REGIÕES DO ESTADO DO RIO DE JANEIRO, BRASIL
CLEUBER DE ANDRADE JÚNIOR
UNIVERSIDADE ESTADUAL DO NORTE FLUMINENSE DARCY
RIBEIRO
CAMPOS DOS GOYTACAZES - RJ
NOVEMBRO DE 2007
REGIÕES DO ESTADO DO RIO DE JANEIRO, BRASIL
CLEUBER DE ANDRADE JÚNIOR
“Tese apresentada ao Centro de Ciências e Tecnologias Agropecuárias da Universidade Estadual do Norte Fluminense, como parte das exigências para a obtenção do título de doutor em Produção Animal”
Orientador: Prof. Carlos Eurico Pires Ferreira Travassos
CAMPOS DOS GOYTACAZES - RJ NOVEMBRO – 2007
RUMINANTES EM REBANHOS OVINOS E CAPRINOS DE
MICRO-REGIÕES DO ESTADO DO RIO DE JANEIRO, BRASIL
CLEUBER DE ANDRADE JÚNIOR
“Tese apresentada ao Centro de Ciências e Tecnologias Agropecuárias da Universidade Estadual do Norte Fluminense, como parte das exigências para a obtenção do título de doutor em Produção Animal”
Comissão Examinadora:
__________________________________________________________________ Prof. Emanoel Elzo Leal de Barros (Dsc, Produção Animal) –
__________________________________________________________________ Prof Marcio Manhães Folly (DSc, Microbiologia) – UENF
__________________________________________________________________ Prof. Milton Masahiko Kanashiro (DSc,Biociências e Biotecnologia) – UENF
__________________________________________________________________ Prof. Carlos Eurico Pires Ferreira Travassos (DSc, Microbiologia) - UENF
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À minha mãe, Maria Dilma, e as minhas irmãs, Iandra e Ianny, ao meu orientador, Carlos Eurico, que me ajudaram a atingir este objetivo.
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AGRADECIMENTOS
À Fundação Carlos Chagas Filho de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ) e à Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro (UENF), ao Centro de Ciências e Tecnologias Agropecuárias (CCTA), por oferecerem condições para a realização desta tese.
Ao professor Carlos Eurico Pires Ferreira Travassos, pela orientação, ensinamentos e dedicação fundamentais para a realização deste trabalho.
Aos professores do Laboratório de Sanidade Animal (LSA), pelo imprescindível aprendizado adquirido. Especialmente o Prof. Márcio Folly pelo apoio na realização dessa tese.
À minha namorada Sílvia, pela dedicação e pela compreensão nos momentos difíceis. A toda a sua família que hoje se tornou minha família e aos quais devo muito respeito e agradecimento. Ao Comandante Jordão pelos ensinamentos que só os seus 82 anos poderiam guardar. A Dona Mirian por ocupar um lugar muito especial no meu coração.
Aos amigos Enilson, Emanoel (Manu), Arnaldo e Ralph, pelo convívio, companheirismo e amizade, que se tornaram minha família em Campos. Ao meu amigo Bruno pela força espiritual para prosseguir nessa jornada, ao meu anjo da guarda e companheiro seu Zé.
Ao meu irmão Leonardo Primo, amigo em todos os momentos, incentivador, que me ajudou a ter determinação nas horas de dificuldade.
A todos os amigos que mesmo duvidando em alguns instantes foram cruciais para a finalização desse projeto, obrigado pela amizade e pelos incontáveis momentos de diversão.
À minha família, pelo amor, dedicação, ensinamentos de vida e por acreditarem em mim, especialmente meu tio Marcos, minhas tias Nilma e Hilma que
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minha avó Olga que apesar da distância sempre me incentivou.
Aos meus sobrinhos Felipe, Beatriz, Matheus e minha afilhada Jéssica, pelo sorriso, pelo carinho, pela beleza de sua inocência.
Aos demais colegas de pós-graduação pelo convívio e coleguismo.
A todas as pessoas que, de alguma forma, contribuíram para a realização deste trabalho.
v BIOGRAFIA
CLEUBER DE ANDRADE JÚNIOR, filho de Cleuber Reis Sá Andrade e Maria Dilma Ramos Andrade, nasceu em 26 de março de 1976, na cidade de Teófilo Otoni – MG.
Em janeiro de 2000, graduou-se em Medicina Veterinária, pela Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro (UENF), em Campos dos Goytacazes – RJ.
Em agosto de 2002, consagrou-se em Mestrado, Produção Animal, da Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro (UENF), em Campos dos Goytacazes – RJ.
Admitido em Agosto de 2002 no Curso de Pós-Graduação em Produção Animal, Doutorado, Sanidade Animal, da Universidade Estadual do Norte Fluminense (UENF), em Campos dos Goytacazes – RJ, submetendo-se à defesa de tese para conclusão do curso em novembro de 2007.
vi CONTEÚDO RESUMO... xii ABSTRACT... xiii 1. INTRODUÇÃO... 01 2. REVISÃO DE LITERATURA... 03
2.1 - Aspectos gerais do CAEV... 04
2.2 - Epidemiologia... 06
2.3 - Transmissão... 07
2.4 - Patogenia... 08
2.4 - Sintomas e Lesões... 09
2.5 - Aspectos anatomo-histopatológicos e clínicos... 10
2.6 - Diagnóstico... 11
2.7 - Controle... 12
2.8 - Mercado da ovinocultura e caprinocultura mundial... 13
2.9 - Conseqüências econômicas... 15
2.10 - Riscos de transmissão do LVPR para outras espécies... 16
3. MATERIAL E MÉTODOS... 17
3.1 - Localização... 17
3.2 - Propriedades visitadas... 20
3.3 - Animais... 23
3.4 - Coleta e processamento do material... 25
3.5 - Pesquisa de anticorpos... 25
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6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...41 7. APÊNDICES...61
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LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Classificação das propriedades de criação de ovinos quanto ao número total de animais...21 Tabela 2 - Classificação das propriedades de criação de caprinos quanto ao número total de animais...22 Tabela 3 - Classificação das propriedades de exploração de caprinos em relação às medidas profiláticas...22 Tabela 4 – Intervalo de valores, em porcentagem, da densidade óptica dos soros caprinos e interpretação dos resultados...26 Tabela 5 – Intervalo de valores, em porcentagem, da densidade óptica dos soros ovinos e interpretação dos resultados...27
Tabela 6 - Distribuição da freqüência de ovinos testados para o LVPR em municípios do Estado do Rio de Janeiro, de acordo com a localização das
propriedades...29 Tabela 7 - Classificação das propriedades de ovinos quanto à porcentagem de animais soropositivos...30 Tabela 8 – Diagnóstico sorológico do LVPR em reprodutores ovinos de propriedades em municípios do Estado do Rio de Janeiro...32
Tabela 9 – Distribuição da freqüência de caprinos testados para o LVPR em municípios do Estado do Rio de Janeiro, de acordo com a localização das
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Tabela 11 – Resultado do diagnóstico sorológico em caprinos, de acordo com o tamanho da propriedade, o número de animais e a classificação quanto a utilização de medidas profiláticas, para pesquisa de anticorpos contra o LVPR...36 Tabela 12 – Diagnóstico sorológico do LVPR em reprodutores caprinos de 9 propriedades do Estado do Rio de Janeiro...37
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LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Mapa político do Estado do Rio de Janeiro com suas mesorregiões, identificando os municípios que onde foram realizadas as coletas de material...19 Figura 2 - Ovinos da raça Santa Inês pastando próximo às instalações, demonstrando o sistema extensivo de criação a pasto...20 Figura 3 - Ovino da raça Santa Inês, principal raça utilizada para corte no Estado do Rio de Janeiro...23 Figura 4 - Caprino da raça Saanen, principal raça utilizada na caprinocultura leiteira no Estado do Rio de Janeiro ...24 Figura 5 - Caprinos da raça Parda Alpina e Toggenburg, respectivamente. Outras raças utilizados na caprinocultura leiteira do Estado do Rio de Janeiro...24 Figura 6 - Prevalência de ovinos soropositivos nas 7 propriedades de municípios do Estado do Rio de Janeiro ...30 Figura 7 - Porcentagem de propriedades ovinas com pelo menos um animal positivo na sorologia para LVPR...31 Figura 8 - Prevalência de caprinos soropositivos nas 9 propriedades de municípios do Estado do Rio de Janeiro...34 Figura 9 - Distribuição da freqüência de ovinos testados para o LVPR de acordo com o municípios do Estado do Rio de Janeiro...38 Figura 10 - Distribuição da freqüência de caprinos testados para o LVPR de acordo com o municípios do Estado do Rio de Janeiro...39
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contra a lentivirose em caprinos...61 Figura 12 - Modelo da ficha técnica para identificação dos animais utilizados na coleta de sangue para avaliação do Lentivírus de Pequenos Ruminantes...62
xii RESUMO
ANDRADE, C. J., Universidade Estadual do Norte Fluminense; novembro de 2007; Soroprevalência do lentivírus de pequenos ruminantes em rebanhos ovinos e caprinos de micro-regiões do Estado do Rio de Janeiro, Brasil, Brasil; Professor Orientador: Prof. Carlos Eurico Pires Ferreira Travassos.
Maedi-Visna é uma doença crônica e progressiva de ovinos descrita primeiramente na Islândia e presente em todo o mundo com exceção da Austrália e Nova Zelândia. A Artrite-Encefalite Caprina (CAE) é uma enfermidade de caprinos causada por um lentivírus (CAEV), que se encontra disseminada principalmente nos países onde a caprinocultura leiteira é fortemente tecnificada. A Maedi-Visna e a CAE são denominadas de lentivírus de pequenos ruminantes (LVPR) (“small ruminants lentiviruses” – SRLV). Esse estudo epidemiológico baseia-se na técnica sorológica (ELISA) para a verificação da prevalência e da incidência da lentivirose em ovinos e caprinos leiteiros do estado do Rio de Janeiro. Foram realizadas coletas em 10 municípios, totalizando 645 amostras analisadas. Destas, 362 amostras foram de soro caprino e 283 amostras de soro ovino. Os resultados demonstraram uma soroprevalência de 50,27% nos caprinos (182/362) e de 4,95% nos ovinos (14/283). Conclui-se que o LVPR está presente tanto em rebanhos caprinos quanto em rebanhos ovinos. A elevada prevalência em caprinos provavelmente se deve ao fato dos plantéis serem exclusivamente leiteiros. Já nos rebanhos ovinos a exploração é extensiva o que poderia justificar a baixa prevalência.
xiii ABSTRACT
ANDRADE, C. J., Universidade Estadual do Norte Fluminense; november 2007; Serological prevalence of small ruminant lentivirus in goat and sheep in micro-regions of the state of Rio de Janeiro, Brazil; Advisor: Professor Carlos Eurico Pires Ferreira Travassos.
Maedi-Visna was first described in Iceland as a chronic and gradual sheep disease, occurring globally with exception of Australia and New Zeeland. The Caprine Arthritis Encephalitis (CAE) is a goat disease caused by a lentivirus (CAEV) that is mainly spreaded in countries where the dairy goats’ breeding under intensive system is in use. The Maedi-Visna and the CAE are called of small ruminants lentiviruses (SRLV). This epidemiological study is based on a serological diagnosis technique (ELISA), which aims to verify the prevalence and incidence of these lentiviruses in sheep and dairy goat herds in the state of Rio de Janeiro. Samples were taken from 10 municipalities and had been analyzed, totalizing 645 samples, 362 from goats and 283 from sheep. The results had demonstrated a serum-prevalance of 50,27% in goats (182/362) and of 4,95% in sheep (14/283). It follows that LVPR infected goat herds as much as sheep herds. In high prevalence goat herds probable it follows that what the LVPR is present as many goat herds regarding sheep herds. The high prevalence in goats probably if owes the fact from the herds shall be exclusively dairy. Already on the sheep herds the exploration is extensive the one to could justify the low prevalence.
1. INTRODUÇÃO
Atualmente o Estado do Rio de Janeiro detém cerca de 10% do rebanho caprino (15.862/156.862) e 5,77% do rebanho ovino (44.074/763.617), da região Sudeste. Distribuídos entre 871 estabelecimentos de criação de caprinos e 1.131 estabelecimentos de criação de ovinos (IBGE, 2006).
Nesse contexto, considerando-se a representatividade da caprino e ovinocultura para o estado do Rio de Janeiro. Enfermidades que acometem esses animais, tal como, a Lentivirose de Pequenos Ruminantes inspiram maiores cuidados pela escassez de informações acerca da real situação epidemiológica.
O vírus da artrite-encefalite caprina (CAEV) é um lentivírus pertencente à família Retroviridae. Foi inicialmente descrito por CORK et al., (1974) como agente causal de encefalite em caprinos jovens, sendo identificado como um retrovírus por CRAWFORD et al., (1980) em animais adultos com artrite crônica. As quatro formas de apresentação da doença são igualmente observadas em ovinos infectados pelo lentivírus Maedi-Visna (MVV) (NARAYAN et al., 1997). Devido às semelhanças observadas entre os dois vírus, e à possibilidade de infecção cruzada entre ovinos e caprinos, foram denominados lentivírus de pequenos ruminantes (LVPR) (DICKSON e ELLIS, 1989; JOAG et al., 1996). A infecção por LVPR foi detectada em diversos países da Europa e das Américas (ADAMS et al., 1984; NARAYAN e CLEMENS, 1989), inclusive no Brasil (MOOJEN et al., 1986; HÖTZEL et al., 1993; CASTRO et al., 1999).
O Diagnóstico laboratorial pode ser realizado por meio de testes sorológicos empregados para detecção da infecção pelo lentivírus representados por: imunodifusão em ágar (AGID), ELISA e "Western Blot". A escolha do método diagnóstico para as lentiviroses é um aspecto relevante na medida em que uma das características dessa doença é a soroconversão tardia. No Brasil, utiliza-se principalmente o AGID, sendo este o teste indicado pela OIE (Word organization for Animal Health) para o diagnóstico da lentivirose (OIE, 1997). Entretanto, a sensibilidade do teste de imunodifusão é dependente do antígeno utilizado. Os antígenos produzidos com amostras virais de origem ovina detectam um menor número de caprinos infectados quando comparado com o antígeno de origem caprina (Knowles et al. 1994, Abreu et al. 1998). Nesse contexto, a utilização de testes mais sensíveis para o diagnóstico é essencial para um programa de erradicação e controle das LVPR. Dentre os testes mais sensíveis que o AGID, tem-se ELISA e o PCR que são utilizados em paítem-ses europeus que possuem programas de erradicação ou de controle da infecção com o estabelecimento de propriedades livres.
Até o presente momento não existem medicamentos, nem vacinas capazes de eliminar ou prevenir a doença nos rebanhos. As medidas de manejo sanitário tornam-se os únicos mecanismos capazes de evitar a disseminação da doença nos rebanhos.
Buscando fornecer informações para melhorar as condições sanitárias dos rebanhos, objetivou-se, com a realização deste trabalho, avaliar a condição sorológica de rebanhos caprinos leiteiros e ovinos de corte em municípios do Estado do Rio de Janeiro, frente ao LVPR.
2. REVISÃO DE LITERATURA
Maedi-Visna (MV) é uma doença crônica e progressiva de ovinos descrita por SIGURDSSON et al., (1960) na Islândia e presente em todo o mundo com exceção da Austrália e Nova Zelândia (BRODIE et al., 1998). A Artrite-Encefalite Caprina (CAE) é uma enfermidade de caprinos causada por um lentivírus (CAEV), que se encontra disseminada principalmente nos países onde a caprinocultura leiteira é fortemente tecnificada (ADAMS et al., 1984, PERETZ et al., 1993). A Maedi-Visna e a CAE são denominadas de lentivírus de pequenos ruminantes (LVPR) (“small ruminants lentiviruses” – SRLV) (INTERNATIONAL COMMITTEE ON TAXONOMY OF VIRUSES - 2004).
Os LVPR pertencem à família Retroviridae e compartilham similaridades genéticas, mecanismo molecular de replicação, morfologia e interações biológicas em seus hospedeiros. Os membros deste grupo compõem um grupo taxonômico espécie-específicos, têm tropismo por células da linhagem monocítica-fagocitária e são caracterizados pela infecção persistente in vivo (NARAYAN et al., 1997).
Maedi-Visna foi inicialmente reconhecida como duas doenças distintas. Ambos os nomes são de origem islandesa: Maedi, que significa dispnéia, caracterizada por pneumonia intersticial progressiva crônica, e Visna, que significa “desorientação”, caracterizada por leucoencefalomielite (DAWSON, 1980). Quando as primeiras amostras de vírus foram isoladas de ovinos afetados com Visna (SIGURDSSON et al., 1960) e Maedi (SIGURDARDÓTTIR e THORMAR, 1964), foi observada a similaridade entre esses vírus. Estudos comparativos revelaram que
tanto Maedi quanto Visna eram doenças causadas pelo mesmo vírus, originando, assim, a denominação Maedi-Visna (THORMAR, 1965, THORMAR e HELGADOTTIR, 1965).
Clinicamente reconhecida pela primeira vez em 1959, na Suíça, a artrite-encefalite caprina (CAE) foi caracterizada por apresentar artrite crônica em caprinos adultos (STÜNZI et al., 1964). Na Índia, RAJYA e SINGH, (1964) descreveram alterações respiratórias semelhantes a Maedi em caprinos, enquanto NAKAGAWA et al., (1971), no Japão, relataram alterações histopatológicas de poliartrite crônica em caprinos. Através de microscopia eletrônica, partículas virais semelhantes às do vírus Maedi-Visna, foram isoladas de plexo coróide caprino, confirmando assim que a doença se tratava realmente de uma doença viral (WEINHOLD et al., 1974).
A CAE foi caracterizada primariamente por uma artrite progressiva em animais adultos e encefalomielite desmielinizante em cabritos de menos de seis meses (CORK et al., 1974). Somente, em 1980, houve o reconhecimento internacional da CAE como uma virose. Isso ocorreu após a identificação do agente, classificado como um lentivírus da família Retroviridae, denominado CAEV (CRAWFORD et al., 1980, NARAYAN et al., 1980).
2.1 - Aspectos gerais dos LVPR
Os LVPR apresentam partículas virais completas envelopadas em torno de 100 a 120nm de diâmetro, apresentando um núcleo em forma de barra ou cone, denso aos elétrons, em meio extracelular (CHEEVERS et al., 1981).
A partícula viral apresenta um genoma composto por dois segmentos idênticos de RNA de filamento único de polaridade positiva, apresentando a enzima transcriptase reversa (RT), que é RNA Mg++ dependente (NARAYAN et al.,1980; CHEEVERS et al., 1981; KLEVJER-ANDERSON e CHEEVERS, 1981). Depois da transcrição reversa mediada pela transcriptase viral, o DNA resultante (provírus) apresenta duas regiões terminais não-codificantes (“long terminal repeats” ou “LTRs”). Entre essas duas regiões extremas estão os genes codificantes para
proteínas estruturais (gag e env) e enzimas virais (pol), além de pequenas fases abertas de leitura (“open reading frames”, ou ORFs), com os genes acessórios tat, vif (ou Q) e rev, codificantes de proteínas reguladoras (CLEMENTS e PAYNE, 1994).
No interior de uma cápsula formada pelas proteínas do nucleocapsídeo (NU), do capsídeo (CA) e da matriz (MA), encontra-se o genoma viral. A matriz é envelopada por uma membrana onde estão inseridas as glicoproteínas do envelope, que são a proteína transmembranal (TM) e a proteína de superfície (SU). No interior do capsídeo viral estão inseridas, também, as proteínas de atividade enzimática, que são a protease (PRO), a transcriptase reversa (RT) e a integrase (IN) (PEPIN et al., 1998).
Três propriedades gerais que promovem a persistência da infecção em seus hospedeiros são compartilhadas pelos lentivírus: primeira, após a transcrição reversa do RNA viral nas células infectadas, o DNA proviral se integra ao genoma celular, permitindo que o vírus escape dos mecanismos de defesa do hospedeiro e preserve o seu genoma. Segunda, os lentivírus se replicam em células do sistema imunológico, normalmente responsáveis pela eliminação de células infectadas, assim o hospedeiro não consegue desenvolver resposta imunológica curativa. Além disso, a restrição da expressão viral, sem produção de partículas virais, permite que as células infectadas pelo vírus escapem do sistema imunológico (NARAYAN et al.; 1997; CALLADO et al., 1999). Terceira esses vírus acumulam alto índice de mutação durante o processo de replicação, devido às falhas da transcriptase reversa em corrigir as novas seqüências de nucleotídeos, resultando em variabilidade genética e, conseqüentemente fenotípica, que permite escapar do sistema imunológico do hospedeiro (CHEVEERS et al., 1993).
As propriedades biológicas, como persistência, tropismo, replicabilidade, citopatogenicidade e de desenvolvimento da doença podem ser influenciadas pela grande variabilidade genética do vírus (QUÉRAT et al., 1984, LAIRMORE et al., 1987, CHEVEERS et al., 1988, LAIRMORE et al., 1988, BLONDIN et al., 1989), com implicações importantes para a diversidade e evolução lentiviral. O acúmulo de mutações resulta na coexistência de subpopulações virais heterogêneas, originárias de um mesmo genoma ancestral. Além disso, a coexistência de mais de uma amostra viral em um mesmo organismo resulta em um ambiente favorável para recombinação genética (JOLLY e NARAYAN, 1989). Esta variação ocorre
principalmente no gene env (BRAUN et al., 1987, KNOWLES et al., 1991, LEROUX et al., 1997) e ORFs que codificam proteínas regulatórias (WAIN-HOBSON et al., 1995, CASTRO et al., 1999), enquanto os genes gag e pol são mais conservados (QUÉRAT et al., 1990, LEROUX et al., 1995,1997, ZANONI, 1998, CASTRO et al., 1999).
2.2 - Epidemiologia
Os LVPR têm distribuição cosmopolita e, em alguns países como Canadá, França, Noruega, Suíça, Islândia e Estados Unidos, a prevalência de animais soropositivos atingiu valores maiores que 65% (SANTA ROSA, 1996). Apresentam prevalências mais elevadas naqueles países em que a ovino e caprinocultura são mais tecnificadas (OIE/FAO, 1997).
No Brasil, a primeira descrição de LVPR foi feita no Rio Grande do Sul, com identificação de caprinos (MOOJEN et al., 1986) e ovinos (RAVAZZOLO et al., 1995, SOTOMAIOR e MILCZEWSKI, 1997) soropositivos. A presença do vírus foi confirmada pelo posterior isolamento do vírus de caprinos (HÖTZEL et al., 1993, CASTRO et al., 1999) e ovinos (MILCZEWSKI et al., 1997).
Além de descrições clínicas e anatomopatológicas, tem sido registrada a ocorrência de animais soropositivos em vários Estados, tais como: Rio Grande do Sul (MOOJEN et al., 1986, DAL PIZZOL et al., 1989); Bahia (FITERMAN, 1988, ASSIS e GOUVEIA, 1994); Ceará (PINHEIRO et al., 2001, ALVES e PINHEIRO, 1997, MELO e FRANKE, 1997); São Paulo (GARCIA et al., 1992); Minas Gerais (ASSIS e GOUVEIA, 1994, DEZAN, 1996, CASTRO et al., 1999); Rio de Janeiro (ASSIS e GOUVEIA, 1994, CUNHA e NASCIMENTO, 1995, ANDRADE, 2002); Pernambuco (CASTRO et al., 1994, SARAIVA NETO et al., 1995, CASTRO et al., 1999c, CASTRO et al., 2000) Maranhão (ALVES e PINHEIRO,1997); Pará (RAMOS et al., 1996); Piauí (PINHEIRO et al., 1996); Paraná (SOTOMAIOR e MILCZEWSKI,1997); Paraíba (SOUZA e ALVES, 1999, CASTRO et al., 2000).
2.3 - Transmissão
Os animais infectados são a fonte de infecção e também o reservatório para os LVPR, que, por sua vez, transmitem o agente por meio de secreções ou excreções ricas em células do sistema monocítico-fagocitário. Entre os ovinos a transmissão ocorre por via digestiva, através de colostro e leite contaminados, e por via respiratória, mais freqüentemente nos períodos de confinamento (CUTLIP et al., 1988, CONCHA-BERMEJILLO, 1997). Entre os caprinos, a transmissão ocorre geralmente por via digestiva, pela ingestão de colostro e leite contaminados (ADAMS et al., 1983, GUIGUEN et al., 1990, PERETZ et al., 1993). Apesar de ter um significado menor, a transmissão horizontal por fezes, saliva, secreções respiratória e urogenital e, sobretudo, leite contaminado dos copos das ordenhadeiras mecânicas, tem sido considerada importante, dependendo da situação particular de cada criação (ADAMS et al., 1983, PERETZ et al., 1993).
A transmissão venérea foi confirmada, pela detecção de RNA viral no sêmen de caprinos experimentalmente infectados (TRAVASSOS et al., 1998), de caprinos naturalmente infectados (TRAVASSOS et al., 1999), de ovinos naturalmente infectados e de ovino experimentalmente infectado por SRLV e Brucela ovis (CONCHA-BERMEJILLO et al., 1996).
A transmissão do LVPR ocorre repetidamente entre diferentes regiões. A exportação de ovinos e caprinos europeus resultou na disseminação dos LVPRs para várias partes do mundo (TORRES-ACOSRA et al., 2003). O melhor exemplo disso, da importação da doença via comércio de animais vivos, ocorreu na Islândia. Os LVPRs também foram transmitidos pelo comércio de animais da Dinamarca para Noruega, Escócia para o Canadá, Inglaterra para Hungria, Holanda para França e Suíça para Finlândia.
2.4 - Patogenia
Os LVPR apresentam, igualmente, a outros lentivírus um tropismo por células da linhagem monocítica-fagocitária. Em condições naturais, os LVPR são introduzidos no organismo dos animais susceptíveis geralmente por via digestiva ou respiratória. Os mecanismos desenvolvidos pelos lentivírus para persistência da infecção frente à resposta imune incluem:
• Interrupção do ciclo viral pelo processamento incompleto da proteína de superfície - SU (CHEBLOUNE et al., 1996); replicação de variantes antigênicas na presença de anticorpos neutralizantes (McGUIRE et al., 1988, CHEEVERS et al., 1991).
• Capacidade dos monócitos de conter provírus integrado em seu genoma sem ser detectado pelo sistema imune, pois a expressão do gene viral só é ativada quando os monócitos maturam para macrófagos (BRODIE et al., 1995).
• Capacidade de infectar persistentemente macrófagos, sem causar lise celular, podendo disseminar o vírus no próprio hospedeiro, sem a produção de partículas virais, através do contato com outras células (NARAYAN et al., 1983).
• A produção insuficiente de anticorpos neutralizantes e produção de interferon (IFN), que diminui o índice de replicação e favorece a persistência do estímulo antigênico (KLEVJER ANDERSON e MCGUIRE, 1982, NARAYAN et al., 1984, ZINK et al., 1987, BERTONI et al., 1994, CHEEVERS et al., 1993).
Por outro lado, a alta mutabilidade do agente, que pode resultar em variantes antigênicas, funciona como mecanismo de escape da resposta celular e humoral (KNOWLES et al., 1990, CHEEVERS et al., 1993, LICHTENSTEIGER et al., 1993).
A produção persistente de antígenos virais e interação, quer seja na forma de proteína livre ou expressa na célula durante a infecção, e os anticorpos, formando imunocomplexos, contribui para a progressão da doença (KNOWLES et al., 1990, BERTONI et al., 1994, MDURVWA et al., 1994, BRODIE et al., 1995, PERRY et al., 1995).
As alterações patológicas que ocorrem nas infecções causadas por lentivírus são, na maior parte, mediadas indiretamente pela resposta imune do hospedeiro, resultado da alteração da atividade ou produção de citocinas, como a interleucina (IL-1) e o fator de necrose tumoral (TNF) pelos monócitos (WERLING et al., 1994). Já foi demonstrada a presença de elevados níveis de interferon no líquido sinovial de caprinos naturalmente infectados com o LVPR (YILMA et al., 1988). O IFN é responsável pelo desenvolvimento da resposta linfoproliferativa por induzir a expressão de antígenos (ZINK et al., 1987).
A infecção por LVPR é caracterizada pela indução em intensidade variada de resposta imunológica celular e humoral, que não protegem contra a replicação viral (CHEEVERS et al., 1993, BERTONI et al., 1994). Estudos seqüenciais têm revelado que a primeira resposta, detectada em torno da terceira semana após infecção, é principalmente dirigida à proteína CA; por volta da quinta semana são produzidos anticorpos para as demais proteínas (NC, MA, TM e SU) (CONCHA-BERMEJILLO et al., 1995). Os anticorpos neutralizantes para SU são produzidos tardiamente, em quantidade insuficiente, e são de baixa afinidade, de forma que não interrompem o ciclo de replicação viral (NARAYAN et al., 1984, KENNEDY-STOSKOPF e NARAYAN, 1986, CHEEVERS et al., 1993, BERTONI et al., 1994). A habilidade de induzir a produção de anticorpos neutralizantes é uma característica que distingue CAEV e Maedi-Visna. Maedi-Visna induz prontamente a produção de anticorpos neutralizantes, o que não ocorre em infecções pelo CAEV (NARAYAN et al., 1997). A resposta celular é caracterizada pela proliferação de linfócitos T CD4+ (REYBURN et al., 1992) e T CD8+ (LICHTENSTEIGER et al., 1993, BLACKLAWS et al., 1994) que são responsáveis pela destruição de células infectadas, porém não destroem as que não expressam o provírus (células infectadas latentemente). Os anticorpos passivos adquiridos pela ingestão de colostro persistem em níveis detectáveis no soro de cabritos e cordeiros por menos de seis meses (ADAMS et al., 1983, MACKENZIE et al., 1987, CUTLIP et al., 1988).
2.5 - Aspectos anatomo-histopatológicos e clínicos
A infecção por LVPR é geralmente persistente e assintomática, de evolução geralmente crônica, com agravamento progressivo das lesões, perda de peso e debilidade até a morte.
Quatro são as formas básicas de apresentações clínicas da lentivirose: artrítica, mamária, respiratória e nervosa (NARAYAN e CORK, 1985, DAWSON, 1987, PERETZ et al., 1993). As lesões apresentam basicamente as mesmas características tanto em caprinos como ovinos (NARAYAN e CORK 1985, DAWSON, 1987).
Em ovinos, artrites são menos freqüentes, acometendo animais de dois a três anos, freqüentemente como complicação da forma respiratória (OLIVER et al., 1981). Em caprinos, a forma mais importante é a artrítica, geralmente observada em animais com mais de oito meses de idade (CRAWFORD e ADAMS, 1981, GONZALEZ et al., 1987).
As alterações clínicas afetam freqüentemente as articulações carpianas, sendo observado aumento na consistência e tamanho das articulações (CRAWFORD e ADAMS, 1981, OLIVER et al., 1981, GONZALEZ et al., 1987, CUTLIP et al., 1988). Ao exame macro e microscópico, observam-se lesões típicas de processos degenerativos e inflamatórios, que afetam os tecidos conjuntivos periarticulares, bolsas sinoviais, tendões e bainhas tendinosas (WOODWARD et al., 1982, 1995, CUTLIP et al., 1988, NARAYAN et al., 1992, PEREIRA,1995).
A forma mamária é freqüente, tendo grande significado econômico em caprinos, devido ao comprometimento da produção leiteira e predisposição a infecções secundárias da glândula mamária (SMITH et al., 1988, LERONDELLE et al., 1988). As cabras afetadas apresentam mamite aguda ou crônica. A aguda é observada no início da lactogênese, havendo endurecimento não edematoso do órgão, com baixa ou nenhuma produção leiteira (PERETZ et al., 1993). A crônica, também comum entre as ovelhas, instala-se durante a lactação com assimetria e endurecimento da mama e leite de aspecto normal (OLIVER et al., 1981, CUTLIP et
al., 1988, PERETZ et al., 1993). Em ambas as formas, há hipertrofia persistente dos linfonodos retromamários e, histologicamente, observa-se mamite intersticial com presença de nódulos linfóides (OLIVER et al., 1981, CUTLIP et al., 1988, PERETZ et al., 1993, PEREIRA, 1995).
A apresentação pulmonar é muito freqüente e grave em ovinos, embora rara e de pouca gravidade em caprinos. Os sintomas são tosse, dispnéia após exercícios físicos, taquipnéia, consolidação pulmonar, som úmido à auscultação e comprometimento do estado geral (NARAYAN e CORK 1985, CUTLIP et al., 1988, PEREIRA, 1995).
A forma de menor importância é a nervosa, tendo sido relatada em ovinos adultos, geralmente como complicação da forma respiratória (NARAYAN e CORK 1985, CONSTABLE et al., 1996), e em cabritos, de um a quatro meses de idade (CORK et al., 1974) ou, mais raramente, em caprinos mais velhos, em associação com a artrítica (CRAWFORD e ADAMS, 1981, NORMAN e SMITH, 1983). Essa forma se caracteriza por uma leucoencefalomielite, que se manifesta por uma paralisia ascendente que tem início nos membros posteriores e acomete progressivamente o resto do corpo (CORK e DAVIS, 1975, CORK e NARAYAN, 1980, O'SULLIVAN et al., 1978, PERRIN et al., 1985.; WILKIE, 1980). Durante o curso da doença, que geralmente é curto e fatal, os animais acometidos não apresentam febre e o apetite permanece inalterado até a fase terminal da doença (CORK et al., 1974, NARAYAN e CORK, 1985, O'SULLIVAN et al., 1978).
2.6 - Diagnóstico
A sorologia é a forma mais prática de diagnóstico, devido às características da infecção persistente por LVPR. Por outro lado, o diagnóstico da infecção pelo isolamento e identificação do agente não é rotineiramente empregado por ser demorado e bastante dispendioso, mesmo havendo disponibilidade de células de linhagens permissíveis à infecção (TEIXEIRA et al., 1997). Dentre os testes sorológicos disponíveis, a imunodifusão em gel de ágar (AGID) tem sido amplamente utilizada (ADAMS e GORHAM, 1986, SIMARD e BRISCOE, 1990,
KNOWLES et al., 1994, ABREU et al., 1998). Em condições experimentais, e apresentando um potencial como teste alternativo e complementar, a imunofluorescência indireta, que é recomendada pela OIE, tem sido utilizada no diagnóstico de infecção em ovinos e caprinos, utilizando-se como antígeno isolados brasileiros de LVPR (REISCHAK, 2000). Alternativamente, tem-se utilizado, em condições ainda experimentais, porém com possibilidades de uso rotineiro, a reação em cadeia de polimerase (PCR), para amplificação do DNA proviral ou do DNA sintetizado in vitro pela RT (RT-PCR), a partir do RNA viral (KNOWLES, 1997). Entretanto, devido a maior sensibilidade e possibilidade de quantificação e automação, vários ensaios imunoenzimáticos (EIE), em especial o ELISA-indireto, têm sido desenvolvidos para pesquisa de anticorpos, preparados a partir de antígenos do CAEV (SCHROEDER et al., 1985, ARCHAMBAULT et al., 1988, HECKERT et al., 1992, CASTRO et al., 1999), Maedi-Visna (HOUWERS et al., 1982, VITU et al., 1982, ZANONI et al., 1989, 1994).
A PCR tem se apresentado como potencial alternativa na identificação de animais com sorologia negativa ou dúbia (RIMSTAD et al., 1993, CHEBLOUNE et al., 1996), pois durante a fase precoce da infecção ou devido à restrição da expressão gênica, vários animais infectados por LVPR apresentam soronegatividade por períodos variados.
2.7 – Controle
Os programas de controle ou erradicação da infecção por LVPR têm sido adotados em vários países, uma vez que se baseia no teste periódico dos animais, com separação ou eliminação dos positivos, e uso de certas práticas de manejo para prevenção da disseminação do agente (OIE/FAO 1997).
No Brasil, o Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento - Departamento de Defesa Animal, através de consulta pública - iniciou a Proposta de Elaboração do Programa Nacional de Sanidade dos Caprinos e Ovinos – PNSCO, que tem como objetivos: realizar a vigilância sanitária e epidemiológica para as doenças de caprinos e ovinos no Brasil; agregar valores aos produtos oriundos da
atividade produtiva; controlar o trânsito de animais; exigir de exame sorológico negativo; Ações de saneamento como a identificação dos animais positivos; sacrifício sanitário; certificação dos estabelecimentos (MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, 2006).
Atualmente, não existe nenhuma perspectiva em matéria de profilaxia médica veterinária. Os diferentes experimentos realizados com preparações de vírus inativados utilizados como vacina mostraram que os mesmos não foram capazes de induzir proteção, mas, ao contrário, ativaram a expressão das lesões (McGUIRE et al., 1986.; RUSSO et al., 1989.; VITU e RUSSO, 1989). Todos esses resultados indicam que parece ser improvável que, em curto prazo, seja possível o desenvolvimento de programa eficaz de vacinação em massa.
Nos plantéis suspeitos ou sabidamente positivos, algumas recomendações têm sido adotadas, com resultados bastante variados: separar as crias imediatamente após o nascimento, evitar o contato com secreções e isolá-las dos adultos; administrar colostro termicamente tratado a 56º C durante uma hora (ADAMS et AL., 1983), ou colostro de mães sabidamente não infectadas; alimentar os animais com colostro e leite bovino (ADAMS et AL., 1983); alimentar as crias com substitutos do leite; testar os animais a intervalos regulares e separar ou eliminar os positivos; adotar a linha de ordenha, deixando os animais positivos para o final; controlar a monta com reprodutores sabidamente positivos; e usar material estéril, como seringas e agulhas, instrumentos cirúrgicos, tatuador entre outros (GOUVEIA et al., 1996, CONCHA-BERMEJILLO, 1997, ROWE e EAST, 1997).
2.8 - Mercado da ovinocultura e caprinocultura mundial
Para tornar a ovinocultura e a caprinocultura uma atividade rentável e com foco no mercado consumidor, é indispensável que sejam quebrados muitos mitos e paradigmas que existem em torno da sua exploração. O principal deles é a vaidade do criador de não querer criar caprinos ou ovinos porque entende que essas atividades não lhe conferem "status". O importante, em qualquer atividade, é a obtenção do lucro. O lucro é auferido com a produção de bens de qualidade, com
baixos custos operacionais e que atendam às exigências e necessidades do consumidor (COUTO, 2003).
Estima-se o efetivo mundial de ovinos em 1 bilhão de cabeças, estando os maiores rebanhos localizados na Austrália, China e Nova Zelândia, que concentram, respectivamente, 28, 14 e 9% do efetivo mundial (NOGUEIRA FILHO, 2003).
Segundo COUTO (2003), nos últimos doze anos, apenas o continente africano apresentou crescimento em seu efetivo ovino (1,4% ao ano) havendo, em nível mundial uma redução de 1,18%, provavelmente em decorrência da queda no valor internacional da lã.
Dados mais recentes colocam o Brasil entre os 10 países no ranking mundial do setor, com um rebanho estimado em 13.856.747 ovinos e 7.109.052 milhões de caprinos. A região Nordeste concentra cerca de 55% do efetivo ovino nacional (7.752.139) e cerca de 90% do rebanho caprino (6.452.373) (IBGE, 2006).
Segundo o Censo Agropecuário Brasileiro (2006), a região Sudeste possui uma população ovina de 763.617 animais, e uma população caprina de 156.862 animais. O Estado do Rio de Janeiro possui 44.074 ovinos e 15.816 caprinos, correspondendo a 5,77% e 10,08%, respectivamente, do rebanho da região.
A produção de carne de pequenos ruminantes apresenta grande importância econômica em várias regiões do mundo (SAINZ, 1996). A ovinocultura, assim como a caprinocultura, representa uma alternativa econômica para diversas regiões brasileiras (ANDRADE, 1984). As carnes ovinas e caprinas, porém, não tem contribuído significativamente à dieta da população, devido, em parte, às características sensoriais desagradáveis como sabor e odor ativos e também ao baixo padrão de qualidade nas operações de abate, armazenamento e comercialização desse tipo de carne (ZAPATA, 1994). Entre os atributos de qualidade mais importantes para os consumidores, está a cor da carne, a sua capacidade de retenção de água, assim como sua maciez e suculência (ABULARACH et al., 1998)
Atualmente, a divulgação das qualidades típicas da carne ovina, pelo seu sabor e qualidade nutritiva, promoveu um aumento considerável no consumo deste produto em regiões não tradicionais, o que tem ocasionado um incremento considerável em sua demanda. No entanto, poucos criadores têm atentando para este novo mercado consumidor. Prova disto é que, no Nordeste, apesar dos ovinos serem criados, principalmente, para produção de carne sendo a pele, a lã, o leite e o
esterco considerados funções complementares, a oferta de animais para abate origina-se basicamente de rebanhos não especializados, formados por animais de dupla aptidão, mal conformados para carne e de baixo rendimento de carcaça COUTO (2003).
2.9 - Conseqüências econômicas
As perdas econômicas causadas pelo LVPR são significativas. Entretanto, análises da literatura indicam que as informações sobre as perdas são incompletas ou, muitas vezes, contraditórias, devido à complexidade da interação do LVPR com seus hospedeiros, bem como as práticas de manejo.
Os fatores que influenciam as perdas econômicas são:
- a doença se desenvolve de forma lenta, crônica na maioria dos casos;
- somente 30% dos animais desenvolvem sinais clínicos;
- fatores genéticos;
- praticas de manejo, que possibilitam o aumento da transmissão;
- associação com outras doenças;
Segundo GREENWOOD et al., (1995), há evidências de que a infecção por LVPR reduz o peso ao nascer, contrariando os resultados de SNOWDER et al., (1990), É sabido que o baixo peso ao nascer influencia negativamente no desenvolvimento dos filhotes, dessa forma reduzindo a produtividade, produção de leite e lã. A produção de leite pode ter uma redução de cerca de 10%, devido à mastite progressiva. Entretanto, avaliações precisas sobre essas perdas não foram realizadas devido à dificuldade na coleta de dados sobre a produção leiteira de pequenos ruminantes.
A infecção por LVPR reduz o ganho de peso dos cordeiros, presumidamente pela redução da produção de leite acarretada pela mastite. As perdas podem chegar 0,3 até 3,0 kg por cordeiro até o desmame (ARSENAULT et al., 2003).
A mortalidade provocada pela infecção por LVPR é baixa, mas é fortemente influenciada pela ocorrência de doenças, pela nutrição e por fatores ambientais. Observações feitas durante epidemias de Maedi-Visna na Islândia mostraram taxas de mortalidade que atingiram 20 a 30% em animais recentemente infectados (SIGURDSON. et al., 1952).
A redução da vida média é outro fator que deve ser considerado, pois o descarte prematuro dos animais infectados reduz o período de utilização dos animais. Esse fator também afeta indiretamente a produtividade pela redução do número médio de descendentes (GREENWOOD et al., 1995).
A redução da produção leiteira eleva a mortalidade dos filhotes. A alimentação com colostro bovino também eleva a mortalidade por provocar anemia hemolítica (GREENWOOD et al., 1995).
2.10 - Riscos de transmissão do LVPR para outras espécies
Segundo SHAH et al., (2004), após análise filogenética utilizando seqüências do gene gag e pol do provírus em caprinos e ovinos de diferentes propriedades, é possível a transmissão natural entre as espécies.
Análises filogenéticas demonstraram o MVV infectando cabras e CAEV infectando ovelhas (CASTRO et al.,1999; ZANONI, 1988). Porém, não está claro como ocorre a infecção cruzada entre as espécies (ROLLAND et al., 2002).
Existem evidências sorológicas de infecções por LVPR em ruminantes selvagens (cabra selvagem – Ibex, corço). Sendo a prevalência nessas espécies de difícil determinação. Também não é possível determinar se a origem desses anticorpos contra LVPR são originários dos pequenos ruminantes domésticos ou de outros grupos semelhantes (MORIN et al., 2002).
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1 - Localização
O sangue ovino e caprino foi coletado em propriedades localizadas em 5 das 8 mesoregiões Fluminenses, distribuídas em 10 municípios do Estado do Rio de Janeiro, compreendendo os seguintes municípios: Araruama, Bom Jardim, Campos dos Goytacazes, Itaperuna, Maricá, Niterói, Nova Friburgo, Quissamã, São João da Barra e Teresópolis ( Figura 1).
Os municípios Fluminenses apresentam as seguintes localizações:
Araruama localiza-se a uma latitude 22º52'22" sul e a uma longitude 42º20'35" oeste, estando a uma altitude de 15 metros. Faz parte da mesoregião da Baixada Litorânea.
Bom Jardim localiza-se a uma latitude 22º09'07" sul e a uma longitude 42º25'08" oeste, a uma altitude de 574 metros. Faz parte da mesoregião Serrana.
Campos dos Goytacazes localiza-se a uma latitude 21º45'14" sul e a uma longitude de 41º19'26" oeste, a uma altitude de 14 metros, fazendo parte da mesoregião Norte Fluminense.
Itaperuna localiza-se a uma latitude 21º12'18" sul e a uma longitude de 41º53'66" oeste, a uma altitude de 108 metros. Faz parte da mesorregião Noroeste Fluminense.
Niterói localiza-se a uma latitude 21º45'14" sul e a uma longitude de 41º19'26" oeste, ao nível do mar. Faz parte da mesoregião Metropolitana do Rio de Janeiro.
Nova Friburgo, localiza-se a uma latitude 22º16'55" sul e a uma longitude 42º31'52" oeste, a uma altitude de 846 metros. Faz parte da mesoregião Serrana.
Quissamã, localiza-se a uma latitude 22º06'25" sul e a uma longitude 41º28'19" oeste, a uma altitude de 10 metros. Faz parte da mesoregião Norte Fluminense.
São João da Barra, localiza-se a uma latitude 21º38'24" sul e a uma longitude 41º03'03" oeste, a uma altitude de 8 metros. Faz parte da mesoregião Norte Fluminense.
Teresópolis, localiza-se a uma latitude 22º24'43" sul e a uma longitude 42º57'57" oeste, a uma altitude de 871 metros. Faz parte da mesoregião Serrana.
Figura 1 – Mapa político do Estado do Rio de Janeiro com suas mesorregiões, identificando os municípios que onde foram realizadas as coletas de material
A coleta de material foi conduzida de janeiro/2001 a maio/2002 para soros caprinos e de janeiro/2005 a junho/2007 para soros ovinos.
Em todas as propriedades estudadas, tanto as de exploração de ovinos quanto as de caprinos, foram coletadas amostras equivalente a 30% dos animais da propriedade.
3.2 - Propriedades visitadas
Os soros ovinos foram coletados em 07 propriedades, após autorização prévia de seus proprietários. As propriedades que realizavam a criação de ovinos apresentavam característica de criatórios extensivos onde os animais eram criados a pasto (Figura 2), retornando às instalações ao entardecer. Segundo relato dos proprietários nenhuma medida de profilaxia visando o controle da lentivirose era realizada. Os borregos ingeriam o colostro ao nascer e permanecia com as mães durante todo período até a desmama.
Figura 2 – Ovinos da raça Santa Inês pastando próximo às instalações de criação, demonstrando o sistema extensivo de criação a pasto
As propriedades de criação de ovinos foram divididas apenas pelo número total de animais da propriedade, sendo classificadas em pequenas, médias e grandes. Não foi feita a classificação quanto à utilização de medidas profiláticas, pois em nenhuma das propriedades estudadas foi relatada a utilização de medidas de manejo sanitário para a prevenção de lentiviroses (Tabela 1).
Tabela 1 – Classificação das propriedades de criação de ovinos quanto ao número total de animais
CATEGORIA Nº DE ANIMAIS PROPRIEDADE
Propriedade pequena Até 80 animais P
Propriedade média 81 -- 150 animais J, M, N, Q
Propriedade grande Acima de 150 animais L, O
* Em todas as propriedades foram coletadas cerce de 30% do número total de animais. ** As propriedades ovinas foram classificadas de J a Q.
Os soros caprinos foram coletados de animais de 09 propriedades, após autorização prévia de seus proprietários. Todas eram propriedades de exploração leiteira, com sistema de criação intensivo.
Para caracterização de cada propriedade de exploração caprina leiteira, realizou-se o preenchimento de fichas no ato da visita, com informações relacionadas a:
1. Ordenha
2. Manejo alimentar dos caprinos
2. Tratamento térmico do leite
3. Separação das crias imediatamente após o nascimento
4. Instalações
As propriedades de criação de caprinos utilizadas na pesquisa foram separadas utilizando-se dois critérios: o tamanho da propriedade (Tabela 2) e utilização de medidas profilática. Em relação às medidas de profilaxia, as propriedades foram separadas utilizando os seguintes critérios: (Tabela 3)
Propriedades que não realizam nenhuma das medidas profiláticas, anteriormente descritas (escore 1).
Propriedades que realizam tratamento térmico do leite e colostro ou substituição do leite caprino por bovino, separação das crias imediatamente após o nascimento (escore 2).
Tabela 2 – Classificação das propriedades de criação de caprinos quanto ao número total de animais
CATEGORIA Nº DE ANIMAIS PROPRIEDADE
Propriedade pequena Até 80 animais F , H , I
Propriedade média 81 -- 150 animais A , G
Propriedade grande Acima de 150 animais B , C , D , E
* Em todas as propriedades foram coletadas cerca de 30% do número total de animais, respeitando os critérios descritos anteriormente.
** As propriedades caprinas foram classificadas de A a I.
Tabela 3 – Classificação das propriedades de exploração de caprinos em relação às medidas profiláticas
MEDIDAS PROFILÁTICAS PROPRIEDADES
ESCORE 1 C, D , F , G , I
ESCORE 2 A , B , E , H
(escore 1): Não realiza nenhuma das medidas profiláticas descritas anteriormente.
(escore 2): Realizam tratamento térmico do leite e colostro ou substituição do leite caprino por bovino e separam as crias imediatamente após o nascimento.
3.3. Animais
Todos os animais tinham idade igual ou superior a 18 meses, no momento da coleta, tendo em vista a demorada soroconversão observada em alguns animais a períodos superiores a 12 meses após a infecção (KNOWLES et al, 1989). As coletas foram aleatórias, ou seja, o animal poderia apresentar ou não os sintomas relacionados à Lentivirose.
No presente trabalho, foram coletados soros de 645 animais, ovinos e caprinos distribuídos em 16 propriedades.
As amostras foram coletadas, em ovinos da raça Santa Inês ou mestiças. Essa raça ovina é a mais utilizada na ovinocultura de corte no Estado do Rio de Janeiro atualmente (Figura 3).
Figura 3 – Ovino da raça Santa Inês, principal raça utilizada para corte no Estado do Rio de Janeiro
As amostras caprinas foram coletadas, em sua maioria, de animais da raça Saanen (Figura 4), tendo sido coletadas também animais das raças Parda Alpina, Toggenburg e mestiços (Figura 5).
Figura 4 – Caprino da raça Saanen, principal raça utilizada na caprinocultura leiteira no Estado do Rio de Janeiro
Figura 5 – Caprinos da raça Parda Alpina e Toggenburg, respectivamente. Também utilizados na caprinocultura leiteira do Estado do Rio de Janeiro
3.4. Coleta e processamento do material
Utilizou-se como critério a coleta de um número representativo de 30% do número total de animais de cada propriedade, incluindo-se os reprodutores.
As coletas foram aleatórias porque segundo WILKERSON et al., (1995), a infecção e/ou soropositividade não estão relacionadas com a presença de sinais clínicos, uma vez que apenas 35% dos animais infectados apresentam algum sinal clínico da lentivirose.
As análises foram realizadas no Setor de Virologia Veterinária do Laboratório de Sanidade Animal (LSA), do Centro de Ciências e Tecnologias Agropecuárias (CCTA), da Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro (UENF), no município de Campos dos Goytacazes – RJ.
Sangue / soro – as amostras foram coletadas fazendo-se punção venosa na jugular utilizando-se tubos vacuntainer de 8ml com gel separador, identificadas, acondicionadas em isopor com gelo e transportadas ao Setor de Virologia Veterinária do Laboratório de Sanidade Animal (LSA/CCTA/UENF), onde ocorreu o processamento das amostras, a um período máximo de 12 horas após a coleta. No LSA, as amostras foram centrifugadas a 600g / 5 min, para a separação da fração celular da fração líquida. Após centrifugação, os soros foram identificados, acondicionados e em seguida estocados a –20ºC.
3.5. Pesquisa de anticorpos
A pesquisa de anticorpos foi realizada utilizando-se a técnica de ELISA-indireto através do uso de kit comercial (CHEKIT CAEV/MVV-Behring-Suiça), de acordo com as instruções do fabricante.
As microplacas continham antígeno viral inativo. Foi utilizado conjugado de anticorpo monoclonal anti-ruminante IgG. O kit comercial ainda continha um soro controle positivo, soro controle negativo, solução de lavagem, solução de cromógeno e solução de parada.
Depois de realizada as diluições, seguindo as instruções do fabricante, foram adicionadas em cada poço 180 µl de solução de lavagem e 20 µl de soro. O controle foi realizado adicionando 20 µl de soro controle negativo e positivo, nos poços A1 e A2, B1 e B2, respectivamente. A placa foi coberta e incubada durante 90 minutos a temperatura ambiente (18°C a 25°).
Após incubação, foi feita a lavagem da placa, descartando-se o conteúdo e adicionando-se a cada poço 300 µl de solução de lavagem. O procedimento foi repetido 3 vezes.
O conjugado de anticorpo monoclonal anti-ruminante IgG foi diluído 1:200 usando-se a solução de lavagem. Em cada poço foi adicionado um volume de 200 µl, e a placa foi incubada durante 90 minutos a temperatura ambiente.
Novamente, após a incubação, foi feita a lavagem da placa seguindo–se as instruções anteriores.
Adicionou-se um volume de 200 µl de solução de cromógeno em cada um dos poços, e, após 30 minutos, foi adicionado um volume de 50 µl de solução de parada. A leitura dos resultados foi realizada através de fotometria de comprimento de onda de 405 nm.
As porcentagens foram obtidas através dos valores das densidades ópticas (D.O.) das amostras, em relação a D.O. do controle negativo e da D.O. do controle positivo, utilizando-se a fórmula abaixo:
D.O. amostra – D.O. negativa
Valor (%) = --- x 100 D.O. positivo – D.O. negativa
A interpretação dos resultados realizou-se segundo protocolo do fabricante (Tabela 4 e Tabela 5).
Tabela 4 – Intervalo de valores, em porcentagem, da densidade óptica dos soros caprinos e interpretação dos resultados
CAPRINOS - VALOR < 30% 30 – 40% > 40%
Tabela 5 – Intervalo de valores, em percentagem, da densidade óptica dos soros ovinos e interpretação dos resultados
OVINOS - VALOR < 50% 50 – 60% > 60%
Interpretação negativo suspeito positivo
3.6. Análise estatística
Os dados obtidos com o teste das amostras foram submetidos ao teste de qui-quadrado (X2), adotando-se o nível de significância de 5%.
Fatores como a realização ou não de medidas profiláticas (escore 1 e escore 2) e a prevalência de animais positivos foram submetidos ao coeficiente de correlação linear para determinar a relação entre as duas propriedades.
O coeficiente de correlação linear (r) foi calculado segundo a seguinte fórmula:
onde e são os valores medidos de ambas as
variáveis. Além disso:
e
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
No presente trabalho, foram realizadas coletas em 10 municípios, do Estado do Rio de Janeiro, totalizando 645 amostras analisadas. Destas, 362 amostras foram de soro caprino e 283 amostras de soro ovino.
Das 283 amostras de soro ovino testados, a prevalência de animais soropositivos para o LVPR foi de 4,95% (14/283) (Tabela 6), o que se assemelha à prevalência de animais soropositivos observada em ovinos do Estado de São Paulo por FERNANDES et al., (2003). No Estado de Pernambuco a prevalência de 5,2% de soropositivos em ovinos de abatedouros observada por OLIVEIRA et al., (2006) corresponde à encontrada no presente trabalho. Assemelhando-se ainda com 1,07% de ovinos soropositivos observado por COSTA et al., (2007), também em rebanhos do Estado de Pernambuco. Uma baixa prevalência também foi encontrada por SOUZA et al., (2007) que observaram 0,5% de soropositivos em rebanhos ovinos em Juazeiro – Bahia.
ARAÚJO et al., (2004) encontraram uma prevalência semelhante à encontrada no presente trabalho, equivalendo a 4,93% das amostras estudadas, na região metropolitana de Fortaleza, Ceará.
Contudo, os resultados (4,95%) foram inferiores aos verificados por SCHALLER et al., (2000) e BAUMGARTNER et al., (1990) que pesquisando a presença de anticorpos contra Maedi-Visna na Suíça e na Alemanha, encontraram uma prevalência de 9 e 12%, respectivamente. E são ainda menores que a
prevalência encontrada por SILVA et al., (2002), no Rio Grande do Norte, que corresponderam a 30,2 % dos ovinos pesquisados para o LVPR.
Foram observadas diferenças significativas entre a prevalência do LVPR em ovinos nos municípios pesquisados (X2; P>0,05). Constatou-se maior prevalência (9,47%) no município de Campos (Tabela 6), justamente o maior produtor de ovinos (4.522 animais), segundo o IBGE (2006).
Tabela 6 – Distribuição da freqüência de ovinos testados para o LVPR em municípios do Estado do Rio de Janeiro, de acordo com a localização das propriedades
RESULTADOS DO TESTE
MUNICÍPIO PROP POS (FE) % SUS (FE) % NEG (FE) % TOTAL Campos J,L 9 (4,69) 9,47 14 (10,74) 14,74 72 (79,57) 75,79 95 Niterói M 0 (2,03) 0,0 2 (4,63 ) 4,87 39 (34,34) 95,13 41 Quissamã N,O 5 (4,79) 5,15 12 (10,98) 12,37 80 (81,23) 82,48 97 Maricá P 0 (0,84) 0,0 2 (1,92) 11,76 15 (14,24) 88,24 17 Araruama Q 0 (1,65) 0,0 2 (3,73) 6.06 31 (27,62) 93,94 33 TOTAL 14 (14) 4,95 32 (32) 11,30 237 (237) 83,75 283 *PROP (Propriedades); POS (n° de positivos); SUS (n° de suspeitos); NEG (n° de positivos); FE (Freqüência esperada)
** (X2
= 0,89; P>0,05)
As propriedades com maior número total de animais, e que foram classificadas na categoria grande, apresentaram uma maior prevalência (3,88%). Essa constatação pode ser justificada pelo maior número de animais, aumentando, assim, o contato entre os animais e as secreções genitais, respiratórias, bem como a urina e as fezes (Tabela 7). Apesar de ter um significado menor, a transmissão horizontal por fezes, saliva, secreções respiratória e urogenital, tem sido considerada importante, dependendo da situação particular de cada criação (ADAMS et al., 1983, PERETZ et al., 1993).
Tabela 7 - Classificação das propriedades de ovinos quanto à porcentagem de animais soropositivos
CATEGORIA Nº DE ANIMAIS PROPRIEDADE % DE ANIMAIS
SOROPOSITIVOS Propriedade pequena Até 80 animais P 0,0 Propriedade média 81 -- 150 animais J, M, N, Q 1,07 Propriedade grande Acima de 150 animais L, O 3,88
Somente foram encontrados ovinos positivos, dentre as mesorregiões estudadas, em propriedades que se encontravam na mesorregião Norte Fluminense, nos municípios de Campos dos Goytacazes (propriedades J e L) e Quissamã (propriedade O). Nas mesorregiões Metropolitana (propriedade M) e Baixada litorânea (propriedade P e Q), não foram observados animais positivos (Figura 1 e Figura 6).
Figura 6 – Prevalência de ovinos soropositivos nas 7 propriedades de municípios do Estado do Rio de Janeiro
Porcentagem (%)
Foram encontrados animais positivos em 42% das propriedades de ovinos estudadas (Figura 7). Esses valores ainda são diferentes dos observados por COSTA et al., (2007) em Pernambuco, que constataram que, em apenas 12% das propriedades estudadas, houve presença do LVPR.
42%
58%
Positivos Negativos
Figura 7 – Porcentagem de propriedades ovinas com pelo menos um animal positivo na sorologia para LVPR
A transmissão venérea da lentivirose deve ser considerada, pois esta já foi comprovada naturalmente e experimentalmente pela detecção de RNA viral no sêmen de caprinos experimentalmente infectados (TRAVASSOS et al., 1998), de caprinos naturalmente infectados (TRAVASSOS et al., 1999), de ovinos naturalmente infectados e de ovino experimentalmente infectado por LVPR e Brucela ovis (CONCHA-BERMEJILLO et al., 1996).
Apesar de nenhum reprodutor positivo para o LVPR ter sido encontrado, foram encontrados 02 reprodutores suspeitos, um na propriedade J e um na propriedade O (Tabela 8). Contudo, foi possível verificar a presença de animais positivos nessas propriedades , com uma prevalência de 9,67% de ovinos positivos na propriedade J e de 7,94% de animais positivos na propriedades O (Figura 6). Estudo realizado no Ceará por ALMEIDA et al., (2002) demonstraram uma prevalência de 50,9% de reprodutores soropositivos para o LVPR.
Tabela 8 - Diagnóstico sorológico do LVPR em reprodutores ovinos de propriedades em municípios do Estado do Rio de Janeiro
MUNICÍPIO PROPRIEDADE NUMERO DE REPRODUTORES TESTADOS NUMERO DE REPRODUTORES POSITIVOS NUMERO DE REPRODUTORES SUSPEITOS Campos J 04 0 01 Campos L 04 0 0 Niterói M 02 0 0 Quissamã N 01 0 0 Quissamã O 04 0 01 Maricá P 01 0 0 Araruama Q 02 0 0 TOTAL 18 0 02
Todas as propriedades de criação de caprinos estudadas apresentavam um sistema intensivo de criação em que os animais permaneciam estabulados a maior parte do tempo, as instalações eram elevadas ripadas, reduzindo o contato com as secreções urogenitais. As propriedades estudadas se destinavam exclusivamente à atividade leiteira.
A relação entre o LVPR e os ovinos da raça santa Inês e os caprinos da raça parda Alpina, toggenburg e saanen não foi avaliada neste trabalho. As coletas foram realizadas com animais da raça Saanen em sua maioria (Figura 4), tendo sido coletados também animais das raças Parda Alpina, Toggenburg e mestiços (Figura 5).
Das 362 amostras de soro caprino analisadas, 182 foram soropositivas para LVPR o que demonstra uma prevalência de 50,27% (182/362) (Tabela 9).
Tabela 9 – Distribuição da freqüência de caprinos testados para o LVPR em municípios do Estado do Rio de Janeiro, de acordo com a localização
das propriedades
RESULTADOS DO TESTE
MUNICÍPIO PROP POS FE % SUS FE % NEG FE % TOTAL BOM JARDIM A 10 (21,12) 23,82 5 (3,60) 11,90 27 (17,28) 64,28 42 CAMPOS I 11 (11,57) 47,82 5 (1,96) 21,73 7 (9,47) 30,45 23 ITAPERUNA G 15 (13,58) 55,55 2 (2,31) 7,42 10 (11,11) 37,03 27 NITERÓI F 16 (11,57) 69,56 0 (1,96) 0,00 7 (9,47) 30,44 23 N. FRIBURGO B,C,D 104 (84,96) 61,54 17 (14,48) 10,05 48 (69,56) 28,41 169 S.J.DA BARRA H 1 (7,54) 6,67 0 (1,28) 0,00 14 (6,18) 93,33 15 TERESÓPOLIS E 25 (31,67) 39,68 2 (5,39) 3,18 36 (25,94) 57,14 63 TOTAL 182 (182) 50,27 31 (31) 8,56 149 (149) 41,16 362 *PROP (Propriedades); POS (n° de positivos); SUS (n° de suspeitos); NEG (n° de positivos); FE (Freqüência esperada)
* (X2
= 6,34; P>0,05)
Prevalências elevadas também foram encontradas por MELO e FRANKE, (1997), que observaram uma prevalência de 40,7% na região da Grande Fortaleza, onde se concentra a maior parte da caprinocultura leiteira do Ceará.
SARAIVA NETO (1995), constatou uma prevalência de 17,6% (70/397) no Estado de Pernambuco, e 29,8% (615/2065) no Estado de São Paulo (FERNANDES, 1997). Em estudo sorológico de caprinos provenientes de criatórios de Minas Gerais, Rio de Janeiro, Bahia e Ceará (ASSIS, 1994) verificou a presença de anticorpos para lentivírus de pequenos ruminantes (LVPR) em 33,3% (205/615), 29,7% (30/101), 27,5% (211/768) e 12,8% (15/117) em Minas Gerais, Rio de Janeiro, Ceará e Bahia, respectivamente. No Estado do Riode Janeiro, constatou-se uma prevalência de 22,68% (22/97) em amostras de soro caprino coletadas no período entre 1982 e 1988 e de 20% (29/145) em soros coletados no período entre 1993 e 1994 (CUNHA e NASCIMENTO, 1995).
CUNHA e NASCIMENTO, (1995) observaram prevalência em propriedades no Estado do Rio de Janeiro variando de 0 a 66%. Essa grande variação no número de soropositivos por propriedade também foi observada no presente trabalho, variando de 6,66 a 72,0% (Figura 8). Observa-se ainda uma maior freqüência para o município de Nova Friburgo (61,54%)(Tabela 9), também confirmada por CUNHA e NASCIMENTO, (1995) que obtiveram 66,00% (4/6) de soropositivos nesse município.
Figura 8 – Prevalência de caprinos soropositivos nas 9 propriedades de municípios do Estado do Rio de Janeiro
Foi possível observar ainda que 100% das propriedades estudadas, com rebanhos caprinos, apresentaram animais soropositivos (Figura 8). Sendo assim, foram encontrados animais soropositivos em todas as mesorregiões estudadas: Norte Fluminense (propriedades H e I), Noroeste Fluminense (propriedade G) e Metropolitana (Propriedade F). ASSIS (1994) também verificou a presença do LVPR em 100% das propriedades estudadas, numa pesquisa realizada em quatro propriedades leiteiras em Minas Gerais, duas na Bahia e três no Ceará. SILVA et al., (2005) verificou que 57,1% das propriedades testadas no Rio Grande do Norte apresentaram animais positivos.
Propriedades Porcentagem (%)
A distribuição da freqüência de caprinos soropositivos entre as propriedades estudadas foi de 35,65 % nas propriedades grandes, 6,89 % nas propriedades médias e 7,73 % nas propriedades pequenas (Tabela 10). Essa maior prevalência em propriedades grandes sugere um maior contato com as fontes de transmissão do LVPR e, com isso, maior disseminação da lentivirose no plantel. Pode-se inferir ,também, que existe maior dificuldade na realização das medidas profiláticas, levando-se em conta o grande número de animais por propriedade.
Tabela 10 - Classificação das propriedades de caprinos em relação ao tamanho e a porcentagem de animais soropositivos
CATEGORIA Nº DE ANIMAIS PROPRIEDADE % DE ANIMAIS
SOROPOSITIVOS Propriedade pequena Até 80 animais F , H , I 7,73 Propriedade média 81 -- 150 animais A , G 6,89 Propriedade grande Acima de 150 animais B , C , D , E 35,65
Foi possível observar uma maior freqüência de caprinos soropositivos em propriedades com grande número de animais e que não realizavam nenhuma medida de profilaxia (escore 1) (Tabela 11).
Pelo teste de correlação linear, observou-se uma correlação positiva (r=0,991) entre o maior numero de caprinos soropositivos e a ausência da utilização de medidas de profilaxia (escore 1), bem como uma correlação, também positiva, (r=0,972) entre o menor número de caprinos positivos e a utilização de medidas de profilaxia (escore2). Medidas tais como o tratamento térmico do leite e colostro, substituição do leite caprino e ovino e a separação das crias imediatamente após o nascimento (Tabela 11). Essa correlação é confirmada por ADAMS et al., (1983) que demonstraram que a principal via de transmissão do LVPR em caprinos é via digestiva, através do colostro e leite contaminados.
