Revista
INVESTIGAÇÃO
medicina veterinária
SESSÃO ESPECIAL |
RESUMO
As aves pertencem à classe com o maior número de indivíduos no mundo e são amplamente utilizadas como organismos modelo para diversos estudos. A conservação da vida selvagem tem promovido um aumento no número de estudos sobre o uso de anestésicos em aves selvagens e domésticas, por isso, a prática anestésica tornou-se cada vez mais frequente. Devido às particularidades anatômicas e fisiológicas a anestesia nestas espécies animais representa um desafio ao anestesista veterinário. O sistema respiratório diferenciado para uma melhor eficiência e o sistema cardiovascular altamente desenvolvido para responder às necessidades como voar, correr e nadar destacam-se comparativamente aos mamíferos. Alterações neuroendócrinas e hemodinâmicas importantes podem ocorrer devido ao estresse da contenção física, todavia, a anestesia geral permite a realização de diversos procedimentos, comisso a anestesia torna-se uma ferramenta no manejo desses animais. Os anestésicos injetáveis são usados em procedimentos de curta duração para produzir analgesia e imobilização e a anestesia inalatória possui diversas vantagens que inclui controle dinâmico da profundidade anestésica, possibilidade de indução por meio de máscara e a recuperação não é dependente das vias metabólicas ou excretoras. A associação de fármacos, ou seja, a anestesia balanceada pode proporcionar qualidade e segurança na anestesia de aves. O objetivo desta revisão é descrever as particularidades, técnicas e fármacos que podem ser utilizados na anestesia de aves.
MV MSc Rozana W. Rocha1 DVM MSc PhDAndré Escobar1*
ANESTESIA EM AVES
Anesthesia in birds
ABSTRACT
The birds belong to the class with the largest number of individuals in the world and are broadly used as model organisms to several studies. The wildlife conservation has promoted an increase in the number of studies on the use of anesthetics in wild birds and poultry.
Therefore, the anesthetic practice has become increasingly common. Anesthesia in birds is a challenge due to anatomical and physiological characteristics. The respiratory system of birds is the most efficient among vertebrates and the cardiovascular system is highly developed to meet the diverse needs of the class, such as flying, running and swimming. Important neuroendocrine and hemodynamic changes may occur due to the stress of physical restraint, however, general anesthesia allows us the realization of various procedures with anesthesia it becomes a tool in the management of these animals. Injectable anesthetics are used in short procedures to produce analgesia and immobilization. The inhalation anesthesia has several advantages including dynamic control of anesthetic depth, induction of anesthesia can be made by mask, and recovery is not dependent on the metabolic or excretory pathways. The drug combination or balanced anesthesia can provide quality and safety in poultry anesthesia. The aim of this review is to describe the characteristics, techniques and drugs that can be used in the birds’ anesthesia.
Key-Words: Balanced Anesthesia, Inhalation Anesthesia, Monitoring, Opioids 1. Departamento de Clínica e Cirurgia Veterinária, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias (FCAV -
UNESP), Câmpus de Jaboticabal, SP, Brasil.
*E-mail: escobar@fcav.unesp.br
ANESTESIOLOGIA
VETERINÁRIA
INTRODUÇÃO
Com aproximadamente 10.000 espécies, as aves constituem a classe com o maior número de indivíduos,totalizando 27 ordens e 168 famílias (LUDDERS, 2015). São amplamente utilizadas como modelo organismos para estudos da neurociência e biologia do desenvolvimento, além de evolutivos (ZHANG et al. 2014). A conservação da vida selvagem tem promovido aumento no número de estudos sobre o uso de anestésicos em aves selvagens e domésticas (HALL et al. 2001).
A anestesia nestas espécies representa um desafio para os profissionais da área devido as suas particularidades anatômicas e fisiológicas (GUNKEL e LAFORTUNE, 2005).
Os anestésicos injetáveis são usados com frequência para produzir anestesia e analgesia, tendo como vantagem a rápida administração, necessidade mínima de equipamentos e baixo custo (HAWKINS et al. 2003). Já a anestesia inalatória, por sua vez apresenta como vantagens o melhor controle dinâmico da profundidade anestésica e a sua eliminação não é dependente das vias metabólicas ou excretoras (NAGANOBU e HAGIO, 2000;
LUDDERS, 2015).
A anestesia balanceada pode reduzir o requerimento anestésico e com isso a incidência de efeitos cardiorrespiratórios adversos, além de produzir melhor efeito analgésico, aumentando, assim, a qualidade e segurança anestésicas (GUNKEL e LAFORTUNE, 2005).
Considerando as diferenças anatômicas, fisiológicas e diversidade de espécies, a presente revisão de literatura tem como objetivo elucidar as principais técnicas anestésicas em aves.
Anatomia e fisiologia Sistema Respiratório
O sistema respiratório das aves é o mais eficiente entre os vertebrados e consiste em dois componentes separados e distintos (HEARD, 1997). O componente ventilatório constituído por: 1) vias aéreas de condução (laringe, traqueia, siringe e brônquios primários e secundários);2) sacos aéreos (dois cervicais, um clavicular, dois torácicos craniais, dois torácicos caudais e dois abdominais);3) esqueleto torácico; e 3) músculos da respiração (músculos peitorais e intercostais)(EDLING, 2006). O componente de troca gasosa é constituído por um pulmão parabronquial, que não possui alvéolos, e as trocas gasosas são efetuadas nos capilares aéreos (MASSONE, 2011).
O pulmão parabronquial possui dois tecidos, o parabrônquio paleopulmonar onde o fluxo é unidirecional ao longo do ciclo respiratório e o tecido neopulmonar onde o fluxo de ar é bidirecional, sendo direcionado no sentido dos sacos aéreos caudais durante a inspiração e oposto a estes sacos durante a expiração (HEARD, 1997). Na inspiração, 50% dos gases inspirados passam diretamente para os sacos aéreos caudais e somente na expiração passam pelos pulmões para as trocas gasosas e os outros 50% passam pelos pulmões e sofrem trocas gasosas durante a inspiração, desta forma, tal mecanismo aumenta a eficácia ventilatória (LUDDERS, 2015).
No entanto, apenas 10% do volume corrente está no local onde ocorrem trocas gasosas (parabrônquios e capilares), assim, as aves possuem baixa capacidade residual funcional quando comparadas aos mamíferos e são mais sensíveis à apneia e hipoxemia (EDLING, 2006; LUDDERS, 2015).
Sistema Cardiovascular
O sistema cardiovascular é altamente desenvolvido para responder às necessidades especiais de habilidades diversas da classe, como voar, correr e nadar (STRUNK e WILSON, 2003).
Quando comparadas a mamíferos do mesmo porte, o tamanho
do coração é maior e a frequência cardíaca menor (LUDDERS,
2015). O sistema de condução cardíaco consiste no nodo
sinoatrial e atrioventricular e as fibras de Purkinje, havendo a
classificação em dois grupos de animais, um pela profundidade
da ramificação e outro pelo padrão de ramificação (LUDDERS,
2015). O padrão de distribuição de fibras de Purkinje dentro do
miocárdio ventricular das aves é responsável pela morfologia
QRS (Figura 1), sendo que essas fibras penetram completamente
o miocárdio ventricular do endocárdio para o epicárdio e o
padrão de ativação ventricular é descrito como Tipo 2b, um
padrão que pode facilitar a sincronização do batimento em
frequências cardíacas elevadas (LUDDERS, 2015). A resistência
vascular periférica das aves é menor em relação aos mamíferos,
necessitando assim de elevado débito cardíaco para manter
a pressão arterial (STRUNK e WILSON, 2003). Ao contrário
dos mamíferos, o coração recebe inervação simpática e
parassimpática, sendo adrenalina e noradrenalina os principais
neurotransmissores simpáticos responsáveis pelo aumento da
excitação cardíaca (ABOU-MADI, 2001). Isto é importante, pois os
anestésicos inalatórios, especialmente o halotano, sensibilizam
o miocárdio a arritmias cardíacas induzidas por catecolaminas
(EDLING, 2006).
Figura 1.Traçado eletrocardiográfico normal de galinhas hígidas (Fonte: arquivo pessoal)
Sistema Renal
Uma característica singular dos rins das aves é o seu sistema porta renal. O sangue venoso que chega a esse sistema deriva dos membros posteriores pelas veias ciática e ilíaca externa (REECE e SWENSON, 1996). Uma estrutura única valvular, com inervações adrenérgicas e colinérgicas, está localizada na veia ilíaca externa e esta válvula se contrai (fechamento sob ação da acetilcolina) e o sangue venoso das patas passa pelos rins e quando a válvula relaxa (abertura sob ação da adrenalina) o sangue venoso é direcionado para a circulação central (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). Baseado nessa situação, Cruz et al. (2001) recomendaram evitar a aplicação de fármacos na musculatura da coxa em papagaios (Amazona aestiva) para evitar o risco de promover subdose relativa e efeito inadequado do fármaco.
Contudo, Carvalho et al. (2007) em estudo com avestruzes (Struthio camelus)não evidenciaram a influência do sistema
Cuidados pré-anestésicos
A adaptação de uma ave num local diferente é, geralmente, uma situação estressante (EDLING 2006). Por isso, os animais devem permanecerem um ambiente calmo, silencioso, quente e com a menor estimulação visual e auditiva possível (ABOU-MADI, 2001). Comumente, após a aclimatação ao novo ambiente, sinais de doenças tornam-se aparentes (LUDDERS e MATTHEWS, 2013).
O exame físico pré-anestésico deve sempre ser realizado, sendo de extrema importância a observação dos animais à distância que somada a anamnese, quando possível, trazem informações importantes (LUDDERS, 2015). As aves devem ser removidas de sua gaiola e examinadas, com atenção particular as narinas e boca e deve ser feita auscultação cardíaca e pulmonar. A palpação da quilha mostra sua integridade e o estado nutricional da ave (LUDDERS e MATTHEWS, 2013).
O jejum é indicado para que o trato gastrointestinal superior esvazie e não haja riscos de regurgitação e aspiração do conteúdo (MASSONE, 2011), contudo, Ludders e Matthews (2013) descrevem que o jejum nas aves é contraditório, pois há relatos que os animais apresentam hipoglicemia durante a anestesia por terem taxa metabólica alta e baixa reserva de glicogênio hepático. O indicado é instituir o jejum pelo tempo suficiente para o esvaziamento do trato gastrointestinal superior, assim, quatro a seis horas para aves em geral e de 24 horas para aves de rapina (LUDDERS, 2015).Ao final da anestesia inalatória, regurgitação de conteúdo gástrico pode ocorrer após a extubação, fato já observado em galinhas que não foram submetidas a jejum e em maritacas submetidas a 6 horas de jejum (comunicação pessoal)
TÉCNICAS ANESTÉSICAS Medicação Pré-Anestésica
Os agentes empregados na medicação pré-anestésica (MPA) são úteis para preparar o paciente para a anestesia, promovendo sedação, analgesia e menor incidência de efeitos adversos gerais (CORTOPASSI e FANTONI, 2002).
Os benzodiazepínicos causam excelente relaxamento muscular e podem ser usados como fármacos injetáveis ou instilados (MASSONE, 2011; BIGHAM e ZAMANI MOGHADDAM, 2009). A via intranasal por ser empregada para a administração destes fármacos, pois estudos reportam rápida e efetiva sedação em aves (VESAL e ZARE, 2006; BIGHAM e ZAMANI MOGHADDAM, 2009) e em casos de recuperação prolongada com o uso de midazolam ou diazepam, pode ser empregado antagonista farmacológico específico como o flumazenil (ABOU-MADI, 2001).
Os agonistas adrenérgicos do tipo alfa-2 também podem ser empregados nessas espécies animais, conferindo sedação e analgesia (DURRANI et al. 2009). Embora tenham importantes efeitos sedativos em mamíferos, a xilazina (intranasal), proporcionou sedação insuficiente para realização de procedimentos em canários (Serinus canarius) (BIGHAM e ZAMANI MOGHADDAM, 2009). Por esta mesma via, a detomidina (12 mg/kg) causou sedação após 3,5 minutos em periquito-de-colar (Psittacula krameri) (VESAL e ESKANDARI, 2006). Em canários, o uso de ioimbina e atipamezole reduziram significativamente os efeitos sedativos da xilazina e detomidina, respectivamente (VESAL e ESKANDARI, 2006).
Os opioides são usados na MPA, principalmente, quando
a concentração requerida de anestésico volátil para indução e manutenção da anestesia (CURRO, 1994; CURRO et al. 1994;
CONCANNON et al. 1995; PAVEZ et al. 2011; ESCOBAR et al.
2012). Existem poucos estudos utilizando opioides associado à anestesia inalatória em aves e normalmente são com butorfanol (CONCANNON et al. 1995; ESCOBAR et al., 2012), um fármaco normalmente utilizado para tratamento de dor leve a moderada e cuja analgesia em aves é controversa (PAUL-MURPHY et al. 1999;
SLADKY et al. 2006). No entanto o uso de opioides agonistas de receptores mu, como morfina, metadona e fentanil, vem sendo atualmente associado à anestesia inalatória (ESCOBAR et al.
2014; ROCHA et al. 2014; VELA et al. 2014), no entanto, estudos de antinocicepção devem ser realizados para avaliar o potencial efeito analgésico desses fármacos.
Anestesia Injetável
Os anestésicos injetáveis são usados com frequência para produzir anestesia e analgesia em aves (LUDDERS, 2015). Os fármacos mais utilizados em aves estão descritos na Tabela 1.
Geralmente, são utilizados para procedimentos curtos como exame radiológico, reparação de ferida, laparoscopias ou indução da anestesia (CORTOPASSI e FANTONI, 2002). No entanto, a diferença entre a dose anestésica e a letal (EC50/DL50) é menor em relação aos mamíferos (GUIMARÃES e MORAES, 2000). As vantagens do uso são a rápida administração, necessidade mínima de equipamentos, baixo custo, além de tornar possível a realização de procedimentos na cabeça sem a interferência da sonda endotraqueal ou da máscara facial (MACHIN e CAULKETT, 1998; HAWKINS et al. 2003). Contudo, as desvantagens inerentes ao uso dos anestésicos injetáveis são superiores às vantagens, incluindo variação significativa interespecífica e intraespecífica
em termos de dose e resposta dos fármacos, dificuldade na administração de um volume seguro para as pequenas aves, facilidade de superdosagem, dificuldade da manutenção do plano anestésico adequado e recuperações prolongadas e tempestuosas (LUDDERS, 2015). A administração de fármacos pelas vias intramuscular ou intraperitoneal pode resultar em tempo de indução, metabolização e eliminação prolongado, potencial dano nervoso, dor e parada cardiorrespiratória (HARRISON, 1986; MACHIN e CAULKETT, 1998; GUIMARÃES e MORAES, 2000; ROBERSON et al. 2000; VESAL e ZARE, 2006;
LUDDERS, 2015).
Por se tratar de um anestésico dissociativo, a cetamina, associada a um relaxante muscular, é adequada para a contenção química, podendo ser administrada por qualquer via parenteral, produzindo estado de catalepsia, sendo indicada para procedimentos diagnósticos ou cirurgias pouco invasivas (CORTOPASSI e FANTONI, 2002). As doses utilizadas variam de 10 a 200mg/kg, dependendo da espécie e da via de administração (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). Quando a cetamina é empregada de maneira isolada, há pouco relaxamento muscular, contrações musculares involuntárias, opistótono e recuperações tempestuosas (WRIGHT, 1982). A sua associação com o diazepam, midazolam ou xilazina, proporciona relaxamento muscular adequado para a realização de diversos procedimentos (LUMEIJ e DEENIK, 2003; DURRANI et al. 2008;
DURRANI et al. 2009).
O propofol é um fármaco pertencente ao grupo dos alquil- fenóis, e possui características farmacológicas que proporcionam curto período de latência, porém a recuperação pode variar entre
espécies (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). Pode ser administrado em bolus ou infusão contínua, contudo estudos demonstram que hipoventilação, apneia ou hipoxemia são comumente observadas, sugerindo a necessidade de um monitoramento minucioso dessas variáveis durante a anestesia (HAWKINS et al.
2003; MÜLLER et al. 2011). A administração exclusiva intravenosa é uma desvantagem do uso desse fármaco em aves devido a maior dificuldade de acesso venoso em animais conscientes (comunicação pessoal).
Fármaco Espécie Dose
(mg/kg)
Via de
administração Indicação Diazepam Maioria das
espécies 0,2 – 2 IV, IM Sedação, anti-
convulsivante Midazolam Maioria das
espécies 0,2 – 2 IV, IM Sedação, anti-
convulsivante Midazolam ou
diazepam
Canários, periquitos,
papagaios
2 – 8 Intranasal Sedação
Flumazenil Maioria das
espécies 0,02 – 0,1 IV, IM Antagonista
benzodiazepínico
Cetamina
Psitacídeos, pombos, ratitas, galinhas
20 – 30 IV, IM, SC Imobilização química*
Cetamina/
diazepam
Maioria das espécies
5 – 30/
0,5 – 2 IV, IM Imobilização
química
Tucanos 20/1 IV
Imobilização para procedimentos
curtos Cetamina/
midazolam
Maioria das espécies
10 – 40/
0,2 – 2 IM Imobilização
química
* Associar a benzodiazepínico
Tabela 1. Fármacos injetáveis mais utilizados como medicação pré-anestésica e como anestésicos em aves do- mésticas (Adaptado de Hawkins & Pascoe, 2007).
Anestesia Inalatória
A anestesia inalatória possui diversas vantagens que inclui controle dinâmico da profundidade anestésica, melhora na oxigenação em razão do fornecimento do anestésico associado ao oxigênio e a recuperação não é dependente das vias metabólicas ou excretoras (NAGANOBU e HAGIO, 2000; GUNKEL e LAFORTUNE, 2005; LUDDERS, 2015). Atualmente, o isofluorano é considerado o anestésico inalatório de escolha para o uso em aves devido sua característica de indução e recuperação mais rápida (EDLING, 2005; MERCADO, et al. 2008;GRANONE et al.
2012). No entanto, a realização da anestesia inalatória requer treinamento de profissionais com essa técnica em aves, visto que existem diferenças importantes na anestesia inalatória entre aves e mamíferos, como a rápida mudança de plano anestésico (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). Como o índice anestésico respiratório dos halogenados é menor em aves, a ocorrência de apneia é muito comum, visto que a dose necessária para causar
et al. 1990).Dessa forma, a monitoração do paciente deve ser continua, evitando-se erros na manutenção do plano anestésico e identificando-se defeitos na aparelhagem que possam causar riscos ao paciente (ESCOBAR et al.2009; LUDDERS, 2015).
Os conceitos de uso dos anestésicos inalatórios em aves são os mesmos dos mamíferos, onde a “CAM” pode ser definida como concentração alveolar mínima de um anestésico inalatório capaz de induzir imobilidade em 50% dos pacientes em resposta a um estímulo nociceptivo supramáximo (LUDDERS, 2015). No entanto, este termo não é apropriado para discussões sobre as aves por não possuírem pulmão alveolar, com isso, diversos autores utilizam o termo concentração anestésica mínima (CONCANNON et al. 1995; QUANDT e GREENACRE, 1999;
NAGANOBU e HAGIO, 2000; MERCADO et al. 2008; ESCOBAR et al. 2011; PAVEZ et al. 2011; ESCOBAR et al. 2012; PHAIR et al. 2012; ESCOBAR et al. 2014; MCLHONE et al. 2014; BOTMAN et al. 2015). Na tabela 2 estão descritos os valores deCAM do halotano, isofluorano e sevofluoranoem diferentes espécies de aves.
Circuitos abertos como o Mapleson (Bain) ou com T de Ayres (Baraka) são ideais para o uso em aves, pois oferecem resistência mínima à ventilação espontânea (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). As aves podem ser induzidas à anestesia inalatória com máscaras comercialmente disponíveis para pequenos animais ou máscaras caseiras fabricadas a partir de garrafas plásticas, seringas ou conectores de circuito anestésico (LUDDERS, 2015).Deve-se pré-oxigenar as aves por pelo menos um minuto antes do inicio da indução para evitar hipoxemia caso tenham apneia. A maioria das aves com peso corporal acima de 100 g pode ser intubada sem dificuldade, sendo
cânula de um cateter de acesso venoso de diâmetro apropriado (LUDDERS, 2015). Algumas aves têm estruturas anatômicas únicas que podem interferir com a intubação, como os pinguins que possuem um septo no terço proximal da traqueia (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). Além disso, elas possuem os anéis traqueais completos e deve-se usar tubos endotraqueais sem balonete ou não insuflá-lo para não induzir isquemia da mucosa traqueal (EDLING, 2006).
Os anestésicos inalatórios compartilham as mesmas características clínicas: amnésia, hipnose e imobilidade (SOLT e FORMAN, 2007). O halotano, isofluorano e sevofluorano deprimem a ventilação, de forma que o aumento da pressão parcial de dióxido de carbono no sangue arterial é dose- dependente (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). Estudo com águias demonstrou que, o uso do isofluorano e o sevofluorano resultaram em indução suave e rápida e recuperação anestésica semelhante a outras espécies, contudo o isofluorano causou mais depressão cardiovascular quando comparado ao uso do sevofluorano (AGUILAR et al. 1995; JOYNER et al. 2008). No entanto, outros estudos reportam alterações cardiovasculares com o uso do sevofluorano, principalmente hipotensão (NAGANOBU et al. 2000; NAGANOBU et al. 2003; ESCOBAR et al. 2009; ZEHNDER et al. 2009).
Butorfanol Maioria das
espécies 2 – 4 IM
Analgesia e redução do requerimento dos anestésicos gerais
Metadona/
morfina Galinhas 3 – 6 IM
Analgesia e redução do requerimento dos anestésicos gerais
Propofol
Aves de rapina, pombos, galinhas
5 – 15 IV Anestesia geral
Espécie Halotano Isofluorano Sevofluorano Abutre-preto
(Aegyptus monachus) - 1,06 -
Búteo-de-cauda-vermelha
(Buteo jamaicensis) - 2,05 -
Cacatua
(Cacatua spp.) - 1,44 -
Galinha
- não descrito para a espécie
Tabela 2. Concentração anestésica mínima do halotano, isofluorano e sevofluorano em diferentes espécies de aves (Adaptado de LUDDERS, 2015)
Anestesia Balanceada
Nenhum fármaco isolado é capaz de produzir todos os efeitos desejados na anestesia. A anestesia balanceada pode reduzir o requerimento anestésico, e com isso diminuir a incidência de efeitos cardiorrespiratórios adversos, além de produzir melhor efeito analgésico, aumentando, assim, a qualidade e segurança anestésica (GUNKEL e LAFORTUNE, 2005).
Bloqueios locorregionais com anestésicos locais são rotineiramente utilizados em mamíferos, e, atualmente, estão sendo avaliados em aves (FIGUEIREDO et al. 2008; CARDOZO et al. 2009; BRENNER et al. 2010; DA CUNHA et al. 2013). Embora as doses sejam ainda limitadas, indica-se que a lidocaína não seja administrada em doses superiores a 4 mg/kg e a bupivacaína a 2 mg/kg (LUDDERS, 2015).
Estudos reportam que os fármacos opioides, associados à anestesia inalatória podem reduzir a CAM (CURRO, 1994;
CURRO et al. 1994; CONCANNON et al. 1995; PAVEZ et al. 2011;
ESCOBAR et al. 2012). O butorfanol reduziu a CAM do isofluorano em cacatuas (Cacatua spp.) em 25% e no papagaio-do-congo (Psittacus erithacus) em 11% (CURRO, 1994; CURRO et al.
1994). Em galinhas-d’angola a administração intravenosa de butorfanol (2 mg/kg) reduziu a CAM do sevofluorano em 9%
após 15 minutos da injeção, enquanto que a dose de 4 mg/
kg deste agente resultou em diminuição de 21% e 11% após 15 e 30 minutos da injeção, respectivamente (ESCOBAR et al. 2012). Todavia, a dose de 4 mg/kg de butorfanol induziu parada cardiorrespiratória em dois animais anestesiados com isofluorano sob ventilação espontânea e seu uso foi considerado inseguro em galinhas-d’angola (ESCOBAR et al. 2014). O fentanilreduziu em 55% a CAM do isofluorano em búteo-da- cauda-vermelha (Buteo jamaicensis) (PAVEZ et al. 2011). Em galinhas, a administração de 10 μg/kg de fentanil reduziu o requerimento anestésico do isofluorano em 18%, já a dose de 30 μg/kg reduziu a CAM em 43 % (ROCHA et al. 2014). Além disso, verificou-se que a aplicação intravenosa desse fármaco em galinhas anestesiadas com isofluorano não causou alterações cardiorrespiratórias (ROCHA et al. 2014). A morfina reduziu a CAM do isofluorano em 52% em galinhas (CONCANNON et al.
1995). Vela et al. (2014) relataram a redução de 15% e 22% da CAM do isofluorano em galinhas após a aplicação intramuscular de 3 e 6 mg/kg de morfina, respectivamente. Escobar et al. (2014) avaliaram duas doses de metadona sobre a CAM do isofluorano em galinhas, e descreveram que a aplicação intramuscular de 3 mg/kg de metadona não causou redução da CAM, contudo, a dose de 6 mg/kg reduziu a CAM do isofluorano em 29%.
Monitoração anestésica
As variáveis fisiológicas das aves devem ser monitoradas durante todo o período do procedimento anestésico, essas
incluem frequência respiratória, saturação da oxihemoglobina, frequência cardíaca, ritmo cardíaco, pressão arterial e temperatura corpórea (LUDDERS, 2015).
A ventilação pode ser monitorada pela observação da frequência e do grau de movimentação do esterno ou movimentos do balão de reinalação. Uma mudança no padrão respiratório é indicador sensível de mudança na profundidade anestésica (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). Em aves, a capnometria também pode ser usada para a monitoração da ventilação, no entanto deve-se ter cuidado com a colheita dos gases (EDLING et al. 2001). Escobar et al. (2012) descreveram que para minimizar a contaminação dos gases expirados com gases inspirados, que constitui na adaptação de um cateter no lúmem da sonda, cuja ponta é posicionada próxima à extremidade distal da sonda orotraqueal. Os valores da pressão parcial de dióxido de carbono no sangue arterial de aves são em média 5 mm Hg menores do que no gás expirado, o oposto que ocorre em mamíferos (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). As aves podem ser ventiladas mecanicamente, porém a pressão da via aérea não deve exceder 10 a 15 cm H2O para prevenir volutrauma nos sacos aéreos (LUDDERS, 2015). Apesar de ser projetado para mamíferos o oxímetro de pulso pode mensurar a oxigenação das aves, embora, arritmias, perda de sangue grave ou movimentos podem causar adulteração dos valores reais (SCHMITT et al. 1998).
Variáveis cardiovasculares podem ser monitoradas por diversos métodos não invasivos como pulso, auscultação e eletrocardiografia, sendo este, capaz de detectar frequências cardíacas altas (mais de 500 bpm) (EDLING et al. 2006). A pressão arterial pode ser mensurada com o uso do Dopller ultrassônico, contudo o método oscilométrico não é confiável (LUDDERS,
Galinha- d’angola
(Numida meleagris) - 2,90
Grou-canadense
(Grus canadensis) - 1,35 -
Papagaio-de-bico-grosso
(Rhynchopsitta pachyrhyncha) - 1,07 2,39
Pato-real
(Anas platyrhynchus) 1,05 1,32 -
Pombo
(Columba livia) - 1,8 -
2015). Zehnder et al. (2009) descrevem que o cuff utilizado para a mensuração da pressão não invasiva, deve equivaler de 40 a 50% a circunferência do membro e o valor de pressão desta mensuração corresponde a pressão arterial média invasiva.
A pressão arterial invasiva pode ser mensurada a partir da cateterização da artéria braquial, artéria ulnar ou artéria radial (ACIERNO et al. 2008; ESCOBAR et al. 2011; SCHNELLBACHER et al. 2012). Durante a auscultação cardíaca, deve-se avaliar o volume do som, que deve estar alto ou parecido com o volume de quando a ave estava acordada. De maneira tempo-dependente, geralmente após uma hora de anestesia, observa-se diminuição do som auscultado com o estetoscópio, que provavelmente reflete depressão do miocárdio e indica aumento no risco de parada cardiorrespiratória (comunicação pessoal). Em aves doentes, recomenda-se realizar procedimentos anestésicos de no máximo 1,5 horas para diminuir a mortalidade trans e pós- anestésica (comunicação pessoal).
A hipotermia é a intercorrência mais comum associada à anestesias prolongadas e causa aumento da solubilidade dos anestésicos no sangue, alterações do plano anestésico, instabilidade cardíaca e recuperações prolongadas (LUDDERS e MATTHEWS, 2013). Nas aves, o intervalo clinicamente aceitável da temperatura corpórea é de 38,3 a 40,6°C (REMBERT et al.
2001). A temperatura pode ser mantida utilizando-se diversas técnicas, incluindo colchão térmico, lâmpada de aquecimento e bolsas de água quente (PHALEN et al. 1996). De acordo com Rembert et al. (2001), o método mais eficaz de manter a temperatura corpórea é obtido por dispositivo com entrada forçada de ar quente.
CONSIDERAÇÕES FINAIS
Para a escolha de um protocolo anestésico adequado para as diversas espécies de aves existentes, torna-se essencial o conhecimento dos aspectos biológicos relativos às particularidades anatômicas e fisiológicas. Além disso, esta escolha depende de outros fatores, tais como o estado do animal, o tipo e duração do procedimento a ser realizado. Devido às várias desvantagens relacionadas com o uso de anestésicos injetáveis, a anestesia inalatória proporciona maior segurança aos pacientes. Associada a outros fármacos, pode haver redução do requerimento anestésico, diminuindo a incidência de complicações cardiorrespiratórias, além de produzir melhor efeito analgésico.
REFERÊNCIAS
Abou-Madi N. 2001. Avian anesthesia. Veterinary Clinics of North America Exotic Animal Practice. 4(1):147-167.
Acierno MJ, da Cunha A, Smith J. et al. 2008.Agreement between direct and indirect blood pressure measurements obtained from anesthetized Hispaniolan Amazon parrots. Journal of the American Veterinary Medical Association. 233(10):1587- 1590.
Aguilar RF, Smith VE, Ogburn P. et al. 1995. Arrhythmias associated with isoflurane anesthesia in bald eagles (Haliaeetus leucocephalus). Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 26(4):508–516.
Bigham AS, Zamani Moghaddam AK. 2009. Finch (Taeneopygia guttata) sedation with intranasal administrationof diazepam, midazolam or xylazine. Journal of Veterinary Pharmacology and Therapeutics. 36(1):102-104
Botman J, Dugdale A, Gabriel F. et al. 2015. Cardiorespiratory parameters in the awake pigeon and during anaesthesia with isoflurane. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. doi:10.1111/vaa.12262
Brenner DJ, Larsen RS, Dickinson PJ. et al. 2010. Development of an avian brachial plexus nerve block technique for perioperative analgesia in mallard ducks (Anas
Cardozo LB, Almeida RM, Fiuza LC. et al. 2009. Brachial plexus blockade in chickens with 0.75% ropivacaine. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 36(4):396-400.
Carvalho HS, Ciboto R, Baitelo CG. et al. 2007. Anatomia do sistema porta renal e suas implicações no emprego de agentes anestésicos na contenção de avestruzes (Struchio camelus). Ciência Rural. 37(6):1688-1694.
Concannon KT, Dodam JR, Hellyer PW. 1995. Influence of a mu- and kappa-opioid agonist on isoflurane minimal anesthetic concentration in chickens. American Journal of Veterinary Research. 56(6):806-811.
Cortopassi SRG, Fantoni DT. 2002. Anestesia em cães e gatos.1. ed. São Paulo: Roca, 2002. pp. 151-183
Cruz ML, Luna SPL, Castro G. et al. 2001. Avaliação da importância do sistema porta renal em papagaios (Amazona aestiva). Revista de Educação Continuada em Medicina Veterinária e Zootecnia do CRMV-SP. 4(1):40-44.
Curro TG, Brunson DB, Paul-Murphy JR. 1994. Determination of the ED50 of isoflurane and evaluation of the isoflurane-sparing effect. Veterinary Surgery. 23(5):429-433.
Curro TG. 1994. Evaluation of the isoflurane-sparing effects of butorphanol and flunixin in psittaciformes. In Association of Avian Veterinarians Conference, p.17-19.
Da Cunha AF, Strain GM, Rademacher N. et al. 2013. Palpation- and ultrasound-guided brachial plexus blockade in Hispaniolan Amazon parrots (Amazona ventralis).
Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 40(1):96-102.
Durrani UF, Ashraf M, Khan MA. 2009. A comparison of the clinical effects associated with xylazine, ketamine, and a xylazine, ketamine cocktail in pigeons (Columba livia). Turkish Journal of Veterinary and Animal Sciences. 33(5):413-417.
Durrani UF, Khan MA, Ahmad SS. 2008. Comparative efficacy (sedative and anesthetic) of detomidine, ketamine and detomidine, ketamine cocktail in pigeons (Columba livia). Pakistan Veterinary Journal. 28(3):115-118.
Edling TM, Degernes LA, Flammer K. et al. 2001. Capnographic monitoring of anesthetized African grey parrots receiving intermittent positive pressure ventilation.
Journal of the American Veterinary Medical Association. 219(12):1714-1718.
Edling TM. 2005. Anaesthesia and analgesia. In: Harcourt-Brown N and Chitty JR.
Manual of Psittacine Birds. 2. ed. Gloucester: BSAVA. pp.87-96.
Edling TM. 2006. Updates in anesthesia and monitoring. In: Harrison G.C., Lightfoot
Escobar A, RochaRW, Zangirolami FilhoD. et al. 2014. Efeitos da metadona sobre a concentração anestésica mínima do isofluorano em galinhas (Gallus gallus domesticus). In: XI Congresso Brasileiro de Anestesiologia Veterinária. Ars Veterinária.
30(3):28.
Escobar A, Thiesen R, Vitaliano SN.et al. 2009. Some cardiopulmonary effects of sevoflurane in crested caracara (Caracara plancus). Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 36(5):436-441.
Escobar A, Thiesen R, Vitaliano SN. et al. 2011. Cardiorespiratory effects of isoflurane anesthesia in crested caracaras (Caracara plancus). Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 42(1):12-17.
Escobar A, Valadão CAA, Brosnan RJ. et al. 2012. Effects of butorphanol on the minimum anesthetic concentration for sevoflurane in guineafowl (Numida meleagris). American Journal of Veterinary Research.73(2):183-188.
Escobar A, Valadão CAA, Brosnan RJ. et al. 2014. Cardiopulmonary effects of butorphanol in sevoflurane-anesthetized guineafowl (Numida meleagris).
Veterinary Anaesthesiaand Analgesia. 41(3):284-289.
Figueiredo JP, Cruz ML, Mendes GM. et al. 2008. Assessment of brachial plexus blockade in chickens by an axillary approach. Veterinary Anaesthesia and Analgesia.
35(6):511-518.
Granone TD, de Francisco ON, Killos MB.et al. 2012. Comparison of three differentinhalant anesthetic agents (isoflurane, sevoflurane, desflurane) in red-tailedhawks (Buteo jamaicensis). Veterinary Anaesthesia and Analgesia.
39(1):29-37.
Guimarães DG, Moraes AN. 2000. Anestesia em aves: agentes anestésico. Ciência Rural. 30(6):1073-1081.
Gunkel C, Lafortune, M. 2005. Current techniques in avian anesthesia. Seminars in Avian and Exotic Pet. 14(4):263-276.
Hall LW, Clarke KW, Trim CM. 2001. Anaesthesia of birds, laboratory animals and wild animals. In: Hall, LW, Clarke KW, Trim CM. Veterinary Anaesthesia. Philadelphia: WB Saunders Co. pp. 463-479.
Harrison GJ. 1986. Anesthesiology. In: Harrison GJ, Harrison LR. Clinical Avian Medicine and Surgery, Philadelphia: WB Saunders Co. pp. 549-559.
Hawkins MG, Wright BD, Pascoe PJ. et al. 2003. Pharmacokinetics and anesthetic and cardiopulmonary effects of propofol in red-tailed hawks (Buteo jamaicensis) and great horned owls (Bubo virginianus). American Journal of Veterinary Research.
64(6):677-83.
Heard DJ. 1997. Avian Respiratory Anatomy and Physiology. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine. 6(4):172-179.
Joyner PH, Jones MP, Ward D. et al. 2008. Induction and recovery characteristics and cardiopulmonary effects of sevoflurane and isoflurane in bald eagles. American Journal of Veterinary Research. 69(1):13-22.
Ludders JW, Matthews NS. 2013. Aves. In: Tranquilli WJ, Thurmon JC, Grimm KA. Lumb
& Jones: Anestesia e Analgesia Veterinária. 4. ed. São Paulo: Roca. pp. 923-942.
Ludders JW, Mitchell GS, RodeJB. 1990. Minimal anesthetic concentration and cardiopulmonary dose response of isoflurane in ducks. Veterinary Surgery.
19(4):304-307.
Ludders JW. 2015. Comparative Anesthesia and Analgesia of Birds. In: Grimm KA, Lamont LA, Tranquilli WJ, Greene SA, Robertson SA. Veterinary Anesthesia and Analgesia. 5ed. United States of America: Wiley Blackwell. pp. 800-816.
Lumeij JT, Deenik JW. 2003. Medetomidine, ketamine and diazepam-ketamine anesthesia in racing pigeons (Columba livia domestica): A comparative study.
Journal of Avian Medicine and Surgery. 17(4):191-196.
Machin KL, Caulkett NA. 1998. Cardiopulmonary effects of propofol and a medetomidine-midazolam-ketamine combination in mallard ducks. American Journal of Veterinary Research. 59(5):598-602.
Mcllhone AE, Beausoleil NJ, Johnson CB. et al. 2014. Effects of isoflurane, sevoflurane and methoxyflurane on the electroencephalogram of the chicken. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 41(6):613-620
Massone F. 2011. Anestesiologia veterinária: farmacologia e técnicas. 6. ed.
Guanabara Koogan, Rio de Janeiro.
Mercado JA, Larsen RS, Wack RF. et al. 2008. Minimum anesthetic concentration of isoflurane in captive thick-billed parrots (Rhynchopsitta pachyrhyncha). American Journal of Veterinary Research. 69(2):189-194
Moghadam AZ, Sadegh AB, Sharifi S. et al. 2009. Comparison of intranasal administration of diazepam, midazolam and xylazine in pigeons: Clinical evaluation.
Iranian Journal of Veterinary Science and Technology. 1(1):19-26.
Müller K, Holzapfel J, Brunnberg L. 2011. Total intravenous anaesthesia by boluses or by continuous rate infusion of propofol in mute swans (Cygnus olor). Veterinary Anaesthesia and Analgesia.38(4):286-291.
Naganobu K, Fujisawa Y, Ohde H.et al. 2000. Determination of the minimum anesthetic concentration and cardiovascular dose response for sevoflurane in chickens during controlled ventilation. Veterinary Surgery. 29(1):102-105.
Naganobu K, Hagio M. 2000. Dose-related cardiovascular effects of isoflurane in chickens during controlled ventilation. The Journal of Veterinary Medical Science.
62(4):435-437.
Naganobu K, Ise K, Miyamoto T. et al. 2003. Sevoflurane anaesthesia in chickens during spontaneous and controlled ventilation. Veterinary Record. 152(2):45-48.
Paul-Murphy JR, Brunson DB, Miletic V. 1999. Analgesic effects ofbutorphanol and buprenorphine in conscious African grey parrots (Psittacus erithacus erithacus and Psittacus erithacus timneh). American Journal of Veterinary Research.
60(10):1218-1221.
Pavez JC, Hawkins MG, Pascoe PJ. et al. 2011. Effect of fentanyl target-controlled infusions on isoflurane minimum anaesthetic concentration and cardiovascular function in red-tailed hawks (Buteo jamaicensis). Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 38(4):344-351.
Phair KA, Larsen RS, Wack RF. et al. 2012. Determination of the minimum anesthetic concentration of sevoflurane in thick-billed parrots (Rhynchopsitta pachyrhyncha).
American Journal of Veterinary Research. 73(9):1350-1355
Phalen DN, Mitchell ME, Cavazos-Martinez ML. 1996. Evaluation of three heat sources for their ability to maintain core body temperature in the anesthetized avian patient.
Journal of Avian Medicine and Surgery.10(3):174-178.
Quandt JE, Greenacre CB. 1999. Sevoflurane anesthesia in psittacines. Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 30(2):308-309
Reece WO, Swenson MJ. 1996. Fisiologia de Animais Domésticos.11. ed. Roca, São Paulo. 351 p.
Rembert MS, Smith JA, Hosgood G.et al. 2001. Comparison of traditional thermal support devices with the forced-air warmer system in anesthetized Hispaniolan Amazon parrots (Amazona ventralis). Journal of Avian Medicine and Surgery.15(3):187-193.
Roberson DW, Alosi JA, Messana EP. et al. 2000. Endotracheal isoflurane anesthesia for chick auditory surgery. Hear Research. 141(1-2):165-168.
Rocha RW, Thiesen R, Zangirolami Filho. et al. 2014. Avaliação cardiorrespiratória da administração de fentanila em galinhas (Gallus gallus domesticus) anestesiadas com isofluorano. In: XI Congresso Brasileiro de Anestesiologia Veterinária. Ars Veterinária.
30(3):30.
Rocha RW, Zangirolami Filho, Thiesen R. et al. 2014. Efeitos da fentanila sobre a concentração anestésica mínima do isofluorano em galinhas (Gallus gallus domesticus).In: XI Congresso Brasileiro de Anestesiologia Veterinária. Ars Veterinária.
30(3):27.
Schmitt PPM, Gobel T, Trautvetter E. 1998. Evaluation of pulse oximetry as a monitoring method in avian anesthesia. Journal of Avian Medicine and Surgery. 12(2):91-99.
Schnellbacher RW, da Cunha AF, Hugues B. et al. 2012. Effects of dopamine and dobutamine on isoflurane-induced hypotension in Hispaniolan Amazon parrots (Amazona ventralis). American Journal of Veterinary Research. 73(7):952-958.
Sinn LC. 1994. Anesthesiology. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR. Avian Medicine: Principles and Application, v. 1. Lake Worth, Florida: Wingers.
pp. 1066-1080.
Solt K, Forman SA. 2007. Correlating the clinical actions and molecular mechanisms of general anesthetics. Current Opinion in Anaesthesiology. 20(4):300-306.
Sladky KK, Krugner-Higby L, Meek-Walker E. et al. 2006. Serum concentrations and analgesic effects of liposome-encapsulat- ed and standard butorphanol tartrate in parrots. American Journal of Veterinary Research. 67(5):775-781.
Straub J, Forbes N, Pees M. et al. 2003. Effect of handling-induced stress on the results of spectral Doppler echocardiography in falcons. Research in Veterinary Science.
74(2):119-122.
Strunk A, Wilson GH. 2003. Avian cardiology. The Veterinary Clinical Exotic Animal Practice. 6(1):1-28.
Vela DB, RochaRW, Sousa SS. et al. 2014. Efeitos da morfina sobre a concentração anestésica mínima do isofluorano em galinhas (Gallus gallus domesticus).
In: XI Congresso Brasileiro de Anestesiologia Veterinária. Ars Veterinária. 30(3):89.
Vesal N, Eskandari MH. 2006. Sedatives effects of midazolam and xylazine with or without ketamine and detomidine alone following intra¬nasal administration in Ring-necked parakeets. Journal of the American Veterinary Medical Association.
228(3):383-388.
Vesal N, Zare P. 2006. Clinical evaluation of intranasal benzodiazepines, alpha-agonists and their antagonists in canaries. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 33(3):143-148.
Wright M. 1982. Pharmacologic effects of ketamine and its use in veterinary medicine.
Journal of the American Veterinary Medical Association. 180(12):1462-1470.
Zehnder AM, Hawkins MG, Pascoe PJ. et al. 2009. Evaluation of indirect blood pressure monitoring in awake and anesthetized red-tailed hawks (Buteo jamaicensis): effects of cuff size, cuff placement, and monitoring equipment. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 36(5):464-479.
Zhang G, Li C, Li Q. et al. 2014. Comparative genomics reveals insights into avian genome evolution and adaptation. Science. 346(6215):1311-1320.
