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1 Professora Assistente do Departamento de Biologia/UFLA
MÉTODOS USUAIS DE COLETA DE INSETOS
EM AMBIENTES LÊNTICOS
Dayse Lucy Medeiros Carneiro Resende1
1 Introdução
Os ecossistemas de água doce ocupam uma porção relativamente pequena na biosfera, em comparação com os ambientes marinhos e terrestres. Esses ambientes podem ser divididos em lênticos (água paradas de lagos, lagoas, pântanos e charcos) e lóticos (águas correntes de rios, estuários e nascentes). As águas lênticas podem ainda ser divididas em três regiões bem distintas: região litorânea (próximo à margem); região limnética (água de superfície longe da costa), e região profunda (águas profundas sob a região limnética) (Esteves, 1988).
Associados a esses ecossistemas encontra-se uma série de organismos, dentre eles, os insetos, que podem ser encontrados nadando livremente na superfície, associados à
vegetação aquática, presos a objetos, embaixo de pedras, na areia ou cavando o fundo lodoso.
Os insetos aquáticos são dependentes da água pelo menos durante parte do ciclo de vida, exercendo importante papel em ecossistemas de água doce em todo o mundo (Oliveira & Froehlich, 1997). Estudos biológicos em um ecossistema aquático são de fundamental importância na avaliação da qualidade ambiental, fornecendo informações importantes para o seu monitoramento ambiental.
O primeiro passo para se fazer uma coleta aquática é a visita ao local, observação e registro de suas características. Uma breve descrição dos aspectos físicos e biológicos mais importantes, como topografia, temperatura do ar, da água, transparência da água, largura, profundidade, velocidade da corrente, tipo de fundo e vegetação será importante para o desenvolvimento dos trabalhos.
O equipamento a ser utilizado dependerá dos objetivos da pesquisa e das características do ambiente.
Insetos aquáticos podem ser coletados com vários tipos de equipamentos: coadores, redes de nylon, mergulhadores, redes de plâncton, dragas, etc., e podem ser capturados diretamente com as mãos ou com auxílio de pinças e pincéis. Os adultos podem ser obtidos coletando-se formas imaturas, que devem ser “conduzidas” vivas ao laboratório, para acompanhamento até a emergência dos adultos.
As coletas são realizadas na vegetação marginal, vegetação aquática, película superficial, coluna d’água, e no fundo (bentos), examinando-se pedras, pedaços de madeira e outros objetos encontrados na água, podendo também ser capturados durante o vôo.
É indispensável para a coleta o uso de um caderno de camp, no qual devem ser registrados os aspectos físicos e biológicos mais importantes relacionados ao ar, à água e ao ambiente terrestre em torno, como:
1. Local da coleta 2. Data (dia e hora) 3. Temperatura
4. Umidade relativa do ar
5. Transparência da água, largura do ambiente aquático, profundidade, tipo de fundo e tipo de vegetação.
6. Catálogo numérico do material coletado - Todo o material coletado deve receber uma etiqueta com um
número, e no caderno de campo registra-se o número com as informações referentes a ele.
Deve-se anotar sempre a hora em que se toma a temperatura da água e do ar. A temperatura do ar deve ser verificada à sombra de algum objeto, nunca diretamente ao sol. (Papavero, 1994).
2.1 Equipamento
2.1.1 Coleta terrestre
Amostragem de estágios terrestres de insetos aquáticos requer métodos diferentes dos usados no ambiente aquático. As coletas são realizadas em torno dos corpos de água, na vegetação marginal, debaixo de pedras e troncos e podem ser feitas com as mãos, pinças e com auxílio de pincéis quando se tratar de espécies de pouca mobilidade. Pinças finas e delicadas, tipo pinça de relojoeiro, são usadas para coleta de formas imaturas.
2.1.1.1 Aspirador
São utilizados para coleta de insetos pequenos e delica-dos, associados à vegetação ou simplesmente em vôo (fig. 1A). No caso de alguns pernilongos, o próprio coletor pode servir de isca, deixando pernas ou braços expostos, coletando com o aspi-rador aqueles que pousam na procura de alimento.
2.1.1.2 Redes
São usadas para captura de insetos em ambiente terrestre e aquático.
Rede Aérea ou Puçá
Este tipo de rede é o mais comum e é usada na captura de insetos voadores ou que pousam sobre a vegetação, como Odonata, Lepidoptera, etc. Trata-se de um saco de filó em forma de cone de aproximadamente 60 cm de profundidade, preso a um cabo de madeira de mais ou menos 1m de comprimento, por um aro de arame resistente (±30 cm de diâmetro). A borda que prende o saco ao arame deve ser reforçada por tecido resistente tipo brim, e o cabo pode ser desmontável facilitando o transporte (Fig. 1E).
Este tipo de rede é usado na captura de espécimes associados à vegetação. Mais resistente que a anterior, permite varrer a vegetação obtendo-se uma grande variedade de insetos. A estrutura da rede de varredura é a mesma utilizada na rede entomológica, porém o tecido utilizado deve ser mais resistente, como o morim, por exemplo, para que suporte o atrito com os galhos das plantas.
A transferência dos insetos desde a rede para o frasco é um momento crítico. É aconselhável introduzir o fundo da rede no frasco até que os insetos estejam imobilizados. Após isso, os exemplares podem ser retirados da rede e colocados diretamente no frasco, sem perigo de escape ou dano.
Para dípteros ou outros insetos pequenos, pode-se acoplar no fundo da rede um recipiente plástico, tipo frasco de filme fotográfico. Dessa maneira, ao passar a rede, os espécimes serão levados para o fundo do frasco, sem que se entrelacem nas malhas da rede, facilitando também a sua transferência para o frasco mortífero.
São equipamentos que capturam insetos, muitas vezes atraindo com algum estímulo sensorial, como cheiro ou luz.
A escolha do tipo de armadilha depende do grupo de inseto que se deseja coletar.
Armadilha Luminosa
Existem vários tipos de armadilhas luminosas (fig. 2A e 2B) que são colocadas à noite ou ao anoitecer próximas a corpos de água, permanecendo ligadas durante toda noite, e retiradas ao amanhecer do dia seguinte, quando, então, são recolhidos os espécimes capturados. Na maioria delas é usada luz ultravioleta. Basicamente todas têm uma fonte de luz que pode ser branca ultravioleta, e um deposito com água ou um líquido mortífero onde caem os insetos. Uma Armadilha bem simples foi sugerida por Sen, 1989. Trata-se de uma lata de leite, com alça e tampa, da qual corta-se o fundo num diâmetro de 20 cm, fixando-se um funil com o bico voltado para o interior da lata. Como fonte de luz, pode-se usar uma lâmpada a vapor de mercúrio (180wats) (fig. 2C). As paredes do funil devem ser pintadas com tinta alumínio brilhante para atuar como refletor de luz. Uma bandeja, contendo um líquido mortífero misturado com água, deve ser colocada embaixo da armadilha, que deve ser montada próxima à margem do lago.
Armadilhas para Díptera
Para coleta de Diptera, além dos aspiradores citados anteriormente, pode-se fazer o uso de armadilhas, as quais consistem em recipientes contendo água que são colocados próximos à vegetação ribeirinha.
Lopes (1997), sugeriu o uso de pneus de automóveis, potes plásticos, latas e bambu. Tais recipientes são abastecidos com água e instalados em posição vertical, fixos a troncos de árvores, servindo como criadouros artificiais, e podem ser deixados no local por um período de 15 dias, quando, então, retira-se todo o conteúdo passando em um coador ou peneira de malha 200µm .
2.1.2 Coleta Aquática
Coletas aquáticas são realizadas tanto em ambientes lóticos quanto nos lênticos. Alguns equipamentos podem ser utilizados em ambos os ambientes; outros são de uso exclusivo para cada um deles. Em muitos casos, a profundidade é o fator limitante.
A região litorânea corresponde à região da margem de um lago delimitada pela variação do nível da água. Geralmente é definida pelo desenvolvimento de plantas aquáticas com raízes e pouca profundidade.
As coletas nessa área, dependendo do local, exigem botas de cano longo ou macacão de pescador; algumas vezes, é necessário utilizar um barco.
Insetos podem ser encontrados na vegetação da margem, livres na água, no substrato ou associados a pedras e objetos do fundo.
Redes de Imersão
O aparelho mais comumente utilizado para coletas aquáticas é a rede de imersão.
Uma rede de imersão simples pode consistir de um coador de nylon de tamanho grande, 20 cm de diâmetro ou mais, fixado a um cabo de madeira. Existem também equipamentos mais elaborados, como a rede de imersão com formato D e a rede dupla.
Rede com Formato D
Trata-se de saco de tela fina com aproximadamente 1 m de profundidade, fixado a uma armação de ferro ou outro metal
com um lado reto e outro curvo ou angular que mantém o saco aberto. Um cabo fixado ao lado curvo permite varrer o fundo. Redes desse tipo podem ser feitas de vários tamanhos (Fig. 2D) ou, então, pode-se fazer uma rede menor de 30 cm com formato triangular (Fig. 2E).
Rede Dupla
Um outro tipo são as chamadas redes duplas (Fig. 2F-G), que podem ter vários tamanhos e consistem em dois sacos (um dentro do outro) de diferente grau de malha. A interna pode ser de tela mosquiteira, plástico ou metálica, e a externa, de malha fina (nylon ou outro tecido) . Esses sacos são fixados a um aro metálico com cabo .
As redes duplas permitem fazer varredura de plantas da margem e do fundo retendo os animais maiores na rede interna, deixando passar detritos, plantas e animais menores, que são retidos pela rede fina externa. Essas redes são apropriadas para coletas de espécimes livres natantes, epífitas, da areia ou do fundo lodoso.
Para coletas do fundo litorâneo, além da rede de imersão, pode-se utilizar uma pá, acondicionando o material em recipientes ou sacos plásticos. Os animais podem ser separados com auxílio de um tamis sobre bandeja branca ou outra de cor clara, onde os espécimes podem ser vistos com facilidade e apanhados com pinças, pincel ou outro instrumento.
Coador
Coadores de nylon (fig. 3A) são utilizados para a captura de pequenos insetos na margem, próximos à vegetação, sobre a película de água ou livre natante. É preciso muita agilidade, pois alguns são muito velozes.
Coadores são também de grande utilidade na separação de larvas de Diptera da água coletada com outro instrumento. A
água é passada pelo coador ou peneira (malha 200µm) e as
larvas são retiradas com auxílio de conta-gotas ou pincel, colocando-as em frascos com fixador.
Mergulhador
Trata-se de um equipamento para coleta de larvas ou pequenos insetos, livre natante, especialmente eficaz na coleta de larvas de dípteros. Pode ser facilmente montado, utilizando-se um recipiente de plástico branco, semelhante a uma caneca, acoplado a um cabo de madeira (fig. 3B). A cor branca facilita a visualização dos espécimes que podem ser coletados com um pincel ou conta-gotas.
Para coleta de insetos aquáticos nesta região, é necessário um barco. Quanto aos equipamentos, são quase os mesmos usados na zona litorânea, acrescentando-se:
Rede de Plânctom
A rede de plâncton permite a captura de insetos, fazendo-se arrasto vertical na coluna de água ou arrasto horizontal quando puxada por um barco. Consiste de um cone de monil
(35µm) de aproximadamente um metro, fixado a um aro de
arame de 20 – 30 cm de diâmetro. Na parte estreita do cone, é fixado um tubo de PVC de aproximadamente 25 cm de comprimento e 8 cm de diâmetro. Nesse tubo, sâo feitas três aberturas de 7 cm de altura por 4 cm de largura, que são vedadas com o mesmo tecido da rede. Na parte posterior do tubo é acoplado um funil ligado a uma mangueira de látex flexível (fig. 3D). Após o arrasto, que deve ser realizado com a mangueira tampada, impedindo a saída de água, deixa-se o excesso de água vazar pelas malhas da rede, e o que ficar retido no tubo é recolhido em uma bandeja branca ou em um vasilhame com tampa.
Utilizadas no ambiente aquático para coleta de insetos que emergem para sua forma adulta. São colocadas flutuando na água e o inseto emergente move-se para a armadilha. Exis-tem três tipos principais:
1) Composta por copos encaixados em uma lâmina de madeira - Cada copo é aberto no fundo, permitindo acesso
aos insetos, enquanto a parte superior do copo, que fica acima da superfície da água, é coberta com tela fina (fig. 3D).
2) Gaiola - Neste tipo, fixa-se a tábua flutuante a uma
caixa plástica retangular, quase do tamanho da tábua, com mais ou menos 40 cm de comprimento, 20 cm de largura e 10 cm de altura (fig. 3E) ou simplesmente constrói uma gaiola de tela fina sem o fundo aderida a uma armação de madeira (fig. 3F).
3) Armadilha luminosa - utilizada para coleta de insetos
aquáticos que emergem à noite, é composta por uma estaca de madeira na qual são presos uma bateria e um frasco com uma lâmpada no seu interior. Do frasco retira-se o fundo e o substitui por um funil com o bico voltado para a parte interna. A estaca de madeira é fixada no substrato e o funil fica em contato com a água, permitindo a entrada dos insetos emergentes (fig. 3C).
A zona profunda é caracterizada pela ausência de organismos fotoautotróficos causada pela ausência de luz e por ser uma região totalmente dependente da produção de matéria orgânica da região Litorânea e Limnética (Esteves, 1988).
Para amostragem nesta região, é necessário o uso de um barco. Os principais equipamentos utilizados para a coleta da fauna bentônica são as dragas, sondas tubulares e gaiolas com substrato artificial.
Dragas
Equipamento ideal para coleta de amostras de fundo, em águas profundas, pois permite que o material coletado chegue à superfície praticamente intacto. Existem vários tipos de dragas; cabe ao coletor decidir, de acordo com as características do ambiente, o modelo mais indicado. A maioria tem duas pás que se movem uma sobre a outra. Essas pás submergem abertas até o fundo, onde se fecham unindo-se uma contra a outra, recolhendo uma determinada quantidade de amostra do substrato (fig. 4B).
Esse equipamento é bem eficaz para amostrar bentos de regiões de substrato mole, de lagos ou córregos, podendo ser operada de um barco por meio de uma corda.
Trata-se de uma estrutura de tela metálica resistente, semelhante a uma gaiola, com uma abertura pela qual são colocadas pedras ou outros objetos que servirão de substrato para colonização de insetos bentônicos, podendo ser utilizada em ambientes lóticos e lênticos. A gaiola é presa a uma corda que permite colocá-la sobre o fundo ou içá-la à superfície. Após algumas semanas no ambiente, recolhe-se o equipamento para observar se o mesmo foi colonizado (fig. 4C).
Garrafa Tipo Van Dorn
Uma Garrafa de Van Dorn é um cilindro de PVC com volume de 2, 5 ou mais litros, que se destina à coleta de amostras estratificadas. Utilizada para coleta de água do fundo para o estudo dos fatores abióticos, também acaba se prestando à coleta de insetos (fig. 4D).
2.1.2.4 Zona de Interface
Coador
Nesta região, encontram-se larvas de Diptera, Coleoptera e outras. Para coleta desses insetos, visíveis ou não na margem próxima à vegetação, sobre a película da água ou livres natantes, é indispensável o uso de peneiras e coadores de nylon, tanto para coletas em ambientes lênticos quanto para ambientes lóticos. Porém, é preciso ter muita agilidade para capturá-los, pois alguns são muitos velozes. No caso de Díptera, coleta-se a água com um mergulhador ou outro vasilhame qualquer e filtra no coador ou peneira com malha de 200µ. As larvas ficam retidas nas malhas e com o auxílio de um conta-gotas ou pincel são transferidas para frascos contendo álcool 70% e depois, no laboratório, montadas entre lâminas e lamínulas para identificação.
3 Morte
Após a coleta dos insetos adultos, estes devem ser mortos de forma que não sejam danificados ou quebrados. Para isso, são usados frascos mortíferos, que podem ser confeccionados em vários tamanhos, dependendo do material que se deseja coletar.
O frasco mortífero mais útil para este tipo de coleta é de tamanho grande, com mais ou menos 10 cm de altura, de boca larga (7 cm ou mais) com tampa de rosca ou de encaixe, de boa vedação. Como medida de segurança, pode-se preparar três frascos mortíferos para saídas ao campo. A substância letal mais eficaz para ser utilizada em um frasco mortífero é o acetato de etila, pois não provoca a desidratação dos espécimes mortos (fig. 5A).
Um frasco mortífero pode ser confeccionado forrando-se o fundo de um frasco com uma camada de algodão, o qual é coberto com papel-filtro com o mesmo diâmetro do frasco, acrescentando-se, em seguida, algumas gotas da substância letal sobre o algodão. Os frascos devem ser mantidos fechados e secos, só devendo ser abertos no momento de depositar os insetos. O material coletado deve ser deixado no frasco mortífero até que os insetos estejam mortos e, posteriormente, devem ser transferidos para outros frascos ou envelopes.
4 Transporte
Para essa finalidade, podem ser utilizados frascos plásticos ou de vidro incolor de vários tamanhos contendo tiras
de papel absorvente. Alguns insetos podem ser fixados no campo e para tal deve-se levar frascos com líquido conservante. Insetos maiores e mais ativos devem ser colocados em frascos separados, pois alguns morrem lentamente e podem danificar outros espécimes.
Adultos de insetos aquáticos devem ser transportados dentro de frascos contendo tiras de papel higiênico ou qualquer outro tipo de papel absorvente, para impedir que os insetos se choquem uns com os outros e se danifiquem durante o transporte. Não é aconselhável colocar muitos espécimes em um mesmo frasco, pois os mais frágeis podem romper-se.
As amostras coletadas com dragas serão acondicionadas em sacos plásticos, fixadas com formol 10%, etiquetadas e transportadas dentro de caixas de isopor para o laboratório. No laboratório o material deverá ser lavado em peneiras ou tamis de 0,125 a 0,250 mm, triado sob microscópio estereoscópio, identificados com auxílio de literatura especializada e, posteriormente, preservados em álcool 70%.
Envelope
Alguns insetos adultos, como por exemplo Odonata, podem ser transportados, depois de mortos, em envelopes de papel dobrado em formato triangular, podendo ser usado papel sulfite ou outro semelhante (fig. 5B).
Para o transporte de mosquitos ou pernilongos adultos, é aconselhável que esses sejam acondicionados a seco em frascos de transporte, cuidadosamente, sem misturá-los com qualquer outro tipo de inseto.
5 Fixação, Conservação e Montagem
Montagem a Seco
Espécimes “grandes” podem ser montados e fixados diretamente em alfinetes entomológicos; já os espécimes de tamanho pequeno (até 6mm), devem ser montados em triângulo de papel presos a alfinetes entomológicos. Dependendo do tempo passado entre a coleta e o manuseio do material, este pode se tornar desidratado e facilmente quebradiço; a solução é montar uma câmara úmida para amolecer o material, evitando que ele se quebre no processo de preparação. Para montagem de uma câmara úmida, pode-se utilizar um frasco de boca larga (5 cm de diâmetro) com tampa de excelente vedação, com areia no fundo. Deve-se molhar a areia com água e acrescentar algumas gotas de fenol ou creosoto, podendo ser utilizado também a naftalina moída para evitar proliferação de fungos. Cobre-se a areia com um papel-filtro e está pronto para uso. O tempo necessário para o amolecimento é variável, devendo ser suficiente para permitir alfinetá-los sem que se quebrem.
O material montado e fixado deve estar cuidadosamente seco e deve ser conservado em caixas de madeira ou papelão, com tampa de boa vedação, contendo pastilhas de formol, para evitar que o material seja danificado por outros insetos ou fungos. Estas pastilhas devem ser fixadas no fundo da caixa evitando movimentação e dano do material.
Montagem em Meio Líquido
Exemplares mais delicados como Trichoptera, Ephemeroptera, Plecoptera, larvas e ninfas de outros insetos devem ser fixados e preservados em meio líquido. O que não deve ser feito com espécimes adultos de Culicidae e Lepidoptera.
Preservação:
• Colembola - São preservadas em álcool 96%. Nunca
com formalina.
• Plecoptera e Ephemeroptera - Larvas e imagos são
preservadas em álcool 70% ou, segundo Melo et al. 1993, são fixadas com formol 4% tamponado com carbonato de cálcio, preservando-se em álcool etílico 80%.
• Odonata - As larvas são preservadas em álcool 70% e
podem ser presas com alfinetes entomológicos. As náiades fixadas com formol 4%, tamponadas com carbonato de cálcio e conservadas em álcool etílico 80%.
• Hemiptera - São fixados e preservados em álcool
70%, ou em alfinetes entomológicos, alfinetando-os através do escutelo.
• Megaloptera e Neuroptera- São preservadas em álcool
70% ou se fixam em alfinetes.
• Trichoptera - Larvas e pupas se fixam e são
preservadas em álcool 70%; os imagos em álcool 40 - 50%.
• Lepidoptera - As larvas e pupas são preservadas em
álcool 70%; os imagos são mortos em balão de cianureto de potássio e em seguida presos a alfinetes entomológicos.
• Coleoptera - As larvas podem ser mortas e
conservadas em álcool 70%; os imagos são mortos com éter acético e em seguida preservados em mistura de 65% de álcool absoluto, 30% de água destilada e 5% de ácido acético. Os adultos montados em alfinetes através do élitro direito.
• Diptera - As larvas são mortas e fixadas introduzindo-as em água fervendo por alguns minutos. Em seguida são conservadas em álcool 70%, podendo também ser
usado solução de formalina 4%. Essas larvas podem ser montadas entre lâminas e lamínulas para identificação.
Para o material em meio líquido, é conveniente que sejam usados frascos de vidro transparente para melhor visualização dos espécimes. A tampa deve fechar hermeticamente o frasco evitando evaporação.
O volume dos espécimes no frasco não pode ultrapassar 25% do volume do líquido conservante, e este deve preencher quase totalmente o frasco. Insetos maiores devem ser individualizados.
O líquido mais usado para conservação é o álcool etílico.
Fixadores
Carnoy - Fixa partes moles do corpo e é composto por: 10% de ácido acético glacial
60% de álcool etílico 30% de clorofórmio
Kahle’s – Ajuda a prevenir quebra e é altamente penetrante :
11% de formalina 28%de álcool etílico
Para manutenção da cor das larvas, alguns espécimes podem ser mortos em água quente. No caso de larvas grandes como Coleoptera e outras, pode-se colocá-las em água quente por uns três minutos, ao passo que larvas menores, poucos segundos são suficientes. Geralmente quando atingem a fixação, elas bóiam, podendo ser transferidas para o líquido conservante, mas deve-se ponderar o tempo de fervura para que não cozinhe as larvas.
6 Etiquetagem
As etiquetas devem ser confeccionadas em papel branco resistente ou papel vegetal, podendo ser escritas preferencialmente com nanquim, ou grafite alternativamente, que não borram em contato com o líquido conservante. Em via seca, as etiquetas devem ser colocadas paralelamente ao corpo do inseto. Em meio líquido, as etiquetas são colocadas dentro do frasco juntamente com o espécime e o líquido conservante.
Se forem utilizadas mais de uma etiqueta, essas devem ser colocadas de maneira que possam ser lidas do mesmo lado, de preferência do lado esquerdo.
a) Dados de coleta
Etiqueta com informação sobre a coleta
Informando o país, o Estado, o município e o local onde o espécime foi coletado. Abaixo dessa informação, colocam-se a data, o dia em arábico e o mês em algarismos romanos; em seguida o nome do coletor.
b) Identificação
Etiqueta de identificação
Essa etiqueta contém o nome da espécie, o autor e a data da descrição, além do nome do pesquisador que a identificou e a data da identificação.
7 Referências Bibliográficas
ESTEVES, F. de A. Fundamentos de limnologia. Rio de
Janeiro: Interciência/FINEP, 1988. 575 p.
LOPES, J. Ecologia de mosquitos (Díptera: Culicidae) em criadouros naturais e artificiais de área rural do norte do Estado do Paraná, Brasil. Revista Saúde Pública, v. 31, n. 4, p.
OLIVEIRA, L. G.; FROEHLICH, C. G. Diversity and community struture of aquatic insects ( Ephemeroptera, Plecoptera and Trichoptera) in a mountain in Southeastern Brazil. Acta Limnológica Brasiliensia,v. 9, p. 139-148, 1993. PAPAVERO, N. Fundamentos práticos de taxonomia
zoológica: coleções, bibliografia, nomenclatura. São Paulo: Ed.
da Universidade Estadual Paulista, 1994. 285 p.
SEN, N. S. A study on the species composition of aquatic insect cactches at light in a freswater lake with special reference to the phenomenon of colonization. Naturalia, São Paulo, v. 14, p.
