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MAIRA OLIVEIRA SILVA
ATIVIDADE ANTIOXIDANTE E COMPOSIÇÃO DE OLIGOSSACARÍDEOS EM SUBPRODUTO OBTIDO DO PROCESSAMENTO INDUSTRIAL DA GOIABA (Psidium guajava)
CAMPINAS 2015
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RESUMO
A goiaba (Psidium guajava L.), uma das frutas tropicais mais consumidas e utilizadas na indústria brasileira, é conhecida como fonte de compostos bioativos relacionados à prevenção de várias doenças no homem, sendo seu subproduto agroindustrial também vinculado a esse benefício. A proposta do presente trabalho foi fornecer dados sobre o subproduto obtido do processamento de goiaba da variedade Paluma, analisando-se distintas metodologias de extração e determinação da capacidade antioxidante dos compostos fenólicos presentes na matriz e identificando a presença de oligossacarídeos, importante prebiótico, bem como sua quantificação, destacando-se a importância de sua aplicação na alimentação. Dois tipos de extração – única com solução hidroetanólica 80% e sequencial com solução hidroacetônica 80% (fenólicos livres), hexano (fenólicos lipossolúveis) e acetato de etila (fenólicos conjugados) – foram utilizadas para a quantificação dos compostos fenólicos, flavonoides e taninos, sendo a avaliação da atividade antioxidante realizada por três ensaios antioxidantes DPPH – 2,2-difenil-1-picrilhidrazil, ABTS – ácido 2,2'-azinobis-3-etilbenzotiazolina-6-sulfonico e ORAC – capacidade de absorção de oxigênio radical. A identificação e quantificação dos oligossacarídeos foram realizadas em extratos obtidos por três mecanismos – shaker, ultra-turrax e ultrassom, avaliando-se o mecanismo mais eficiente na recuperação do composto. O subproduto agroindustrial se mostrou uma boa fonte de compostos fenólicos, sendo a extração sequencial de melhor eficiência na extração dos compostos fenólicos (0,56 mg EAG.g-1 – extração única e 2,60 mg EAG.g-1 – extração sequencial), refletindo na maior atividade antioxidante determinada pelos três ensaios quando comparada com a fruta. Os oligossacarídeos identificados nas amostras foram os FOS – fruto-oligossacarídeos (GF2, GF3 e GF4) e os MOS – malto-oligossacarídeos (G3, G4, G5, G6 e G7), sendo maior teor determinado na goiaba. O mecanismo de extração ultrassom mostrou ser o mais eficiente na recuperação dos oligossacarídeos nas amostras. O estudo indica que o subproduto agroindustrial da goiaba possui grande potencial antioxidante em extratos obtidos por processos sequenciais, merecendo atenção para aplicação em alimentos. As informações apresentadas de oligossacarídeos na goiaba e seu subproduto agroindustrial são uma boa base para um desenvolvimento de banco de dados de composição de alimentos, podendo ser melhores explorados por processo de otimização de extrações para melhor aproveitamento desse prebiótico e aplicação em alimentos.
Palavras-chave: frutas tropicais; subprodutos; compostos fenólicos; compostos bioativos,
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ABSTRACT
Guava (Psidium guajava L.), one of the most consumed tropical fruit and used in Brazilian industry, is known as a source of bioactive compounds related to the prevention of various diseases in humans and its agro-industrial by-product also linked to this benefit. The purpose of this study was to provide data on the by-product obtained from guava processing of the variety Paluma, analyzing different methodologies of extraction and determination of the antioxidant capacity of phenolic compounds present in the matrix and identifying the presence of oligosaccharides, important prebiotic and its quantification, highlighting the importance of its application in food. Two kinds of extraction – single with hydroethanol 80% solution and sequentially with hydroacetonic 80% solution (free phenol), hexane (soluble phenolic) and ethyl acetate (phenolic conjugates) - were used for the quantification of the phenolic compounds, flavonoids and tannins, and the evaluation of the antioxidant activity performed by three antioxidant assays (DPPH – 2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl, ABTS – 2,2′-Azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) and ORAC – oxygen radical absorbance capacity). The identification and quantification of the oligosaccharides were performed on extracts obtained by three mechanisms - shaker, ultra-rurrax and ultrasound, evaluating the most efficient mechanism to recover the compound. The agro-industrial by-product proved to be a good source of phenolic compounds, sequential extraction with an improved efficiency in extraction of phenolic compounds (0.56 mg EAG.g-1 - single extraction and 2.60 mg GAE.g-1 - sequential extraction), reflecting the increased antioxidant activity determined by the three tests when compared with fruit. Oligosaccharides identified in the samples were the FOS – fructooligosaccharides (GF2, GF3 and GF4) and MOS – maltooligosaccharides (G3, G4, G5, G6 and G7), higher specific content in guava. The extraction mechanism ultrasound showed to be the most efficient in the recovery of oligosaccharides in the samples. The study indicates that the agro-industrial by-product from guava has great potential antioxidant extracts obtained by sequential processes, deserving attention for application in food. The information presented oligosaccharides in guava and its agro-industrial by-product are a good basis for a database development of food composition and can be best exploited by extraction optimization process to better use of prebiotic and application in food.
Keywords: tropical fruits; by-products, phenolic compounds; bioactive compounds;
xi SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO ... 1 2. OBJETIVOS ... 3 2.1. Objetivo geral ... 3 2.2. Objetivos específicos ... 3 3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ... 5 3.1. Goiaba ... 5
3.1.1. Subprodutos agroindustriais do processamento da goiaba ... 8
3.2. Compostos Fenólicos ... 12
3.2.1. Flavonoides ... 17
3.2.2. Taninos ... 21
3.3. Atividade antioxidante ... 24
3.3.1. Métodos de determinação da atividade antioxidante ... 29
3.4. Oligossacarídeos ... 33
3.4.1. Fruto-oligossacarídeos ... 42
3.4.2. Malto-oligossacarídeo ... 50
4. MATERIAIS E MÉTODOS ... 53
4.1. Obtenção das amostras ... 53
4.2. Caracterização das amostras ... 53
4.2.1. Determinação do pH ... 53
4.2.2. Análise de acidez total titulável ... 54
4.2.3. Determinação de sólidos solúveis ... 54
4.3. Composição fenólica ... 54
4.3.1. Obtenção dos extratos ... 54
4.3.2. Determinação de fenólicos totais ... 55
4.3.3. Quantificação de flavonoides ... 56
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4.4. Ensaios antioxidantes in vitro ... 58
4.4.1. Atividade sequestradora do radical DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidrazil) ... 58
4.4.2. Atividade antioxidante pelo método de redução do radical ABTS [2,2´-azinobis(3-etilbenzotiazolina-6-ácido sulfônico)]... 58
4.4.3. Determinação da capacidade de absorção do radical oxigênio (ORAC)... 59
4.5. Análise de açúcares e oligossacarídeos... 60
4.5.1. Preparo dos extratos ... 60
4.5.2. Identificação e quantificação de açúcares e oligossacarídeos ... 60
4.6. Análise estatística ... 62
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ... 63
5.1. Caracterização das amostras ... 63
5.2. Composição fenólica ... 66
5.3. Ensaios de atividade antioxidante ... 74
5.3.1. Atividade sequestrante do radical livre DPPH ... 74
5.3.2. Atividade antioxidante pelo método ABTS ... 79
5.3.3. Ensaio da Capacidade de Absorção do Radical Oxigênio (ORAC) ... 82
5.3.4. Influência do tipo de extração na obtenção de compostos antioxidantes ... 86
5.3.5. Correlação entre compostos fenólicos e atividade antioxidante ... 90
5.4. Caracterização de açúcares e oligossacarídeos ... 93
5.4.1. Identificação e caracterização ... 93
5.4.2. Efeito dos mecanismos de extração de açúcares e oligossacarídeos ... 99
6. CONCLUSÕES ... 105
7. PERSPECTIVAS FUTURAS ... 107
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“Pois vos é necessária à perseverança para fazerdes a vontade de Deus e
alcançardes os bens prometidos.”
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DEDICATÓRIA
À minha família que sempre me incentivou para a realização dos meus ideais, encorajando-me a enfrentar todos os moencorajando-mentos difíceis da vida e a acreditar mais em mim. Com muito carinho, dedico a vocês, obrigada pela compreensão, apoio e contribuição para essa mais nova conquista na minha vida.
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AGRADECIMENTOS
À Deus pela presença constante, pela sabedoria, força e amor que tem me dado todos os dias, por ter ajudado a manter a fé nos momentos mais difíceis durante essa etapa.
À orientadora Gláucia Maria Pastore que me deu a oportunidade de fazer parte da sua equipe, me ouvindo e confiando em mim, meus sinceros agradecimentos ao seu olhar crítico e construtivo que me ajudaram na obtenção desse título.
Aos professores Solange Guidolin Canniatii-Brazzaca, Vera Sônia Nunes da Silva, Rosângela dos Santos e Raimundo Wilane de Figueiredo pela disponibilidade em avaliarem meu trabalho, contribuindo com sugestões e comentários valiosos para a sua melhoria.
Aos colegas do Laboratório de Bioaromas e Compostos Bioativos, Iramaia, Gustavo, Renata, Maysa, Verônica, Nadir, Ana Paula, Ana Stela, Dora e Débora que ouviram os meus desabafos, que me ajudaram nas dificuldades, que me passaram ensinamentos valiosos, que contribuíram com o enriquecimento das minhas análises e na minha vida acadêmica. Em especial, a Jane que com seu conhecimento em HPLC e oligossacarídeos me ajudou de forma excepcional com paciência e carinho, minha eterna gratidão; e ao Henrique que desde o início do mestrado esteve ao meu lado, me dando conselhos, tirando duvidas, orientando em certas análises e sendo um amigo em momentos bons e ruins, à você meu muito obrigada.
As amigas Arícia e Débora pelo convívio durante o mestrado, pelos ensinamentos, pelos desabafos e pelas risadas.
As meninas da república Sabrina, Gabriela Souza, Gabriela Silva, Bárbara, Gizele, Naara, Beatriz, Ana Cláudia, Ruth e Karol por esses dois anos de convivência, confidências, compreensões, sorrisos e aprendizados. Grata pelo acolhimento e a amizade formada.
À Tatiane, Tamires, Luiz Gustavo, Rafaela, Mariana, Natália e Suzan, amigos que desde a graduação provam que a distância não é um empecilho quando verdadeiros laços de amizade são formados. Grata pelos momentos especiais nos nossos reencontros, grata pela torcida e motivação de sempre.
Ao Instituto Federal de São Roque por ter permitido o meu deslocamento à Campinas para a realização do Mestrado, obrigada pela compreensão.
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Aos meus amigos de São Roque, Roseli, Tiago, Eddy, Milena, Thiago, Adriana, Herlison, Solema, Allan, Ricardo Rodriguez, Silvan, Janaína, Ramiéri, Marcos, Rafael, Elis, Ricardo Coelho, Daniela, Rodrigo, Diego, Nathália e Luiza que mostraram preocupação e carinho, me motivando em momentos difíceis, seja na vida pessoal, como profissional e acadêmica.
Aos meus amigos Suzan e Richtier que mesmo de longe contribuíram com sugestões, dando apoio e motivação.
À indústria De Marchi por fornecer as matérias-primas necessárias para a realização deste trabalho.
E em especial a minha família, meus pais Rubens e Maria Aparecida, irmãs Renata e Carolina e cunhados Adriano e Felipe que desde sempre acreditaram em mim, me incentivaram na realização dessa etapa, me deram broncas quando me sentia incapaz, me motivaram quando o desânimo vinha, oraram pela minha vida, se alegraram com minhas alegrias e me apoiaram em minhas conquistas, me mostrando sempre o verdadeiro sentido do amor. Sem vocês os obstáculos seriam bem mais difíceis de serem ultrapassados, sem vocês essa caminhada e conquista não teria o mesmo gosto de dever cumprido.
A todas as pessoas que de alguma forma contribuíram, meus sinceros agradecimentos.
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LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Fluxograma das rotas da síntese dos compostos fenólicos. (Fonte: Tiveron, 2010). ... 13 Figura 2. (A) Estrutura básica dos flavonoides e (B) Estrutura básica dos flavonoides com grupo carbonila no C-4. (Fonte: Huber & Rodriguez-Amaya, 2008). ... 18 Figura 3. Principais classes dos flavonoides. (Fonte: Huber & Rodriguez-Amaya, 2008). . 19 Figura 4. Estrutura genérica das maiores classes dos flavonoides. (Fonte: Balasundram, Sundram e Samman, 2006). ... 19 Figura 5. Estrutura de um tanino hidrolisável. (Fonte: Battestin, Matsuda e Macedo, 2008). ... 22 Figura 6. Estrutura de um tanino condensado. (Fonte: Martins, 2012). ... 22 Figura 7. Reação da vanilina com o tanino condensado. (Fonte: Martins, 2012). ... 24 Figura 8. Representação esquemática da estrutura química do DPPH e sua redução a radical DPPH•. (Fonte: Pazinatto, 2008). ... 30 Figura 9. Representação esquemática da estrutura química do composto ABTS. (Fonte: Pereira, 2009). ... 31 Figura 10. Monossacarídeos presentes nas estruturas de oligossacarídeos. (Fonte: Mussatto e Mancilha, 2007). ... 34 Figura 11. Representação química de processos de produção de oligossacarídeos. (Fonte: Mussatto e Mancilha, 2007, adaptada). ... 41 Figura 12. Estrutura química dos principais fruto-oligossacarídeos: (A)1-kestose, (B) nistose e (C) frutofuranosil nistose. (Fonte: Tuohy et al., 2005). ... 44 Figura 13. Subprodutos agroindustriais da goiaba “Paluma” após lavagem e separação. ... 63 Figura 14. Aspecto visual da goiaba in natura e do subproduto agroindustrial antes da etapa de liofilização (A) e (B), respectivamente e, após a etapa de liofilização e moagem (C) e (D), respectivamente. ... 66 Figura 15. Curva analítica – (A) ácido gálico padrão de referência (n=7) para o cálculo do teor de compostos fenólicos; (B) catequina padrão de referência (n=9) para o cálculo do teor de flavonoides e (C) catequina padrão de referência (n=8) para o cálculo do teor de taninos. ... 67 Figura 16. Curva analítica do Trolox padrão de referência (n = 11) para capacidade antioxidante de sequestro do radical DPPH ABTS e seu coeficiente de correlação linear (R²). ... 76
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Figura 17. Atividade antioxidante (%) dos extratos de goiaba in natura e subproduto agroindustrial da goiaba na concentração 3,33 mg.mL-1, em base fresca, pelo método do sequestro do radical livre DPPH (média ± desvio padrão, mínimo n = 3). ... 78 Figura 18. Curva analítica do Trolox padrão de referência (n = 8) para capacidade antioxidante de sequestro do radical ABTS e seu coeficiente de correlação linear (R²). ... 80 Figura 19. Curva analítica do Trolox padrão de referência (n = 9) para capacidade antioxidante determinada pelo ensaio ORAC hidrofílico (A) e lipofílico (B) e seus respectivos coeficientes de correlação linear (R²). ... 82 Figura 20. Área de decaimento da intensidade dos extratos em relação ao branco no ensaio ORAC para compostos fenólicos hidrofílicos e lipofílicos. ... 84 Figura 21. Teor de (A) compostos fenólicos e (B) flavonoides (C) taninos e atividade antioxidante pelos ensaios (D) DPPH, (E) ABTS e (F) ORAC em goiaba in natura e subproduto agroindustrial de goiaba, em base fresca (média ± desvio padrão, mínimo n = 3). ... 88 Figura 22. Perfil HPLC ilustrando os mono- e dissacarídeo na goiaba in natura (A) e seu subproduto agroindustrial (B) e oligossacarídeos na goiaba in natura (C) e seu subproduto agroindustrial (D) extraídos pelo mecanismo Ultrassom: GF2: 1-kestose, GF3: nistose, GF4: 1F-β fructofuranosylnystose, G3: maltotriose, G4: maltotetriose, G5: maltopentaose, G6: maltohexaose, G7: maltoheptaose. ... 94 Figura 23. Teor de (A) açúcares (glicose, frutose e sacarose) e (B) oligossacarídeos em goiana in natura e subproduto agroindustrial de goiaba de acordo com os mecanismos de extração. ... 102
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LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Valores nutricionais por 100 g da parte comestível de goiaba ... 7
Tabela 2. Usos medicinais de subprodutos da goiaba Psidium guajava ... 11
Tabela 3. Classificação dos compostos fenólicos segundo o esqueleto principal ... 14
Tabela 4. Fontes de alguns flavonoides presentes em vegetais ... 20
Tabela 5. Exemplos de oligossacarídeos e suas composições ... 36
Tabela 6. Micro-organismos anaeróbicos predominantes no cólon humano ... 37
Tabela 7. Compostos prebióticos do grupo dos oligossacarídeos ... 42
Tabela 8. Exemplos de fontes de fruto-oligossacarídeos e seus teores expressos em porcentagem (base fresca) ... 43
Tabela 9. Exemplos de aplicações do FOS em produtos alimentícios e suas funcionalidades ... 46
Tabela 10. Características físico-químicas da goiaba in natura “Paluma” e do seu subproduto agroindustrial ... 64
Tabela 11. Valores de umidade, rendimento e matéria seca da goiaba in natura e do subproduto agroindustrial após o processo de liofilização ... 65
Tabela 12. Teor de compostos fenólicos, flavonoides e taninos condensados de goiaba in natura e subproduto agroindustrial de goiaba, expressa em base fresca ... 68
Tabela 13. Valor do IC50 (mg.mL-1) dos extratos de goiaba in natura e subproduto agroindustrial da goiaba, expressa em base fresca ... 75
Tabela 14. Atividade antioxidante dos extratos de goiaba in natura e subproduto agroindustrial da goiaba, expressa em base fresca, pelo método do sequestro do radical livre DPPH•... 77
Tabela 15. Atividade antioxidante dos extratos de goiaba in natura e subproduto agroindustrial de goiaba, expressa em base fresca, pelo método ABTS ... 80
Tabela 16. Atividade antioxidante dos extratos de goiaba in natura e subproduto agroindustrial de goiaba pelo ensaio ORAC, expressos em µmol TE.g–1, em base fresca .. 83
Tabela 17. Coeficiente de correlação linear de Pearson (r²) entre os compostos fenólicos e flavonoides e os ensaios de atividade antioxidante de goiaba in natura e seu subproduto .. 91
Tabela 18. Coeficiente de correlação linear de Pearson (r²) entre os ensaios de atividade antioxidante de goiaba in natura e seu subproduto agroindustrial ... 92
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Tabela 19. Composição de mono- e dissacarídeo em goiaba in natura e subproduto agroindustrial de goiaba, expressa em base seca, obtidos por diferentes mecanismos de extrações ... 95 Tabela 20. Composição de oligossacarídeos em goiaba in natura e subproduto agroindustrial de goiaba, expressa em base seca, obtidos por diferentes mecanismos de extrações ... 98
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LISTA DE ABREVIATURAS
ABTS: acido 2,2'-azinobis-3-etilbenzotiazolina-6-sulfonico AGCC: Ácidos graxos de cadeia curta
ANVISA: Agência Nacional de Vigilância Sanitária AOAC: Association of Official Analytical Chemists ATT: Acidez total
CF: Compostos fenólicos
CLAE-TI: Cromatografia Líquida de Alta Eficiência acoplada em sistema de troca iônica Cr: Espécie mineral cromo
Cu: Espécie mineral cobre Cu+: Íon cuproso
DNA: Ácido desoxirribonucleico DP: Grau de polimerização DPPH: 2,2-difenil-1-picrilhidrazil EAG: Equivalente de ácido gálico
ECFC: Extrato de compostos fenólicos conjugados ECFL: Extrato de compostos fenólicos livres
ECFSH: Extrato de compostos fenólicos solúveis em hexano (lipossolúveis) EE: Extrato em solvente hidroetanólico
ES: Processo de extração sequencial de compostos fenólicos
EU: Processo de extração única (apenas um solvente) de compostos fenólicos FAO: Organização das Nações Unidas para agricultura e alimentação
Fe: Espécie mineral ferro Fe2+: Íon ferroso
FL: Flavonoides
FOS: Fruto-oligossacarídeo
HDL: Lipoproteína de alta densidade H2O2: Radical peróxido de hidrogênio HO2•: Radical hidroperóxido
xxiv IAL Instituto Adolfo Lutz
IC50: Concentração mínima da substancia antioxidante necessária para reduzir em 50% a concentração inicial do DPPH.
LDL: lipoproteína de baixa densidade Mn: Espécie mineral manganês MOS: Malto-oligossacarídeo NO•: Radical óxido nitroso
NO2•: Radical dióxido de nitrogênio O2•-: Radicalsuperóxido
OH•: Radical hidroxila
OND: Oligossacarídeos não digeríveis OONO-: Radical peroxinitrito
ORAC: Capacidade de Absorção de Oxigênio Radical pH: Potencial Hidrogeniônico
RNOS: Espécies reativas de nitrogênio ROS: Espécies reativas de oxigênio RS•: Radicais derivados de tióis SK: Shaker
SST: Sólidos solúveis totais TC: Taninos condensados TE: Trolox
TEAC – Capacidade antioxidante equivalente ao Trolox
TROLOX – 6-hidroxi-2,5,7,8-tetrametilcromo-2-acido carboxilico US: Ultrassom
UT: Ultra-Turrax
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1. INTRODUÇÃO
A comprovação de que dietas ricas em frutas contribuem na prevenção de doenças como as cardiovasculares e os cânceres tem se tornado mais expressiva em estudos científicos, despertando o interesse pela identificação de novas fontes de origem vegetal com compostos bioativos com efeitos benéficos para aumento do consumo das frutas.
O Brasil, após a China e a Índia, se encontra entre os maiores produtores mundiais de frutas. Ocupando a terceira posição no rancking, possui produção anual de mais de 41 milhões de toneladas, representando quase 5,7% da produção mundial (ANDRADE, 2010).
Dentre as frutas tropicais mais produzidas nacionalmente se destaca a goiaba da variedade Paluma (GOUVEIA et al., 2004; ARSHIYA, 2013) da espécie Psidium guajava L. (PEREIRA et al., 2005), que além de ser consumida na sua forma in natura apresenta uma gama de aplicações na indústria alimentícia, podendo ser encontrada na forma desidratada, servir de base para o preparo de polpa, geleia, xaropes, doces, bebidas, sorvetes entre outras aplicações.
A goiaba apresenta excelente valor nutricional, sendo fonte de vitaminas C, A, E, do complexo B (ácido pantotênico e niacina) (PEREIRA, 2009), de minerais como cálcio, fósforo e ferro (TEIXEIRA et al., 2006; ROBERTO, 2012; ARSHIYA, 2013), e compostos bioativos relacionados à prevenção de doenças como carotenoides entre eles licopeno e compostos fenólicos, tais como taninos, flavonoides, óleos essenciais, álcoois sesquiterpenoides e ácidos triterpenoides (NASCIMENTO; ARAÚJO; MELO, 2010; BARBALHO et al., 2012).
Do processamento da goiaba há a geração de um alto volume de resíduos, conhecidos como subproduto, o qual é constituído basicamente por sementes, bagaços e cascas (MANTOVANI et al., 2004; SOUSA, 2009). Esses subprodutos quando destinados de forma inadequada contribuem com problemas ambientais globais tais como contaminação do solo, do ar e dos recursos hídricos superficiais e subterrâneos.
Assim, como a fruta in natura, os subprodutos apresentam em sua composição vitaminas, minerais, fibras e compostos bioativos como antioxidantes, podendo assim ser utilizados para a suplementação na alimentação humana (SOUSA; VIEIRA; LIMA, 2011). No entanto, os estudos sobre os compostos com propriedades funcionais presentes nos subprodutos do processamento da goiaba ainda são limitados, sendo o maior foco nos
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compostos com capacidade antioxidante (MELO, 2010; NASCIMENTO, 2010; SOUSA; VIEIRA; LIMA, 2011; MARTÍNEZ et al., 2012).
Outro composto bioativo enfatizado em estudos científicos são os oligossacarídeos. Encontrados nas plantas, atua como açúcares de reserva em sementes e tubérculos, sendo utilizados durante o crescimento das plantas (VERNAZZA; RABIU; GIBSON, 2006).
Os oligossacarídeos são compostos de cadeia relativamente pequena com baixo grau de polimerização (DP 2 a 10) (ROBERFROID; SLAVIN, 2000), que por apresentarem em sua estrutura ligações do tipo β presentes nos carbonos anoméricos (C1 ou C2) entre seus monossacarídeos não podem ser clivados pelas enzimas digestivas humanas (MARTIN; BURKERT, 2009), sendo, portanto, fermentados pela microflora presente no intestino grosso, refletindo em benefícios à saúde humana.
Desse modo, este composto bioativo não digerível tem sido aplicado na produção de alimentos, cosméticos, e produtos farmacêuticos (MUSSATTO; MANCILHA, 2007) devido às funcionalidades atribuídas a ele como efeitos bifidogênicos, redução do risco de osteoporose, aumento da absorção de minerais, prevenção de aterosclerose por meio da redução da síntese de triglicerídeos e redução das concentrações plasmáticas de colesterol (JOVANOVIC-MALINOVSKA, KUZMANOVA, WINKELHAUSEN, 2014).
Apesar de existir pesquisas que identificaram e quantificaram oligossacarídeos em alguns alimentos de origem vegetal, poucos estudos são encontrados em frutas e, principalmente, em seus subprodutos, sendo a goiaba uma delas.
Assim, verifica-se a importância de mais estudos que envolvam frutas a fim de despertar o interesse pelo maior consumo destas, visto o papel que representam na dieta humana e, também a necessidade de investigações científicas e tecnológicas mais profundas que possibilitem a utilização dos seus subprodutos agroindustriais como fontes de extração de fitoquímicos ou aplicação em produção de alimentos de forma eficiente, econômica e segura.
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2. OBJETIVOS
2.1. Objetivo geral
Fornecer novos dados sobre o subproduto obtido do processamento de goiaba vermelha da variedade Paluma e sobre sua importância na aplicação de produtos alimentícios.
2.2. Objetivos específicos
Quantificar os compostos fenólicos, flavonoides e taninos condensados por dois métodos de extração – único solvente e extração sequencial (fracionado), determinando o método mais eficiente;
Avaliar a capacidade de sequestrar radicais livres dos extratos do subproduto do processamento da goiaba e da fruta in natura por três ensaios – DPPH, ABTS e ORAC;
Identificar e quantificar, com auxílio de padrões analíticos, os oligossacarídeos presentes no subproduto da goiaba vermelha bem como na fruta in natura para fins comparativos, por cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC), em coluna de troca iônica;
Realizar a extração de oligossacarídeos por três métodos de mecanismo (shaker, ultrassom e ultra-turrax), a fim de se avaliar o efeito sobre a extração de oligossacarídeos nas amostras;
Mostrar que o subproduto do processamento da goiaba vermelha, assim como a fruta, pode apresentar um conteúdo de compostos bioativos significativo, podendo ser aplicado como ingrediente funcional.
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3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1. Goiaba
Com origem na América tropical, possivelmente entre o México e o Peru (NASCIMENTO, 2010), a goiaba (Psidium guajava L.), pertencente à família Myrtaceae (PEREIRA et al., 2005; SANTOS, 2011), abrange mais de 130 gêneros e 3600 espécies difundidas principalmente nos trópicos e subtrópicos (HAIDA et al., 2011).
A goiabeira é uma árvore de médio porte (cerca de 10 metros de altura) (GUTÍERREZ; MITCHELL; SOLIS, 2008). O fruto é uma baga, que consiste de casca, polpa carnuda e sementes pequenas, brancas e duras distribuídas desuniformemente na região central da polpa (JIMÉNEZ-ESCRIG, 2001; ARSHIYA, 2013). Comumente possui 5 centímetros de diâmetro (GUTIÉRREZ; MITCHELL; SOLIS, 2008) e de 4 a 12 centímetros de comprimento, sendo o seu formato redondo ou oval. O fruto apresenta aroma peculiar semelhante à casca de limão, porém menos acentuado. A polpa com sabor de doce a azedo apresenta coloração de quase branca à rosa escuro/vermelha, já a casca apresenta sabor de amargo a doce e textura áspera (ARSHIYA, 2013).
A produção mundial da goiaba gira em torno de 500 mil toneladas por ano (MELO, 2010), com grande distribuição e importância no comércio internacional e na economia interna de mais de 50 países das áreas tropicais e subtropicais (SENA, 2008), sendo produzida, principalmente, em países da América Latina destacando-se o Brasil, a Colômbia, o México e a Venezuela (MELO, 2010).
Sua importância se deve mais a fatores como bom valor nutricional, boa aceitação da fruta in natura (UCHÔA, 2007), diversidade na aplicação em produtos alimentícios (como suco, néctar, polpa, compota, desidratados, xarope e sorvete) (GOUVEIA et al. 2004; ARSHIYA, 2013) e excelente adaptação em climas adversos (UCHOA, 2007).
No Brasil, a goiaba se destaca dentre as frutas tropicais, sendo uma das mais cultivadas, o que coloca o país na posição de um dos maiores produtores mundiais da fruta (NASCIMENTO; ARAÚJO; MELO, 2010), ocupando o 4º lugar do rancking, seguindo Índia, Paquistão e México (POMMER; MURAKAMI; WATLINGTON, 2006).
Com plantação concentrada nas regiões Sudeste e Nordeste do Brasil (NASCIMENTO, 2010), a sua aplicação em produção de polpa congelada para indústrias
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de suco e produção de doces como sorvetes e geleias tem se intensificado (SENA, 2008). E devido às condições climáticas e do solo brasileiro serem favoráveis ao cultivo da goiabeira, além do ótimo valor nutricional, a tendência de melhorar o desenvolvimento da produção agrícola e, consequentemente, aumentar a produção da fruta, leva a expansão da atividade industrial e aumento do potencial de exportação (SANTOS, 2011).
A goiaba vermelha da variedade “Paluma” (P. guajava var pomifera) e a branca da variedade “Kumagai” (P. guajava var pyrifera) (HAIDA et al., 2011; BARBALHO et al. 2012) são as variedades de maior produção e destaque no Brasil, no entanto, por ser mais nobre e apreciável pelo paladar, além de ter maior utilidade na aplicação de alimentos, a goiaba vermelha tem produção predominante (PEREIRA, 2009).
O volume de produção de goiaba no Brasil é de cerca de 316 mil toneladas plantada em uma área de aproximadamente 15 mil ha (RAMOS et. al., 2011). O estado de São Paulo como maior produtor detém cerca de 40% da produção brasileira de goiaba, correspondendo a 35 mil toneladas por ano da fruta. Nos municípios de Vista Alegre do Alto, Monte Alto e Taquaritinga, responsáveis pela maior produção da fruta, se concentram as maiores agroindústrias processadoras de goiaba, onde 70% da produção se destinam à industrialização (NATALE et al., 2011), pois o processamento da goiaba é uma forma de agregar valor econômico à fruta, levando a minimização de desperdícios e perdas que naturalmente ocorrem durante a comercialização da fruta in natura.
O conhecimento das características nutricionais da goiaba ainda é escasso. A goiaba é uma fruta rica em vitaminas como ácido ascórbico (teor no mínimo quatro vezes superior ao da laranja) (PEREIRA, 2009), vitamina A, E, do complexo B (ácido pantotênico e niacina), além de ser fonte de minerais como cálcio, fósforo, e ferro (PEREIRA et al. 2005; TEIXEIRA et al., 2006; ROBERTO, 2012; ARSHIYA, 2013), selênio, cobre e magnésio (UCHOA, 2007), e fibras (TEIXEIRA et al., 2006).
A Tabela 1 apresenta a composição centesimal, de minerais e de vitaminas por 100 g de goiaba (TACO-UNICAMP, 2006).
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Tabela 1. Valores nutricionais por 100 g da parte comestível de goiaba
Nutriente Teor Nutriente Teor
Umidade 85 g Fósforo 15 mg
Proteína 1,1 g Ferro 0,2 mg
Lipídeos 0,4 g Sódio Traço
Carboidrato 13 g Potássio 198 mg
Fibra alimentar 6,2 g Cobre 0,04 mg
Cinzas 0,5 g Zinco 0,1 mg
Magnésio 7 mg Riboflavina Traço
Manganês 0,09 mg Piridoxina 0,03 mg
Fonte: TACO-UNICAMP, 2006.
O consumo da fruta, principalmente em sua forma in natura, é indicado em dietas por possuir baixo teor de açúcar e gordura. E devido os seus nutrientes e compostos bioativos, a goiaba traz benefícios à saúde humana, sendo o carotenoide licopeno (goiaba vermelha) o composto de maior interesse, visto que está relacionado à prevenção de diversos tipos de câncer (UCHOA, 2007), principalmente o de próstata bem como de doenças cardiovasculares (PEREIRA, 2009).
Além dos carotenoides outros compostos fitoquímicos contribuem com a ação benéfica à saúde do consumo da goiaba. A fruta é rica em compostos fenólicos, tais como taninos, flavonoides, óleos essenciais, álcoois sesquiterpenoides e ácidos triterpenoides, os quais por suas propriedades antioxidantes estão relacionados à prevenção de doenças crônicas degenerativas não transmissíveis (NASCIMENTO; ARAÚJO; MELO, 2010; BARBALHO et al., 2012).
E é devido à presença desses compostos bioativos que o consumo regular de goiaba está relacionado a tratamentos de várias doenças e sintomas tais como disenteria, diarreia, cólicas, enterite, infecções amebianas, arritmias e algumas doenças cardíacas, infecções de ouvido e olho, gota, malária, úlcera, depressão, tosse, hipertensão, ansiedade, convulsões e dores menstruais (KUMAR, 2012).
No entanto, parte dos compostos responsáveis por tais benefícios à saúde humana não são aproveitados por serem descartados durante o processamento industrial da goiaba.
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3.1.1. Subprodutos agroindustriais do processamento da goiaba
O crescimento populacional bem como a concentração da população em centros urbanos tem refletido no aumento da demanda por alimentos (NATALE et al., 2011). Consequentemente, as atividades agroindustriais têm se intensificado, levando a um aumento da geração de resíduos agroindustriais (MENDES, 2013).
O termo resíduo, no âmbito alimentício, pode ser definido como qualquer componente não considerado produto ou matéria-prima dentro da especificação oriundo do processamento de matérias-primas na agroindústria (SANTOS, 2011).
De acordo com as características físico-químicas, os resíduos alimentícios são classificados como resíduos sólidos molhados e orgânicos, respectivamente, podendo ser de origem domiciliar, industrial e agrícola. A norma NBR 10.004 - Resíduos Sólidos (2004), redigida pela ABNT (Associação Brasileira de Normas Técnicas), também classifica os resíduos em três classes distintas: classe I - perigosos, classe II – não inertes e classe III – inertes, sendo os resíduos de alimentos enquadrados na classe II por não oferecerem periculosidade, apesar de não serem inertes, pois podem apresentar propriedades como biodegradabilidade ou solubilidade em água (KRAEMER, 2005).
Grande parte dos resíduos gerado em indústrias, comércio e domicílios é direcionada para aterros sanitários (NATALE et al., 2011). Estes resíduos frequentemente são caracterizados como poluidores ambientais, podendo o seu mau gerenciamento e direcionamento implicar na gravidade de problemas ambientais (SOUSA, 2009), por serem fontes de contaminação do solo, do ar e dos mananciais hídricos superficiais e subterrâneas (KRAEMER, 2005). Contudo, os resíduos possuem em suas composições importantes nutrientes que são depreciados durante o descarte, refletindo na perda de biomassa e de nutrientes (SOUSA, 2009).
Os estabelecimentos geradores de resíduos são obrigados a realizar o gerenciamento, o transporte, o tratamento e a destinação final adequada dos mesmos. Nesse contexto, a busca por ações de controle e soluções como reaproveitamento dos resíduos como subprodutos a fim de reduzir os possíveis impactos ao ambiente e aproveitar as propriedades tecnológicas, nutricionais e funcionais destes resíduos tem se intensificado (KRAEMER, 2005).
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O reaproveitamento dos subprodutos agroindustriais, além de favorecer o meio ambiente, beneficia as indústrias processadoras por reduzir o volume total de resíduos, minimizar os gastos operacionais e gerar, possivelmente, uma nova formulação alimentar para indústria (SANTOS, 2011) e pode agregar valor a algum produto da indústria (ROBERTO, 2012), sendo uma excelente alternativa para as indústrias alimentícias.
O Brasil é um dos países que mais produz subprodutos agroindustriais. No processamento das frutas, sementes, parte da fração da pele/casca e da polpa oriundos do despolpamento ou de outras etapas físicas são descartados (NASCIMENTO; ARAÚJO; MELO, 2010). Estudos comprovam que a maior parte dos nutrientes se concentram nas cascas e sementes das frutas (SOUSA et al., 2011), os quais poderiam ser aplicados para o desenvolvimento de novos produtos alimentícios como biscoitos, bolos e barras de cereais (SOUSA; VIEIRA; LIMA, 2011). Contudo, os componentes presentes nas frutas e suas propriedades devem ser melhores estudadas para que haja o aproveitamento adequado do subproduto (SANTOS, 2011).
No caso da goiaba utilizada na indústria processadora, após as etapas de despolpamento e de lavagem com água clorada, o subproduto gerado é composto por uma mistura constituída por sementes, principalmente, bagaços e cascas, na proporção de 4 a 12% da massa total dos frutos (MANTOVANI et al., 2004; SOUSA, 2009). A etapa de corte também gera os subprodutos cascas e sementes (SANTOS, 2011). Estima-se que de cerca de 202 mil toneladas por ano de goiaba processadas, 6% corresponde a sementes, o que representa, aproximadamente, 12 mil toneladas de subprodutos por ano (SANTOS, 2011).
Assim como a goiaba in natura, o subproduto da goiaba apresenta composição química com vários nutrientes – 8,6-10,90% de proteína bruta, 43,44 – 61,25% fibra bruta e 48,81 – 81,95% de fibra detergente neutro (LIRA et al., 2011).
O subproduto da goiaba é considerado um resíduo com alto índice de fibra alimentar e fibra bruta. Uchoa et al. (2008) analisando bagaço de goiaba (sementes e cascas), transformados em pós alimentícios, encontraram 39,56% de fibra bruta total e 24,46% de fibra alimentar, representando 61,83% da fibra bruta total do subproduto de goiaba, o que permite considerar o bagaço de goiaba como um alimento de elevado teor de fibra alimentar, visto que de acordo com a Portaria nº27, de 13 de janeiro de 1998
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(BRASIL, 1998) para um alimento ser considerado com alto teor de fibras deve possuir no mínimo 6 g de fibra por 100 g de produto pronto.
Além de fibras, o subproduto de goiaba também contém minerais que contribui com sua utilização. Fernandes et al. (2002) analisando subproduto da goiaba determinou 17, 2 e 3 g.kg-1 de N, P e K, respectivamente (MANTOVANI et al., 2004).
A Tabela 2 mostra algumas aplicações medicinais que se encontram associadas às folhas, cascas e sementes da goiaba. A explicação para as propriedades citadas se deve a presença significativa de fitoquímicos com potencial antioxidante como os compostos fenólicos não só na polpa da goiaba como nas folhas, cascas e sementes da fruta (MELO, 2010). Sousa, Vieira e Lima (2011) encontraram no subproduto da goiaba teores fenólicos igual a 46,77 e 24,63 mg.100 g-1, expressos em ácido gálico, em extrato hidroalcoólico e aquoso, respectivamente.
Segundo Naczk e Shahidi (2004) a eficiência da extração dos compostos fenólicos nos vegetais depende de alguns fatores como natureza química dos fitoquímicos e solventes; o método de extração utilizado e solvente; o tamanho da amostra de partícula; o tempo e as condições de armazenamento; e a presença de substâncias interferentes. Além disso, os fenólicos podem ser encontrados complexados com hidratos de carbono, proteínas e outros nutrientes presentes nos vegetais ou estar em sua forma insolúvel na matriz.
A solubilidade depende de características dos compostos fenólicos como polaridade dos polifenóis presentes na amostra, grau de polimerização e interação com outros constituintes no vegetal (NACZK; SHAHIDI, 2004; NASCIMENTO, 2010). Nascimento, Araújo e Melo (2010) avaliando a eficiência de extração de fenólicos em subproduto da goiaba com diferentes solventes – hidroacetônico, hidrometanólico, hidroetanólico e aquoso – encontraram 5.317,27; 2.176,46; 514,23 e 498,80 mg.100 g-1, respectivamente.
Certos subprodutos de frutas apresentam teores de compostos fenólicos superiores ao da polpa (NASCIMENTO, 2010). De acordo com os pesquisadores Hassimotto, Genovese e Lajolo (2005), na polpa de goiaba vermelha encontram-se cerca de 124 mg.100g-1 de fenólicos, na casca da fruta em torno de 420 mg.100g-1 e nas sementes 250,53 mg.100g-1. Reforçando a necessidade de utilização dos subprodutos de goiaba na alimentação humana por apresentarem compostos bioativos com poder antioxidante.
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Tabela 2. Usos medicinais de subprodutos da goiaba Psidium guajava Tipo de
resíduo
Ação Referências
Folhas
Tratamentos respiratórios, hipertensão, obesidade, diabete, antiespasmódico, anti-inflamatório, sedativo para a tosse, anticancerígenas
Barbalho et al., 2012
Antibacterial, analgésico, Lozoya et al., 2002 Tratamento de aftas Mailoa et al., 2013
Tratamento de gastroenterite e disenteria Lozoya et al., 2002; Gutiérrez,Mitchell, Solis, 2008; Barbalho et al., 2012 Tratamento para diarreias Lozoya et al., 2002; Gutiérrez,Mitchell,
Solis, 2008; Barbalho et al., 2012; Kumar, 2012; Mailoa et al., 2013 Tratamento de dor reumática, úlcera e dor
de dente
Tratamento malária, inflamações nos rins, dores menstruais, tosses, alergias, hemorragia uterina
Gutiérrez, Mitchell, Solis, 2008; Kumar, 2012
Atividade antioxidante Melo, 2010
Cascas
Tratamento de leucorréia, de cólera asiática e de úlceras externas;
Okamoto, 2010
Atividade antifúngica Gutiérrez ,Mitchell, Solis, 2008; Richard, Joshua, Philips, 2013
Atividade antibacteriana Rahim et al., 2010, Richard, Joshua, Philips, 2013
Tratamento de diarréia, distúrbios gastrointestinais
Gutiérrez, Mitchell, Solis, 2008; Okamoto, 2010; Barbalho et al., 2012; Richard, Joshua, Philips, 2013
Dores de dente, resfriados e inchaço Richard, Joshua, Philips, 2013 Problemas respiratórios, hipertensão,
obesidade, diabete, antiespasmódico, anti-inflamatório, sedativo para a tosse, anticancerígenas
Cicatrização de feridas
Barbalho et al., 2012
Kumar, 2012
Atividade antioxidante Hassimotto, Genovese, Lajolo, 2005; Melo et al., 2008; Nascimento, Araújo, Melo, 2010
Sementes
Tratamentos gastrointestinais, antialérgica, anticarcinogênico, antiglicêmico
Barbalho et al., 2012
Antimicrobiana Pelegrini et al., 2008; Castro-Vargas et al., 2010; Barbalho et al., 2012
Atividade antioxidante Guo et al., 2003; Castro-Vargas et al., 2010; Melo, 2010
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O teor de carboidratos em subproduto da goiaba (27,98%) (SOUSA et al., 2011) também é superior ao da polpa (13%) (TACO-UNICAMP, 2006). Dentre os carboidratos destacam-se os oligossacarídeos, classificados como carboidratos não digeríveis. Estes compostos glicosídicos formados por poucos resíduos de monossacarídeos (SLAVIN, 2007), além de conferirem propriedades tecnológicas aos alimentos, têm merecido destaque pela ação prebiótica que permite que sejam aplicados na produção de alimentos, cosmético e em produtos farmacêuticos (MUSSATTO; MANCILHA, 2007).
Apesar de existir pesquisas que identificaram e quantificaram oligossacarídeos em alimentos de origem vegetal como alcachofra, cebola, alho e chicória (VERNAZZA; RABIU; GIBSON, 2006; MUSSATTO; MANCILHA, 2007), poucos estudos são encontrados em frutas e nenhum em seus subprodutos, sendo a goiaba uma delas.
Alimentos de origem vegetal fontes de oligossacarídeos não digeríveis (OND) além de possuírem custo de aquisição mais barato quando comparado com produtos industrializados, proporcionam a ingestão variada de OND combinados com outros nutrientes, como fenólicos, vitaminas e minerais (JOVANOVIC-MALINOVSKA; KUZMANOVA; WINKELHAUSEN, 2014).
3.2. Compostos Fenólicos
Devido à funcionalidade dos compostos fenólicos sobre a saúde humana, o interesse por alimentos de origem vegetal fontes destes compostos tem crescido anualmente.
Os compostos fenólicos são produtos aromáticos do metabolismo secundário dos vegetais (BALASUNDRAM; SUNDRAM; SAMMAN, 2006). Por serem sintetizados durante as fases de desenvolvimento e em condições de estresse (ferimentos, infecções, radiações UV, injúrias e, entre outros), são essenciais no desenvolvimento e reprodução, na promoção de ação antipatogênica nas plantas, na produção de pigmentação (NACZK; SHAHIDI, 2004; ANGELO; JORGE, 2007), na síntese de lignina e na formação de características sensoriais e nutricionais dos vegetais (SOUSA, 2009).
O termo “fenólico” envolve um grupo de compostos que possui como característica comum pelo menos um anel aromático e hidroxilas nas formas simples ou de polímeros como substituintes (MENDONÇA et al., 2003; ANGELO; JORGE, 2007, PRADO, 2009), sendo derivados de fenilalanina e tirosina (NACZK; SHAHIDI, 2004).
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Dentro do grupo dos fenólicos encontram-se os compostos fenóis simples, ácidos fenólicos (benzoico e derivados do ácido cinâmico), flavonoides, taninos hidrolisáveis e condensados, cumarinas, estilbenos, lignanas e ligninas (NACZK; SHAHIDI, 2004), os quais se encontram na natureza em pequena ou grande escala, sendo os flavonoides e derivados e os ácidos fenólicos de grande escala (PRADO, 2009).
Os compostos fenólicos podem ser encontrados na forma livre ou conjugada, sendo a maior parte conjugado com mono e polissacarídeos, ligado a um ou mais dos grupos fenólicos (BALASUNDRAM; SUNDRAM; SAMMAN, 2006).
A síntese dos compostos fenólicos pelas plantas pode ser de duas maneiras: por ácido chiquímico (participa da biossíntese da maioria dos fenóis vegetais) e por ácido malônico (Figura 1) (TIVERON, 2010).
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Os fenólicos fazem parte do complexo grupo de fitoquímicos, com mais de 8.000 estruturas conhecidas que podem ser divididas em várias classes de acordo com o esqueleto carbônico dos fitoquímicos (MELO et al., 2008). Na Tabela 3 é apresentada a classificação segundo o esqueleto da cadeia principal dos fenólicos.
Tabela 3. Classificação dos compostos fenólicos segundo o esqueleto principal
Esqueleto básico Classe de compostos
C6 C6-C1
Fenóis simples, benzoquinonas Ácidos fenólicos
C26-C2 Acetofenonas e ácidos fenilacéticos
C6-C3 Fenilpropanóides: ácidos cinâmicos e compostos análogos, fenilpropenos, cumarinas, isocumarinas e cromonas
C6-C4 Naftoquinonas
C6-C1-C6 Xantonas, benzofenonas
C6-C2-C6 Estilbenos, antraquinonas C6-C3-C6 Flavonóides, isoflavonóides e chalconas
(C6-C3)2 Lignanas (C6-C3-C6)2 Diflavonóides (C6)n Melaninas vegetais (C6-C3)n Ligninas (C6-C1)n Taninos hidrolisáveis (C6-C3-C6)n Taninos condensados Fonte: Tiveron, 2010.
As concentrações dos compostos fenólicos nos vegetais variam de acordo com o gênero, a espécie, a cultivar (BALASUNDRAM; SUNDRAM; SAMMAN, 2006), as condições climáticas, a germinação, o estágio de maturação, o processamento, o tipo de armazenamento (ROCKENBACH et al., 2008; SOUSA, 2009), a complexidade dos compostos presentes, as metodologias de extração e/ou de quantificação aplicada (ROCKENBACH et al., 2008), entre outros fatores.
Devido parte dos compostos fenólicos estar presente na forma ligada nas plantas, a quantificação dessa forma muitas vezes é excluída da análise, resultando num teor de fenólicos subestimados (BALASUNDRAM; SUNDRAM; SAMMAN, 2006).
Além de seu interesse para as plantas, os compostos fenólicos contribuem com as características sensoriais dos alimentos, conferindo sabores como amargos ou adstringentes, contribuindo no desenvolvimento da cor e do odor e promovem estabilidade
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oxidativa do produto alimentício, sendo de grande interesse para os produtores, processadores e consumidores (NACZK; SHAHIDI, 2004).
Devido à ação antioxidante, os fenólicos cooperam com a redução dos danos oxidativos celulares originados por espécies reativas de oxigênio e nitrogênio (NASCIMENTO; ARAÚJO; MELO, 2010), bem como na prevenção de cânceres, mutações e outras doenças crônicas degenerativas (VIEIRA et al., 2011).
A ação se deve pela capacidade dos compostos fenólicos em transferir hidrogênio ou elétrons aos radicais, contribuindo com a inibição da oxidação de vários constituintes do alimento, particularmente de ácidos graxos, bem como na prevenção de certas doenças (HAIDA et al, 2011).
A relação ação antioxidante e benefícios à saúde humana depende da capacidade de absorção e metabolismo do composto fenólico que é determinada pela sua estrutura, incluindo a sua conjugação com outros compostos fenólicos, o grau de glicosilação/acilação, tamanho molecular e solubilidade. No entanto, a ingestão elevada de alguns compostos fenólicos pode causar efeitos adversos como carcinogenicidade, genotoxicidade, toxicidade da tireóide, a interação com os produtos farmacêuticos e atividade estrogênica (isoflavonas), devendo se ter cuidado com a ingestão em grandes quantidades (BALASUNDRAM; SUNDRAM; SAMMAN, 2006).
Dentre os alimentos de origem vegetal, as frutas, principalmente as que exibem cor vermelha/azul, são as mais importantes fontes de fenólicos (DEGÁSPARI; WASZCZYNSKYJ, 2004), sendo de grande importância na saúde humana (ROCKENBACH et al., 2008).
O perfil dos compostos fenólicos se diferencia pela parte da fruta. A goiaba apresenta em sua composição flavonoides (miricetina, apigenina, antocianina, quercetina, canferol) (THAIPONG et al., 2006; PRADO, 2009), ácido elágico (THAIPONG et al., 2006), taninos, óleos essenciais, álcoois sesquiterpenoides, e ácidos triterpenoides (NASCIMENTO; ARAÚJO; MELO, 2010).
Os antioxidantes presentes na goiaba possuem ação primária (PRADO, 2009), ou seja, são capazes de transferir elétrons ou hidrogênio aos radicais livres, interrompendo a reação em cadeia (ANGELO e JORGE, 2007).
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Tanto a polpa quanto a casca da goiaba possuem teores significativos de compostos fenólicos com efeito antioxidante comprovado (PRADO, 2009). Estudos mostram a presença de compostos fenólicos totais nos subprodutos agroindustriais do processamento da goiaba bem como sua atividade antioxidante. Extratos de sementes de goiaba exibiram efeitos anticâncer, antimicrobiano, gastrointestinais e antiglicêmico devido à presença de glicosídeos fenólicos (BARBALHO et al., 2012).
As camadas externas dos vegetais podem possuir maiores teores de compostos fenólicos do que as partes internas (NACZK; SHAHIDI, 2004) como afirmado por estudos que verificaram que as cascas de certos frutos exibem maior teor de fenólicos do que a polpa, sendo também nas sementes encontrado maior nível destes compostos (NASCIMENTO; ARAÚJO; MELO, 2010; HUBER et al., 2012).
Nascimento, Araújo e Melo (2010) analisando as partes da goiaba vermelha verificaram teor maior na casca (420 mg.100g -1), em seguida na semente (250,53 mg.100g -1
) e, por fim, na polpa (124 mg.100g-1). O que direciona maior atenção para os subprodutos agroindustriais das frutas, os quais podem ser utilizados como fonte de compostos fenólicos para benefícios à saúde humana (SOUSA, 2009).
De modo geral, os compostos fenólicos podem ser extraídos de suas matrizes por meio de vários métodos, sendo os solventes mais utilizados na determinação de compostos fenólicos metanol, etanol, acetona, propanol, acetato de etila e dimetilformamida, podendo ser na sua forma pura ou em diferentes concentrações na água. A polaridade do solvente influencia na solubilidade do composto e, consequentemente, na sua recuperação. Os procedimentos de extração podem variar, também, as condições de extração como temperatura e tempo utilizados, o que pode, também, influenciar na quantificação precisa do teor e capacidade antioxidante do composto, bem como no tipo de composto fenólico extraído, sendo essa diversidade de método de extração um fator que dificulta a comparação de resultados obtidos com relatos na literatura (ALOTHMAN; BHAT; KARIM, 2009).
Dentre os grupos de fenólicos presentes em plantas destacam-se os flavonoides (NASCIMENTO, 2010) e os taninos (BATTESTIN; MATSUDA; MACEDO, 2008) devido a sua larga distribuição na natureza (BATTESTIN; MATSUDA; MACEDO, 2008; NASCIMENTO, 2010).
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3.2.1. Flavonoides
Os flavonoides representam o maior grupo dos compostos fenólicos de plantas (ROCKENBACH et al., 2008), estando presentes, principalmente, nas frutas, folhas, sementes e em outras partes da planta (NASCIMENTO, 2010).
Responsáveis pelo crescimento, desenvolvimento, aumento da resistência das plantas a condições adversas e proteção contra herbívoros e patógenos (PRADO, 2009), os flavonoides também apresentam funcionalidade na saúde humana, estando envolvidos em ações como prevenção de alergias, hipertensão, viroses, inflamações, artrites, mutações e carcinogênese, câncer (ROCKENBACH, 2008), antifibrótica, anticoagulante, antibacteriana, anti-hipertensiva e doenças cardiovasculares (HUBER; RODRIGUEZ-AMAYA, 2008), antidiabéticos, antienvelhecimento, prevenção e tratamento de catarata, úlcera, asma e outras alergias além de possuírem atividade antioxidante e aumentarem o efeito antioxidante de vitaminas (SHOHAIB et al., 2011).
Oriundos da junção de derivados sintetizados a partir da fenilalanina (via metabólica do ácido chiquímico) e ácido acético (HUBER; RODRIGUEZ-AMAYA, 2008), os flavonoides são constituídos por 15 átomos de carbono arranjados em uma configuração C6-C3-C6, resultando em uma estrutura de baixo peso molecular (ROCKENBACH et al., 2008).
Presentes na forma de glicosídeos ou agliconas (ANGELO; JORGE, 2007), a estrutura química dos flavonoides consiste em dois anéis aromáticos - anel A e B, unidos por três carbonos que formam um anel heterocíclico, denominado anel C (ANGELO; JORGE, 2007; PRADO, 2009), no caso dos flavonóis e antocianidinas, por exemplo, ou formam uma pirona como nos flavonóis, flavonas, isoflavonas e flavanonas, que possuem um grupo carbonila na posição C-4 do anel C, compreendendo as principais classes dos flavonoides (Figura 2). O anel aromático A é oriundo do ciclo acetato/malonato, já o anel B é oriundo da fenilalanina (ANGELO; JORGE, 2007; ROCKENBACH et al., 2008) por meio da via metabólica do shikimato (ROCKENBACH et al., 2008).
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Figura 2. (A) Estrutura básica dos flavonoides e (B) Estrutura básica dos flavonoides com grupo carbonila no
C-4. (Fonte: Huber & Rodriguez-Amaya, 2008).
Os subgrupos de flavonoides resultam de acordo com a substituição do anel C padrão, sendo eles: flavonóis (quercetina, miricetina, por exemplo), flavonas (apigenina, luteolina, por exemplo), flavanonas (naringenina, hesperitina, por exemplo), catequinas (epicatequina, galocatequina, por exemplo), isoflavonas (genisteina, daidzeina, por exemplo) e antocianinas (cianina, pelargonina, por exemplo) (ANGELO; JORGE, 2007; HOFFMANN-RIBANI; RODRIGUEZ-AMAYA, 2008) (Figura 3). Os glicosídeos de quercetina pertencentes ao grupo flavonóis são os mais abundantes na natureza (PRADO, 2009) e com o maior poder sequestrador de espécies reativas de oxigênio, atribuído pela presença do grupo catecol no anel B e do grupo hidroxila na posição 3 do anel C (HUBER; RODRIGUEZ-AMAYA, 2008).
E é devido as diferentes estruturas químicas e dos vários substituintes da molécula, que a capacidade antioxidante é variável, visto que a estrutura básica pode sofrer uma série de modificações, como glicosilação, esterificação, amidação, hidroxilação, entre outras alterações que modularão a polaridade, toxicidade e direcionamento intracelular destes flavonoides (HUBER; RODRIGUEZ-AMAYA, 2008).
Na dieta humana os flavonoides mais consumidos são os glicosilados, os quais são classificados em antocianinas, flavanóis, flavonas, flavanonas, e flavonóis (Figura 4) (ROCKENBACH et al., 2008), sendo distribuídos de forma variada nos alimentos (Tabela 4) (PRADO, 2009). No entanto, as informações sobre a composição de flavonóis e flavonas em alimentos ainda são escassas em âmbito mundial.
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Figura 3. Principais classes dos flavonoides. (Fonte: Huber & Rodriguez-Amaya, 2008).
Figura 4. Estrutura genérica das maiores classes dos flavonoides. (Fonte: Balasundram, Sundram e Samman,
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Tabela 4. Fontes de alguns flavonoides presentes em vegetais
Classes Nome Fonte
Flavonóis Epicatequina Catequina Epigalocatequina Epicatequina galato Epigalocatequina galato
Chás verde e preto, uvas, vinho tinto
Flavanonas Naringina Taxofolina
Cascas de frutas cítricas Frutas cítricas
Flavonóis Canferol Quercetina Mirecetina
Brócolis, chá preto, alho-poró, rabanete Cebola, alface, casca de maçã, cerejas, brócolis, vinho tinto
Uvas, vinho Antocianidinas Malvidina
Cianidina Apigenidina
Uvas roxas, vinho tinto Morangos, uvas, cerejas
Frutas e casca de frutas coloridas Fonte: Rice-Evans, Miller, Paganda (1996).
Nos alimentos os subgrupos de flavonoides mais analisados são os flavonóis miricetina, quercetina e kaempferol e as flavonas apigenina e luteolina. Em goiaba branca encontra-se em média 12 μg.g-1 de parte comestível de quercetina e 10 μg.g-1 em goiaba vermelha (HUBER; RODRIGUEZ-AMAYA, 2008).
Em subprodutos agroindustriais do processamento de goiaba foram encontrados teores de flavonoides com efeitos antioxidantes evidenciados. Extratos de casca de goiaba foram investigados em estudos para redução de índices glicêmicos e tratamento de malária, apresentando efeitos positivos (BARBALHO et al., 2012).
O consumo de flavonoides no Brasil é maior que em outros países. Estudos mostram que mulheres brasileiras consomem em média 70,5 mg.dia-1 de flavonoides, sendo que 68% desse consumo vem da ingestão de laranja, 12% dos vegetais (como alface) e 2,5% de tomate; mulheres do Japão em média consomem diariamente 16,7 mg.dia-1 de flavonóis e flavonas, sendo 46% provenientes da cebola e 47,2 mg.dia-1 de isoflavonas (37% de tofu); já o consumo de flavonoides pela população holandesa é estimada em torno de 23 mg.dia-1, onde 48% do total de ingestão é proveniente de chá, seguido de 29% de cebola e 7% de maçã (HASSIMOTTO; GENOVESE; LAJOLO, 2005).
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A extração dos flavonoides de plantas normalmente é realizada simultaneamente com a hidrólise das formas glicosídicas a agliconas (HUBER; RODRIGUEZ-AMAYA, 2008), sendo os solventes mais utilizados metanol, etanol, água ou a sua combinação, que em alguns casos são acidificados (NACZK; SHAHIDI, 2004).
Para a determinação de flavonoides nas frutas podem ser usados ensaios colorimétricos. O princípio consiste na reação de cloreto de alumínio (AlCl3) e nitrito de sódio (NaNO2) com formação de um complexo flavonoide-alumínio, ao alcalinizar o meio com hidróxido de sódio (NaOH), o complexo adquire coloração rosa, cuja intensidade da absorção é medida no comprimento de onda igual a 510 nm (JIA; TANG; WU, 1999), sendo um método que permite que não haja interferência de outras classes de compostos fenólicos, principalmente dos ácidos fenólicos (JANOVIK et al., 2009).
3.2.2. Taninos
Os taninos são polímeros fenólicos solúveis em água e solventes orgânicos amplamente distribuídos no reino vegetal, podendo ser encontrado de forma variada (teor e tipo) nas raízes, no lenho, na casca, nas folhas, nos frutos, nas sementes e na seiva das plantas (BATTESTIN; MATSUDA; MACEDO, 2008).
De peso molecular relativamente alto são classificados em taninos hidrolisáveis e taninos condensados de acordo com a estrutura química (ANGELO e JORGE, 2007).
Os taninos hidrolisáveis (Figura 5), presentes na família Choripetalae das dicotiledôneas (CASTEJON, 2011), são formados por ésteres complexos, consistindo em uma cadeia de carboidrato central, normalmente a D-glicose, na qual duas ou mais hidroxilas são esterificadas com ácido gálico ou ácido hexa-hidroxidifênico (OLIVEIRA; BERCHIELLI, 2007).
Presentes normalmente em baixa concentração nas plantas, os taninos hidrolisáveis no metabolismo microbiano e na digestão gástrica são convertidos em metabólitos de baixo peso molecular, sendo alguns desses metabólitos tóxicos e associados a hemorragias gastro-entéricas e necrose do fígado e rins, principalmente em monogástricos (BEELEN; PEREIRA FILHO; BELEN, 2008).
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Figura 5. Estrutura de um tanino hidrolisável. (Fonte: Battestin, Matsuda e Macedo, 2008).
Os taninos condensados (Figura 6) são mais comuns na dieta humana do que os taninos hidrolisáveis, em concentrações relativamente importantes em alguns frutos tais como uvas e maçãs, no cacau e chocolate. (CASTEJON, 2011). Amplamente distribuídos nas folhas, flores, frutos e raízes de plantas de grande porte são oriundos da polimerização de flavonoides como flavan-3-ol (catequina) e flavan-3,4-diol (leucoantocianinas) e por conferir um conjunto de nuances rosa, vermelha, violeta e azul às plantas (BATTESTIN; MATSUDA; MACEDO, 2008) como as antocianidinas também recebe o nome de proantocianidinas (MARTINS, 2012).
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O tanino condensado mais amplamente distribuído nos tecidos da planta são as procianidinas, derivadas de catequina ou epicatequina, podendo conter ésteres de ácido gálico (SULAIMAN et al., 2011).
Além de pigmentação, os taninos condensados estão envolvidos no fornecimento de adstringência de frutas, sucos e vinhos (BATTESTIN; MATSUDA; MACEDO, 2008). A sensação de adstringência aparentemente é resultante da interação entre os constituintes de tanino e proteínas da saliva e/ou o tecido da mucosa da boca (AMAROWICZ, 2007).
A reatividade dos taninos condensados com moléculas de importância biológica tem consequências nutricionais e fisiológicas importantes (SULAIMAN et al., 2011).
Devido à sua elevada afinidade por ligações com polímeros como a celulose, hemicelulose e pectina, minerais e, principalmente, proteínas, com formação de complexos insolúveis difíceis de serem digeridos, os taninos estão associados a efeitos antinutricionais (AMAROWICZ, 2007; OLIVEIRA; BERCHIELLI, 2007).
Por outro lado, os taninos têm sido considerados "componentes que promovem a saúde" devido a efeitos funcionais assim como os flavonoides e outros compostos fenólicos. A atividade biológica dos taninos condensados pode estar associada à presença do ácido gálico em sua cadeia (OLIVEIRA; BERCHIELLI, 2007). Dentre os benefícios encontram-se anticancerígenas, antimutagênicas, antimicrobianas, antioxidantes (AMAROWICZ, 2007), antialérgico, redução de risco de doenças cardiovasculares, úlceras (ZHANG et al., 2010) e pressão arterial, anti-inflamatório, anti-helmíntico (TIAN et al., 2012). No entanto, os efeitos dependem do tipo de tanino ingerido, da dose e período de ingestão (CASTEJON, 2011).
Pesquisas já comprovaram a eficiência de tanino contido nas folhas de goiaba como antibacterianos (MAILOA et al., 2013), os quais apresentam potencial antioxidante (SEO et al., 2014). No entanto, há uma escassez de pesquisa em goiaba e, principalmente, em subproduto agroindustrial, gerando mais em torno da folha da planta.
O método de vanilina (Figura 7) é um dos métodos colorimétricos mais utilizados na determinação de taninos condensados em alimentos. O princípio da reação baseia-se na formação de um complexo em meio ácido com coloração em tons de vermelho que por espectrofotometria permite ser lido (JANOVIK et al., 2009).
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Figura 7. Reação da vanilina com o tanino condensado. (Fonte: Martins, 2012).
O ensaio é específico para flavan-3-ols, di-hidrochalconas e proantocianinas que possuem uma ligação simples na posição 2-3 e uma hidroxila livre na posição meta do anel B (ANGELO; JORGE, 2007).
3.3. Atividade antioxidante
Antioxidante é o nome fornecido a compostos que mesmo presentes em baixas concentrações apresentam a capacidade de intervir na iniciação ou propagação de reações em cadeia de oxidação que originam compostos tóxicos como cetonas, aldeídos, hidrocarbonetos e álcoois, retardando, neutralizando ou prevenindo ações de substratos oxidáveis, (ANDRADE et al., 2007; SILVA; ROCHA; CANNIATTI BRAZACA, 2009), além de atuar na inibição da peroxidação lipídica e da lipoxigenase (HUBER et al., 2012).
Os radicais oxidativos como espécies reativas de oxigênio (ROS), de cloro, de carbono e de nitrogênio (NO•), radicais derivados de tióis e complexos metais de transição são formados nos processos metabólicos como subprodutos acidentais ou produtos principais de reações enzimáticas ou não enzimáticas (HAIDA et al., 2011; SOUSA; VIEIRA; LIMA, 2011), podendo ser de fontes exógenas também (SOUSA; VIEIRA; LIMA, 2011).
Como espécies reativas de oxigênio (ROS) encontram-se o superóxido (O2•), peróxido de hidrogênio (H2O2), o ácido hipocloroso (HOCl) e o radical hidroxila (OH•). O superóxido é gerado a partir da coenzima Co-Q ou de enzimas com metais como citocromo P450, xantinaoxidase e NADPH-oxidase. O superóxido por ser aceptor de elétrons pode ser