Haugh (HAUGH, 1937)
A unidade “Haugh” (UH) é o parâmetro mais usado para expressar a qualidade do albúmen e é representada por uma expressão matemática que correlaciona o peso do ovo com a altura do albúmen denso. De um modo geral, quanto maior o valor da UH, melhor a qualidade do ovo (RODRIGUES, 1975).
Para calcular a unidade Haugh pode-se utilizar a fórmula de Cotta (1997), a saber:
UH = 100 log (h - 1,7p 0,37 + 7,6) UH = unidade Haugh
h = altura do albúmen denso (mm) p = peso do ovo (g)
Segundo Sesti e Ito (2009), a consistência do albúmen avaliada em UH deve ser aproximadamente 70, abaixo de 50 é considerada ruim. Os ovos após a postura apresentam maior altura de albúmen e conseqüentemente maior UH, portanto melhor qualidade, já que a fluidificação do albúmen é um sinal de perda da qualidade.
O uso da UH tem sido, geralmente, aceito como uma medida da qualidade do albúmem em diversas pesquisas sobre a qualidade de ovos (EISEN et al., 1962). De acordo com Silversides et al. (1993), a correção do peso do ovo na fórmula da UH é inadequada. Para Silversides e Villeneuve (1994), a inadequação ocorre, principalmente, se forem comparados ovos frescos por diferentes raças de poedeiras, como também, se for avaliada a qualidade do albúmem de ovos armazenados por diferentes períodos. Kidwell et al. (1964) sugeriram que a UH seria válida para os ovos frescos, mas não para ovos armazenados. Mas apesar de críticas de alguns autores, ela é considerada uma medida padrão de qualidade e usada, praticamente, por toda a indústria avícola (WILLIAMS, 1992). As críticas a respeito da unidade "Haugh" são baseadas, essencialmente, na correção do peso do ovo.
A qualidade do ovo é medida para descrever as diferenças na produção de ovos frescos, devido a características genéticas, a dietas e aos fatores ambientais, aos quais as galinhas são submetidas, ou também para descrever a deterioração na qualidade do ovo durante o período de armazenamento, em função das condições do mesmo. A UH, desde que foi criada, tem sido utilizada para controle de qualidade industrial (WILLIAMS, 1992). Essa medida, no entanto tem pouca relação com parâmetros da qualidade nutricional (SILVERSIDES et al., 1993). Seu uso é universal, devido à facilidade da aplicação e à alta correlação com a aparência do ovo quando aberto numa superfície plana.
O valor da UH de ovos frescos diminui com o aumento da idade da galinha poedeira (CUNNINGHAM et al., 1960; FLETCHER et al., 1983), embora esse aumento possa ser explicado, parcialmente, por efeitos patológicos subclínicos (SPACKMAM, 1985). Com o envelhecimento da galinha, ocorre aumento no tamanho dos ovos (EISEN et al., 1962). A composição da ração e a raça da galinha podem afetar o escore da UH. Outros fatores, como estação do ano (CUNNINGHAM et al., 1960) e método de criação (PROUDFOOT, 1962) não parece afetar o escore da UH, apesar de a demora na coleta dos ovos, armazenada em ambientes quente, poder ocasionar declínio da qualidade do albúmem. Para Rossi e Pompei (1995), o tipo de criação e a estação do ano afetam a composição e a estrutura dos ovos de galinha.
Silversides e Villeneuve (1994) verificaram que o longo tempo de prateleira é responsável por uma queda de 78% em UH e 77% de altura do albúmem sobre os
ovos do dia. Segundo Stephenson et al. (1991), a qualidade do albúmem de ovos sem nenhum tipo de tratamento da casca – como a aplicação de óleo, por exemplo – declina cerca de 60 Unidades Haugh dentro de sete dias, quando comparados com ovos tratados.
Do mesmo modo, Kahraman-Dogan e Bayindirli (1998) e Carvalho et al. (2003a), mostraram que a vida útil dos ovos armazenados em temperatura ambiente é menor em relação aos ovos refrigerados.Tais estudos devem incentivar a aplicação de técnicas que garantam maior proteção para ovos que permanecem expostos por mais tempo, como em determinados estabelecimentos comerciais, onde o produto leve mais tempo para ser comercializado, ou tipos de ovos, como os especiais, que são menos procurados.
A legislação brasileira não utiliza a unidade Haugh como parâmetro de avaliação da qualidade interna de ovos. No entanto, nos EUA a classificação dos ovos comerciais em classes de qualidade é feita de acordo com UH (STADELMAN; COTTERILL, 1994).
2.3.2.4 Percentagem de Albúmen
O índice de albúmem é uma relação linear, empírica entre altura de albúmem e peso de ovo (KEENER et al., 2000). Um ovo fresco tem um índice de albúmem mais alto que um ovo mais velho. Assim, os método e condições de armazenamento podem ser importante dentro qualidade do ovo, mantendo assim uma maior vida de prateleira.
É determinada dividindo-se o peso do albúmen pelo peso do ovo inteiro e multiplicando-se por 100 (HOLTS; ALMIQUIST, 1932).
2.3.2.5 Manchas na Gema ou Albúmen
. A ocorrência de pequenas manchas de carne ou sangue na gema ou no albúmen é um fato normal e não prejudica em nada o valor dos ovos para o consumo (OLIVEIRA, 2000). Entretanto, ovos com desenvolvimento embrionário ou deteriorados, em hipótese alguma são aceitáveis para a comercialização (BRASIL, 1991).
Nos ovos de postura recente, o pH da gema geralmente está próximo de 6.0 (SESTI; ITO, 2009). Durante o armazenamento há um aumento gradativo do pH e ele pode alcançar a faixa de 6.4 a 6.9.
2.3.2.7 Altura da Gema
Após a quebra do ovo, a medida é determinada com o auxilio de um equipamento especifico (micrômetro), quanto maior a altura da gema melhor a sua qualidade (GUEDES, 1961).
2.3.2.8 Percentagem de Gema
É determinada dividindo-se o peso da gema pelo peso do ovo inteiro, em seguida multiplica-se por 100.
2.3.2.9 Cor da Gema
É verificada por comparação com um padrão de cor estabelecido num leque colorimétrico com escala de cores que vai do amarelo claro até o alaranjado e numericamente de 1 a 15 (COUTTS; WILSON, 2007). Após a quebra do ovo determina-se por aproximação a cor mais semelhante a da gema.
2.4 CONCEITO E CLASSIFICAÇÃO DE OVOS
Entende-se pela simples designação ovos, os ovos de galinha em casca, sendo os demais acompanhados da indicação da espécie que procedem (BRASIL, 1991). Existem dois tipos de ovos comestíveis produzidos e comercializados no mercado. Os ovos de casca branca e os de coloração marrom. As poedeiras de origem da raça Leghorn branca dão origem aos ovos com casca branca, já as aves de origem das raças Rhodes Island Red, New Hampshire e Leghorn vermelha, originam ovos de casca marrom. As duas poedeiras são híbridas e possuem características fisiológicas idênticas, sendo que as que produzem ovos marrons são um pouco mais pesadas no início de postura e, com isto, um pouco menos eficiente em relação às brancas. Quanto à qualidade dos ovos, pode-se informar que eles são semelhantes, porém, os ovos de casca marrom quebram menos devido ao seu menor peso em geral, já que, os ovos de casca branca, possuem resistência um pouco inferior aos de cor marrom (LANA, 2000).
Com o objetivo de facilitar a comercialização e a fiscalização de ovos de galinha, segundo a legislação brasileira, os ovos devem ser vendidos em embalagens que deverão conter informações quanto à coloração da casca, tipificação e classificação. De acordo com a Resolução CIPOA nº 005 de 19/11/1991, quanto à coloração de casca, o ovo será classificado em “Branco” ou “De cor”; por tipificação entendem-se as condições de cada unidade dentro de um processo de seleção por pesagem, onde são determinadas seis categorias:
a) Tipo 1 (jumbo) com o peso mínimo unitário maior ou igual a 66 gramas; b)Tipo 2 (extra) com peso mínimo unitário entre 60 e 66 gramas;
c)Tipo 3 (grande) com peso mínimo unitário entre 55 e 60 gramas; d)Tipo 4 (médio) com peso mínimo unitário entre 55 e 50 gramas; e)Tipo 5 (pequeno) com peso mínimo unitário entre 50 e 45 gramas; f) Tipo 6 (industrial) com peso mínimo unitário menor que 45 gramas;
A classificação é um processo no qual cada unidade será submetida a uma seleção baseada na qualidade dos ovos, onde cinco categorias são consideradas: A, B, C, D e E (Quadro 1), levando em consideração características da casca, câmara de ar, albúmen e gema. Ovos que não se aproximarem das características mínimas exigidas para as diversas classes e tipos estabelecidos pela legislação brasileira serão considerados impróprios para o consumo in natura, sendo apenas permitida sua utilização na indústria (BRASIL, 1991).
.
Quadro 1 - Classificação de ovos e parâmetros considerados:
Classe Casca Câmara
de Ar Albúmen Gema A limpa integra sem deformação fixa máximo 4 mm límpido transparente consistente calazas íntegra translúcida consistente centralizada s/ desenvol.ger me B limpa integra ligeira deformação discreta mancha fixa máximo 6 mm límpido transparente consistente relativa calazas íntegra ligeiramente descentraliza da e deformada contorno definido s/ desenvol.ger me
C limpa integra defeito textura e contorno manchada solta máximo 10 mm ligeiramente turvo relativamente consistente calazas íntegras descentraliza da e deformada contorno definido s/ desenvol.ger me
D Ovo sujo - com casca não quebrada,
com sujeira ou material externo aderente, manchas moderadas
E Ovo trincado - com casca quebrada
ou rachada, mas cujas membranas da casca estejam intactas e cujo conteúdo não vaze.
2.5 MICOPLASMOSES AVIÁRIAS 2.5.1 Características Gerais
Os Micoplasmas são enfermidades causadas pelos menores procariontes (bactérias) conhecidos, que se assemelham, em tamanho, aos grandes vírus (cerca de 300nm). Esses microrganismos têm predileção pelas membranas mucosas e serosas das aves, onde provocam problemas respiratórios, articulares e urogenitais. A Doença Crônica Respiratória (DCR) das galinhas causada por MG, a Sinuvite Infecciosa dos Perus causada por Mycoplasma synoviae (MS), a Sinovite Infecciosa e Aerossaculite das Aves causada por MG e MS, são as formas clássicas da infecção (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009).
A palavra micoplasma tem sua origem no grego: mykes, que significa fungos, e plasma, que diz respeito à forma ou ao molde das células. Ao serem observados pela primeira vez ao microscópio óptico, estes microrganismos foram associados a pequenos fungos por apresentarem a forma de filamentos. Pertencem à divisão Tenericutes e à classe Mollicutes (mollis / macio e cutis / pele), ordem Mycoplasmatales, família Mycoplasmataceae e gênero Mycoplasma e diferem das bactérias convencionais por não possuírem parede celular, sendo o seu citoplasma envolvido somente por uma membrana trilaminar (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). A ausência desta estrutura celular evidencia plasticidade em sua morfologia, dependendo de seu estágio fisiológico (TIMENETSKY, 2009); além de torná-los
naturalmente resistentes aos antibióticos que atuam impedindo a síntese da parede celular das bactérias, a exemplo das penicilinas (RAZIN; TULLY, 1995). Apesar da ausência de parede celular, podem sobreviver sob forma desidratada por vários dias, desde que protegidos da luz solar (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). A membrana possui também colesterol que estabiliza a fluidez desta nas variações ambientais e geralmente é adicionado ao meio de cultura pelo soro animal. Esses organismos crescem produzindo colônias em forma de “ovo frito”, e não turvam caldos, mesmo com 108 células/ mL (TIMENETSKY, 2009). São Gram negativos, mas se coram pelo Giemsa ou outros corantes similares, possuem a capacidade de reter o corante de Dienes ao contrário das outras bactérias. Quando cultivados em meio sólido, apresentam colônias que variam de 0,1 a 1,0 mm de diâmetro com crescimento para dentro do Agar, iniciando pela parte central da colônia. Apresentam filtrabilidade em presença de poros de 300 a 450 nm e são neutralizados em cultivo por anticorpos específicos, o que permite sua identificação por soroneutralização, cujo teste é denominado de Inibição de Crescimento ou Inibição de Metabolismo (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). Os micoplasmas possuem metabolismo reduzido, pois o genoma varia de 580 (corresponde a 20% do genoma da E.coli) a 2200 kbp, e, portanto, crescem mais lentamente do que a maioria das bactérias de interesse humano e animal; a relação citosina (C) e guanina (G) está entre 23 e 43%, e possuem uma a duas cópias de “Ribonucleic Acid” (RNA) 16S; portanto proteínas, aminoácidos, ácidos nucléicos e soro animal devem ser adicionados para o crescimento do microrganismo. Certas células infectadas por micoplasmas não morrem, mas ficam estressadas, portanto mais sensíveis a outros agentes infecciosos, fator esse que pode interferir no diagnóstico clínico (TIMENETSKY, 2009).
As bactérias da classe Mollicutes, que compreende distintas ordens, famílias, gêneros e aproximadamente 200 espécies definidas, se distribuem entre o homem, animais, insetos e plantas. As diferentes espécies de micoplasmas apresentam usualmente uma especificidade em relação ao hospedeiro, com algumas exceções. Até o momento, foram isoladas e caracterizadas 25 espécies de micoplasmas nas aves. Em relação à capacidade de provocar doenças, pode ser observada uma especificidade em relação ao hospedeiro. Destacam-se como patógenos indiscutíveis e de preocupação para a indústria avícola o MG, MS e Mycoplasma meleagridis (MM), enquanto Mycoplasma iowae (MI) é considerado um agente
emergente. Todos esses podem causar doenças subclínicas ou aparentes em galinhas, perus e em outras aves (KLEVEN, 2003). As aves silvestres são pouco susceptíveis a contrair a enfermidade e podem atuar como vetores ou transmissores das micoplasmoses entre as granjas, através do contato direto com as aves de produção ou com a água e/ou alimentos (CERDÁ, 2007).
A transmissão de MG e MS pode ocorrer de forma horizontal mediante o contato direto com secreções respiratórias ou verticalmente pelo oviduto (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). A disseminação horizontal da infecção é em geral muito rápida entre as aves de um mesmo galpão alcançando 100% das mesmas em poucas semanas. A transmissão vertical em aves comerciais é uma das principais razões da dificuldade em controlar e erradicar a enfermidade. Normalmente as aves infectadas e em estado agudo transmitem a sua progênie uma alta concentração de micoplasmas, e a taxa de transmissão pode variar entre 10 e 40%. A porcentagem mínima de transmissão pela via vertical é suficiente para que nas nascedoras e durante os primeiros dias de vida os micoplasmas se disseminem a todo o lote de pintinhos. A transmissão pode ocorre durante as primeiras seis a oito semanas depois da infecção quando as aves estão em produção, cessar por alguns períodos e reiniciar-se em qualquer momento conjuntamente com uma situação de estresse (CERDÁ, 2007).
O período de incubação de MG e MS é similar e depende da virulência das cepas (LOCKABY; HOERR, 1999), da concentração das mesmas, dos fatores de estresse ambiental e do manejo dos lotes de aves (YODER et al., 1977). Geralmente é de 11 a 21 dias depois da exposição pelo contato direto. Em aves infectadas pela transmissão vertical o período de incubação pode ser mais curto e já foram relatados casos de sinuvite em pintinhos com seis dias de idade.
2.5.2 Mycoplasma gallisepticum
O MG causa doenças nas aves domésticas e naquelas de interesse econômico, porém já foi isolado de aves como pássaros silvestres com conjuntivite, indicando capacidade de adaptar-se a outro hospedeiro (LEY et al., 1997). Segundo classificação filogenética baseada na sequência parcial dos genes conservados do RNA ribossômico 16S, o MG pertence ao grupo do M.pneumoniae, juntamente com M.genitalium, M.imitans, M.penetrans, M.iowae (MI) e Ureaplasma urealyticum (VAN KUPPEVELD et al., 1992).
Os estudos de microscopia eletrônica demonstraram que este microrganismo é pleomórfico, com dimensões variando entre 0,25 e 0,5 µm de diâmetro e, apresentando a forma de “garrafa”, “pêra” ou “clava”, com estruturas terminais em forma de bolha ou vesícula (bleb). Essa estrutura tem papel na aderência ao tecido do hospedeiro e na motilidade ou deslizamento (METTIFOGO; BUIM, 2009).
Os estágios de interação entre MG e hospedeiro incluem uma série de eventos seqüenciais: o primeiro contato não específico, a aderência específica aos receptores, a colonização e os danos subseqüentes à célula. A aderência do MG às células epiteliais no trato respiratório do hospedeiro por meio de proteínas de adesão é essencial para a colonização e infecção. Uma vez que os micoplasmas não possuem parede celular, eles aderem-se diretamente à membrana da célula do hospedeiro (METTIFOGO; BUIM, 2009). Os determinantes antigênicos encontram-se na membrana trilaminar, que encontram-serão capazes de estimular o sistema imune do hospedeiro, bem como de funcionar como fatores tóxicos e mitogênicos (YAMAMOTO, 1990).
A estrutura terminal é composta por proteínas interativas, denominadas adesinas, e proteínas acessórias, permitindo dessa forma a adesão (METTIFOGO; BUIM, 2009). A associação íntima proporciona um microambiente, no qual ocorre a concentração de produtos tóxicos excretados pelo parasita, como peróxido de hidrogênio (H2O2) e amônia, que se acumulam e causam danos aos tecidos do hospedeiro. Os micoplasmas são mais suscetíveis a mutações que outras bactérias (WOESE et al., 1985), e isso pode ser explicado pela deficiência no sistema de reparo do “Deoxyribonucleic Acid” (DNA) desses Mollicutes (GHOSH et al, 1977). A motilidade, apesar de ser muito lenta, pode ser considerada uma das estratégias desenvolvidas pelos micoplasmas para alcançar o local específico no hospedeiro e replicar-se causando a ação patológica (METTIFOGO; BUIM, 2009).
As manifestações clínicas de MG são tosse, corrimento, descarga ocular e nasal, decréscimo no consumo de alimentação, retardo de crescimento e lotes desiguais e queda na produção de ovos e mortalidade variável (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). A positividade por MG tem relação com aumento na condenação por aerossaculite e com o baixo peso dos lotes (MACHADO et al., 2012). Nas aves adultas reprodutoras, ocorre a forma crônica ou subclínica com baixo impacto nos índices produtivos. Por outro lado, a progênie costuma ser muito afetada, com descartes em razão de sacos aéreos lesados, ganho de peso reduzido e índices de
conversão alimentar negativos (METTIFOGO; FERREIRA, 2006). Mycoplasma gallisepticum pode retardar o crescimento das aves e desuniformizar os lotes e assim limitar o desempenho reprodutivo e retardar a maturidade sexual (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009; SESTI; ITO, 2009). A uniformidade de peso das aves na fase de recria constitui um dos mais importantes fatores que determinam a performance reprodutiva de um lote, já que a taxa de produção de ovos e má qualidade de casca do ovos são fatores influenciados pela taxa de uniformidade na fase de recria. Um bom controle do peso corporal e da uniformidade das aves acarretará maior produção de ovos durante todo o ciclo de postura e menor taxa de mortalidade na fase de postura (ARENÁZIO, 1994; SESTI; ITO, 2009).
Em aves jovens, os sintomas podem se manifestar por uma ligeira conjuntivite e uma quantidade muito pequena de secreção nasal de natureza serosa. Pode haver colabamento das pálpebras em função da secreção. Ruídos respiratórios também podem ser ouvidos. As aves diminuem o consumo de ração, com aumento da conversão alimentar (MENDES, 2004). Quando os sacos aéreos são atingidos e apresentam depósitos de fibrina, quer pelo envolvimento de outros agentes, como vírus respiratórios da DN, BI, Influenza, Laringotraqueíte e outros ou bactérias (E.coli e MS), usa-se a denominação da DCR Complicada. Entretanto, as infecções inaparentes são as mais comuns e mais preocupantes, devido aos prejuízos que causam (YODER JR. 1991a, 1991b; KLEVEN, 2003; LEY, 2003). Fatores como baixa temperatura, amoníaco, estresse e associação com vírus imunodepressores como o de DIB, Anemia, Reovírus e outros podem também influenciar na severidade das infecções (CERDÁ, 2007).
As lesões macroscópicas do trato respiratório podem ser leves (ou até mesmo imperceptíveis) ou consistir somente de excesso de muco e exsudato catarral nas narinas, traquéia e pulmão. Inicialmente, o excesso de muco causa a dilatação dos seios infra-orbitais, sendo mais tarde substituído por material caseoso (METTIFOGO; BUIM, 2009). Os sacos aéreos são os órgãos mais afetados, devido ao processo respiratório das aves que faz passar o ar inspirado primeiro pelos sacos aéreos e grandes brônquios para depois liberá-lo aos pulmões. Apresentam-se com exsudato caseoso ou fibrino-caseoso, espessados, opacos e podem conter depósitos de fibrina, além de áreas de reação linfofoliculares em suas paredes. A partir de lesões nos sacos aéreos abdominais (estendem-se pela área lombo-sacral, pondo-se em contanto, ao se expandir, com as gônadas, rins e numerosas alças
intestinais), o ovo é infectado, ao ser liberado pelos ovários, contaminando na sequência o oviduto e suas cinco regiões funcionais e distintas: infundíbulo, magno, istmo, útero ou glândula da casca e vagina e os futuros ovos (FURLAN, 2009; NASCIMENTO; PERREIRA, 2009; SESTI; ITO, 2009)
A contaminação do oviduto, portanto, pelo MG pode ocasionar diminuição no número de ovos produzidos devido lesões do oviduto (salpingite) e presença de exsudato caseoso no oviduto (NUNOYA et al ,1997; PRUTHI; KHAROLE, 1980).
2.5.3 Diagnóstico da micoplasmose aviária
O diagnóstico epidemiológico em frangos de corte em idade de abate pode ser realizado por monitoramento sorológico e etiológico (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). A soroaglutinação rápida em placa (SAR), a inibição da hemaglutinação (HI) e o ELISA são testes sorológicos recomendados pelos programas sanitários governamentais para os estabelecimentos avícolas por serem baratos e fáceis de desenvolver e as suas validades têm sido confirmadas (NASCIMENTO et al., 2006).
A SAR é uma prova de baixo custo, fácil e rápida para a realização, sendo o teste de escolha para triagem das amostras (METTIFOGO; BUIM, 2009). Sua maior vantagem é sua alta sensibilidade, permitindo detectar baixos títulos de anticorpos, principalmente IgM nos 7 a 10 dias pós-infecção (CERDÁ, 2007). A interpretação do teste baseia-se na formação ou não de aglutininas (grumos) após misturar-se o antígeno com o soro na diluição de 1:5 (formação de grumos = amostra suspeita) e de 1:10 (formação de grumos = amostra positiva) (METTIFOGO; BUIM, 2009). Sua utilização tem inconvenientes de especificidade que podem ocorrer por reações falso-positivas com soros de aves vacinadas com bacterinas oleosas ou com infecções de estafilococos e estreptococos (GLISSON et al., 1984). Nestes casos deve-se fazer o tratamento térmico dos soros em banho-maria a 56ºC por 30 minutos e diluí-los em solução salina tamponada (PBS) (as reações inespecíficas desaparecem em diluições do soro de 1/10). Os antígenos comerciais disponíveis são poucos e variam em sensibilidade e especificidade, além de poder ocorrer reações cruzadas com outros micoplasmas (CERDÁ, 2007). Outras causas de aglutinação não-específica são: contaminação do soro, congelamento e descongelamento frequentes ou estocagem prolongada das amostras a 4ºC (METTIFOGO; BUIM, 2009).
O ELISA é uma técnica que detecta IgG, sendo por isso mais recomendada para a análise de pintinhos de um dia de vida, aos quais não são transferidos IgG materna (CERDÁ, 2007) Por ser uma prova sorológica mais específica, sensível e de boa reprodutibilidade, atualmente tem se utilizado mais o ELISA através de “Kits” comerciais disponíveis desenvolvidos a partir de células íntegras, de células rompidas ou de subunidades de proteínas imunogênicas da membrana do MG, como a proteína p64 (METTIFOGO; BUIM, 2009). Porém, falsas reações podem ocorrer devido ao armazenamento do antígeno, pelas condições das amostras de soro e erro de realização da técnica, assim como reações inespecíficas devido à aplicação de vacinas e reação cruzada com outros micoplasmas (KLEVEN, 1999).
O HI é uma prova de alta especificidade que se emprega geralmente para confirmar os resultados de SAR e ELISA. Possui baixa sensibilidade e detecta IgG entre os 15 a 21 dias pós-infecção. Seu maior inconveniente é a escassa disponibilidade de antígenos comerciais e a obtenção de antígenos com altos títulos hemaglutinantes, assim como sua conservação por longo tempo no laboratório, interpretação e correlação dos resultados. (CERDÁ, 2007)
Para o isolamento, coletam-se fragmentos de tecidos lesados, principalmente sacos aéreos e traquéias, exsudato sinovial e ocular, suabes da traquéia, sacos aéreos, líquido sinovial e exsudato dos seios nasais (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). O isolamento de micoplasmas requer meios específicos (sólido e líquido) e algumas vezes um tempo longo para o diagnóstico, entretanto, confirma a presença do microrganismo. Falsos negativos podem ocorrer em razão do baixo número de microrganismos presentes na infecção, presença de outros organismos de crescimento mais rápido (fungos ou bactérias com estafilococos, estreptococos, E. coli, etc.), presença de antibióticos comumente utilizados na ração ou na água e erros na coleta por falta de refrigeração, a não utilização de meios de transporte adequados e inoculação em tempo superior a 24 horas. As colônias apresentam-se em meio sólido sob a forma típica de “ovo frito”, sendo visualizadas com o auxílio de um microscópio estereoscópio após três a cinco dias de cultivo. Devem-se aguardar pelo menos três semanas para considerar uma cultura como negativa, dado que pode ocorrer o crescimento de espécies de interesse dentro desse prazo. Outros micoplasmas não-patogênicos, como Mycoplasma gallinarum e Mycoplasma gallinaceum, normalmante crescem com maior rapidez, interferindo no isolamento das espécies de interesse (METTIFOGO; BUIM, 2009).
Após o isolamento, a amostra de micoplasma isolada deve ser submetida às provas bioquímicas e as de tipificação: imunofluorescência direta ou indireta de colônias, imunoperoxidase e inibição de crescimento e recentemente testes baseados em biologia molecular como a PCR (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009).
A PCR permite amplificar e analisar DNA, sem a necessidade de cultivo do microrganismo e por isso passou a desempenhar um papel de grande importância no diagnóstico laboratorial (MADIGAN, 2004). Entre as vantagens do diagnóstico molecular, é possível citar a rapidez, a especificidade, a segurança dos resultados, a possibilidade de detecção de agentes de difícil cultivo ou de crescimento muito lento. A sensibilidade observada na PCR é muito útil para a detecção de agentes patogênicos em amostras clínicas provenientes de animais assintomáticos ou em tratamento com antibióticos. Além disso, é possível detectar um organismo patogênico antes que este induza uma resposta imunológica, ou então em hospedeiros imunocomprometidos, demonstrando também vantagens sobre os testes sorológicos (MORENO, 2009).
Alguns fatores interferem no diagnóstico, como o tipo de meio de cultura usado para o isolamento e a identificação do micoplasma (MENEZES, 1997; POLO, 1999), o uso de antimicrobianos (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009), vacinas oleosas e vacinas vivas de MG (MENDONÇA et al., 2001), pois prejudicam o monitoramento (BRASIL, 2001). Na sorologia, fatores como reações cruzadas entre as diferentes espécies de micoplasmas, principalmente entre MG e MS e reações inespecíficas, são problemas ocasionalmente encontrados (NASCIMENTO et al., 1999), além da diferenciação entre a infecção por vacina e por doença não ser feita pelos testes usuais (NASCIMENTO, 2001).
A histopatologia apesar de não ser um teste de rotina é utilizada como forma de avaliar a infecção por MG. Grimes e Rosenfeld (1972) e Ficken (1996) descreveram a presença de alterações teciduais na traquéia como espessamento, diminuição de glândulas, perda de cílios e infiltração de heterofilos ocasionados por MG.
O aprimoramento de técnicas histopatológicas com o intuito de estudo de patogenicidade entre diferentes cepas vacinais ocorreu com Nunoya et al.(1987), através da avaliação do espessamento dos sacos aéreos, graduação das lesões traqueias e espessamento da mucosa traqueal. A graduação histopatológica das
lesões traqueias foi o método mais seguro e a mensuração do espessamento da mucosa foi positivamente correlacionada a graduação da lesão.
Depois deste estudo, diversos trabalhos (GAUSON et al., 2000; PAPAZISI et AL, 2002a, PAPAZISI et al. 2002b, THRONE STEINLAGE et al. 2003, FERGUNSON et al, 2004, MOHAMMED et al 2005, GAUSON et al 2006, EVANS et al 2012, EVANS et al 2013, PAKPINYO et al 2013, LIU et al 2013) passaram a utilizar um ou mais métodos associados para avaliar a resposta tecidual à infecção por MG.
Métodos de graduação de lesões histopatológicas vêm sendo desenvolvidos para serem usados em outros órgãos (BRANTON et al, 2000, BRANTON et al 2002, PARKER et al 2002; PARKER et al. 2003, PEEBLES et al., 2004).
2.5.4 Prevenção e controle
Os prejuízos ocasionados pelas infecções micoplasmáticas provocaram a adoção de estratégias de controle. Tornou-se imprescindível a aquisição de aves de um dia ou ovos férteis livres de MG, MS e/ou MM para os sistemas de engorda, postura e reprodução (NASCIMENTO, PEREIRA, 2009).
Em sistemas de produção de frangos de corte, nos quais as aves de reposição são livres de micoplasma, basta o criador cumprir as medidas de biosseguridade preconizadas para avicultura e fazer uso de antibioticoterapia, caso surjam lotes com micoplasmose. Em sistemas fechados de produção, onde se têm aves de reprodução que geram os pintos de corte utilizados para engorda, pode-se optar por programas de vacinação ou tratamento das matrizes, associados ao tratamento preventivo dos frangos obtidos de mães infectadas com micoplasma, desde que este procedimento seja economicamente viável (KLEVEN, 2003).
O tratamento da infecção das aves por micoplasmas com antimicrobianos diminui o índice de manifestações clínicas e consequentemente o risco de transmissão transovariana para um nível inferior a 0,1% (ORTIZ et al., 1995). O uso de antimicrobianos diminui a transmissão transovariana, sinais clínicos e lesões, porém seu uso contínuo pode resultar no desenvolvimento de resistência (KLEVEN, 2008).
O diagnóstico etiológico das micoplasmoses é comprometido pelos antimicrobianos, uma vez que eles bloqueiam ou reduzem a resposta imune e força os micoplasmas a escaparem ou esconderem-se em tecidos infectados, os tornando
não detectados por cultura e PCR. Esta situação pode ser revertida pela suspensão do tratamento com as drogas (KEMPF, 1991; NASCIMENTO et al., 1999).
Por outro lado, a vacinação é realizada com o objetivo de reduzir os altos custos dos tratamentos com antibióticos, e ao longo do tempo, minimizar as novas infecções. Existem no mercado dois grupos de vacinas: as inativadas e as atenuadas. As vacinas inativadas são mais seguras por não causarem a doença nas galinhas e em espécies mais suscetíveis, como os perus (METTIFOGO, FERREIRA, 2006). As vacinas inativadas para MG, bacterinas, não lograram boa aceitação devido ao alto custo de produção, aplicação individual nas aves, baixa antigenicidade e persistência de anticorpos vacinais (METTIFOGO, FERREIRA, 2006), mas atualmente são recomendadas em determinadas situações, principalmente pela inexistência de riscos, por não serem infecciosas para aves não vacinadas, não dificultarem o diagnóstico micoplasmológico e nunca apresentarem problema de reversão de patogenicidade (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). Contra o MG, existem quatro vacinas vivas disponíveis no mercado: a cepa Conn-F (MG-F), MG-70, ts-11 e 6/85, que apesar de não evitarem a transmissão transovariana, podem diminuir a queda na produção de ovos. A vacina viva é aconselhável para poedeiras e não deve ser usada em reprodutoras por prejudicar o diagnóstico e, principalmente, o monitoramento epidemiológico (BRASIL, 1994, BRASIL, 2001). A eficiência das vacinas vivas reside no estímulo de respostas imunes de base celular e humoral e como instrumento de exclusão competitiva em relação a cepas de campo nas granjas avícolas (NASCIMENTO et al. 2005). Estudo de Correzola (2012) avaliando reações sorológicas contra Mycoplasma gallisepticum em aves de postura comercial no Bolsão de Bastos e no Município de Guatapará, Estado de São Paulo, no período junho-julho/2009, utilizando a soroaglutinação rápida (SAR) como triagem e o ELISA como teste confirmatório, demonstrou que os elevados índices de sororreatividade na SAR e ELISA nas aves não vacinadas pode ter sido atribuído à difusão de cepas vacinais vivas (F ou ts-11), que possuem baixa patogenicidade e imunizam e protegem as aves contra as cepas de campo. O grande percentual de aves imunizadas, nas duas regiões, que foram reagentes simultaneamente na SAR e no ELISA e a ausência de sinais clínicos indicou que houve pouca falha vacinal, com a vacina protegendo-as da doença crônica respiratória.
A cepa F de Mycoplasma gallisepticum (MG-F) vem sendo bastante utilizada nos programas de vacinação, principalmente em poedeiras. A vacina F pode ser
