MANUAL DE COLETA E TRANSPORTE DE AMOSTRA PARA EXAMES VETERINÁRIOS

MANUAL DE COLETA E TRANSPORTE DE

AMOSTRA PARA EXAMES VETERINÁRIOS

1 APRESENTAÇÃO ... 1

2 TUBOS PARA COLETA ... 1

3 VARIÁVEIS PRÉ-ANALÍTICAS ... 2

4 PREPARO DO MATERIAL PARA AMOSTRA ... 2

5 IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL ... 2

6 ACONDICIONAMENTO E ENVIO DE MATERIAL BIOLÓGICO ... 3

7 RECEBIMENTO DE AMOSTRAS ... 3 8 PERFIS DE COLETA ... 4 9 RESULTADOS DE EXAMES ...4 10 COLETA DE EXAMES ... 5 10.1 HEMATOLOGIA... 5 10.2 PESQUISA DE HEMOPARASITAS... 5 10.3 BIOQUÍMICA ... 6 10.4 HEMOSTASIA ... 6

10.5 IMUNOLOGIA, TOXICOLOGIA E HORMONAIS... 6

10.6 HEMOCULTURA ... 7

10.7 URINÁLISE ... 7

10.8 PARASITOLOGIA... 8

10.9 MICOLÓGICO (DIRETO/CULTURA) ... 8

10.10 BACTERIOLÓGICO (GRAM/CULTURA) ... 10

10.11 LÍQUIDO CÉFALO RAQUIDIANO (LIQUOR) ... 11

10.12 LÍQUIDOS CAVITÁRIOS ... 11

10.13 CITOLOGIA ... 11

10.14 BIÓPSIA ... 12

10.15 BIOLOGIA MOLECULAR ... 12

1 APRESENTAÇÃO

Atualmente exames laboratoriais tornaram-se aliados do profissional médico veterinário, pois constituem uma ferramenta importante para auxiliar na decisão e escolha dos procedimentos para cada animal, facilitando o diagnóstico, o prognóstico e acompanhamento terapêutico.

A adequada interpretação dos laudos dos exames laboratoriais bem como a obtenção de amostras de boa qualidade são procedimentos determinantes para a confirmação do diagnóstico das diversas patologias que podem acometer os animais.

A amostra enviada para análise sempre refletirá no resultado do exame. Vários fatores podem interferir no resultado dos exames, inclusive os pré-analíticos que estão ligados à coleta, conservação e envio da amostra biológica.

Este manual tem como objetivo aprimorar a qualidade da amostra colhida e assegurar sua correta conservação e envio, garantindo maior confiabilidade e segurança aos resultados liberados.

2 TUBOS PARA COLETA

Tampa

Cor

Azul

Vermelho

Amarelo

Verde

Lilás

Cinza

Plasma

Soro

Soro

Plasma

Plasma

Plasma

3 VARIÁVEIS PRÉ-ANALÍTICAS

Alguns fatores podem prejudicar os resultados e a qualidade dos exames. Segue lista abaixo:

 Falta de informações no cadastro do animal;  Coleta inadequada;

 Demora para envio da amostra ao laboratório após a coleta;  Alto nível de stress do animal no momento da coleta;

 Quantidade de amostra insuficiente;  Conservação inadequada;

 Erro na proporção de sangue e anticoagulante;  Medicações administradas no animal;

 Amostra contaminada;

 Uso de garrote por muito tempo durante a coleta;  Jejum prolongado ou diminuído;

 Escolha do tubo ou coletor errado;

 Temperatura de armazenamento e transporte da amostra.

4 PREPARO DO MATERIAL PARA AMOSTRA

 Verificar e separar materiais necessários e corretos para a coleta;

 Para evitar que amostras apresentem lipemia, o ideal é que o animal esteja em jejum por 12 horas, pois isto pode alterar o resultado dos exames;

 Não agitar excessivamente a amostra coletada;

 Evitar deixar o material fora da refrigeração. Não congelar.

5 IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL

A identificação do material é de extrema importância para qualidade de todo o processo. Os coletores e tubos devem ser identificados com as informações corretas do animal. São informações essenciais: Nome do animal, idade, sexo, espécie e raça.

Demais informações como suspeita clínica, medicação utilizada, exames solicitados, nome e CRMV do médico veterinário devem constar na requisição.

A requisição deve vir separada do material, protegida por saco plástico, para evitar rasuras e perda de informações.

6 ACONDICIONAMENTO E ENVIO DE MATERIAL BIOLÓGICO

A temperatura ideal para acondicionamento de amostras para análises e exames laboratoriais é de 2°C a 8°C. Algumas dosagens particulares como bilirrubinas e dosagem de vitaminas, podem sofrer alterações se a amostra ficar exposta à luz, por isso devem ser armazenadas em tubo e/ou frasco âmbar.

O acondicionamento ou transporte de amostras, quando feito de forma inapropriada, pode invalidar a coleta tornando a amostra rejeitável.

7 RECEBIMENTO DE AMOSTRAS

As amostras poderão ser entregues em qualquer uma de nossas unidades, conforme endereços abaixo:

UNIDADE CRICIÚMA

Rua Coronel Pedro Benedet, 350, sala 03. Centro – Criciúma/SC

Horário de atendimento: Segunda à Sexta – 7h às 18h.

UNIDADE COCAL DO SUL

Rua Dr. Edson Gaidzinski, 189. Centro – Cocal do Sul/SC Horário de atendimento: Segunda à Sexta – 7h às 17h.

8 PERFIS DE COLETA

ANIMAIS LOCAL PARA PUNÇÃO

Equinos, Bovinos e Ovinos Veia jugular ou veia caudal.

Caninos Veia jugular, veia safena da perna ou veia cefálica do membro dianteiro.

Felinos Veia marginal da orelha ou veia jugular.

Suínos Veia cava anterior, veia jugular ou veia cefálica. Galinha/Ganso Veia da asa na articulação do cotovelo.

Coelho Veia da orelha ou da artéria.

Rato/Hamster Punção ou incisão da veia do rabo, veia jugular ou veia femoral.

Porquinho da Índia Veias do lado dorsal da orelha ou punção cardíaca.

Camundongo Punção das patas ou orelhas ou artéria do rabo. Peixe Veia caudal.

9 RESULTADOS DE EXAMES

 Disponível no balcão de atendimento (impresso);  Por e-mail quando solicitado no ato do atendimento;

 Laudo online no site através de senha eletrônica do cliente;

10 COLETA DE EXAMES 10.1 HEMATOLOGIA

 O volume da amostra deve ser suficiente para preencher o tubo até a marca indicada. Uma coleta insuficiente torna maior a proporção de anticoagulante (EDTA), o que causa encolhimento das hemácias levando a alterações morfológicas, alterações na coloração e erro na determinação do hematócrito e contagem de hemácias.

 Para coleta de sangue em aves deve ser utilizado a heparina como anticoagulante e obter uma quantidade de sangue referente a 1% do peso corporal do animal.

 A fim de se evitar hemólise, é ideal que a agulha seja retirada da seringa antes do sangue ser transferido para o tubo. Além disso, deve se homogeneizar a amostra, invertendo o tubo de 8 a 10 vezes suavemente logo após a coleta, evitando aglomerados plaquetários.

 Deve-se conservar a amostra em temperatura ambiente por 12 horas ou até 24 horas se for refrigerada (2 a 8°C), após este período a amostra torna-se inadequada para a análise.

10.2 PESQUISA DE HEMOPARASITAS

 Deve ser realizada através de esfregaços sanguíneos finos, fixados por METANOL.

 O ponto a ser coletado (orelha ou cauda) deve ser escolhido e perfurado por uma agulha estéril, assim a primeira gota de sangue extravasada deve ser coletada em uma lâmina.

 Com uma lâmina extensora deve-se realizar a extensão sanguínea e aguardar a secagem de forma natural, antes de ser fixada por metanol.

 É ideal que seja coletada adicionalmente, uma quantidade de sangue em tubo contendo EDTA. Todas as amostras devem ser identificadas e encaminhadas ao laboratório. Os esfregaços sanguíneos não devem ser refrigerados, diferente das amostras em tubo de EDTA que devem ser refrigeradas em temperatura de 2 a 8°C, caso não forem encaminhadas ao laboratório em até 3 horas.

10.3 BIOQUÍMICA

 Deve ser coletado um volume de 2 a 5 ml de sangue venoso e posteriormente deve-se retirar a agulha para a transferência da amostra para o tubo seco ou tubo com ativador de coágulo.

 Refrigerar a amostra em temperatura de 2 a 8°C e encaminhar ao laboratório o quanto antes ou guardar por até 24 horas. Para determinações de glicose ou ácido lático deve-se realizar a coleta em tubo de fluoreto.

 Caso a amostra não seja encaminhada no mesmo dia ao laboratório, deve-se centrifugá-la após ocorrer a coagulação e em deve-seguida deve-separar o soro em tubo seco ou eppendorf, antes de ser congelada.

10.4 HEMOSTASIA

 Deve-se obter 4 ml de amostra através de punção venosa, retirar a agulha e realizar a transferência para um tubo contendo citrato de sódio, até a marca indicada.

 A amostra deve ser homogeneizada invertendo o tubo de 8 a 10 vezes suavemente e posteriormente deve ser refrigerada.

 Caso a amostra não possa ser enviada ao laboratório imediatamente, deve-se centrifugar e guardar o plasma em eppendorf ou tubo seco com tampa, por até 30 minutos.

 O garroteamento prolongado pode influenciar no resultado do exame, por isso deve ser evitado, assim como outros possíveis traumas.

10.5 IMUNOLOGIA, TOXICOLOGIA E HORMONAIS

 Diferentes tipos de amostras podem ser utilizados para realização de exames toxicológicos, imunológicos e hormonais. Deve-se consultar a lista de exames com as legendas disponíveis no site ou consultar o próprio laboratório via ligação telefônica/whatsapp em caso de dúvidas.

 É necessário jejum de 6 a 12 horas para animais saudáveis, animais debilitados podem realizar jejum de apenas 1 a 2 horas.

 A área da coleta deve ser uma área livre de machucados ou infecções.

 Deve-se coletar de 3 a 5 ml de sangue, respeitando a marcação do tubo. Lembrando sempre de retirar a agulha para fazer a transferência para o tubo, a fim de se evitar hemólise.

 Coletas em tubo com anticoagulante deve se realizar a homogeneização da amostra invertendo o tubo de 8 a 10 vezes devagar.

 Coletas em tubo seco devem ficar imóveis em temperatura ambiente até ocorrer a coagulação.

 Amostras que não podem ser enviadas ao laboratório em até 3 horas devem ser refrigeradas em temperatura de 2 a 8°C.

10.6 HEMOCULTURA

 Após a antissepsia do local a ser puncionado, coletar entre 1 a 5 ml de sangue e transferir para um frasco estéril e específico para realização da hemocultura.  É de extrema importância que a tampa do frasco seja desinfetada com álcool

70%.

 Homogeneizar a amostra e manter em temperatura ambiente até o encaminhamento ao laboratório.

10.7 URINÁLISE

 Deve-se obter uma quantidade mínima de 5 ml de urina do animal através de cistocentese, sondagem uretral ou micção espontânea e deve ser devidamente especificada na amostra.

 A amostra deve ser refrigerada em temperatura de 2 a 8°C logo após a coleta, até ser enviada ao laboratório.

 Após 30 minutos da coleta, artefatos e alterações degenerativas podem surgir dificultando a análise.

 A amostra se mantém estável por 6 a 12 horas refrigeradas. Não refrigeradas possui estabilidade por apenas 1 hora.

10.8 PARASITOLOGIA

 Uma quantidade mínima de 3 gramas de fezes deve ser coletada em frasco estéril.

 Fezes pastosas/líquidas devem ser coletadas um volume mínimo de 10 ml.

 _{Animais de grande porte devem ter as fezes coletadas do reto, a fim de evitar} exposição solar.

 As amostras devem se manter refrigeradas em temperatura de 2 a 8°C até serem encaminhadas para o laboratório. A partir de 12 horas a amostra encontra-se imprópria para análise.

 O uso de laxantes deve ser evitado.

 Caso o animal tenha sido submetido à procedimentos radiológicos que necessitaram da utilização de contraste, o exame parasitológico deve ser realizado apenas 3 dias após o procedimento.

10.9 MICOLÓGICO (DIRETO/CULTURA)

 Diversos tipos de amostras podem ser coletados para a realização da cultura fúngica, como fragmentos de órgãos, pelos, raspado de pele, unhas, crostas, secreções, fezes, entre outros.

 Para evitar resultados falsos-negativo é de extrema importância que o animal não esteja sob o uso de medicamentos tópicos nas últimas duas semanas antes da coleta.

 Uma boa assepsia utilizando álcool 70% evita que microrganismos saprófitos interfiram no resultado da análise.

 Evitar realizar a coleta logo após o banho do animal.

 Deve-se realizar tricotomia parcial em animais que possuem pelos longos, deixando aproximadamente 1 cm de comprimento.

 Os pelos devem ser coletados com a raiz, na borda da lesão e depositados entre duas lâminas, envelope ou frasco estéril. Se forem utilizadas lâminas, todas as bordas devem ser seladas com esparadrapo.

 Em casos de raspado de pele, as crostas e escarificação devem ser coletadas com auxílio de lâmina de bisturi estéril. O material deve ser depositado entre duas lâminas vedando as bordas com esparadrapo. É permitido alojar as lâminas em papel seco para diminuir a umidade.

 Demais secreções devem ser coletas com swab e depositadas em meio Stuart para transporte.

 Para coletas quando se suspeita de sarna demodécica, a pele deve ser comprimida com os dedos fortemente para que a sarna seja exposta.

 Pouca amostra pode provocar resultado falso-negativo.

 A amostra deve ser depositada em frasco estéril devidamente identificada e em temperatura ambiente em casos de unha, pelos e pele, demais amostras devem ser acondicionadas em temperatura de 2 a 8 °C.

 A requisição deve informar quais sintomas motivaram a solicitação do exame micológico, como exemplo, perda de pelos, descamações, crostas, entre outras.

Para pesquisa de malassezia deve-se higienizar a região ulcerada com solução fisiológica e gaze, afim de livrar a região do excesso de sangue e outros fluídos que podem estar depositados. Uma lâmina limpa deve ser pressionada contra a lesão, de forma suave. Se não houve lesão e a amostra a ser coletada for de pelos, deve se realizar o raspado com auxílio de bisturi e o material deve ser transferido para uma lâmina limpa. Para se realizar coletas no ouvido do animal, deve-se utilizar um swab estéril, passado levemente no local e transferir a amostra para uma lâmina limpa. Todas as lâminas que possuírem amostra devem ser alojadas em um “porta lâminas” e levadas ao laboratório em temperatura ambiente.

10.10 BACTERIOLÓGICO (GRAM/CULTURA)

 A amostra deve ser coletada sem que o animal esteja em uso de antibióticos, ou sob pausa de 7 dias desde a última administração.

 Para coletas de secreção auricular deve-se higienizar a parte externa do ouvido, utilizando uma gaze embebida em salina ou álcool 70%. O swab deve ser passado sobre a secreção e enviado ao laboratório em meio Stuart.

 Coletas de líquidos corporais exige assepsia do local a ser puncionado com álcool 70% e tubo estéril para que seja depositada a amostra após a coleta. A amostra não deve ser encaminhada ao laboratório dentro de seringa e sim em recipiente adequado.

 Para coletas de secreções diversas é também necessária a realização de antissepsia do local com álcool 70%. A amostra deve ser coletada com swab estéril e encaminhada ao laboratório em meio Stuart.

 A urina deve ser coletada através do procedimento cistocentese. É necessário que a amostra se mantenha refrigerada por até 6 horas, após esse período a amostra é considerada inadequada.

 _{Amostras de fezes para exames bacteriológicos devem ser coletadas in natura,} mantidas em meio de transporte Cary-Blair e refrigeradas em temperatura de 2 a 8°C. Caso seja enviada fora do meio Cary-Blair, as fezes devem ser encaminhadas o mais rápido possível (ou em até 2 horas) ao laboratório. Presença de muco, sangue e pus pode tornar a análise mais completa.

 Para realização do Gram, a amostra pode ser coletada de qualquer região suspeita desde que seja devidamente identificada sobre o tipo de material e local da coleta. O material para o Gram deve ser coletado assepticamente e depositado em movimentos circulares sobre duas lâminas no mínimo. Estas devem ser secas em temperatura ambiente e encaminhadas ao laboratório. Amostras de fezes, espermas e amostras líquidas para Gram, devem aguardar sob refrigeração em temperatura de 2 a 8°C.

10.11 LÍQUIDO CÉFALO RAQUIDIANO (LIQUOR)

 A coleta de LCR não deve ser realizada nas seguintes situações: Dermatite local, desidratação do animal, paralisia respiratória, fratura ou subluxação que envolvam a articulação atlanto-occipital e aumento da pressão intracraniana.

 _{Inicialmente, deve-se realizar a tricotomia no local a ser puncionado.}

 Após a tricotomia, o animal deve ser anestesiado e em seguida, o local onde ocorrerá a punção, deve ser limpo.

 _{A quantidade de liquor a ser retirada do animal deve ser proporcional ao seu} peso.

 A amostra deve ser coletada em três tubos secos e identificados numericamente de 1 a 3. Em caso de amostra contaminada com sangue, deve-se coletar em tubos contendo EDTA.

10.12 LÍQUIDOS CAVITÁRIOS

 Líquidos cavitários englobam líquido pleural, peritoneal, articular, císticos, entre outros.

 É importante realizar tricotomia no local da punção, de forma a facilitar a coleta.  Após a tricotomia deve-se realizar a assepsia do local a ser puncionado.

 A coleta deve ser realizada por punção com agulha estéril.

 A amostra deve ser depositada em parte em tubo contendo EDTA e outra parte em tubo seco.

 Manter a amostra em temperatura de 2 a 8°C por até 48 horas.

10.13 CITOLOGIA

 _{Para exames de citologia deve-se colher o material utilizando uma seringa estéril} de 20 ml.

 A agulha deve ser introduzida no tecido com movimento de "vai e vem" e puxando o êmbolo até a marcação de 6 a 10 ml. Além disso, a agulha deve seguir em diversas direções dentro do tecido.

 O conteúdo dentro da seringa deve, então, ser depositado evm uma lâmina e realizado o esfregaço.

 Deixar a lâmina secar em temperatura ambiente e posteriormente fixar com metanol.

 Caso não seja possível a confecção do esfregaço a amostra deve ser encaminhada ao laboratório imediatamente após a coleta, ainda dentro da seringa.

10.14 BIÓPSIA

 O material para biópsia deve ser encaminhado ao laboratório em frascos de boca larga com formol a 10%. Devidamente identificado com as seguintes informações: Local de retirada do material, histórico clínico do animal, descrição macroscópica da amostra.

 Os fragmentos devem ser cortados com 0.5 cm de espessura, no máximo, de forma a facilitar a fixação pelo formol.

 A amostra não deve ser mergulhada diretamente no formol, sendo assim é necessário que uma gaze seja deposta no fundo do frasco e outra sobre as amostras. Após esse procedimento o frasco pode ser cheio com formol até o gargalo.

 A amostra deve ser encaminhada imediatamente ao laboratório.

 _{Peças grandes ou tumores não devem ser refrigeradas ou congeladas.}

10.15 BIOLOGIA MOLECULAR

 Para exames que utilizem metodologia de biologia molecular diversos materiais podem ser encaminhados ao laboratório.

 _{O médico veterinário deve definir qual o material ideal para determinada análise,} baseado na suspeita clínica.

 Para coletas de sangue total para fins de testes moleculares, aproximadamente 2 ml de amostra deve ser colhida e armazenada em tubo contendo EDTA.

 Para a realização de sexagem de aves, preferencialmente deve-se colher 2 penas novas ou de 8 a 15 penas do peito. A sexagem também pode ser realizada através de sangue em kit específico fornecido pelo laboratório ou por pedaços da casca do ovo logo após o nascimento.

 Para todos os tipos de amostras é imprescindível o armazenamento em frascos estéreis. Além disso, a amostra deve ser refrigerada em temperatura de 2 a 8°C, até ser encaminhada ao laboratório.

 Não se deve coletar de animais recém-vacinados. O ideal é aguardar no mínimo 21 dias após a vacina.

10.16 PESQUISA DE ECTOPARASITAS

 Para a pesquisa de parasitas na pele é necessário 1 lâmina de bisturi, lâminas não lapidadas e óleo mineral ou de soja.

 Devem-se pingar poucas gotas de óleo sobre o local onde acontecerá o raspado. Caso o animal possua pelos longos, se deve realizar tricotomia no local, deixando os pelos com comprimento máximo de 1 cm.

 _{Segurar a lâmina de bisturi de forma leve e realizar a raspagem,} preferencialmente incluindo as bordas. Devem-se manter pelos e sangue na amostra.

 Comprimir a lesão cutânea com os dedos a fim de expelir os ácaros escavadores do folículo piloso.

 O material deve ser depositado entre duas lâminas de vidro não lapidadas, e com as bordas posteriormente cobertas por esparadrapo.

 O local onde foi realizado o raspado deve ser vedado com curativo simples, a fim de evitar a exposição.

Análises Clínicas Veterinárias

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