Relatórios de Biologia Molecular

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Relatórios de Biologia Molecular

2013/2014

Professores:

Dr. Claúdio Sunkel; Mariana Osswald

Realizado por:

Ana Isabel Sá;

Ana Sofia Évora;

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Relatório de Biologia Molecular 2013-2014 Licenciatura de Bioquímica

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Extração de DNA genómico de Drosophila melanogaster

Objectivos

Purificação de DNA genómico de

Drosophila melanogaster e posterior

avaliação das consequências da acção

de diferentes tratamentos físicos na

integridade do DNA isolado.

Metedologia

Procedimento Experimental

Neste trabalho foram usadas uma

colónia de moscas que foram tratadas

com tampão de lise para proceder à

libertação do material intracelular.

Depois de homogeneizadas, foram

centrifugadas

e

o

sobrenadante

recolhido.

Toda

esta

fase

do

procedimento

foi

efectuada

previamente, não tendo sido efectuado

pelos alunos na aula.

A fase de isolamento de DNA genómico

e a fase seguinte, que consiste na

determinação da concentração e grau

de pureza do DNA foi efectuada sem

alterações ao procedimento.

A fase seguinte, que consiste na

verificação da acção de tratamentos

físicos sobre a integridade do DNA

genómico sofreu algumas alterações ao

procedimento, tais como a quantidade

de amostra de DNA retirada ser de 9 μL

em vez dos 10 μL propostos e o tempo

de aquecimento em água para ebulição

do DNA ter sido reduzido de 10

minutos para 5 minutos.

Resultados

Depois de isolado o DNA genómico,

procedeu-se à determinação da sua

concentração e grau de pureza.

Mediu-se primeiramente a absorvância

da amostra a dois comprimentos de

onda:

Tabela 1 – Valores obtidos de absorvância da amostra a diferentes comprimentos de onda.

Comprimento de

Onda (nm)

Absorvância

260

0.104

280

0.063 Assim, para a concentração temos que

a quantidade de radiação ultravioleta

absorvida é directamente proporcional

á quantidade de DNA na amostra.

Usando a lei de Lambert-Beer para este

efeito e sabendo a absortividade molar

do DNA (ε= 0.02μg/mL.cm):

𝐴𝑏𝑠 = 𝜀 × 𝑙 × 𝐶

Considerando l=1, a absortividade

referida em cima e o valor de

Absorvância a 260nm temos que:

0.104 = 0.02 x 1 x 𝐶

↔ 𝑪 = 𝟓. 𝟐 𝝁𝒈/𝒎𝑳

Como a diluição foi de 5μL de amostra

para 695μL de água:

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3

A razão

𝐴𝑏𝑠 260𝑛𝑚_{𝐴𝑏𝑠 280𝑛𝑚}

dá nos o valor do

grau de pureza, que tem de estar entre

1.8 e 2.2.

Assim: Grau de pureza =

0.104_0.063

= 1.65

A segunda parte do procedimento

consistia na verificação da ação de

tratamentos físicos sobre a integridade

do DNA genómico. Assim, submeteu-se

o

DNA

a

3 tratamentos:

micropipetagem

variadas

vezes,

vortexação e aquecimento até aos 95ºC

com o objectivo de verificar se, ao

submeter o DNA a estes tratamentos,

este era alterado fisicamente. Para isso

procedeu-se a uma electroforese para

comparar a integridade do DNA

genómico intacto e depois dos

tratamentos referidos. Assim:

λ – Marcador de Peso Molecular

Padrão

A- DNA genómico sem tratamento

B- DNAg Micropipetado

C- DNAg Vortexado

D- DNAg a 95ºC

λ A B C D

Figura 1 – Eletroforese obtida. As várias bandas dos poços A a E são numeradas de cima para baixo, sendo a banda mais acima a número 1.

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Distância migrada = -0.1431log(PM) + 4.4187 R² = 0.9933 0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5 0 2 4 6 8 10 12 14 16 lo g (Peso M o le cu lar ) Distancia Migrada (cm) Peso Molecular (Da) log (PM) Distancia (cm) 10000 4 3,5 8000 3,90309 3,95 6000 3,778151 4,5 5000 3,69897 5 4000 3,60206 5,45 3000 3,477121 6,2 2500 3,39794 6,75 2000 3,30103 7,5 1500 3,176091 8,5 1000 3 10 800 2,90309 10,75 600 2,778151 11,65 400 2,60206 13 200 2,30103 14,7

Poço Banda Distancia

Migrada (cm) Peso Molecular (Da) A 1 2,95 9920,989729 2 9,25 1244,586254 3 10,35 866,1936587 4 15 187,154382 B 1 2,95 9920,989729 2 9,3 1224,249682 3 10,45 838,1176759 4 14,95 190,263289 C 1 10,5 824,4228114 2 14,85 196,6368914 D 1 2,8 10423,65431 2 9,55 1127,444053 3 10,55 810,9517214 E 1 5,5 4282,032902 2 10,80 - 16,2 746,8269818 - 126,0317597 Tabela 2 – Valores da distância

migrada em cm do marcador de peso molecular (λ) e respectivos pesos moleculares.

Tabela 3 – Valores da distância migrada e respectivos pesos moleculares de cada banda dos 5 poços (A-E).

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Conclusões

Este trabalho está dividido em 3 partes

principais: extracção e purificação do

DNA

genómico

da

Drosophila

melanogaster,

determinação

da

concentração e grau de pureza deste

mesmo DNA e ainda estudo da acção

de

vários

tratamentos

sobre

a

integridade da molécula em questão.

Relativamente à primeira parte do

procedimento, podemos dizer que tudo

correu como esperado, menos na

última fase, na qual em vez de se

adicionar 900μL de etanol absoluto frio,

usamos o etanol a 70%. Este erro pode

justificar alguns valores fora do normal

verificados aquando do cálculo grau de

pureza e/ou concentração.

Na segunda parte do procedimento, o

valor

da

concentração

foi

de

722,8μg/mL, e o valor de grau de

pureza foi de 1,65, valor que revela

impurezas associadas ao DNA. Isto

pode ser explicado pelo erro cometido

na primeira fase do protocolo.

Quanto à ultima parte, estudando a

electroforese, podemos concluir que as

bandas com maior peso molecular

(perto das 10000 pares de bases)

correspondem ao DNA genómico, mas

contém elevado grau de impureza pois

aparecem outras bandas nos vários

poços

com

pesos

moleculares

inferiores, que podem corresponder a

RNA que não foi eliminado (bandas

mais migradas) ou mesmo DNA

genómico que, devido a efeitos de

supercoiling, migrou mais no gel de

electroforese. O uso de RNAses pode

ser uma mais valia para eliminar estes

resíduos.

Quanto aos tratamentos aplicados,

concluímos que o único capaz de

desnaturar o DNA foi o Vortex,

resultado que não seria tanto de

esperar como a desnaturação por

aumento da temperatura, tratamento

que,

segundo

a

electroforese,

desnaturou algum DNA pois a banda é

menos intensa (no entanto, nesta, é

ainda possível notar grande quantidade

desta molécula, podendo isto dever-se

à renaturação do DNA enquanto

“esperava” para ser posto a correr no

gel ou ao facto da temperatura não ter

sido suficientemente elevada para

desnaturar todo o DNA). As sucessivas

micropipetagens não se traduziram em

mudanças significativas no DNA, já que

as bandas são muito similares às do

DNA íntegro (poço A).

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6

EXTRAÇÃO DE DNA PLASMÍDICO DE ESCHERICHIA COLLI

Objectivos

Preparação, em pequena escala, do plasmídeo pSK-polo de E. Coli, sendo para isso necessária a separação de DNA plasmídico de DNA genómico da bactéria. Para o isolamento em questão, é seguido o procedimento de minipreparação de DNA por fervura rápida.

Realização de uma eletroforese de DNA em gel de agarose, para apurar as dimensões do DNA plasmídico isolado, através da distância migrada pelos fragmentos.

Metedologia

Procedimento Experimental

Relativamente ao primeiro passo do protocolo – extração de DNA plasmídico de

Escherichi Coli – colocaram-se 1,5 mL da

cultura de bactérias previamente crescida num tubo Eppendorf, centrifugando-se durante 1 minuto à velocidade máxima. Os passos seguintes foram realizados de acordo com as diretrizes do protocolo, até ao momento em que se obteve o centrifugado do sobrenadante ao qual se adicionou isopropano. Quando se obteve esse mesmo centrifugado, não foi realizado o passo de aspirar o sobrenadante com micropipeta nem secagem do sedimento: o que foi feito foi a ressupensão do DNA em 30 µL de água ultra-pura, retirando-se seguidamente 10 µL para um tubo Eppendorf novo, ao qual se adicionou igualmente 5 µL de tampão de aplicação. Por fim, esse mesmo tubo foi colocado no gelo.

Resultados experimentais

Recorrendo à reta de calibração obtida

para esta mesma eletroforese e aos

cálculos efetuados (apresentados na

secção do relatório referente à

extração de DNA genómico de

Drosophila melanogaster-tabela 3 da mesma), verifica-se que o peso molecular do DNA Plasmídico se encontra entre os 126 e 747 Da, aproximadamente.

λ

DNA plasmídico

Figura 1 – Resultados obtidos por eletroforese em gel de agarose. O poço relativo ao DNA plasmídico é o quinto (E), sendo que o primeiro observado corresponde aos marcadores de peso molecular (A).

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7

Conclusões

Os plasmídeos bacterianos consistem

em

moléculas

circulares

extracromossómicas de cadeia dupla,

de tal forma que é de esperar que

tenha um menor peso molecular do

que o DNA genómico – o que é de facto

verificado

por

observação

dos

resultados da eletroforese, em que o

DNA genómico (poço A) apresenta uma

menor migração que o DNA plasmídico

(poço E), o que está diretamente

relacionado com o peso molecular:

quanto maior a quantidade de pares de

bases, menor será a migração

.

Ainda

recorrendo à análise do poço referente

ao DNA plasmídico, é possível ver-se

uma outra banda, de maior peso

molecular, o que indica que o processo

de isolamento do DNA plasmídico da

bactéria não terá sido totalmente

bem-sucedido, sendo que tal pode significar

a presença de RNA ou outro tipo de

DNA, responsáveis pela contaminação

da amostra. Mesmo se não tivesse

ocorrido essa banda “extra”, não era

possível dizer com toda a certeza que a

amostra não estivesse contaminada,

visto que a banda relativa ao DNA

plasmídico é de grandes dimensões, e o

RNA pode migrar para valores próximos

do tipo de DNA em questão. Para nos

certificarmos da ausência total de RNA

na amostra, o que se deveria fazer era

proceder-se

ao

tratamento

com

RNAses, repetindo-se em seguida a

eletroforese

Podemos então concluir, tendo em

conta os resultados experimentalmente

obtidos, que o DNA plasmídico terá

entre 126 a 747 pb.

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8

Análise Eletroforética de DNA digerido com enzimas de

restrição

Objetivos

Análise da ação das enzimas EcoRI e HIndIII – enzimas de restrição - numa amostra de DNA plasmídico e avaliação dos cortes efetuados por essas enzimas, através de uma eletroforese em gel de agarose. Realização de um mapa de restrição.

Metodologia

Procedimento Experimental

Seguiu-se o protocolo do Caderno das Aulas Prática 2014, de Biologia Molecular.

Preparação das amostras:

Foram preparados quatro tubos Eppendorf com diferentes composições. Para dois dos tubos foram pipetados 15L de água destilada e esterilizada e adicionados, por esta ordem, 2L de tampão de enzima de restrição 5x, 2L de DNA plasmídico e adicionado 1L de enzima de restrição – EcoRI a um dos tubos e HindIII ao outro tubo. Para outro dos quatro tubos, foram pipetados 14L de água, aos quais se adicionou 2L de tampão de enzima de restrição 5x, 2L de DNA plasmídico e 1L de cada uma das enzimas de restrição já enunciadas. Por fim, no outro tubo, que serve de controlo, apenas foram adicionados 18L de água destilada e esterilizada e 2L de DNA plasmídico não digerido.

Preparação das amostras para carregar o gel

de eletroforese

:

Adicionou-se a um primeiro tubo de Eppendorf

5L de DNA não digerido e 5L de tampão de aplicação; no segundo, adicionou-se 20L de DNA digerido com EcoRI e 5L de tampão de aplicação; a um terceiro tubo, adicionaram-se 20L de DNA plasmídico digerido com HindIII e 5L de tampão

de aplicação. Por fim, a um quarto tudo, adicionaram-se 20L de DNA digerido com EcoRI e

HindIII e 5L de tampão de aplicação.

Resultados Experimentais

Figura 1 – Resultados obtidos no gel de eletroforese de agarose 1%, corrido a 100V. Poço 1 – marcadores de peso molecular; Poço 2 – DNA plasmídico não digerido; Poço 3 – DNA plasmídico digerido com EcoRI; Poço 4 – DNA plasmídico digerido com HindIII; Poço 5 - DNA plasmídico digerido com HindIII e EcoRI.

Marcador PM /pb dmigrada/cm 10000 2,10 8000 2,25 6000 2,50 5000 2,70 4000 2,90 3000 3,20 2500 3,50 2000 3,80 1500 4,20

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9

D

_migrada

= -2.9484Log(PM) + 13.646

R² = 0.9926

0 1 2 3 4 5 6 7 8 002 003 003 004 d m ig rad a / cm Log(PM) 1000 4,80 800 5,20 600 5,60 400 6,10 200 6,80

Tabela 1 – Valores referentes aos marcadores de peso molecular (em pb) e à distância migrada no gel de agarose (no poço 1).

A partir do poço referente aos marcadores de peso molecular, foi possível aplicar a relação de linearidade entre o logaritmo do peso molecular e a distância migrada (em cm). Assim, por aplicação da regressão linear, obteve-se a representação gráfica apresentada na Figura 2 e a equação abaixo enunciada:

Dmigrada = -2,9484Log(PM) + 13,646

Desta maneira, e recorrendo à equação supracitada foram calculados os valores do peso molecular dos fragmentos aparecidos nos resultados da eletroforese realizada nas nossas amostras. Os resultados estão apresentados na

Tabela 2.

Figura 2 – Representação gráfica da distância migrada (em cm) em função do logaritmo dos PM e respetiva regressão linear.

Amostra dmigrada/cm Peso Molecular /pb

Controlo 2.2 7623 3.1 3774 EcoRI 2.8 4771 4.7 1082 HindIII 2.6 5577 EcoRI + HindIII 3.3 3229 4.4 1368 4.6 1869

Tabela 2 – Valores referentes às distâncias migradas pelos fragmentos de DNA plasmídico nas diferentes amostras corridas em gel de agarose 1%.

Conclusões

A análise dos resultados obtidos por eletroforese das amostras em gel de eletroforese, permite-nos identificar, para o poço correspondente à amostra de controlo, duas bandas.

No poço 2, correspondente ao DNA plasmídico digerido com EcoRI, encontramos duas bandas, o que quer dizer que esta enzima de restrição encontra dois locais de corte no plasmídeo recombinante. Ao passo que, na amostra com

HindIII, se verifica apenas a presença de uma

banda, ou seja, o DNA plasmídico recombinante possui um único lugar de corte para esta enzima, sendo que o fragmento de DNA é, então, linear. Por fim, no último poço, correspondente à digestão pelas duas enzimas, encontramos três bandas, resultado concordante com o esperado. Isto porque o vetor pSK-polo foi inserido no DNA plasmídico com o auxílio de ambas as enzimas de restrição, que cortaram o DNA em locais específicos para posterior recombinação com o vetor. Assim, é normal que estas duas enzimas cortem exatamente nesses mesmo locais o DNA plasmídico recombinante. Por outro lado, verifica-se que, para a enzima EcoRI terá de existir mais um lugar de corte, situado no fragmento inserido no DNA por recombinação, visto que, para o DNA plasmídico tínhamos um único local de corte com

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esta enzima, e, nos resultados obtidos para o DNA recombinante com EcoRI se verificou a existência de duas bandas, e não uma única, como se esperaria, mostrando que o DNA foi cortado em dois locais, sendo um deles o mesmo que para o controlo e o outro um lugar no vetor inserido. A partir destas conclusões retiradas por observação dos resultados de eletroforese em gel de agarose, foi possível realizar um mapa de restrição para o plasmídeo recombinante. Concluindo o tamanho do fragmento inserido rondará os 1300 pb. E teorizando que o vetor terá, aproximadamente, 1800 pb ou, por outro lado, 3200 pb, não sendo possível, com apenas estes resultados e informações, definir o tamanho respetivo do fragmento e do plasmídeo. Caso que poderia ser corrigido se realizássemos eletroforese a apenas ao plasmídeo.

HindIII EcoRI EcoRI 3200 pb 1300 pb 1800 pb HindIII EcoRI EcoRI 1300 pb 3200 pb 1800 pb

Figura 3 – Representação esquemática do DNA plasmídico recombinante e possíveis localizações dos cortes das enzimas de restrição estudadas neste trabalho experimental.

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Elaboração do mapa de restrição de um plasmídeo

recombinante

Objetivos

É pretendido que se realize um mapa de restrição de um plasmídeo recombinante que contém um gene que codifica para uma subunidade da enzima NADH desidrogenase da cadeia respiratória, com base na análise do peso molecular dos fragmentos obtidos após digestão doplasmídeo recombinante com as enzimas de restrição SalI, HindIII, PstI, XholI, PvuII, SacI e

BamHI, sendo que dois fragmentos de DNA (L e R)

foram inseridos no plasmídeo pGEM-3.

Metodologia

Procedimento

Determinaram-se as distâncias migradas (em cm) pelos fragmentos nas várias amostras que correram por eletroforese, no gel de agarose. Foi obtida a reta (e equação) da regressão linear aplicada à representação gráfica da distância migrada em função do logaritmo dos pesos moleculares. Calculou-se, a partir da equação obtida, o valor dos pesos moleculares dos diferentes fragmentos. Realizou-se o mapa de restrição.

Resultados Experimentais

Figura 1 – Resultados obtidos no gel de eletroforese de agarose 1% para o plasmídeo no qual se inseriu o fragmento L de DNA, e para o que se inseriu o fragmento R, respetivamente. Marcador PM /pb dmigrada/cm 23130 1,20 9416 1,90 6557 2,30 4361 2,90 2322 4,20 2027 4,60 564 7,10

Tabela 1 – Valores referentes aos marcadores de peso molecular (em pb) e à distância migrada no gel de agarose (no poço 1) de cada um dos géis.

A partir do poço referente aos marcadores de peso molecular, foi possível aplicar a relação de linearidade entre o logaritmo do peso molecular e a distância migrada (em cm). Assim, por aplicação da regressão linear, obteve-se a representação gráfica apresentada na Figura 2 e a equação abaixo enunciada:

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Relatório de Biologia Molecular 2013-2014 Licenciatura de Bioquímica 12 d_migrada = -3.7841Log(PM) + 17.09 R² = 0.9626 0 1 2 3 4 5 6 7 8 2,5 3 3,5 4 4,5 dm ig ra da /cm Log(PM) Dmigrada = -3,7841Log(PM) + 17,09

Desta maneira, e recorrendo à equação supracitada foram calculados os valores do peso molecular dos fragmentos aparecidos nos resultados da eletroforese realizada nas nossas amostras. Os resultados estão apresentados na

Tabela 2.

Figura 2 – Representação gráfica da distância migrada (em cm) em função do logaritmo dos PM e respetiva regressão linear.

O mesmo método se aplica para o gel de eletroforese aplicado ao plasmídeo no qual se inseriu o fragmento R, para o qual os valores de PM e distância migrada, assim como a respetiva reta de calibração são apresentados em seguida.

Marcador PM /pb dmigrada/cm 23130 2 9416 2.8 6557 3.4 4361 4.1 2322 5.5 2027 5.8 564 9.4

Tabela 2 – Valores referentes aos marcadores de peso molecular (em pb) e à distância migrada no gel de agarose (no poço 1) de cada um dos géis.

Figura 3 – Representação gráfica da distância migrada (em cm) em função do logaritmo dos PM e respetiva regressão linear. Fragmento L Fragmento R Enzima dmigrada /cm PM /pb dmigrada /cm PM /pb pGEM -3x Bam III 4.1 3529 5.0 3477 SalI 1 3.8 4168 4.0 5711 SalI 2 4.0 3730 4.3 4921 HindIII 1 3.5 4922 3.8 6307 HindIII 2 4.9 2265 7.7 910 PstI 1 3.5 4922 3.8 6307 PstI 2 5.0 2143 7.0 1289 XholI 1 3.2 5812 3.7 6628 XholI 2 6.3 1042 7.2 1167 PvuII 1 3.0 6494 4.4 4683 PvuII 2 8.0 406 4.9 3654 SacI 2.8 7256 3.3 8083 XholI/SacI 1 4.0 3730 3.9 6002 XholI/SacI 2 5.2 1918 7.0 1289 XholI/SacI 3 6.5 933 11.4 145

Tabela 3 – Valores referentes às distâncias migradas pelos fragmentos de DNA plasmídico nas diferentes amostras corridas em gel de agarose 1%.

Conclusões

O plasmídeo sem o fragmento tem, como se observa por análise da Tabela 2, um peso molecular de, aproximadamente, 3500pb, determinação feita por digestão do plasmídeo

d_migrada = -4.6397log(PM) + 21.43 R² = 0.9532 2 4 6 8 10 2,5 3 3,5 4 4,5

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13

pela enzima de restrição BamIII. Ora, o plasmídeo com o fragmento L possui um peso molecular de 7256pb (por análise da única banda correspondente à amostra digerida com SacI, cujo lugar de corte é na posição 56pb), enquanto que para o fragmento R tem um peso molecular de 8083pb, desta forma, os fragmentos terão 3727pb e 4606pb, respetivamente.

Deve-se considerar que os fragmentos L e R foram inseridos no plasmídeo após digestão deste pela enzima SalI, cuja posição de corte é 25pb.

Construção Mapa Restrição para o plasmídeo com fragmento L

Para a enzima HindIII, pela literatura, sabemos que o plasmídeo contém um único local de corte (na posição 7pb) para esta enzima de restrição. Contudo, nos resultados obtidos por eletroforese, verifica-se a presença de duas bandas, o que não é concordante com a existência de um lugar de corte, mas sim de dois lugares e, desta maneira, se conclui que o segundo lugar de corte tem de existir no fragmento L inserido no plasmídeo, localizada a 2272pb (2265pb+7pb). O mesmo raciocínio se aplica para PstI, cuja posição de corte no plasmídeo é 23pb, logo, respetivamente teremos, um corte na posição a 2166pb; assim como para a enzima de restrição PvuI onde há também um único local de corte no plasmídeo (como indicado na literatura), e, da mesma forma, existe, obrigatoriamente, um outro local de corte no fragmento inserido. Considerando que o tamanho do fragmento inserido é de 3727pb, temos assim, cortes nas posições 3731pb e outro a 406pb de distância desse lugar, na posição 3325pb.

Para a enzima de restrição XholI não estamos capazes de, apenas por análise do poço correspondente a esta enzima, indicar posições de corte no plasmídeo recombinante, já que não existem no plasmídeo inicial locais de corte para a enzima. O que nos indica que esses locais se encontram no fragmento L. Desta maneira, para

estabelecermos a posição desses locais devemos usar também o poço correspondente à conjunção das duas enzimas XholI e SacI. Para SacI temos uma posição de corte no plasmídeo não recombinante a 56pb (logo, na posição 3783pb) e que os cortes para a enzima XhoI distam entre si 1042pb. Desta maneira, estabelece-se que os lugares de corte para Xhol se encontram nas posições 932pb e a 1865pb.

Construção Mapa Restrição para o plasmídeo com fragmento R

O mesmo método de resolução de mapa de restrição utilizado anteriormente pode ser aplicado ao plasmídeo no qual se inseriu o fragmento R. Neste, consideram-se as mesmas posições de corte para as enzimas que possuem esses locais no plasmídeo PGEM-3. A partir daqui é possível estabelecer as restantes posições de corte, repare-se para a enzima HindIII, cujas posições de corte são a posição 7pb (no plasmídeo) e a posição 917pb (910pb+7pb). Por outro lado, temos para, PstI temos um lugar de corte a 23pb e outro a 1312pb. O mesmo raciocínio é aplicado para a enzima PvuII, com um lugar de corte no plasmídeo 848pb.

As enzimas XholI e SacI devem ser analisadas conjuntamente, considerando que a enzima XholI corta o fragmento R em dois locais que distam 1167pb entre si e que SacI corta na posição 56 do plasmídeo, logo, na posição 3533pb no plasmídeo recombinante, é possível estabelecer os seguintes locais de corte: 3388pb e 2221pb.

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Relatório de Biologia Molecular 2013-2014 Licenciatura de Bioquímica 14

HindIII

917pb

3727pb

SalI 25pb

HindIII 2272pb

PvuII 3325pb

PstI 2166pb

XhoI

1865pb

XhoI

932pb

4606 pb

SalI 25pb

XhoI 2221pb

XholI 3388pb

PstI 1312pb

Figura 2

– Esquema do Mapa de Restrição para os plasmídeos recombinantes nos quais foram

inseridos os fragmentos L e R, respetivamente.

PvuII 848pb

SalI 3752pb

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15

PCR – Polimerase Chain Reaction

Objectivos

Amplificação de um gene polo no cDNA e gDNA pelo processo de PCR e concluir sobre a presença

de regiões intrónicas na sequência do gene. Verificação da eficiência deste processo e

características por electroforese. Desenho de primers.

Metedologia

Procedimento Experimental/Resultados

A primeira parte do protocolo prevía o desenho de primers de acordo com as sequências fornecidas

e cálculo da temperatura de hibridação, que tem como expressão:

𝑇

𝑚

= (𝑛º 𝐺 + 𝐶 x 4°𝐶) + (𝑛º 𝐴 + 𝑇 x 2°𝐶)

Sequência Sense:

5’ AGCTATGCTATG

CTATGCTATGCCAGTCAGC

TGAACGTG 3’

Primer Forward

𝑇

𝑚

= (10 x 4) + (9 x 2) = 58°𝐶

Sequência Sense:

5’ TCTAATTCCAAGCCAATTGCCAAAAAGGAACCG 3’

3’ AGATTAAGGTT

CGGTTAACGGTTTTTCCTT

GGC 5’

- Sequência Antisense

Primer Reverse

𝑇

_𝑚

= (8 x 4) + (11 x 2) = 54°𝐶

A segunda parte consistia na amplificação do cDNA e do gDNA com os primers obtidos.

Nesta fase experimental, houve algumas alterações ao protocolo, tais como o volume de dNTPs

adicionado em ambos os ependorfs, que passou de 8μL para 4μL, e o volume de H

2

O adicionado em

ambos os ependorfs, tendo sido de 31,75μL, para perfazer um volume total de 50μL. O número de

ciclos no amplificador termocíclico foi reduzido de 40 para 15.

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Relatório de Biologia Molecular 2013-2014 Licenciatura de Bioquímica 16 y = -0,2743x + 4,542 R² = 0,993 0 1 2 3 4 5 2 3 4 5 6 7 8 9 lo g(PM ) Distância percorrida (cm)

λ A B

Poço A Poço B DP(cm) 6,5 6,3 PM (pb) 574,1825636 651,4933694 Figura 1 – Resultado da electroforese realizada. λ – Marcador de Peso Molecular Padrão; A – cDNA; B - gDNA

Figura 2 – Gráfico representativo do peso molecular consoante a distância

percorrida do marcador padrão e respectiva recta de calibração.

Tabela 1 – Resultados de distância percorrida

pelas bandas (DP) e respectivos pesos moleculares. Poço A – cDNA; Poço B - gDNA

Nota:

Este

gel

de

electroforese não é o do

grupo, visto que esse não

continha o marcador de

peso molecular padrão,

indispensável ao cálculo

dos pesos das bandas

obtidas. Foi portanto

usado o gel da turma PL1.

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17

Conclusões

Quanto à primeira parte do protocolo, o

desenho dos primers cumpriu todos os

requisitos impostos para o sucesso da

aplicação dos mesmos na técnica de PCR.

Pela electroforese obtida, podemos ver que o

cDNA percorreu maior distância em relação

ao gDNA, logo tem menor peso molecular, o

que seria de esperar porque o cDNA é obtido

por transcriptase reversa a partir de uma

molécula de mRNA pós-tradução onde já não

se encontram os intrões, logo o cDNA não vai

ter a sequência correspondente aos intrões e

por isso, menor número de bases. A

intensidade observável nas bandas é um bom

indicador do sucesso do PCR pois podemos

inferir qualitativamente (mas com pouco

rigor) que a grande intensidade deve-se a

grande quantidade de DNA, tanto genómico

como clonal, o que prova a amplificação

pretendida.

As

bandas

observáveis

com

pesos

moleculares maiores devem-se à diminuição

do tempo dos ciclos no PCR, o que levou a

que partes de cDNA e gDNA não fossem

totalmente desnaturadas e por isso não

sofreram nova hibridação e amplificação. Para

além disso, e devido à mesma situação, o

template pode não ter sido totalmente

diluído, o que pode também justificar o

aparecimento dessas bandas de maior peso

molecular.

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18

Transformação de Escherichia coli com DNA plasmídico

Objetivos

Transformar E. Colli com DNA plasmídico: transformar as células bacterinas com os plasmídeos pBR322, pBR322-CAT, pEMBL9 e pEMBL9-CAT. Avaliar a eficiência dessa transformação.

Metedologia

Procedimento Experimental

Foram seguidos os passos delineados pelo Caderno de Aulas Práticas.

Resultados Experimentais

As figuras abaixo apresentadas correspondem às placas incubadas a 37ºC durante a noite.

Figura 1 – Placa com meio de cultura LA/Amp.

Figura 2 – Placa com meio de cultura LA/Amp, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pEMBL9.

Figura 3 – Placa com meio de cultura Mac/Amp, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pEMBL9.

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Figura 4 – Placa com meio de cultura LA/Amp, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pEMBL9-CAT.

Figura 6 – Placa com meio de cultura LA/Amp, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pBR322.

Figura 8 – Placa com meio de cultura LA/Amp, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pBR322-CAT.

Figura 5 – Placa com meio de cultura Mac/Amp, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pEMBL9-CAT.

Figura 7 – Placa com meio de cultura LA/Amp/Tet, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pBR322.

Figura 9 – Placa com meio de cultura LA/Amp/Tet, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pBR322-CAT.

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20

Figura 10 – Placa com meio de cultura Mac/Clo, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pEMBL9, previamente incubadas em LA/Amp.

Figura 11 – Placa com meio de cultura Mac/Clo correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pEMBL9-CAT, previamente incubadas em LA/Amp.

Figura 12 – Placa com meio de cultura Mac/Clo, correspondente à incubação de bactérias com o plasmídeo pBR322-CAT, previamente incubadas em LA/Amp.

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Conclusões

Como seria de esperar, quando se expõe bactérias de E. Colli a um meio com LA/Ampicilina, e visto que as bactérias não possuem resistência ao antibiótico, não ocorre crescimento de colónias, constituíndo essa realização o controlo.

Relativamente ao plasmídeo pEMBL9:

No meio com LA/Amp, verifica-se crescimento de um grande número de colónias, com o tom amarelado. Uma vez que este plasmídeo tem inserido um gene de resistência à Ampicilina, tal possibilitou o crescimento das bactérias no meio em questão.

No meio com Mac/Lac/Amp, continua a haver resistência ao antibiótico visto que se verifica crescimento de muitas colónias bacterianas. Por haver lactose no meio, é induzida a β-Galactosidade, ocorrendo assim a metabolização do substrato, com produção de substâncias acídicas, as quais farão variar o pH. O indicador neutral red presente no agar de MacConkey provoca uma variação de cor, visualizada nesta placa, a qual adquiriu a cor vermelha.

No meio com Mac/Lac/Clo, verificou-se que não existiu crescimento de bactérias, isto porque o plasmídeo não possui resistência a este antibiótico específico (Cloranfenicol).

Relativamente ao plasmídeo pEMBL9-CAT:

No meio com LA/Amp, verificou-se igualmente crescimento de colónias bacterianas, visto o plasmídeo ter o gene de resistência ao Antibiótico em questão.

No meio com Mac/Lac/Amp, observam-se igualmente o crescimento de bactérias, isto porque a introdução do gene CAT não influencia a resistência à Ampicilina. Verifica-se o tom avermelhado da colónia pela variação de pH induzida pela presença de lactose no meio.

No meio com Mac/Lac/Clo, não é observado crescimento de colónias bacterianas, o que contradiz o que seria de esperar. De facto, o plasmídeo em questão tem inserido o gene CAT, o qual codifica a enzima bacteriana Cloranfenicol acetil transferase, que, quando induzido corretamente, torna as bactérias resistentes ao cloranfenicol quando na presença de lactose. Assim sendo, era de esperar o crescimento de bactérias, mas como este não é visualizado poder-se-à concluir que algo na transformação não correu como o esperado, como por exemplo a indução do gene CAT no plasmídeo.

Relativamente ao plasmídeo pBR322:

Este plasmídeo possui genes responsáveis pela resistência aos antibióticos tetraciclina e ampicilina. Desta forma, quando são incubadas bactérias transformadas com este pasmídeo no meio de LA/Amp, é esperado o crescimento de colónias, o que de facto se verifica.

Quando se procedeu à incubação das bactérias igualmente transformadas com este plasmídeo no meio com LA/Amp/Tetraciclina, foi verificado crescimento, embora em muito pouca quantidade, já que se visualizam apenas cerca de 4 colónias. Tal permite concluír que neste caso a transformação não terá sido muito eficiente, pelo menos não da maneira esperada.

Relativamente ao plasmídeo pBR322-CAT:

Aquando da inserção do gene CAT no plasmídeo pBR322, o local do gene que codifica a resistência à tetraciclina fica inativo, já que a introdução do primeiro gene mencionado ocorre nesse mesmo local. Dessa forma, é esperado crescimento de colónias bacterianas transformadas no meio com LA/Amp, visto que o gene que codifica a resistência a este antibiótico específico não é alterado. E de facto verifica-se o crescimento de um grande número de colónias.

Pelo contrário, no meio com LA/Amp/Tet, não é esperado crescimento bacteriano, pela

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22

inexistência de resistência à tetraciclina, sendo isso que se verifica por observação experimental. Por fim, quando introduzidas num meio com Mac/Lac/Clo, as bactérias transformadas deveriam crescer, já que no plasmídeo foi introduzido o gene CAT (que na presença de lactose permite a resistência ao cloranfenicol). No entanto, não foi verificado qualquer crescimento, o que indicará a ineficiência da transformação neste caso.

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23

SEQUENCIAÇÃO DE DNA

Objetivos

Sequenciação de 3 clones de cDNA, através da obtenção da sequência original, identificando locais de interesse para apurar qual o clone que codifica a sequência de aminoácidos fornecida.

Resultados experimentais

Sequência de aminoácidos requerida:

N terminal-Ser-Tyr-Cys-Leu-Pro-Met-Ser-Pro-Arg-Ala-C terminal

Sequência reconhecida pela EcoRI:

5’ GAATTC 3’

Sequência reconhecida pelo HindIII:

5’ AAGCTT 3’

Codão de iniciação:

ATG

Sequências originais obtidas por

complementaridade de bases da sequência

de cada clone (obtidas por eletroforese):

Clone A:

5’TAGCGAATTCACCAGGTTCCGAACATCGCCATTCC AGGGAACTCATTGAGTCTAGCCTAACTAACGACCCA TGTCGCCCCGTGAAAAGCTTCGCCTA 3’

Primer: 3’GGGTACAGGGGCGCA 5’ (complementar

à sequência sublinhada)

Clone B:

5’TAGCGAATTCATTATCCCGATCTAGTAACGCATCCT CTAACTAGCGTGAATTATG TCA TAT TGC CTG CCC

ATG TCC CCG CGT GCG AAGCTTCGCCTA 3’ Primer: 3’GGGTACAGCGGGGCA 5’ (complementar

à sequência sublinhada)

Clone C:

5’TAGCGAATTCAATCGACCCAGGTCACAACCCTTCC GGCTCAAGCCTAACCTAGTTAAGACCCTATGTCTCCC CGAGCTAAGCTTCGCCTA 3’ Primer: 3’GGATAAAGAGGGGCT 5’

(complementar à sequência sublinhada)

Conclusões

Por observação dos resultados obtidos, o clone que codifica a sequência de aminoácidos pretendida é o B.

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Clonagem de cDNA

𝛄-TUB

Objetivos

Realização da clonagem de cDNA γ-TUB e verificação do sucesso no método através da transformação de bactérias.

Metodologia

Procedimento

Parte I. A. Foi seguido o procedimento do

Caderno de Aulas Práticas de Biologia Molecular para a Aula 8.

Parte I. B. A ligação realizou-se através da

preparação de quatro soluções cujas composições são apresentadas na Tabela 1.

Volumes /mL Reagentes A B C D

Vector (pKS digerido) 5 5 - 5 Insert (cDNA y-TUB) 10 10 10 - Tampão de Ligação (5x) 4 4 4 4

T4 Ligase 1 1 1 1

H2O - 1 5 10

Tabela 1 – Volumes medidos para a realização de quatro soluções diferentes para a realização das reações de ligação entre o vetor pKS (digerido) e o cDNA.

Parte II. (Realizada em laboratório tendo-se

seguido as instruções do Protocolo de Aulas Laboratoriais)

Resultados Experimentais

Após realização da transformação das bactérias, e depois de incubação, foram obtidos os seguintes resultados por plaqueamento.

Figura 2 – Placa resultante do crescimento de colónias de bactérias transformadas, com o meio B.

Figura 3 – Placa resultante do crescimento de colónias de bactérias transformadas, com o meio C.

Figura 1 – Placa resultante do crescimento de colónias de bactérias transformadas, com o meio A.

Figura 4 – Placa resultante do crescimento de colónias de bactérias transformadas, com o meio D.

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25

Conclusões

Para verificar o sucesso da transformação e, desta maneira também, o sucesso da clonagem deve-se atender ao crescimento ou não de colónias na placa e à cor das colónias crescidas. O crescimento de colónias espera-se se estas incluíram o plasmídeo (recombinante ou não), visto que este possui gene de resistência ao antibiótico utilizado no meio de cultura (Ampicilina). Por outro lado, é esperado que bactérias transformadas com o vetor recombinante com cDNA façam parte de colónias que apresentem uma cor amarelada. Note-se que o fragmento y-TUB é inserido no meio do gene LAC do vetor e, desta maneira, deixa de haver expressão desse gene que promove a produção de proteínas de degradação de lactose, que, a acontecer, baixa o pH do meio, por produção de ácido fórmico na reação de degradação do substrato, com aparecimento da cor vermelha. Ao contrário, se não há degradação da lactose do meio de cultura, as colónias aparecem amarelas, segundo o indicador de pH utilizado, amarelo para meio mais básico.

A placa A apresenta crescimento de colónias bacterianas, como se observa, sendo de concluir que ocorreu transformação. Contudo, não se pode concluir com clareza acerca da inserção cDNA no vetor. De facto, não são encontradas colónias com cor amarela, o que nos indica que todas as colónias crescidas serão capazes de degradar a lactose, tendo, portanto o gene LAC intacto e, deste modo, não terem incluído no plasmídeo o fragmento de cDNA. Podem ser apresentadas várias hipóteses para que a falha na clonagem de cDNA no vetor pKS:

 Ainda que se tenha tentado utilizar mais

insert do que vetor nas misturas realizadas (por

utilização de um maior volume desse, comparativamente ao de vetor), não temos a garantia de que a quantidade é, efetivamente,

maior, visto não sabermos, exatamente, a concentração de cDNA e de plasmídeo nas soluções utilizadas. Repare-se que a razão ótima é 3:1 (fragmento-vetor) e, de modo a melhorarmos o método, poder-se-ia proceder a ensaios espetrofotométricos para cálculo da concentração de cDNA, a garantir a razão ótima por utilização dum volume correto de solução nas misturas reacionais – A ligação poderá não ter tido

sucesso;

 Erros experimentais em qualquer um dos passos da transformação que levaram à ineficiência da reação de ligação entre o fragmento e o vetor;

Na placa B e C, como seria de esperar, não cresceram colónias. De facto, em B, não houve crescimento porque não se inclui na mistura reacional a enzima que promove a ligação – T4 Ligase – de modo que não pôde ocorrer nem inserção do fragmento no plasmídeo nem a sua própria re-circularização, o que impede a transformação das bactérias quer pelo vetor quer por este recombinante. Por outro lado, na solução C não foi usado vetor, de modo que, como em princípio o fragmento não possui capacidade de transformar (não só porque não tem resistência, mas porque não terá capacidade de circularizar, a ser incluído nas bactérias), as bactérias não poderão ser transformadas e, portanto, não terão resistência ao antibiótico do meio de cultura, não ocorrendo crescimento.

Por fim, em D, observamos crescimento de colónias, que apresentam a cor vermelha, à semelhança do que acontece na placa A. Ora, a mistura reacional neste ensaio apenas não contempla o uso de insert, sendo que toda a experiência culmina na transformação de bactérias pelo vetor pKS não recombinante (o que parece acontecer também em A, como já se explicou).