Produção de ciclodextrina glicosiltransferase
por Bacillus sp subgrupo alcalophilus:
Otimização por planejamento experimental.
KATE CRISTINA BLANCO
Dissertação apresentada ao Instituto de Biociências do Campus de Rio Claro, Universidade Estadual Paulista, como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em Ciências Biológicas, área de Microbiologia Aplicada.
Rio Claro
Junho - 2009
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
(MICROBIOLOGIA APLICADA)
Produção de ciclodextrina glicosiltransferase por
Bacillus sp subgrupo alcalophilus: Otimização por
planejamento experimental.
KATE CRISTINA BLANCO
Orientador: Dr. Antonio Carlos Simões Pião
Coorientador: Dr. Jonas Contiero
Rio Claro
Junho - 2009
Dissertação apresentada ao Instituto de Biociências do Campus de Rio Claro, Universidade Estadual Paulista, como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em Ciências Biológicas, área de Microbiologia Aplicada.
Por tanto amor Por tanta emoção A vida me fez assim
Doce ou atroz Manso ou feroz Eu caçador de mim
Preso a canções Entregue a paixões Que nunca tiveram fim
Vou me encontrar Longe do meu lugar Eu, caçador de mim
Nada a temer senão o correr da luta Nada a fazer senão esquecer o medo
Abrir o peito a força, numa procura Fugir às armadilhas da mata escura
Longe se vai Sonhando demais Mas onde se chega assim
Vou descobrir O que me faz sentir Eu, caçador de mim
AGRADECIMENTOS
À minha mãe Aparecida por todos os incentivos, por acreditar em meus sonhos, e sem entender nada de microbiologia, passou a compreender a importância dela na minha vida.
Aos meu pai Antonio por ter me guiado no durante o transcorrer da minha vida com responsabilidade e amor.
Ao meu namorado Cleber, por ter sido companheiro e desde sempre ter acreditado em mim. Por todo o amor.
Ao professor Jonas Contiero por ter me ajudado a construir uma nova identidade profissional. Pelo respeito e cuidado com a minha formação e pelos valiosos ensinamentos que, a cada orientação, me tornaram uma pessoa diferente.
Ao professor Antonio Carlos Simões Pião por ter me incentivado, apoiado e me direcionado nessa importante trajetória da minha vida.
Aos meus amigos Roberta, Mary, Mariana, Joyce, Gervasio, Luciana, Tulio, Paulo, Siddharha, Fabricio, Rodrigo e Marcela por me acolherem no laboratório, e se tornarem a minha família Rioclarence.
Ao pós-doutoradando Cristian Bolner de Lima, que sempre esteve presente e por suas importantes contribuições para esta dissertação.
Aos professores Dejanira de Franceschi de Angelis e Francisco José dos Santos que me concederam tão gentilmente informações importantes para esta dissertação durante a participação no exame de qualificação.
Ao CNPq pelo financiamento que viabilizou o desenvolvimento dessa pesquisa.
SUMÁRIO LISTA DE TABELAS ... 6 LISTA DE FIGURAS ... 8 RESUMO ... 8 ABSTRACT ... 9 1. INTRODUÇÃO ... 10 2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ... 13
2.1. Microrganismos produtores da enzima ciclodextrina glicosiltransferase ... 13
2.2. Fatores que influenciam na produção de CGTase pelo cultivo do microrganismo ... 14 2.3. A enzima ciclodextrina-glicosiltransferase ... 18 2.4. Ciclodextrinas ... 20 2.5. Planejamento Experimental ... 24 3. JUSTIFICATIVA ... 27 4. OBJETIVOS ... 29 5. MATERIAL E MÉTODOS ... 30 5.1. Microrganismo ... 30 5.2. Meios de cultura ... 30
5.2.1. Meio seletivo do microrganismo ... 30
5.2.2. Meio de manutenção do microrganismo ... 31
5.2.3. Meio de cultura para o crescimento do microrganismo... 31
5.2.4. Meio de cultura utilizado no processo fermentativo ... 32
5.3. Experimentos... 33
5.3.1. Ativação do microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus ... 33
5.3.2. Preparação do inóculo e fermentação em incubadora rotativa e biorreator ... 34
5.3.3. Determinação da atividade enzimática pelo método colorimétrico do complexo fenolftaleína-ciclodextrina ... 35
5.3.4. Confecção da curva padrão de β-CD ... 36
5.4. Planejamento experimental ... 37 5.4.1. Primeiro planejamento experimental do planejamento composto central 39
5.4.2. Segundo planejamento experimental delineamento composto central ... 41
5.4.3. Planejamento experimental através do planejamento composto central em biorreator ... 43
5.5. Análise estatística dos dados ... 45
5.6. Cálculo da atividade enzimática ... 47
6. RESULTADOS E DISCUSSÃO ... 49
6.1. Calibração do método ... 49
6.2. Ativação da cultura microbiana Bacillus sp subgrupo alcalophilus (CGII) para a produção de CGTase ... 50
6.3. Planejamento experimental ... 52
6.3.1. Avaliação da produção da enzima ciclodextrina glicosiltransferase para o primeiro planejamento experimental das variáveis do meio de cultivo ... 52
6.3.2. Avaliação da produção da enzima ciclodextrina glicosiltransferase para o segundo planejamento experimental das variáveis do meio de cultivo ... 61
6.3.3. Avaliação da produção da enzima ciclodextrina glicosiltransferase em biorreator para as variáveis agitação e aeração ... 73
7. CONCLUSÕES: ... 81
8. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ... 82
LISTA DE TABELAS
Tabela 1.1 - Resumo das principais vantagens e aplicações das ciclodextrinas. ... 11 Tabela 2.1 - Características de algumas fontes de amido quanto ao tamanho do grão, o grau de polimerização e a porcentagem de amilose e amilopectina. ... 17 Tabela 2.2 - Propriedades das principais ciclodextrinas. ... 21 Tabela 5.1 - Composição do meio de cultura utilizado para a ativação do microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus. ... 31 Tabela 5.2 - Composição do meio de cultura original utilizado para o crescimento do microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus. ... 32 Tabela 5.3 - Composição do meio de cultura utilizado na produção de CGTase para o crescimento do microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus. ... 33 Tabela 5.4 - Protocolo experimental da construção da reta de absorbância de diferentes concentrações de β-ciclodextrina. ... 37 Tabela 5.5 - Valores das variáveis do meio de cultivo (ponto central, níveis -1 e +1 e pontos axiais) usados no planejamento composto central do primeiro planejamento experimental. ... 40 Tabela 5.6 - Matriz do primeiro planejamento experimental e valores reais utilizados nos experimentos. ... 41 Tabela 5.7 - Valores das variáveis do meio de cultivo (ponto central, níveis -1 e +1 e pontos axiais) usados no planejamento composto central do segundo planejamento experimental. ... 42 Tabela 5.8 - Matriz do primeiro planejamento experimental e valores reais utilizados nos experimentos. ... 43 Tabela 5.9 - Valores das variáveis reais (ponto central, níveis -1 e +1 e pontos axiais) usados no planejamento composto central do planejamento experimental realizado em biorreator. ... 44 Tabela 5.10 - Matriz do planejamento experimental e valores das variáveis reais utilizados nos experimentos realizados em biorreator. ... 45 Tabela 6.1- Ativação do microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus estocado pela realização de subculturas em diferentes tempos de fermentação. ... 51
Tabela 6.2 - Ativação do microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus em meio Nakamura e Horikoshi modificado. ... 52 Tabela 6.3 - Resultados da Atividade enzimática em diferentes tempos de fermentação e condições experimentais das concentrações do meio de cultivo do primeiro planejamento experimental. ... 53 Tabela 6.4 – Atividade enzimática em 96 h dos ensaios 1, 2 e 3 e seus respectivos desvios padrão realizados no primeiro planejamento experimental... 54 Tabela 6.5 - Primeiro planejamento experimental e resultados (experimentais e preditos). ... 55 Tabela 6.6 - Resultados da regressão múltipla para AE em 72 h fermentação do primeiro planejamento experimental. ... 56 Tabela 6.7 - Resultados da atividade enzimática em tempos de fermentação diferentes, nas condições de cada experimento. ... 62 Tabela 6.8 - Segundo planejamento experimental e resultados (experimentais e preditos). ... 64 Tabela 6.9 - Regressão múltipla do segundo planejamento experimental. ... 66
LISTA DE FIGURAS
Figura 2.1 – Formação de enzimas como produto de células microbianas ... 13 Figura 2.2 – A hidrólise enzimática de amido e seus derivados (Fonte: Eliasson, 2004)... 16 Figura 5.1 - Biorreator utilizado para fermentação que controla pH, temperatura, aeração. ... 35 Figura 5.2 - Equilíbrio de formação do complexo ciclodextrina/fenalftaleína. ... 36 Figura 5.3 - Planejamento experimental do tipo fatorial completo de Planejamento composto central (PCC). ... 38 Figura 6.1 - Curva padrão da concentração de β-ciclodextrina em 550 nm de absorbância realizada para calibração do método. ... 49 Figura 6.2 - Exemplo de cálculo de AE para uma fermentação nas seguintes condições experimentais: tf = 72 h, agitação = 150 rpm, temperatura = 350C. ... 50 Figura 6.3 - Efeito do tempo de fermentação 24; 48 e 72 h na atividade enzimática nos 16 ensaios realizados em duplicata. ... 54 Figura 6.4 - Valores preditos em função dos valores experimentais de atividade enzimática referentes à equação geral 6.1 do primeiro planejamento experimental. 59 Figura 6.5 - Superfície de resposta para atividade enzimática em função das concentrações de polvilho e fontes de nitrogênio do primeiro planejamento à equação 50,93 -7,98*((x-10)/2,5) +6,61*((y-10)/2,5) ... 60 Figura 6.6 - Superfície de resposta para atividade enzimática em função das concentrações de polvilho e Na2CO3 do primeiro planejamento referente à equação 50,93 -7,98*((x-10)/2,5) +15,62*((x-10)/2,5)*((y-15)/5) ... 60 Figura 6.7 - Superfície de resposta para atividade enzimática em função das concentrações das fontes de nitrogênio e Na2CO3 referente à equação 50,93 -6,61*((x-10)/2,5) + 11,50*((y-15)/5)*((x-10)/2,5) ... 61 Figura 6.8 - Efeito do tempo de fermentação no segundo planejamento, nas seguintes condições experimentais: agitação = 150 rpm, temperatura = 350C... 63 Figura 6.9 - Valores preditos em função dos experimentais de atividade enzimática referentes à equação geral 6.3 do segundo planejamento experimental. ... 67
RESUMO
Este trabalho tem como objetivo estudar a produção da enzima ciclodextrina glicosiltransferase (CGTase) empregando culturas de Bacillus sp subgrupo
alcalophilus utilizando como fonte de carbono fécula de mandioca (polvilho)
proveniente de uma fecularia de mandioca. Nos ensaios foram empregados
Bacillus sp subgrupo alcalophilus, isolado de água residuária de uma fecularia de
mandioca. Para avaliar a produção de CGTase mediante a atividade enzimática pelo
Bacillus sp subgrupo alcalophilus foi utilizado um planejamento fatorial a dois (2)
níveis, estudando como variáveis as concentrações da fonte de carbono (polvilho), de nitrogênio e de carbonato de sódio. Os experimentos foram realizados em Erlenmeyers de 300 mL de capacidade contendo 100 mL do meio de produção com pH inicial de 9,2, a 150 rpm e temperatura de 35 ± 1ºC durante 72 horas de fermentação. A produção de CGTase foi monitorada pela determinação da atividade enzimática (U/mL). Após os ensaios realizados em frascos foram realizados experimentos em biorreator de 5 L de volume útil, contendo 2 L do meio de produção, pH de 9,20, agitação de 150 rpm e temperatura de 35 ± 1ºC durante 72 h de fermentação, utilizando um planejamento fatorial a dois (2) níveis, estudando como variáveis as taxas de aeração e a velocidade de agitação. A otimização das concentrações da fonte de carbono, nitrogênio e carbonato de sódio foram obtidas a partir de um planejamento experimental composto central (PCC) e seus resultados analisados pelas superfícies de resposta. Os melhores resultados do planejamento encontrados no ponto central, corresponderam a 6,96 g/L da fonte de carbono, 8,07 g/L de nitrogênio e 9,45 g/L de carbonato de sódio. A maior produtividade obtida de CGTase após 72 horas de fermentação, foi 98,86 U/mL com valor teórico de 98,87 U/mL. A partir do melhor resultado obtido no PCC, determinou-se, utilizando um biorreator, as melhores condições de taxa de aeração (vvm) e velocidade de agitação (rpm) empregando um planejamento fatorial completo. Nas condições otimizadas, determinou-se aeração de 2,18 vvm e velocidade de agitação de 157,07 rpm, encontrando-se uma atividade enzimática de 130,36 U/mL, a qual foi muito próxima do valor teórico calculado de 130.33 U/mL.
ABSTRACT
The aim of this study was to investigate the Cyclodextrin glycosyltransferase (CGTase) enzyme production by Bacillus sp subgroup alcalophilus using cassava starch (manioc flour) as a carbon source. Bacillus sp subgroup alcalophilus was isolated from wastewater of cassava flour industry. To evaluate the assays results, two (2) levels of complete factorial experimental design was used, studying the variables: carbon source, nitrogen and sodium carbonate concentrations. The experiments were performed in 300 mL erlenmeyer flasks containing 100 mL of medium production with initial pH of 9.2, at 150 rpm and 35±1ºC, during 72 hour. CGTase production was monitored by measurements of enzymatic activity (U/mL). After the flasks experiments, assays was running in 5 L containing 2 L of medium production, pH 9.2, 35 ± 1ºC during 72-hours using a factorial design at two (2) levels for aeration and agitation rate. The optimization of carbon source, nitrogen and sodium carbonate concentrations was obtained by a central composite design and their results analyzed by surface response. The best results was located on the central point, 6.96 g/L of carbon source, 8.07 g/L of nitrogen and 9.45 g/L of sodium carbonate. The CGTase activity predicted by model was 98.86 U/mL and the experimental activity obtained was 98,87 U/mL. After the best results obtained by PCC, the conditions of aeration (vvm) and agitation (rpm) rates was determined in bioreactor using a complete factorial experimental design. The best conditions, of 2.18 vvm and agitation of 157.07 rpm gave a experimental predicted CGTase activity of 130.36 U/mL, which was very close to the theoric CGTase activity of 130.33 U/mL.
1. INTRODUÇÃO
Diante das grandes possibilidades de aplicação do principal produto obtido da enzima ciclodextrina glicosiltransferase (CGTase, EC 2.4.1.19), as pesquisas buscam constante inovação.
As ciclodextrinas (CDs) são produtos obtidos pela ação da enzima CGTase, os quais formam compostos de inclusão com um grande espectro de substâncias. Estes compostos apresentam vantagens como a diversidade estrutural (geralmente de 6 a 8 unidades de glicose), baixa toxicidade, alta biodegradabilidade, produção a partir de substratos de baixo custo, disponibilidade e culminando assim com um grande potencial de uso, que permitem agregar valor comercial.
As possibilidades de aplicação do principal produto obtido da enzima ciclodextrina-glicosiltransferase (CGTase) explicam a evolução na produção em vários setores industriais (Tabela 1.1).
Tabela 1.1 - Resumo das principais vantagens e aplicações das ciclodextrinas.
Setor Vantagens Referências
Alimentos Proteção contra oxidação de lipídios; CHO, 2006; MOURTZINOS et al., 2007 Estabilidade de aromas “flavours”, vitaminas e corantes SZENTE et al., 2004; PROVENZI et al., 2006 Farmacêutico Aumento da solubilidade de fármacos LOFTSSON et al., 2007; PAULA et al., 2007 Cosméticos Eliminando ou
reduzindo odores NAOFUMI et al., 2004
Despoluição ambiental
Formação de complexos não tóxicos
como nos resíduos industriais SALIPIRA et al. 2006; LI et al., 2008 Químico Catalisadores em reações químicas; BHOSALE et al., 2007; ABDEL-SHAFI et al., 2009 Auxiliando na extração de um componente em uma mistura MATIOLI, 2000
Todavia, várias das aplicações potenciais só poderão concretizar-se em grande escala caso se consiga diminuir ainda mais o seu custo de produção, a partir das variáveis do processo de fermentação. Existe uma grande motivação no Brasil para o desenvolvimento de métodos de produção de CDs devido à utilização de substratos mais econômicos, associados à otimização das variáveis de produção. O uso de fontes alternativas de nutrientes é uma importante estratégia para facilitar o desenvolvimento industrial da produção da CGTase. Neste estudo a enzima CGTase é produzida a partir do polvilho in natura, fonte de amido que pode diminuir os custos de produção. Assim, para que a produção industrial se torne competitiva no mercado globalizado, os processos devem ser aperfeiçoados continuamente, procurando adaptarem-se as pesquisas recentes.
Para que o desenvolvimento de experimentos seja conduzido de forma que possam ser reproduzidos sob condições controladas, obtendo-se resultados confiáveis e promissores que se repitam nessas condições, os ensaios foram realizados por meio da utilização do planejamento experimental. Para tanto, utilizou-se o planejamento experimental para utilizou-seleção das variáveis que influem no processo com número reduzido de ensaios, bem como minimizar os erros experimentais para viabilizar economicamente a produção da enzima CGTase pelo microrganismo
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1. Microrganismos produtores da enzima ciclodextrina glicosiltransferase
A microbiologia industrial corresponde à área que utiliza microrganismos, geralmente cultivados em larga escala, para gerar produtos de valor comercial, ou realizar importantes transformações químicas. Os processos microbianos foram desenvolvidos, visando à síntese de produtos farmacêuticos, aditivos alimentares, compostos químicos, tais como as enzimas (Figura 2.1).
Figura 2.1 – Formação de enzimas como produto de células microbianas
Na figura 2.1, os produtos correspondem às próprias células ou as enzimas produzidas pelas células. No caso da bioconversão, as células são utilizadas para converter quimicamente uma substância específica.
Um microrganismo adequado à utilização industrial deve, obviamente, produzir a substância de interesse; contudo, as exigências não se limitam a esta. O microrganismo deve ser capaz de crescer e originar o produto em cultivos de larga escala.
Outra importante característica de um microrganismo industrial refere-se a sua capacidade de crescer rapidamente, sintetizando o produto desejado em
período de tempo relativamente curto. O microrganismo deve também ser capaz de crescer em meio de cultura líquido, de custo relativamente baixo. Muitos processos microbiológicos industriais utilizam as fontes de carbono oriundas de outras indústrias, como ingredientes principais ou suplementares de meios de cultura de larga escala.
2.2. Fatores que influenciam na produção de CGTase pelo cultivo do microrganismo
Diferentes produtos biológicos utilizados pelas indústrias são obtidos por processos fermentativos. A fermentação como processo industrial apresenta hoje uma importância crescente em setores chaves da economia, sendo que mais de trezentas (300) empresas por todo o mundo produzem e comercializam produtos obtidos por esses processos.
Segundo Borzani (2001), a fermentação é realizada de diferentes modos: a) Descontínuo, com um inóculo por tanque ou com recirculação de células; b) Semicontínuo, com ou sem recirculação de células, c) Descontínuo alimentado, com ou sem recirculação de células e d) Contínuo, executado em um ou vários reatores e com ou sem recirculação de células.
Diversos estudos são realizados com a finalidade de aprimorar e otimizar os processos fermentativos objetivando a produção de enzimas (SHENE, et al., 2000; MIGUEL et al. 2003; CORTÉZ et al., 2005; DANESI et al., 2005). Este estudo procurou otimizar as variáveis de produção da enzima CGTase.
Qualquer fermentação microbiana deve ser controlada para garantir que o processo se realize adequadamente, sendo especialmente importante o monitoramento cuidadoso de fermentadores industriais, uma vez que os custos envolvidos são fundamentais (KOGA et al., 1967). Na maioria dos casos, além do crescimento e formação de produtos, é também necessário realizar o controle de parâmetros ambientais como: temperatura, concentração de oxigênio, pH, velocidade de agitação (JOHNS et al., 1994).
Durante o processo de crescimento microbiológico e síntese do produto pode ser necessário para o desenvolvimento alteração de um dos parâmetros
ambientais e/ou adição de nutrientes, impedindo que produtos indesejáveis sejam formados em vez do produto de interesse (HONG, 2004).
Os softwares são também utilizados em processos-modelo de fermentação (BUCKLAND, 1984). Modelos matemáticos testam os efeitos de vários parâmetros sobre o crescimento e geração do produto de maneira rápida e interativa, alterando os mesmos e verificando como estes afetam o processo.
As possibilidades de otimizar a produção da enzima CGTase tem grande importância no aumento de aplicações do seu principal produto obtido, as CDs. Com isso, a melhora na produção de CGTase tem sido o objetivo de muitas pesquisas.
Fatores como: a concentração de nutrientes do meio de cultivo (FREITAS et al., 2001; OLIVEIRA, 2002), a fonte e o pré-tratamento do amido; pH (YIM et al. 1997); temperatura (TACHIBANA et al. 1999); tempo de fermentação (MENDONÇA et al., 2004); agitação (SZERMAN et al., 2007); aeração, e outros por serem variáveis independentes do processo de fermentação influenciam na produção da enzima CGTase.
Freitas et al. (2004) estudaram a influência do pH, fontes de carbono, e diferentes concentrações de nitrogênio no meio de cultura para Bacillus sp subgrupo alcalophilus, sendo que as melhores condições encontradas
proporcionaram uma atividade de CGTase de 88,6 U/mL em 72 h de fermentação. O crescimento do microrganismo, a qualidade, a quantidade e o rendimento do produto desejado dependem da utilização de nutrientes e das condições físico-químicas do ambiente (MUKHOPADHYAY et al., 2002).
Segundo Uenojo et al., (2007) os componentes do meio de cultivo equivalem 60 a 80% do custo de produção de enzimas por fermentação. Assim, para diminuir custos, há necessidade da seleção das fontes de nutrientes e suas melhores concentrações durante o processo. A utilização de amido e derivados ocorre em muitos processos enzimáticos industriais (Figura 2.2).
Figura 2.2 – A hidrólise enzimática de amido e seus derivados (Fonte: Eliasson, 2004).
Todos os organismos necessitam de alguma forma de uma fonte de nitrogênio, pois a mesma é parte essencial dos aminoácidos, os quais formam as proteínas.
A seleção das fontes de carbono é um dos fatores críticos do processo fermentativo, pois muitos compostos podem causar repressão catabólica da síntese de várias enzimas, além da redução na velocidade de crescimento de determinados microrganismos (FISH et al., 1984).
Neste trabalho é utilizado a fécula de mandioca (polvilho) como fonte de carbono pelo Bacillus sp subgrupo alcalophilus para a produção da enzima CGTase. Segundo a definição da Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA, 2008) a fécula é o produto amiláceo extraído das partes subterrâneas comestíveis dos vegetais (tubérculos, raízes e rizomas). O principal componente das raízes é um carboidrato formado mediante a polimerização da glicose e representado pela fórmula (C6F6O5)n, constituído de duas frações: amilose e amilopectina que representam 97 a 99% do peso seco do mesmo (DAIUTO et al., 2002). A amilose
apresenta cadeia linear, com ligações α-1-4 e a amilopectina cadeia ramificada, com ligações α-1-4 e α-1- 6.
A mandioca (Manihot esculenta) é uma planta da família Euphorbiaceae e segundo DAIUTO et al. (2002) dentre as matérias-primas caracterizadas como amiláceas ou feculentas a mandioca se destaca como excelente opção para fermentações por apresentar alto teor de amido (Tabela 2.1).
Tabela 2.1 - Características de algumas fontes de amido quanto ao tamanho do grão, o grau de polimerização e a porcentagem de amilose e amilopectina.
Amido Tamanho do grão (m) Amilose(%) Amilopectina(%)
Milho 5 – 15 28 72 Batata 15 -100 21 79 Trigo 2 – 35 28 72 Mandioca 5 – 35 17 83 Arroz 2 – 10 17 83 Banana 5 – 90 20 80 Sorgo 6 – 30 0 100 Fonte: Sanabria (2005)
O amido de mandioca é chamado de fécula seguido do nome do vegetal de origem, portanto fécula de mandioca (ANVISA, 2008) e segundo a Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária é também conhecida como polvilho, assim como é denominado neste trabalho (EMBRAPA, 2008)
O Brasil é um dos maiores produtores mundiais de mandioca, possui aproximadamente dois milhões de hectares para o plantio com capacidade de expansão em solos menos férteis. Segundo a associação brasileira dos produtores de amido de mandioca, a secretaria de agricultura e abastecimento pretende aumentar a produtividade atual de 23 toneladas/hectares/ano para 35 toneladas/hectares/ano em cinco (5) anos (ABAM, 2009).
2.3. A enzima ciclodextrina-glicosiltransferase
Enzimas são moléculas que aceleram reações químicas por meio de ligações aos substratos em posições e circunstâncias que aumentam a probabilidade de ocorrer a reação. O uso de enzimas em processos industriais tem sido amplamente discutido e cerca de 2.500 reações diferentes, catalisadas por enzimas estão listadas no International Union Handbook of Enzyme Nomenclature (AGUIAR, 2001).
As enzimas possuem um alto grau de especificidade, aceleram a velocidade das reações e atuam em condições amenas. As enzimas substituem catalisadores químicos utilizados em processos industriais permitindo uma produção mais segura além de não propiciar perigo ao meio ambiente.
As enzimas possuem uma região ótima de pH na qual sua atividade é máxima. Esta influência do pH na velocidade de uma reação enzimática está relacionada aos sítios ativos das enzimas. Esses sítios ativos são freqüentemente compostos por grupos ionizáveis que devem se encontrar em uma forma iônica adequada para que mantenham a sua conformação, liguem-se aos substratos e catalisem reações (LEHNINGER et al., 2002). As enzimas, quando submetidas a valores extremos de pH, tanto ácidos como básicos, podem desnaturar, expondo com isso seus grupamentos hidrofóbicos.
A maioria das reações químicas se processa a uma velocidade maior com a elevação da temperatura. Esse aumento na temperatura proporciona uma maior energia cinética das moléculas de reagente, aumentando o número de colisões por unidade de tempo. Porém, com excesso da temperatura a enzima poderá ser desnaturada pelo rompimento de suas estruturas terciária e quaternária perdendo a atividade catalítica (LEHNINGER et al., 2002).
A ciclodextrina glicosiltransferase (CGTase, E.C. 2.4.1.19) é responsável pela formação de moléculas cíclicas, as ciclodextrinas (CDs), a partir da hidrólise de reações reversíveis do amido (Fig. 2.3) por meio de ciclização, acoplamento e desproporcionamento (transglicosilação intermolecular) (GUNARATNE et al., 2007).
A CGTase pertence a família das amilases, possui massa molar entre 70 a 75 g/mol e seqüências de aproximadamente 650 aminoácidos. (VOLKOVA et al., 2000).
Onde: Gn, Gm...cadeias de 1,4-Dglicopiranosil com n e o unidades de Dglicopiranosil. x...parte da cadeia de 1,4-Dglicopiranosil
Figura 2.3 - Reações catalisadas por CGTase (Fonte: Aguiar, 2001).
As enzimas CGTase são classificadas em três grupos de formação de CDs: α-CGTase, β-CGTase e γ-CGTase com predomínio para a formação de β-CD (GOH et al., 2008). Nesse sentido Nakamura e Horikoshi (1976) realizaram a produção da enzima por microrganismos alcalofílicos isolados do solo e obtiveram β-CD em quantidades superiores às demais citadas. Para aumentar a produção de CDs estudos enfocam melhores linhagens produtoras com destaque para o gênero
Bacillus (MAHAT et al., 2004) bem como o primeiro microrganismo descrito por
Schardinger em 1903 (Bacillus) para a produção da enzima. A liberação da CGTase no meio de cultivo estudada por Makela et al. (1988) foi ativa desde o início do crescimento microbiano, alcançando 65% da sua produção na fase log da curva de crescimento, 20% na fase estacionária e 15% foi liberada lentamente durante a fase de declínio microbiana, provavelmente devido à liberação da CGTase intracelular.
Desde a descoberta da CGTase vários microrganismos foram descritos como produtores da mesma, com predomínio do gênero Bacillus: Bacillus sp. TS1-1 (MAHAT et al., 2004); Bacillus sp subgrupo alcalophilus (FREITAS et al., 2001; OLIVEIRA, 2002); Bacillus circulans ATCC 21783 (VASSILEVA et al., 2003); Bacillus sp alcalophilus E16 (CUCOLO et al., 2006); Bacillus firmus (MORIWAKI et al., 2007);
Bacillus macerans (ARYA et al., 2006); Bacillus macorous (WANG et al., 2006); Bacillus circulans DF 9R (SZERMAN et al., 2007). Além desses, microrganismos de
2.4. Ciclodextrinas
A primeira referência sobre CDs foi feita por Villers em 1891(MATIOLI, 2000), que isolou uma pequena amostra de substância cristalina a partir um cultivo de Bacillus amylobacter em meio de cultura contendo amido. Schardinger entre 1903 e 1911 (MATIOLI, 2000), trabalhando com Bacillus macerans caracterizou esses compostos cristalinos como uma mistura de dois oligossacaríreos cíclicos denominando-as de dextrinas cristalinas α e β. Nos 24 anos seguintes a literatura sobre ciclodextrinas é extensa, mas muito repetitiva, e algumas vezes baseada em conceitos errôneos.
De 1930 a 1970 a estrutura das CDs foi explicada pelo grupo de Freudenberg (MATIOLI, 2000). Entre o período de 1935 a 1950 foi estabelecido a massa molar e o número de unidades de glicose para as CDs (MATIOLI, 2000). No final dos anos 60, a maior refinadora de milho americana abandonou a produção de CDs, devido ao alto custo de produção. Desde então numerosas opções para produção de CDs têm sido propostas por pesquisas. A partir de 1970 a toxicidade das CDs foi desconsiderada. Ao longo do tempo, pela capacidade de formar compostos de inclusão ocorreu aumento de artigos publicados e patentes depositadas durante a década de 70 (LOFTSSON et al., 2007).
Em 1994, foram relatados 3,9 publicações diárias comparadas com 1 publicação diária em 1984 (SZEJTLI, 1998). Estudos como o de Park et al. (1994) e Wieçlaw et al. (2009) relatam que as CDs possibilitam a inclusão de compostos sólidos, líquidos e gasosos, alterando propriedades físicas e/ou químicas. Atualmente, está em ascensão estudos para inovação da produção da CGTase devido a sua extensa aplicação em indústrias.
As CDs são monômeros de glicose (α-D-glucopiranose) unidos por ligações glicosídicas α-1,4 (HUANG, 2009), maltooligossacarídeos cíclicos que formam complexos de inclusão devido a sua estrutura tronco-cônica (DODZIUK, 2006), que é propício para a formação do complexo receptor-substrato. Nestes complexos, a molécula hóspede é detida no interior da cavidade hidrofóbica (LU et al., 2008). As CDs mais utilizadas industrialmente são as α-, β-, γ-CDs (SEON, et al., 2009), constituídas por 6, 7 e 8 unidades de glicose, respectivamente, com diferentes diâmetros internos para acomodar moléculas de diferentes tamanhos (Tabela 2.2).
Tabela 2.2 - Propriedades das principais ciclodextrinas. Ciclodentrina Diâmetro externo (nm) Diâmetro da cavidade (nm) Solubilidade, g/kg H2O Hidratado (H2O) Interno Externo cavidade externo
α 1,52 0,45 0,53 129,5 2,00 4,40
β 1,66 0,60 0,65 18,40 6,00 3,60
γ 1,77 0,75 0,85 249,2 8,80 5,40
Fonte: Sabadini et al. (2006)
Nestas cavidades, o volume presente em 1g de α-CD é de 0,1 mL (MATIOLI, 2000). Assim, a β-CD (8 Å) pode incluir uma molécula de naftaleno, enquanto que a γ-CD (10 Å), duas moléculas de naftaleno (PROVENZI et al., 2006). A formação do complexo de inclusão pode ser afetada pelo tamanho e geometria da molécula hóspede (TIAN et al., 2009). Entretanto, fatores de encapsulação são relevantes na caracterização da aplicação das CDs em escala industrial (AIME et al., 2009). Foram relatados por alguns autores (RIBEIRO et al., 2007; HAIYEE et al., 2009; GORNÁS et al., 2009) que a inclusão modifica as propriedades indesejáveis das moléculas, aumentando sua estabilidade após sua complexação com a CD, protegendo contra reações, e modificando a mobilidade cromatográfica da molécula hóspede.
A formação de complexos de inclusão pode realizar-se em meio aquoso ou sólido. Em meio aquoso, a cavidade interior das CDs é ocupada por moléculas de água por meio de uma interação fraca, a interação polar - apolar o que facilita a inclusão de moléculas menos polares que a água.
Para a formação do complexo de inclusão primeiramente ocorre a aproximação da molécula hóspede à CD; seguido da eliminação de moléculas de água da cavidade; assimilação destas moléculas de água pela água circundante e a interação da CD e da molécula hóspede (Figura 2.4).
Figura 2.4 - Exemplo da inclusão de uma molécula do fármaco CAVAMAX® na CD em água.
A inclusão na matriz rígida das CDs geralmente proporciona às moléculas inseridas, mudança em suas propriedades físico - químicas, como aumento da estabilidade e biocompatibilidade. Devido à possibilidade de formação dos compostos de inclusão, as CD são muito utilizadas em produtos farmacêuticos, alimentícios e agrícolas. Nesses produtos, as CDs agem como veículos de solubilização, sendo incorporados em seu interior substâncias apolares que utilizam a parte exterior polar do tronco para a solubilização em água (RIBEIRO et al., 2007; RAWAT et al., 2004, UENO, et al., 1981).
As CDs podem ser modificadas pelo método direto, indiscriminadamente, formando uma mistura de produtos que são separados posteriormente por cromatografia, ou por um método mais elaborado, com várias etapas, no qual as modificações ocorrem em posições específicas (CROFT, et al, 1983). Assim os grupos hidroxilas presentes nas CDs, encontrados nas posições dois (2), três (3) ou seis (6) são substituídos. A rotação dos grupos dois (2) e três (3) (hidroxilas secundárias) é muito restrita, enquanto que a rotação das hidroxilas da posição seis (6) (primárias) é livre (RIBEIRO et al., 2007).
As CDs foram modificadas com o objetivo de aumentar a solubilidade de seus complexos; melhorar a associação entre as CDs e as moléculas de inclusão e formar sítios específicos (CAIRA et al., 2007).
No estudo realizado por Britto et al. (2004), CDs foram modificadas visando favorecer a formação de ligações intramoleculares de hidrogênio, com o intuito de conferir um caráter mais rígido às estruturas das CDs, tornando-as assim estáveis, reduzindo a reatividade e a mobilidade molecular.
A grande variedade da formação de complexos de inclusão (ABDEL-SHAFI et al., 2009) promove efeitos benéficos como a proteção contra oxidação de lipídios (HAIYEE et al., 2009), a redução ou a estabilidade de aromas (SEON et al., 2009), a estabilidade cores (PROVENZI et al., 2006) e vitaminas (CHO, 2006) e o aumento da solubilidade de drogas (JEULIN et al., 2009). Por essas razões, as CDs são amplamente utilizadas em indústrias de alimentos, farmacêuticas, de cosméticos e outras.
Na indústria de alimentos são utilizados na encapsulação de substâncias promovendo estabilidade de aromas, vitaminas, corantes, gorduras insaturadas, etc., estendendo o tempo de prateleira dos produtos (SZENTE et al., 2004; ASTRAY et al., 2009; MERJI et al., 2009). O conselho europeu em 2008 autorizou o uso da α-CD como um ingrediente alimentar (COMMISSION DECISION, 2008).
As CDs são utilizadas na indústria de cosméticos e produtos de limpeza encapsulando fragrâncias, promovendo estabilidade físico-química e reduzindo a velocidade da oxidação dos compostos (CENTINI et al., 2007).
O interesse da encapsulação de medicamentos como a penicilina e amoxilina pela indústria farmacêutica ocorreu a partir da complexação do principio ativo β-lactama com CDs (RAWAT et al., 2004; NAMAZI et al., 2009), pois este era pouco solúvel em água, quimicamente ou fisicamente instável e apresentava sabor desagradável, o qual era mascarado pelo uso de CDs (LOFTSSON et al., 2007; LU et al, 2009; NAMAZI et al., 2009). As CDs ajudam na ruptura de bolsas de lipídeos em células, melhorando o quadro de doenças vasculares (RODAL et al., 1999; MATTERN et al, 2009).
Na indústria química as CDs e seus derivados são utilizados como catalisadores em reações químicas, como ocorre na oxidação de compostos e auxiliando na extração de um componente de uma mistura (ABDEL-SHAFI et al., 2009; SASIKALA et al., 2009).
Na despoluição ambiental, as CDs são utilizadas na tentativa de evitar o efeito de substâncias tóxicas contidas no ambiente por meio da formação de complexos não tóxicos como dos resíduos industriais (OONNITTAN et al., 2009).
Alguns compostos orgânicos são os maiores poluentes em água, podendo ser tóxicos ou carcinogênicos até em baixas concentrações. Com o aumento da tecnologia de remoção de poluentes orgânicos da água, as CDs removem de 47 a 58% de compostos indesejáveis (SALIPIRA et al., 2006).
Segundo Biwer et al. (2002) o preço da -CD oscilava entre U$ 80-100 por kg, a -CD estava cotada entre U$ 20-25 por kg e a - CD a U$ 3-4 por kg.
A habilidade das CDs de seqüestrar componentes específicos de um meio é uma das mais promissoras características para aplicação industrial, e suas aplicações estão sendo ampliadas.
2.5. Planejamento Experimental
O planejamento experimental, ou delineamento experimental, representa um conjunto de ensaios estabelecido com critérios estatísticos, determinando a influência de duas ou mais variáveis nos resultados do processo. O planejamento tem como objetivos: determinar as variáveis mais influentes nos resultados; atribuir valores às variáveis influentes otimizando os resultados, minimizando a variabilidade dos resultados e, minimizando a influência de variáveis incontroláveis. Destacando assim, benefícios como: a redução do número de ensaios; a possibilidade do estudo simultâneo de diversas variáveis, a determinação da confiabilidade dos resultados; a realização da pesquisa em etapas e a representação do processo por meio de expressões matemáticas. Portanto devido estes benefícios é cada vez mais utilizado como mostrado na Figura 2.6.
Figura 2.5 - Uso de planejamento experimental em artigos publicados no período de 1970 a 2005 (Fonte: Rodrigues et al., 2005).
Existem diferentes técnicas de planejamento experimental sendo utilizadas atualmente. O tipo de técnica a ser adotada irá depender do objetivo do pesquisador. Planejamento composto central é um planejamento fatorial de primeira ordem aumentado de pontos adicionais e repetições no ponto central, que permite estimar parâmetros de segunda ordem.
Entretanto, quando se torna importante investigar o efeito provocado nas respostas dos experimentos por dois ou mais fatores e, cada um deles com dois ou mais níveis de controle, Montgomery (2001) recomenda o uso de técnicas clássicas de planejamento, como por exemplo: técnicas de planejamento fatorial completo, fatorial fracionado ou experimentos com pontos centrais.
Um experimento fatorial com k variáveis, cada um deles com 2 níveis, é denominado de experimento fatorial 2k. O processo experimental dessa técnica consiste em realizar testes com cada uma das combinações da matriz experimental, para em seguida, determinar e interpretar os efeitos principais e de interação dos fatores investigados e assim, poder identificar as melhores condições experimentais do processo de fabricação.
Devor et al. (1992) recomendam que para garantir a aplicação efetiva desse método, os experimentos fatoriais 2k devem ser realizados com mais de 2 fatores.
Os autores citam que com um número menor de parâmetros se torna difícil decidir quais das estimativas pertencem a uma distribuição com média igual à zero.
As principais vantagens da técnica fatorial 2k é a possibilidade de indicar as principais tendências e determinar uma direção promissora para as próximas experimentações, além de ser possível quantificar o erro experimental (MONTGOMERY, 2001).
A metodologia do planejamento experimental tem sido eficiente na otimização das concentrações de substratos e condições experimentais na otimização da produção de CGTase (MAHAT et al., 2004; ZAIN et al., 2007; SZERMAN et al., 2007).
3. JUSTIFICATIVA
O mercado mundial da tecnologia enzimática movimenta, anualmente, cerca de 2 bilhões de dólares (SOETAERT et al., 2006).
A enzima CGTase é aplicada na formação de produtos como esteviosídios, glicosil-hesperidinas, glicosil-trealoses, glicosil-ramnose e ciclodextrinas (AGUIAR, 2001).
Assim, diante do aumento do número de patentes sobre o principal produto obtido da CGTase é fundamental melhorar a produção das enzimas mediante a otimização das variáveis do processo de produção.
Para isso, é necessário um sistema de planejamento que estabeleça quais variáveis tem maiores influências nos resultados, de modo a otimizar os mesmos. Assim, torna-se necessário estabelecer ferramentas que ajudem na segurança dos métodos adotados.
A otimização dos parâmetros busca atribuir valores às variáveis influentes minimizando a variabilidade dos resultados. A técnica de planejamento de experimentos é indicada quando se deseja avaliar o efeito de fatores na respostas do processo.
A realização de experimentos consiste essencialmente em melhorar a atividade enzimática (AE), sob condições controladas, obtendo-se resultados confiáveis e que se repitam nessas condições. O planejamento experimental é caracterizado por meio de um conjunto de ensaios estabelecido com critérios científicos e estatísticos, com o objetivo de determinar a influência de diversas variáveis nos resultados de um dado sistema ou processo.
Assim sendo, a metodologia estatística por meio de um planejamento adequado se faz cada vez mais necessária e importante, pois permite a redução da variabilidade de resultados, a redução de tempos de análise e dos custos envolvidos.
Estudar as variáveis de produção enzimática, ponderar seus efeitos e suas inter-relações pelo planejamento experimental a partir de informações que fomentam o processo de produção, confere a este estudo o caráter de originalidade, o que justifica o desenvolvimento deste trabalho de mestrado.
A escolha do setor de produção enzimática para a realização desse trabalho justifica-se pelo crescente número de pesquisas sobre microbiologia aplicada a indústrias.
A opção pelas variáveis, concentração de componentes do meio de cultura, agitação e aeração originou-se pelo fato de que a escolha de parâmetros adequados a uma ampla faixa de produção resultam na otimização desta.
4. OBJETIVOS
Verificar a potencialidade do polvilho como substrato para produção de CGTase, utilizando o microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus.
Otimizar as condições de cultivo mediante ao planejamento experimental para concentrações dos substratos polvilho; fontes de nitrogênio e carbonato de sódio;
Produzir CGTase em biorreator, otimizando parâmetros fisico-quimicos, como aeração e agitação.
5. MATERIAL E MÉTODOS
5.1. Microrganismo
A linhagem Bacillus sp subgrupo alcalophilus (CGII) é proveniente de Coleção de Cultura do laboratório de microbiologia industrial do Instituto de Biociências de Rio Claro, uma cultura isolada da água residuária de uma fecularia de mandioca. Esse microrganismo foi caracterizado pela Fundação André Tosello.
5.2. Meios de cultura
Os meios de cultura empregados durante a realização do trabalho são descritos a seguir:
5.2.1. Meio seletivo do microrganismo
Para o ativação das culturas bacterianas foi utilizado o meio proposto por Nakamura e Horikoshi (1976), cuja composição é apresentada na Tabela 5.1.
Tabela 5.1 - Composição do meio de cultura utilizado para a ativação do microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus.
Componentes Concentração (g/L)
Amido Solúvel (comercial) 20,0
Polipeptona 5,0
K2HPO4 1,0
*Carbonato de sódio (Na2CO3) 10,0
Extrato de levedura 5,0
MgSO4.7H2O 0,2
Agar bacteriológico 20,0
Fenolftaleína 0,3
Metilorange 0,1
Esterilização por calor úmido (120°C ) à 1 atm/15 min. pH do meio ajustado em 9,2.
* Esterilizado separadamente.
5.2.2. Meio de manutenção do microrganismo
A bactéria foi mantida em criotubos contendo 50 % de meio de cultura de crescimento do microrganismo (Tabela 5.2) e 50 % de glicerol a 40 %. As culturas foram mantidas sob refrigeração para diminuir o metabolismo celular até futuras necessidades de uso.
5.2.3. Meio de cultura para o crescimento do microrganismo
Para o crescimento das culturas bacterianas como inoculo nos processos fermentativos foi empregado o meio proposto por Nakamura e Horikoshi (1976), conforme descrito na Tabela 5.2, que apresenta simples composição química e custo baixo.
Tabela 5.2 - Composição do meio de cultura original utilizado para o crescimento do microrganismo Bacillus sp subgrupo
alcalophilus.
Componentes Concentração (g/L) Amido solúvel (comercial) 20,0
Polipeptona 5,0 K2HPO4 1,0 *Na2CO3 10,0 Extrato de levedura 5,0 MgSO4.7H2O 0,2 pH do meio ajustado em 9,2.
Esterilização por calor úmido (120°C ) à 1 atm/15 min *Esterilizado separadamente
5.2.4. Meio de cultura utilizado no processo fermentativo
O meio empregado nos processos fermentativos para a produção de CGTase foi idealizado com base no meio descrito por Nakamura e Horikoshi (1976), sendo usado como substrato um tipo de amido, uma fonte de proteína e sais minerais, cuja composição está apresentada na Tabela 5.3.
Tabela 5.3 - Composição do meio de cultura utilizado na produção de CGTase para o crescimento do microrganismo Bacillus sp subgrupo
alcalophilus. Componentes Concentração (g/L) Polvilho 20,0 Triptona 5,0 K2HPO4 1,0 *Na2CO3 10,0 Extrato de Levedura 5,0 MgSO4.7H2O 0,2 pH do meio ajustado em 9,2.
Esterilização por calor úmido (120°C) à 1 atm/15 min. *Esterilizado separadamente
5.2.4.1. Fonte de Carbono
Foi testado polvilho in natura, produzido na Fecularia Plaza, situada na região de Santa Maria-SP substituindo a fonte de carbono amido solúvel do meio Nakamura e Horikoshi (1976) durante a realização desse trabalho.
5.3. Experimentos
5.3.1. Ativação do microrganismo Bacillus sp subgrupo alcalophilus
Inicialmente, para a ativação do microrganismo foram realizados subculturas da cultura estoque. Um (1) mL do meio contendo o inoculo foi transferido para um Erlenmeyer de 100 mL contendo 20 mL do meio de crescimento descrito na (Tabela 5.2). O repique dos tubos foi realizado sete vezes a cada 8 h e cinco vezes a cada 24 h, 5 alçadas da cultura microbiana foram inoculadas superficialmente em placa de Petri contendo aproximadamente 20 mL do meio de isolamento (Tabela 5.1). Em seguida, foram colocados na estufa incubadora [MARCONI 415] a 35°C por um período de 24 h.
Ao mudar a fonte de carbono de amido soluvel para polvilho o periodo de incubação foi de 72 h. As colônias, que formaram o halo amarelo contrastante com o meio vermelho da fenolftaleína determinam CGTase positivas.
5.3.2. Preparação do inóculo e fermentação em incubadora rotativa e biorreator
A fermentação foi realizada tendo como base o meio descrito na Tabela 5.3 Um (1) mL do meio contendo a linhagem mantida sob refrigeração foi cultivado em frascos contendo 100 mL do meio de cultura incubados a 35°C durante 18 h a 150 rpm em fermentador tipo shaker. Desta cultura foram transferidos 10 mL (10% v/v) para erlenmeyer de capacidade de 300 mL contendo 100 mL do meio de cultura. Ao final de tempos de 24; 48 e 72 h de fermentação foram retiradas amostras de cada erlenmeyer e centrifugadas a 7826 x g por 10 min. O sobrenadante livre de células foi utilizado para determinação das atividades enzimáticas. Todos os ensaios foram realizados em duplicatas.
O processo de fermentação foi também realizado em biorreator (modelo BIO-T MINI) em até 72 h de produção. Para a realização da fermentação foi utilizado as concentrações otimizadas do meio de cultivo. A pré-inoculo foi realizado tendo como base o meio otimizado cultivado em frascos contendo 200 mL do meio de cultura incubados a 35°C durante 18 h a 150 rpm em fermentador tipo shaker, transferidos (10% v/v) para biorreator de capacidade de 5 L contendo 2 L do meio de cultura mantidas a temperatura de 35°C pH de 9,2.
O fermentador (Figura 5.1) do laboratório de microbiologia industrial do Departamento de Bioquimica e Microbiologia, Instituto de Biociências de Rio Claro - UNESP é destinado ao cultivo de bactérias para produção de enzimas, o qual controla as variáveis do processo como agitação, aeração e pH.
Figura 5.1 - Biorreator utilizado para fermentação que controla pH, temperatura, aeração.
5.3.3. Determinação da atividade enzimática pelo método colorimétrico do complexo fenolftaleína-ciclodextrina
A determinação da atividade enzimática foi realizada pelo método colorimétrico do complexo ciclodextrina-fenolftaleína, no qual se prepara uma solução de trabalho constituída por: 0,5 mL de solução alcoólica de fenolftaleína (3 mM); 5,0 mL de tampão carbonato de sódio 0,6 M (pH 10,5), sendo o volume completado a 25 mL com água destilada em balão volumétrico.
Em reator termostatizado foram colocados 5,0 mL do caldo bruto (no qual supostamente estará presente a enzima) e, adicionado igual volume de solução de amido 1% [0,1 g de amido solúvel; 1,0 mL de solução de CaCl2 (0,05M); 1,0 mL de solução tampão Tris-HCl 0,05M (pH 8,0) e o volume completado a 10 mL com água destilada]. A temperatura no reator foi mantida a 55°C.
Amostras foram retiradas dos reatores em tempos pré-determinados de 0; 3; 6; 9 e 12 min, em seguida inativadas à 100°C em água fervente durante cinco minutos e depois colocadas em banho em temperatura ambiente.
A quantidade de ciclodextrina foi dosada em função do tempo, adicionando-se 2,5 mL da solução de fenolftaleína a 0,5 mL das amostras inativadas.
A absorbância da solução final foi analisada em espectrofotômetro a 550 nm. Neste comprimento de onda a coloração rosa da fenolftaleína em meio básico, possui uma maior absorbância. A propriedade complexante das CDs no teste colorimétrico é fundamentada na formação de β-CD com a fenolftaleína, complexo que produz uma variação na densidade ótica da solução, a qual pode ser medida espectrofotometricamente. A β-CD forma um complexo incolor estável com a fenolftaleína, portanto, seguindo-se a extinção de absorbância da solução na qual a β-CD é sintetizada pela CGTase (Figura 5.2). A atividade enzimática é determinada acompanhando a intensidade da cor da solução contendo o corante que é inversamente proporcional a concentração de β-CD (MAKELA et al., 1988).
Figura 5.2 - Equilíbrio de formação do complexo ciclodextrina/fenalftaleína.
5.3.4. Confecção da curva padrão de β-CD
Para traçar a curva padrão de β – CD foi preparada uma solução estoque de β-CD 0,5 mM, pesando-se 0,01419 g de β-CD, 5,0 mL de tampão Tris-HCl 0,05M (pH 8,0) e completando o volume a 25 mL com água destilada. A partir da solução estoque foram feitas sucessivas diluições e as amostras foram submetidas ao método colorimétrico de complexação da fenolftaleína-ciclodextrina. A leitura da absorbância ocorreu a 550 nm.
Os dados do procedimento utilizado e os valores de absorbância obtidos estão representados na Tabela 5.4.
Tabela 5.4 - Protocolo experimental da construção da reta de absorbância de diferentes concentrações de β-ciclodextrina.
Tubo Vol.(mL) β-CD Vol.(mL) Tris HCl pH 8,0 Concentração β-CD mM Absorbância (550nm) 1 0,00 1,00 0,00 1,527 2 0,10 0,90 0,05 1,438 3 0,20 0,80 0,10 1,372 4 0,30 0,70 0,15 1,286 5 0,40 0,60 0,20 1,236 6 0,50 0,50 0,25 1,25 7 0,60 0,40 0,30 1,083 8 0,70 0,30 0,35 1,029 9 0,80 0,20 0,40 0,968 10 0,90 0,10 0,45 0,921 11 1,00 0,00 0,50 0,903 5.4. Planejamento experimental
A realização de experimentos significativos e confiáveis é obtida por meio do planejamento experimental e da análise estatística dos dados garantindo vantagens como a redução do tempo e custos de experimentação, pois permite a otimização do número de experimentos. A atividade enzimática envolve diversas variáveis, assim o planejamento e a análise dos ensaios são mais confiáveis quando se utiliza de técnicas estatísticas.
A técnica de superfície de resposta que tem como base o planejamento experimental foi utilizada, permitindo selecionar a combinação de níveis ótimos na obtenção da melhor resposta. A determinação da quantidade de experimentos é feita de acordo com a quantidade de variáveis estudadas e com os níveis estipulados para essas variáveis. O planejamento é representado na forma de potência, fornecendo assim o número de experimentos a serem realizados. Portanto, com o auxílio do software STATISTICA 7 foi realizado um planejamento composto central (PCC) (Fig. 5.3) composto por um planejamento fatorial a dois níveis com três variáveis acrescido de duas réplicas no ponto central e ainda 6 experimentos nos pontos axiais (), totalizando 16 experimentos..
-1 -1 -1 -1 -1 +1 -1 +1 -1 -1 +1 +1 +1 -1 -1 +1 -1 +1 +1 +1 -1 +1 +1 +1 - 0 0 + 0 0 0 - 0 0 + 0 0 0 - 0 0 + 0 0 0 0 0 0
Figura 5.3 - Planejamento experimental do tipo fatorial completo de Planejamento composto central (PCC).
A organização de um planejamento fatorial consiste em selecionar os fatores (variáveis independentes) e os níveis (valores assumidos pelas variáveis) que serão estudados.
Foram realizados experimentos para verificar a influência de cinco variáveis no processo da produção enzimática através de três planejamentos experimentais. As variáveis do primeiro e segundo planejamento realizado em shaker foram:
Y1 ≡ polvilho (g/L); Y2 ≡ Na2CO3 (g/L);
Y3 ≡ duas fontes de nitrogênio (1:1): extrato de levedura e triptona (g/L); As variáveis do terceiro planejamento realizado em biorreator foram: Z1 ≡ vazão de ar (vvm); Z2 ≡ velocidade de agitação (rpm). Planejamento Fatorial 2k Pontos Axiais 2.K Pontos Centrais
Os níveis das variáveis estudadas foram colocados na forma codificada nas Tabelas 5.5, 5.6 e 5.7, utilizando para cada planejamento experimental a seguinte equação de codificação: Equação geral:
0 1 1 2 n X X X X X (5.6) Onde:Xn é o valor da variável no experimento na forma codificada; X é o valor real da variável a ser calculado;
X0 é o valor real da variável no ponto central; X+1 é o valor real da variável no nível superior; X-1 é o valor real da variável no nível inferior.
5.4.1. Primeiro planejamento experimental do planejamento composto central
Para avaliar a tendência de algumas variáveis do processo na produção de CGTase, optou-se por realizar o planejamento fatorial a dois níveis com três variáveis, com duas réplicas no ponto central, 6 experimentos nos pontos axiais (), totalizando 16 experimentos. Os níveis superiores e inferiores das variáveis: Y1, Y2, Y3 foram selecionados através de consultas bibliográficas de forma que os valores apresentados na literatura estivessem entre os dois níveis do planejamento (FREITAS et al. 2004; OLIVEIRA, 2002). Na Tabela 5.5, foram relacionadas as variáveis do processo e seus respectivos valores, de acordo com seus níveis: inferior, central e superior.
Tabela 5.5 - Valores das variáveis do meio de cultivo (ponto central, níveis -1 e +1 e pontos axiais) usados no planejamento composto central do primeiro planejamento experimental. Variáveis Níveis - α -1 0 1 + α Y1 5,8 7,5 10,0 12,5 14,2 Y2 5,8 7,5 10,0 12,5 14,2 Y3 6,6 10,0 15,0 20,0 24,4
Definido o planejamento a dois níveis, estabeleceu-se o nível superior, representado pelo sinal +1 das variáveis Y1, Y2, Y3, como sendo, respectivamente concentração de polvilho de 12,5 g/L, concentração das fontes de nitrogênio 12,5 g/L, concentração de carbonato de sódio de 20,0 g/L e o nível inferior representado pelo sinal –1 das variáveis Y1, Y2 e Y3, como sendo respectivamente, concentração de polvilho de 7,5 g/L, concentração das fontes de nitrogênio de 7,5 g/L e concentração de carbonato de sódio de 10,0 g/L. Todos os experimentos foram realizados a 35 oC, com pH inicial do meio de 9,20 e o tempo de fermentação de 24; 48 e 72 h.
A Tabela 5.6 apresenta os valores codificados e reais das concentrações empregadas em cada um dos 16 experimentos do PCC.
Tabela 5.6 - Matriz do primeiro planejamento experimental e valores reais utilizados nos experimentos.
Experimentos
Variáveis codificados Variáveis reais (g/L)
Y1 Y2 Y3 Y1 Y2 Y3 1 -1 -1 -1 7,5 7,5 10,0 2 1 -1 -1 12,5 7,5 10,0 3 -1 1 -1 7,5 12,5 10,0 4 1 1 -1 12,5 12,5 10,0 5 -1 -1 1 7,5 7,5 20,0 6 1 -1 1 12,5 7,5 20,0 7 -1 1 1 7,5 12,5 20,0 8 1 1 1 12,5 12,5 20,0 9 -1,68 0 0 5,8 10,0 15,0 10 1,68 0 0 14,2 10,0 15,0 11 0 -1,68 0 10,0 5,8 15,0 12 0 1,68 0 10,0 14,2 15,0 13 0 0 -1,68 10,0 10,0 6,6 14 0 0 1,68 10,0 10,0 23,4 15 0 0 0 10,0 10,0 15,0 16 0 0 0 10,0 10,0 15,0
5.4.2. Segundo planejamento experimental delineamento composto central
Os resultados do planejamento anterior mostraram a tendência das variáveis estudadas, contudo não foi possível encontrar o ponto ótimo das variáveis independentes, uma vez que os melhores resultados foram obtidos nas extremidades do planejamento (níveis inferiores). Assim, visando otimizar o processo em relação as variáveis (concentração de polvilho, extrato de levedura, triptona e Na2CO3), fez-se necessário realizar um segundo planejamento composto central com 23 mais 2 réplicas no ponto central, mais 6 experimentos no ponto axial, com de ortogonalidade igual a 1,68, resultando em 16 experimentos. Os níveis das variáveis estudadas (Tabela 5.7) foram colocados na forma codificada na matriz de planejamento (Tabela 5.8).
Tabela 5.7 - Valores das variáveis do meio de cultivo (ponto central, níveis -1 e +1 e pontos axiais) usados no planejamento composto central do segundo planejamento experimental. Variáveis Níveis - α -1 0 1 + α Y1 3,3 5,0 7,5 10,0 11,7 Y2 3,3 5,0 7,5 10,0 11,7 Y3 5,8 7,5 10,0 12,5 14,2
Na tabela 6.7 estabeleceu-se o nível superior, representado pelo sinal +1 das variáveis Y1, Y2, Y3, como sendo, respectivamente concentração de polvilho de 10,0 g/L, concentração das fontes de nitrogênio 10,0 g/L, concentração de carbonato de sódio de 12,5 g/L e o nível inferior representado pelo sinal –1 das variáveis Y1, Y2 e Y3, como sendo respectivamente, concentração de polvilho de 5,0 g/L, concentração das fontes de nitrogênio de 5,0 g/L e concentração de carbonato de sódio de 7,5 g/L.
Tabela 5.8 - Matriz do primeiro planejamento experimental e valores reais utilizados nos experimentos.
Experimentos
Variáveis codificadas Variáveis reais (g/L)
Y1 Y2 Y3 Y1 Y2 Y3 1 -1 -1 -1 5,0 5,0 7,5 2 -1 -1 1 5,0 5,0 12,5 3 -1 1 -1 5,0 10,0 7,5 4 -1 1 1 5,0 10,0 12,5 5 1 -1 -1 10,0 5,0 7,5 6 1 -1 1 10,0 5,0 12,5 7 1 1 -1 10,0 10,0 7,5 8 1 1 1 10,0 10,0 12,5 9 -1,68 0 0 3,3 7,5 10,0 10 1,68 0 0 11,7 7,5 10,0 11 0 -1,68 0 7,5 3,3 10,0 12 0 1,68 0 7,5 11,7 10,0 13 0 0 -1,68 7,5 7,5 5,8 14 0 0 1,68 7,5 7,5 14,2 15 0 0 0 7,5 7,5 10,0 16 0 0 0 7,5 7,5 10,0
5.4.3. Planejamento experimental através do planejamento composto central em biorreator
Com o objetivo de estudar a influência da vazão de ar e a velocidade de agitação na fermentação utilizando o Bacillus sp subgrupo alcalophilus na obtenção de maiores rendimentos de CGTase, foi realizado um planejamento composto central com dez experimentos, com 22 fatorial, 2 réplicas no ponto central e 4 experimentos no ponto axial, com de ortogonalidade igual a 1,41, variando os valores da taxa de aeração em vvm (1,5; 2,0 e 2,5) e da velocidade de agitação em rpm (100; 150 e 200), sendo avaliado como variável resposta a produção de CGTase. Na Tabela 5.9, foi apresentado os valores codificados e reais das variáveis na matriz do planejamento do biorreator.
Tabela 5.9 - Valores das variáveis reais (ponto central, níveis -1 e +1 e pontos axiais) usados no planejamento composto central do planejamento experimental realizado em biorreator.
Variáveis Níveis
- α -1 0 1 + α
Z1 (vvm) 1,29 1,5 2 2,5 2,7
Z2 (rpm) 79,5 100 150 200 220,5
Definido o planejamento a dois níveis, estabeleceu-se o nível superior, representado pelo sinal +1 das variáveis Z1, Z2, como sendo, taxa de aeração de 2,50 vvm e velocidade de agitação de 200 rpm e o nível inferior representado pelo sinal –1 das variáveis Z1, Z2, como sendo aeração de 1,50 vvm e velocidade de agitação de 100 rpm, respectivamente. Todos os experimentos foram realizados a 35 oC, com pH inicial do meio de 9,20 e o tempo de fermentação de 24; 48 e 72 h.
A Tabela 5.10 apresenta as os valores codificados e reais das concentrações empregadas em cada um dos 10 experimentos do PCC.
Tabela 5.10 - Matriz do planejamento experimental e valores das variáveis reais utilizados nos experimentos realizados em biorreator.
Experimentos
Variáveis codificadas Variáveis reais Z1 Z2 Z1(vvm) Z2(rpm) 1 -1 -1 1,50 100 2 -1 1 1,50 200 3 1 -1 2,50 100 4 1 1 2,50 200 5 -1,41 0 1,29 150 6 1,41 0 2,70 150 7 0 -1,41 2,00 79,5 8 0 1,41 2,00 220,5 9 0 0 2,00 150 10 0 0 2,00 150
5.5. Análise estatística dos dados
Determinada a matriz dos planejamentos e as condições de cada experimento, partiu-se para a etapa de realização dos experimentos, buscando a máxima fidelidade nas condições impostas pela matriz do planejamento. Após a coleta das amostras, foram realizados os ensaios de atividade enzimática em duplicata para maior confiabilidade dos resultados.
Realizados todos os ensaios, iniciou-se o tratamento estatístico dos dados. A Equação 5.1 (referente ao primeiro e ao segundo planejamento) e a Equação 5.2. (referente ao terceiro planejamento) apresentam de forma completa as equações empíricas de 2° ordem propostas, que representam cada uma das respostas estudadas.
Ya= 0 + ay1 + by2 + cy3 + dy1y2 + fy1y3 + gy2y3 + hy2 + iy22 + jy32 (5.1)
Sendo:
Ya;b= respostas estudadas;
0;1= constante determinada durante o ajuste do modelo; a,b, c,....o= constantes ou parâmetro da equação;
y1 ≡ concentração de polvilho;
y2≡ concentração de ½ de triptona e ½ de extrato de levedura; y3≡ concentração de carbonato de sódio;
Z1 ≡ vazão de ar;
Z2 ≡ velocidade de agitação.
Foi realizado para cada resposta uma análise de regressão múltipla, pelo método dos mínimos quadrados. A partir da equação (5.1) utilizada para o primeiro e segundo planejamento e da equação (5.2) utilizada para o planejamento do biorreator foi executado a estatística da estimativa dos parâmetros por meio dos valores de t de Student, onde as variáveis com nível de significância superior a 5% foram eliminados, definindo para cada uma das respostas estudadas uma equação que representa os efeitos das variáveis do processo. Os valores não eliminados foram utilzados no cálculo da significância dos parâmetros, definido como a relação entre o valor do parâmetro estimado e o seu desvio padrão.
O valor de F de Ficher é determinado pela razão entre o quadrado médio da equação ajustada (QME) e o quadrado médio do resíduo (QMR), mostrado na Equação 5.3. Este valor é usado para a realização de um teste de hipótese para a verificação da adequação aos dados experimentais. Quanto maior o valor de F, melhor será o ajuste do modelo em questão.
QME F
QMR
(5.3) O quadrado médio da equação (QME) e o quadrado médio do resíduo (QMR)
são dados pelas Equações 5.4 e 5.5, respectivamente. Soma dos quadrados dos valores preditos Numero de graus de liberdade da equaçao
QME
Soma dos quadrados do residuo Numero de graus de liberdade do residuo
QMR (5.5)
O coeficiente de correlação quadrático (R2) e a comparação entre o F de Fisher calculado (FC) e o F tabelado (FT) foram utilizados para verificar a significância do modelo.
Os cálculos da otimização para as variáveis: concentração de componentes do meio de cultivo, velocidade de agitação e taxa de aeração foram realizados a partir de um algoritmo realizado no programa Maple Reader 11. Utilizando as Equações 5.6; 5.7; 5.8; 5.9 e 5.10 de codificação obtêm-se os valores reais das concentrações das variáveis no ponto de maximização da AE.
Concentração de polvilho: (5.6)
Concentração de fontes de nitrogênio: (5.7)
Concentração de carbonato de sódio: (5.8)
Aeração: (5.9)
Velocidade de agitação: Z2 = (5.10)
5.6. Cálculo da atividade enzimática
Para os cálculos de atividade enzimática, foi confeccionada uma reta padrão de β-CD e um gráfico com o valor de inclinação para cada ensaio. Os valores de inclinação foram obtidos através do ajuste linear realizado pelo software Origin Pro
7.5. A atividade enzimática foi encontrada por meio da equação 5.11.
(5.11) Onde: . . 1000 . . . Venz Vreator F A
dil 7,5 2,5 ) / ( 1 g L polvilho Y 7,5 2,5 ) / ( 2 g L nitrogênio Y 10 2,5 ) / ( 2 3 3 g L Na CO Y 2010 ) ( 1 vvm aeração Z 150100 ) ( 2 rpm agitação ZA= Atividade enzimática (µmol/min.mL)
α = Coeficiente angular da reta padrão (mmol.mL-1/ABS)
β = Coeficiente angular da curva obtida experimentalmente (ABS/min.). V =Volume enzimático do reator (Vamostra (mL)/V(mL))
6. RESULTADOS E DISCUSSÃO
6.1. Calibração do método
A calibração do método foi estabelecida por meio da curva padrão (Figura 6.1) que promoveu o grau de correlação entre o resultado de uma medição e o valor convencional do mensurando.
Figura 6.1 - Curva padrão da concentração de β-ciclodextrina em 550 nm de absorbância realizada para calibração do método.
O método mostrou-se eficaz devido aos resultados mostrarem um bom ajuste linear, sendo que o coeficiente angular (α) e o coeficiente de correlação (R) comprovam a boa linearidade da curva padrão. A curva padrão ideal deve apresentar um ângulo aproximado de 45°, esta reta apresenta um ângulo de 38°, com inclinação negativa, comprovando a eficiência do método. O coeficiente angular obtido nesta curva padrão foi utilizado para o cálculo de AE dos experimentos como mostra na Figura 6.2.
Figura 6.2 - Exemplo de cálculo de AE para uma fermentação nas seguintes condições experimentais: tf = 72 h, agitação = 150 rpm, temperatura = 35
0
C.
Na Fig. 6.2 observa-se um exemplo de curva obtida para cada experimento, onde é obtido um coeficiente angular da curva experimental (β) (ABS/min.) para o cálculo da AE (Equação 6.2). Assim quanto mais inclinada à reta estiver em relação ao eixo das abscissas, para uma mesma escala, maior é a AE.
2
*
000
.
1
*
73
,
0
*
025
,
0
AE
(6.1)Na equação, a AE corresponde a multiplicação de 0,025 (coeficiente angular da curva obtida experimentalmente), 0,73 (coeficiente angular da reta padrão (mmol.mL-1/ABS), 1000 (para transformar mmol para mmol), 2 (1 mL /0,5mL).
6.2. Ativação da cultura microbiana Bacillus sp subgrupo alcalophilus (CGII) para a produção de CGTase
