CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
Campylobacter em granja avícola
Campylobacter in a poultry farm
Carvalho1, A.C.F.B.; Lima2, V.H.C.; Pereira, G. T3; Schocken-Iturrino, R.P.4
1 Docente da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias- Unesp, Câmpus de Jaboticabal - Departamento de Medicina Veterinária
Preventiva e Reprodução Animal - DMVPRA, Via de Acesso Prof. Paulo Donato Castelane s/n CEP 14984-900, Jaboticabal,SP, Brasil, e-mail abanzato@fcav.unesp.br
2 Discente estagiário no DMVPRA da FCAV- Unesp, Campus Jaboticabal, bolsista da FAPESP 3 Docente da FCAV- Unesp, Câmpus Jaboticabal- Depto de Ciências Exatas 4 Docente da FCAV- Unesp, Campus Jaboticabal – Depto de Patologia Veterinária
Resumo: Com o objetivo de investigar a disseminação de
Campylobacter em granjas avícolas, pesquisou-se a presença deste agente em 192 amostras de zaragatoas cloacais, 170 amostras de camas, 170 amostras de rações, 170 amostras de água, 34 “pool” de fezes coletados na camada superficial das camas e 7 amostras de fezes de rato em duas granjas comer-ciais de frango, situadas na região de Ribeirão Preto-SP., Bra-sil, durante o período de 6 ciclos diferentes e cuja criação de cada ciclo era de 45 dias. Foram isolados Campylobacter jejuni em 32 (16,7%) amostras de zaragatoas cloacais, 3 (1,8%) amostras de camas, 1 (0,6%) amostra da ração e 6 (17,7%) nos “pool” das fezes da cama, totalizando 42 (5,6%) isolamentos. A presença de Campylobacter foi detectada em quatro lotes a partir do 28º dia nas zaragatoas cloacais, 35º dia no “pool” das fezes e do 42º dia na cama e ração, entre-tanto um dos lotes de cada granja foi negativo para o agente durante o período de um ciclo. Na aplicação do teste exacto de Fisher as amostras foram comparadas entre semanas, ten-do as diferenças entre o número de amostras positivas a partir das zaragatoas cloacais sido estatisticamente significativas (p<0,05 e p<0,01) a partir do dia 35 para um dos lotes e a partir do dia 42 para dois lotes, quando comparado com as semanas anteriores.
Palavras-Chave: Campylobacter, avicultura
Summary: The objective of this work was to investigate the dissemination of Campylobacter in the poultry farms. It was collected 192 cloacal swabs, 170 poultry litter, 170 feed, 170 water samples, and 34 faeces “pool” from the surface layer of the litter and 7 mice faeces samples. All samples came from two commercial farms, from the region of Ribeirão Preto-SP, Brazil, and were analysed during 6 different cycles of 45 days each. Campylobacter jejuni were isolated in 32 (16.7%) cloacal swabs samples, 3 (1.8%) in poultry litter, 1 (0.6%) in feed and 6 (17.7%) in the “pool” of faeces from the litter res-pectively totalling 42 (5.6%) isolaments. The presence of Campylobacter was detected in four lots from the 28thday in
the cloacal swab, 35thday in faeces “pool” and in 42ndday in
the poultry litter and feed, on the other hand one of the lots of each farm was negative for this agent during one cycle. The application of Fishers test showed that the cloacal swabs pre-sented statistical difference (p<0,05 and p<0,01), beginning in day 35 for one of the samples and beginning in day 42 for two samples, when compared with the previous weeks. Key-Words: Campylobacter, poultry raising.
Introdução
Nos últimos anos têm-se reconhecido Campylo-bacter jejuni como uma causa comum de gastroente-rite e enterocolite em humanos, principalmente nos países em desenvolvimento (Saleha et al., 1998), o qual vem se destacando como um dos microrganis-mos emergentes de origem alimentar em diversas partes do mundo (Aquino et al., 1995; Skirrow, 1977).
Evidências epidemiológicas têm sugerido os pro-dutos de origem animal, especialmente os propro-dutos avícolas, como principal veículo para infecção hu-mana (Harris et al., 1986; Machado et al., 1994; Rampling et al., 1989), uma vez que o trato intestinal das aves domésticas tem sido demonstrado como o principal reservatório de Campylobacter jejuni (Ma-chado, 1992) e que aproximadamente 30 a 100% das aves transportam este agente no intestino (Doyle, 1988).
Campylobacter jejuni tem sido detectado a partir de fezes de frangos em 83% (Grant et al., 1980), 86,8% (Jaramilo et al., 1983) e 90% (Blaser et al., 1980) das amostras examinadas. Desta maneira, du-rante o processamento de abate, as carcaças e vísce-ras comestíveis podem se contaminar e o agente ser detectado no produto acabado e pronto para o consu-mo (Almeida e Serrano, 1987; Sakuma et al., 1992; Carvalho e Costa, 1996; Carvalho, 1998).
De acordo com Bailey (1993), na granja as princi-pais fontes de contaminação dos lotes, podem ser a ração contaminada, a transmissão horizontal e o am-biente de criação contaminado, envolvendo vetores como roedores, insetos, pássaros silvestres, animais domésticos e o homem.
Rodrigues et al. (1998) pesquisaram Campylobac-ter nas fezes de rato preto com taxas de isolamento de 57,45% (31/54), demonstrando a importância destes como reservatório do agente.
A cama também deve ser considerada como uma provável fonte de disseminação (Bailey et al., 1991; Genigeorgis, 1987). O papel da cama na transmissão
pesadas. Para cada 5 gramas das amostras, adicio-nou-se 45 ml de caldo tioglicolato pH 7,2 mantendo-se por 12 horas à temperatura de 5 ºC.
As amostras de fezes, obtidas na camada superfici-al da cama das aves e as dos roedores, foram recolhi-das em sacos plásticos estéreis, transportarecolhi-das para o laboratório, retirando-se 1 g de cada uma para o es-tudo. A esta 1 g de fezes foi adicionado 5 ml de cal-do tioglicolato pH 7,2 mantencal-do-se por 12 horas à temperatura de 5 ºC.
Decorrido o período de 12 horas em geladeira, as amostras cloacais, da cama, ração e das fezes foram semeadas em meio seletivo para Campylobacter composto por agar brucella adicionado de suplemen-to FBP (0,025% de sulfasuplemen-to ferroso, 0,025% piruvasuplemen-to de sódio e 0,025% metabisulfito de sódio), acrescido de 2 ml de uma mistura de antibióticos composta por cefalotina (15µg/ml), trimetoprim (5µg/ml), anfoterici-na B (5µg/ml), vancomicianfoterici-na (10µg/ml), polimixianfoterici-na B (2,5 UI/ml) e meio básico com pH final 7,2 (Carva-lho, 1992) e incubadas a 42 ºC por 48-72 horas, em jarras para cultivo em anaerobiose com atmosfera de microaerofilia, obtida pelo método de lã de aço, conforme técnica descrita por Magalhães et al. (1982). Ao final do período de incubação as colônias foram examinadas, selecionando-se as que apresen-taram características similares às descritas para Campylobacter (Smibert, 1974). As colônias típicas ou suspeitas do gênero foram confirmadas através da morfologia microscópica pela coloração de Gram, observando-se a presença de bacilos Gram negativos com formas típicas em S, asa de gaivota ou cedilha, a motilidade observada pela técnica de Bryner e Frank (1955), pelas reações da oxidase e catalase e pelos teste culturais segundo Smibert (1974).
As amostras de água foram colhidas em frascos de 100 ml, mantidas em caixas isotérmicas com gelo e processadas imediatamente após chegada ao labora-tório, através da técnica de contagem de bactérias descrita por Barrow e Tucker (1986). De cada amos-tra de água, após homogeneizada, foi retirado uma alíquota de 1 ml e esta diluída em PBS pH 7,4 pro-cedendo-se a diluição decimal em tubos de ensaio contendo 0,9 ml de PBS pH 7,4. De cada diluição, 0,1ml foi retirado e pingado em agar seletivo para Campylobacter. O resultado obtido consistiu em uni-dade formadora de colônias (UFC/ml) da amostra.
Análise estatística
Aplicou-se o teste exacto de Fisher aos resultados obtidos, realizando-se comparações entre o número de isolamentos por lote entre os diferentes dias de coleta e o tipo de amostra analisada.
Resultados
As tabelas 1, 2 e 3 apresentam os resultados obti-dos no presente trabalho. Podemos verificar que das 743 amostras colhidas nas duas granjas comerciais estudadas, 42 (5,6%) foram positivas para Campylo-e no Campylo-estabCampylo-elCampylo-ecimCampylo-ento pCampylo-erpétuo da infCampylo-ecção por
Campylobacter jejuni foi demonstrado por Montrose et al. (1985) em aves de capoeira, através da infec-ção artificial das aves, detectando o agente na cama pelo menos 63 dias após a infecção.
Fatores responsáveis pela introdução e dissemina-ção de Campylobacter jejuni em aves de produdissemina-ção comercial foram estudados por Kazwala et al. (1990) e Berndtson et al. (1996), sugerindo a cama, pés dos tratadores e água como os principais veicu-ladores do agente.
Tendo em vista a importância do Campylobacter em saúde pública e baseado nos dados encontrados na literatura de que as aves obtidas em nosso comér-cio apresentam-se constantemente contaminadas por esse agente, sentiu-se a necessidade de realizar um estudo sob as nossas condições de criação, objeti-vando estudar o nível de contaminação dos lotes (ra-ção, água dos bebedouros, zaragatoa cloacal, fezes da camada superficial da cama e dos roedores e a cama das aves) e sua evolução, para que medidas profiláticas possam ser tomadas minimizando assim o problema.
Materiais e métodos
O estudo foi realizado em duas granjas comerciais de frango localizadas na região de Ribeirão Preto-SP, Brasil, envolvendo 6 lotes de aves, cujo ciclo de criação era de 45 dias, e o número de aves por pavi-lhão variava entre 1500 (para a granja A) a 20000 (para a granja B). O nº de pavilhões era de 8 e 32 respectivamente. Nos pavilhões, a água clorada era fornecida por bebedouros do tipo pendular e a cama composta por maravalha virgem, com troca a cada término de ciclo. Os lotes 1 e 3 foram acompanha-dos na granja A e os lotes 2, 4, 5 e 6 na B, sendo os lotes provenientes de pavilhões diferentes.
Para o isolamento do Campylobacter foram colhi-das semanalmente, nos dias 7, 14, 21, 28, 35 e 42, 5 amostras de cama das aves ao redor dos bebedouros e próximo das áreas ensolaradas, totalizando 170 amostras; 5 amostras da ração em diferentes pontos dos comedouros tipo semi-automático e automático, perfazendo um total de 170 amostras; 5 amostras de água dos bebedouros, obtendo então 170 amostras; 5 amostras cloacais colhidas através de zaragatoa, somando-se ao final 192 amostras; 1 amostra de fezes da cama (de um “pool” de 5 amostras colhidas sobre a cama), totalizando 34 amostras e 1 amostra de fezes de roedores (colhida na forma de “pool” de 5 amostras) ao redor e dentro dos pavilhões, finali-zando em 7 amostras em virtude da desratização ocorrida na granja, de forma que ao final do experi-mento totalizaram-se 743 amostras.
As amostras cloacais, foram colhidas através de zaragatoas estéreis diretamente das cloacas e imedia-tamente depositadas em tubos contendo 5 ml de cal-do tioglicolato pH 7,2, mantencal-do-as em geladeira a temperatura de 5 oC por 12 horas.
As amostras da cama e da ração foram recolhidas em sacos plásticos estéreis, levadas ao laboratório e
tipos de amostras revela em alguns lotes uma pro-gressiva contaminação do meio ambiente (tabela 4).
Tabela 4 - Tipo de amostras onde se obtiveram isolamentos, por lote e por semana
Realizaram-se comparações estatísticas entre o nú-mero de isolamentos obtidos por lote e tipo de amos-tra, entre os diferentes dias de coleta (tabelas 5 e 6), a fim de verificar se haveria diferença significativa na instalação do agente nos pavilhões a partir do 21º dia de vida das aves, uma vez que, a literatura men-ciona que o isolamento raramente ocorre antes das 3 - 4 semanas de vida.
Tabela 5 - Níveis mínimos de significância (p) obtidos (1) no tes-te exacto de Fisher aplicado entre os dias de coleta para os lotes-tes 2 e 3 nas amostras das zaragatoas cloacais.
*p < 0,05: significativo a 5% **p < 0,01: significativo a 1%
(1) Níveis acima da diagonal referem-se ao lote 2 e abaixo ao lote 3
No lote 2 encontraram diferenças significativas entre os isolamentos a partir de amostras de zaraga-toas cloacais colhidas no 35º e 42º dia, quando com-paradas com as do 21º dia da colheita.
Tabela 6 - Níveis mínimos de significância (p) obtidos (2) no tes-te exacto de Fisher aplicado entre os dias de coleta para os lotes-tes 5 e 6 nas amostras das zaragatoas cloacais
*p < 0,05: significativo a 5% **p < 0,01: significativo a 1%
(2) Níveis acima da diagonal referem-se ao lote 5 e abaixo ao lote 6
A diferença do número de isolamentos do agente no 35º dia da coleta foi estatisticamente significativa para o lote 5, quando comparado com os 21º e 28º dias, enquanto que no lote 6, a diferença significati-va de isolamento ocorreu quando foi comparado o dia 42 com os 21º, 28º e o 35º dias da colheita.
A mesma análise estatística foi aplicada para as amostras das camas, “pool” das fezes e da ração, sendo o resultado não significativo entre os dias comparados.
bacter jejuni, sendo 32 amostras (16,7%) provenien-tes dos zaragatoas cloacais, 3 (1,8%) das camas, 1 (0,6%) da ração e 6 amostras (17,7%) do “pool” de fezes colhidas sobre a cama. As amostras de fezes de ratos e as amostras das águas dos bebedouros foram negativas.
Tabela 1 - Número e freqüência total de isolamentos de
Campy-lobacter segundo os tipos de amostras processadas.
Das 193 amostras colhidas na granja A, foram iso-lados 3 (1,5%) Campylobacter jejuni, sendo 2 em zaragatoa cloacal e 1 na cama (tabela 2), o que ocor-reu ao 42Odia e ambos provenientes do lote 3.
Tabela 2 - Número e freqüência de isolamentos de
Campylobac-ter segundo os tipos de amostras processadas na Granja A (lotes 1 e 3).
Das 550 amostras colhidas na granja B, 39 (7,1%) foram positivas para Campylobacter jejuni (tabela 3).
Tabela 3 - Número e freqüência de isolamentos de
Campylobac-ter, segundo os tipos de amostras processadas na Granja B (lotes 2, 4, 5 e 6).
*: Desratização do local
Em relação ao período em que ocorreu o isola-mento de Campylobacter, destacamos que no lote 2 este se deu ao 28º dia para as amostras das zaragato-as cloacais, ao 35º dia no “pool” dzaragato-as fezes e tam-bém nas zaragatoas cloacais, enquanto que no 42º dia o isolamento ocorreu no “pool” das fezes, nas zaragatoas cloacais e na cama. No lote 4 não houve isolamento, entretanto no lote 5 o isolamento foi de-tectado aos 28odia nas zaragatoas cloacais; aos 35º dia no “pool” das fezes e nas zaragatoas cloacais e aos 42º dia no “pool” das fezes, zaragatoas cloacais, ração e camas e no lote 6 estes ocorreram aos 35º e 42º dia no «pool» das fezes e nas zaragatoas cloa-cais. A sequência de isolamentos obtidos nos vários
Lotes 2 3 5 6 28O Cloaca -Cloaca -35O Cloaca Fezes -Cloaca Fezes Cloaca 42O Cloaca Fezes Cama Cloaca Cama Cloaca Fezes Ração Cama Cloaca Tipo de Amostra Zaragatoa cloacal Cama Ração Água «Pool» das fezes
Fezes de Rato TOTAL Número de amostras 192 170 170 170 34 7 743 C. jejuni (%) 32 (16,7) 3 (1,8) 1 (0,6) 0 6 (17,7) 0 42 (5,6) Tipo de Amostra Zaragatoa cloacal Cama Ração Água «Pool» das fezes
Fezes de Rato TOTAL Número 42 45 45 45 9 7 193 C. jejuni (%) 2 (4,8) 1 (2,2) 0 0 0 0 3 (1,5) Tipo de Amostra Zaragatoa cloacal Cama Ração Água «Pool» das fezes
Fezes de Rato TOTAL Número 150 125 125 125 25 * 550 C. jejuni (%) 30 (20) 2 (1,6) 1 (0,8) 0 6 (24) 39 (7,1) Dias de coleta 21 28 35 42 21º 0,22 0,001** 28º 0,22 0,22 0,001** 35º 0,001** 0,03* 0,03* 42º 0,09 0,50 0,09 Dias de coleta 21 28 35 42 21º 0,22 28º 0,23 0,22 35º 0,03* 0,28 0,22 42º 0,0076** 0,12 0,50
Discussão
Verificou-se neste estudo uma maior freqüência de Campylobacter jejuni nas amostras de “pool” das fe-zes (17,7%) em relação aos outros tipos de amostras. Pela análise estatística aplicada, apenas as amostras das zaragatoas cloacais (16,7%) é que obtiveram di-ferenças estatisticamente significativas na compara-ção do número de isolamentos entre semanas, podendo as mesmas serem consideradas como o fa-tor responsável pela contaminação dos lotes 2, 5 e 6 a partir de 21º dia de povoamento.
Os resultados observados quanto ao isolamento do agente nos lotes a partir do 28º dia de vida das aves são coincidentes com os descritos na maioria da lite-ratura consultada, e principalmente com os resulta-dos observaresulta-dos por Jacob-Reitsma et al. (1995) e Pokamunski et al. (1986).
As amostras referentes ao lote 1 e ao 4 foram ne-gativas para Campylobacter durante o ciclo estuda-do, resultados negativos em alguns lotes de granjas contaminadas foram observados por Jacob-Reitsma et al. (1995). Tendo em vista tais resultados não po-demos descartar a possibilidade de que nestes lotes as aves poderiam não estar colonizadas com Campy-lobacter, uma vez que o mecanismo de colonização intestinal por parte dos microrganismos pode sofrer influência de fatores imunológicos, aliados às diver-sificações da dieta alimentar durante a criação e as-sim afetar a colonização e a disseminação do agente (Bailey, 1987; Machado, 1992). Associado a este fa-tor, operações como limpeza, desinfecção de rotina, bom manejo e manutenção do vazio sanitário, po-dem contribuir para eliminação da bactéria na insta-lação (Giessen et al. 1992; Berndtson et al. 1996).
Os isolamentos de Campylobacter jejuni obtidos nas zaragatoas cloacais da presente pesquisa foram inferiores aos encontrados por Pokamunski et al. (1986), os quais obtiveram isolamentos ao redor de 46,3% para as zaragatoas cloacais e de 53,7% no conteúdo cecal, demonstrando a elevada prevalência de Campylobacter nas fezes de frangos, entretanto estatisticamente significativo, demonstrando desta maneira que este tipo de amostra pode ter sido a principal responsável pela contaminação dos lotes 2, 5 e 6, a partir do 21º dia do povoamento dos pavilhões. Jacob-Reitsma et al. (1995), lembram que as aves
contaminadas podem eliminar de 106 a 109 UFC/g
de fezes, indicando as fezes como potencial fonte de introdução e disseminação do agente dentro do lote. Aliado a estes fatores, o hábito coprofágico das aves auxilia na rápida disseminação do Campylobacter no lote (Sterne et al.,1988) e, uma vez isolado no ban-do, a propagação é rápida e elevada proporção de aves excretará Campylobacter até ao abate (Doyle, 1988), como pode ser observado na presente pesquisa.
Embora o “pool” das fezes colhidas sobre a cama não tenha apresentado significância estatística na comparação entre os dias de coleta, não devemos descartar a possibilidade das fezes serem um meio de disseminação do agente entre as aves.
No que diz respeito à ração, o isolamento do agen-te ocorreu apenas nas amostras provenienagen-tes do loagen-te
5, e que o mesmo se deu somente no 42º dia da co-lheita. Contudo deve-se levar em consideração que a positividade ocorreu no final do ciclo de vida das aves, sendo as mesmas abatidas com 45 dias, o que não permitiu uma melhor análise do fator ração como potencial veiculador do agente.
Com relação à água, há fortes evidências que os procedimentos de cloração da água efetivamente são eficazes na inativação do Campylobacter jejuni (Blaser et al. 1986, Bjerklle, 1999), sendo este pro-cedimento normalmente adotado nas granjas comer-ciais estudadas. Apesar dos roedores terem sido sugeridos como possíveis fontes de transmissão ho-rizontal (Evans,1992; Shane 1992; Rodrigues et al., 1998), não foi isolado o agente nas amostras de fe-zes de rato uma vez que a granja B sofreu o processo de desratização de suas instalações durante o período de pesquisa, dificultando assim a continuidade das colheitas.
A detecção de resultado positivo para as amostras de camas nos lotes 2, 3 e 5, ocorrida aos 42 dias de idade, impossibilitou o melhor acompanhamento da cama como uma possível fonte de disseminação, concordando com Doyle e Romam (1982) e Smi-therman et al. (1984), os quais justificam a baixa taxa de isolamento em conseqüência da elevada sen-sibilidade desta bactéria para as condições adversas da cama. Por essa razão, as amostras de cama não são recomendadas para monitorizar a infecção com Campylobacter, segundo Bhatia et al. (1979).
Perante os resultados encontrados e discutidos, pode-se chegar à conclusão de que as aves contami-nadas constituem a principal fonte de contaminação nas granjas comerciais estudadas, não descartando, no entanto, a possibilidade da contaminação dos lo-tes por outras vias horizontais, através da cama e ra-ção. Os diferentes mecanismos de colonização e a enorme variedade de origens destes microrganismos patogênicos associado com diferentes fatores que afetam a susceptibilidade do hospedeiro para a colo-nização, indicam a complexidade de pesquisas ne-cessárias para o controle de Campylobacter durante a produção avícola.
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