ESTUDO FITOQUÍMICO DOS EXTRATOS DAS CASCAS DOS FRUTOS SECOS DA Copaifera langsdorffii Desf.

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO - CAMPUS UNIVERSITÁRIO DE SINOP INSTITUTO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE – ICS

CURSO DE BACHARELADO EM FARMÁCIA

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ESTUDO FITOQUÍMICO DOS EXTRATOS DAS CASCAS DOS

FRUTOS SECOS DA Copaifera langsdorffii Desf.

THANIARA BARBOSA DA COSTA

Sinop-MT 2018/2

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ESTUDO FITOQUÍMICO DOS EXTRATOS DAS CASCAS DOS

FRUTOS SECOS DA Copaifera langsdorffii Desf.

THANIARA BARBOSA DA COSTA

Trabalho de Curso apresentado ao Curso de Farmácia da Universidade Federal de Mato Grosso – UFMT, campus de Sinop como requisito parcial para obtenção do título de Farmacêutico, sob a orientação do Professor Dr. Adilson Paulo Sinhorin

Sinop-MT 2018/2

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ESTUDO FITOQUÍMICO DOS EXTRATOS DAS CASCAS DOS FRUTOS SECOS DA Copaifera langsdorffii Desf

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“Dedico este trabalho à todos aqueles que me apoiaram desde o início dessa trajetória, e a todos os profissionais e pesquisadores que buscam alternativas para a melhora da saúde humana.”

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AGRADECIMENTOS

Agradeço à Deus por me garantir forças e sabedoria para concluir este trabalho com êxito.

Agradeço aos meus pais e minha família por todos os anos em que estiveram me apoiando nessa trajetória. Aos meus colegas de laboratório por toda a ajuda nos experimentos e conselhos repassados.

Agradeço ao Professor Domingos Rodrigues, e à Dienefe Rafaela Giacoppini que concederam as amostras e fizeram a identificação botânica da espécie para a realização desse estudo. Agradeço também aos Professores Leonardo Gomes de Vasconcelos, da UFMT Câmpus de Cuiabá, por todo o auxílio e conhecimentos adquiridos ao longo da realização das análises de RMN e IV. E a professora Carla Regina Andrighetti por toda a ajuda na realização dos experimentos de CCD, e por ter sempre estado disposta a me ajudar.

Agradeço ao meu Orientador, Adilson Paulo Sinhorin por todo apoio na realização desse trabalho, e por todos os anos de orientação durante a iniciação científica, aos quais contribuíram muito para minha formação.

Agradeço, de maneira geral, à todos aqueles que de alguma forma contribuíram com a concretização deste trabalho e para minha formação profissional e pessoal.

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“Ama-se mais o que se conquista com esforço.” (Benjamin Disraeli)

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RESUMO

COSTA, T. B. Estudo fitoquímico dos extratos das cascas dos frutos secos da Copaifera langsdorffii Desf. 2019. 71 p. Trabalho de Curso de Farmácia – Universidade Federal de Mato Grosso, Campus de Sinop.

Palavras-chaves: Copaifera langsdorffii, flavonoides, DPPH, RMN

As plantas são utilizadas há muitos séculos, desempenhando um papel de grande importância na vida da população, no tratamento de doenças, onde apresentam ações terapêuticas, que dão direcionamento aos estudos e que necessitam de comprovação científica, para que então seja validado o seu uso, e produção de futuros medicamentos, a fim de contribuir com a saúde humana. O presente trabalho teve como objetivo a identificação dos compostos químicos presentes nos extratos das cascas dos frutos da Copaifera langsdorffii, bem como avaliar o potencial antioxidante, quantificar o teor de fenóis e flavonoides totais nos extratos hexânico, acetato de etila e etanólico e análise espectrométrica por RMN e Infravermelho. Foram preparados os extratos da casca do fruto seco de C. langsdorffii, por maceração com hexano, acetato de etila e etanol, sucessivamente. Os extratos brutos hexânico (EH), acetato de etila (EAE) e etanólico (EE) foram submetidos a análises fitoquímicas por reações qualitativas de identificação de grupos funcionais, e por cromatografia em camada delgada (CCD). A avaliação do potencial antioxidante foi analisado pela técnica de DPPH, a quantificação do teor de fenóis e flavonoides, foram realizadas seguindo o método de Folin-Ciocalteau e precipitação com cloreto de alumínio, respectivamente. Os extratos foram análisados por RMN e infravermelho. Os extratos obtiveram rendimento total de 27,1% no processo de extração. Na análise fitoquímica foram identificados terpenos em todos os extratos, taninos em EE, flavonoides e cumarinas em EAE e EE. Na dosagem de fenóis e flavonoides, EE teve maior teor de fenóis (17,02 mgEAG/g), e todos os extratos apresentaram baixo teor de flavonoides. O EE foi o que obteve maior percentual de atividade antioxidante, realizado através do método de Souza. Nas análises por RMN e IV foi possível identificar a presença de compostos com estruturas alílicas e alifáticas, aromáticos, a presença de funções fenólicas ou álcool. Através de todo estudo realizado com extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii, foi possível determinar as classes de compostos presentes em extratos de diferentes polaridades desse material. Com esses dados, pode-se seguir com análises que especifiquem ainda mais os compostos presentes nos extratos, como a espectrometria de massas e cromatografia gasosa, a fim de decifrar esses componentes e propor uma avaliação de possível atividade biológica, destacando que extratos complexos como estes podem ter uma ação sinérgica, a fim de contribuir com a melhora da saúde e tratamento de doenças que acometem a população em geral.

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LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Figura 1. Copaifera langsdorffii Desf. Rio Ronuro, Nova Ubiratã... 24

Figura 2. Fruto da Copaifera langsdorffii ... 25

Figura 3. Cascas secas dos frutos da Copaifera langsdorffii ... 26

Figura 4. Produto em filtração após a maceração com hexano...26

Figura 5. Equipamento de Infravermelho do Departamento de Química da UFMT...32

Figura 6. Fluxograma do estudo das cascas dos frutos secos de Copaifera langsdorffii Desf...33

Figura 7. Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de alcaloides nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com reagente Dragendorff...35

Figura 8.Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de cumarinas nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com hidróxido de potássio 5%, visualização no UV 356 nm...36

Figura 9. Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de flavonoides nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com NP-PEG, visualização no UV 356 nm...37

Figura 10. Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de taninos nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com cloreto férrico 2%...38

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Figura 11.Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de terpenos nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com anisaldeído sulfúrico...39

Figura 12. Resultado do potencial antioxidante dos extratos das cascas da C.

langsdorffii...41

Figura 13. Ácido copálico identificado por RMN de 1_{H e}13_{C isolado do extrato} bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado...45

Figura 14. Óxido de cariofileno identificado por RMN de 1_{H e}13_{C isolado do} extrato bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado...45

Figura 15. Ácido caurenóico identificado por RMN de 1_{H e}13_{C isolado do extrato} bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado...46

Figura 16. 3-O-alfa-ramnopiranosil-canferol identificado por RMN de 1_{H e}13_C isolado do extrato bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado...47

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LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Resultado do teste para grupos funcionais com EH, EAE e EE...34

Tabela 2. Resultados da determinação do teor total de fenóis e flavonoides nos extratos das cascas dos frutos da Copaifera langsdorffii...40

Tabela 3. Porcentagem antioxidante de EH, EAE e EE...42

Tabela 4. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1_{H do EH das cascas dos frutos da C. langsdorffii...43}

Tabela 5. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1_{H do EAE das cascas dos frutos da C. langsdorffii...43}

Tabela 6. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1_{H do EE das cascas dos frutos da C. langsdorffii...44}

Tabela 7. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13_{C do EH das cascas dos frutos da C. langsdorffii...47}

Tabela 8. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13_{C do EAE das cascas dos frutos da C. langsdorffii...48}

Tabela 9. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13_{C do EE das cascas dos frutos da C. langsdorffii...49}

Tabela 10. Resultados da análise de Infravermelho do extrato EH das cascas dos frutos da C. langsdorffii...50

Tabela 11. Resultados da análise de Infravermelho do extrato EAE das cascas dos frutos da C. langsdorffii...51

Tabela 12. Resultados da análise de Infravermelho do extrato EE das cascas dos frutos da C. langsdorffii...53

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LISTA DE ABREVIATURAS

CCD – Cromatografia em Camada Delgada EE – extrato etanólico

EH – extrato hexânico

EAE – extrato acetato de etila DPPH – 2,2-difenilpicril-hidrazila

RMN – Ressonância Magnética Nuclear IV – Infravermelho

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1. INTRODUÇÃO ... 14

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ... 16

2.1 O Gênero Copaifera ... 16

2.2 Copaifera langsdorffii Desf ... 17

2.3 Cromatografia em camada delgada ... 18

2.4 Fenóis e Flavonoides Totais ... 19

2.5 Avaliação do Potencial Antioxidante ... 20

2.6 Ressonância Magnética Nuclear (RMN) ... 20

2.7 Infravermelho ... 22 3.OBJETIVOS ... 23 3.1 Objetivo Geral ... 23 3.2 Objetivos Específicos... 23 4. MÉTODOS ... 24 4.1 Material vegetal ... 24

4.2 Coleta e Preparação dos Extratos ... 25

4.3 Triagem Fitoquímica ... 27

4.3.1 Identificação dos Grupos Funcionais ... 27

4.3.2 Cromatografia de Camada Delgada ... 27

4.4 Determinação de Fenóis e Flavonoides Totais ... 28

4.6 Ressonância Magnética Nuclear (RMN) ... 30

4.7 Infravermelho ... 31

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ... 33

5.1 Extração ... 33

5.2 Triagem Fitoquímica ... 34

5.2.1 Grupos Funcionais ... 34

5.2.2 Cromatografia de Camada Delgada (CCD) ... 35

5.3 Determinação de Fenóis e Flavonoides Totais ... 39

5.5 Ressonância Magnética Nuclear ... 42

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7. REFERÊNCIAS ... 57 ANEXO A ... 62 ANEXO B ... 68

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1. INTRODUÇÃO

Há muitos séculos, as plantas são utilizadas pela população em geral, com a finalidade de prevenção, cura ou diagnóstico, que continuaram ao longo da história da humanidade. A Organização Mundial da Saúde, em 1978 constatou a Fitoterapia como uma alternativa oficial de tratamento e propôs a divulgação dos conhecimentos necessários para seu uso (SOUZA et al, 2016).

Os produtos naturais (PN) são a fonte mais importante de novas substâncias bioativas do mercado farmacêutico. Novos nichos e interações ecológicas ganharam importância nas últimas décadas, como alvos para a pesquisa de PN. Deste modo, após anos de evolução, a natureza contempla uma enorme diversidade de organismos terrestres e marinhos, sendo promissores no desenvolvimento de novas alternativas terapêuticas, para doenças com poucas opções de tratamentos, raras e doenças negligenciadas (FELÍCIO, 2012)

A utilização de plantas medicinais é baseada, em sua maioria, em uma tradição familiar ou social, tornando-se uma prática generalizada na medicina popular. Hoje, diversos fatores colaboram para o acréscimo do uso deste recurso, entre estes, o custo elevado de medicamentos industrializados, a dificuldade da população em ter acesso a assistência médica, além de existir uma tendência nos dias de hoje ao consumo de produtos de origem natural. O estudo dessas plantas a partir da utilização pelas comunidades, fornece informações essenciais para o desenvolvimento dos estudos farmacológicos e toxicológicos, fitoquímicos e agronômicos, gerando uma economia de tempo e dinheiro (BRASILEIRO et al, 2008).

A ascensão do consumo de plantas medicinais, sob forma de produtos derivados, ou in natura, no Brasil e também em outros países, pode estar sendo influenciado pela crescente divulgação e propaganda nos meios de comunicação, bem como na falha regulamentação que rege tais produtos, amplo comércio em locais públicos, como supermercados e outros, sendo um recurso alternativo para pessoas que não tem acesso aos serviços de saúde. Esses fatores levam ao aumento de reações adversas, que pode ser justificado por esse aumento do interesse da

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população por recursos terapêuticos naturais, justificando o crescente número de publicações nesta área (SILVEIRA et al, 2008).

A maior parte das reações adversas deve-se ao fato de que na maioria das vezes, esses fitoterápicos são utilizados pela população de modo indiscriminado, por automedicação, sem o conhecimento de seus possíveis efeitos tóxicos, o que pode induzir a ocorrência de agravos, principalmente quando o uso é concomitante com outros medicamentos (SILVEIRA et al, 2008). Isso ocorre devido à crença populacional de naturalidade inócua dessas plantas medicinais e fitoterápicos (SILVEIRA et al, 2008). Com isso, o conhecimento e identificação dos componentes químicos presentes em uma determinada planta, e aqueles responsáveis pela ação terapêutica, são primordiais para determinar o uso correto e se obter a ação esperada, sendo que o desconhecimento da composição dessas plantas ou fitoterápicos podem apresentar grandes riscos, bem como não acarretar benefício algum para o organismo.

As copaibeiras, ou copaíbas, como são mais conhecidas no Brasil, são árvores comuns na América Latina e África Ocidental, e encontradas no Brasil nas regiões Amazônica, Sudeste e Centro-Oeste. As plantas chegam a viver por volta de 400 anos, e a medir até 40 metros de altura. Entre as espécies mais abundantes no Brasil e América do Sul estão a Copaifera officinalis L., a Copaifera guianensis Desf.,

Copaifera reticulata Ducke, Copaifera multijuga Hayne, Copaifera confertiflora Bth, Copaifera langsdorffii Desf., Copaifera coriácea Mart. e Copaifera cearensis Huber ex Ducke (PIERI et al, 2009).

Destas plantas são extraídas o óleo-resina por exsudação do tronco, amplamente utilizado como antifúngico, anti-inflamatório e cicatrizante (Neto et al, 2008). A maioria dos estudos já realizados são com a utilização da polpa dos frutos e cascas dos troncos (JÚNIOR; PINTO, 2002). Embora existam estudos e relatos referentes às propriedades terapêuticas do óleo-resina da C.langsdorffii, é necessário avaliar a composição e as propriedades presentes em outras partes da planta, que foi o objetivo deste estudo, realizando o estudo fitoquímico e avaliando o potencial antioxidante desses extratos.

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2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 O Gênero Copaifera

O gênero Copaifera compreende 72 espécies, das quais 16 são endêmicas no Brasil. As árvores de copaíba pertencem a família Fabaceae, são originárias da América Latina e África Ocidental.

Essas plantas medicinais são comumente usadas na medicina popular brasileira devido às suas aplicações farmacológicas provadas pelo uso popular (JÚNIOR; PINTO, 2002).

As copaíbas possuem frutos com sementes ovoides, envolvidas por um arilo amarelo. As folhas são alternadas, pecioladas e penuladas. As flores são pequenas, apétalas, hermafroditas e arranjadas em panículos auxiliares. A florificação e frutificação das copaíbas ocorrem a partir dos cinco anos de idade, em plantios. A floração ocorre entre outubro e julho e a frutificação entre junho e outubro, com variações, dependendo da região e clima (JÚNIOR; PINTO, 2002).

Os primeiros estudos do óleo de copaíba, foram feitos no século de XIX. O primeiro a descrever a solidificação do óleo de copaíba, foi Schweitzer, em 1829, onde essa substância se cristalizava após longo tempo em repouso, e foi denominada de ácido copaívico (JÚNIOR; PINTO, 2002).

O óleo-resina extraído de Copaifera spp. possui compostos não voláteis de ácidos diterpênicos e uma outra parte de compostos voláteis, sesquiterpenos, sendo os principais responsáveis pelas propriedades anti-inflamatórias e antimicrobianas (PIERI et al, 2009). O extrato aquoso das folhas de C. langsdorffi possui ação antimicrobiana eficaz contra Staphylococcus aureus (BRAGA; SILVA, 2015).

Os 28 diterpenos, descritos nos óleos de copaíba estudados, pertencem aos esqueletos caurano, labadno e clerodano. Em estudos realizados com diversos óleos de copaíba provenientes de várias regiões do Brasil, o ácido copálico foi o único encontrado em todos os óleos analisados. Por essa razão, esse diterpeno ácido pode ser usado como biomarcador de óleos de copaíba (JÚNIOR; PINTO, 2002).

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Esses óleos podem apresentar composição diversa, dependendo da sua fonte botânica e, de fatores sazonais e ambientais; o que leva estes à obterem características diferenciadas, como a variação de cor, presença de diferentes substâncias ou compostos. Isso os torna uma fonte interessante de produtos naturais para serem identificados e testados contra diferentes agentes patológicos (PIERI et al, 2009). Algumas substâncias isoladas do óleo-resina de copaíba, como o ácido hidroxicopálico também foi testado, e apresentou alta eficiência antiproliferativa para as formas promastigotas e amastigotas de Leishmania amazonensis, além de apresentar baixa toxicidade em relação aos macrófagos infectados e glóbulos vermelhos (SANTOS et al, 2013).

O chá das cascas do tronco e sementes da Copaifera também é indicado para várias enfermidades, especialmente na Venezuela e Colômbia, onde são utilizados como anti-hemorroidal e purgativo. Na Amazônia brasileira é indicado no tratamento de moléstias pulmonares e asma. Na África Ocidental (Camarões) encontra-se apenas uma utilização medicinal para um óleo de copaíba específico, Copaifera

religiosa, indicado no tratamento da sífilis e blenorrágica. A casca da copaíba também

é utilizada na forma de tintura caseira, de onde se retira um corante amarelo, mediante cocção, utilizado para colorir fios de algodão (JÚNIOR; PINTO, 2002).

2.2 Copaifera langsdorffii Desf

No Brasil, a espécie C. langsdorfii Desf. é particularmente importante por estar presente por todo o território (da Amazônia a Santa Catarina, no nordeste e centro-oeste) e por possuir quatro diferentes variedades: C. langsdorfii var. grandifolia, grandiflora, laxa e glabra (JÚNIOR; PINTO, 2002).

Na espécie C. langsdorffii o óleo de copaíba apresenta-se vermelho, semelhante ao sangue de dragão (Croton sp.), recebendo a denominação popular de copaíba vermelha. A biologia das sementes de C. langsdorffi foi estudada por diversos pesquisadores que abordaram desde sua morfologia e anatomia, passando pela sua conservação e maturação, até a germinação (JÚNIOR; PINTO, 2002).

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Sua identificação botânica é difícil, sendo realizada, na maioria das vezes, segundo características das flores, como: pubenescência das sépalas, comprimento dos anteros e a condição glabrosa ou não do pistilo. As características dos frutos são igualmente importantes, mas estes são dificilmente encontrados em coleções botânicas (JÚNIOR; PINTO, 2002).

O óleo-resina extraído de C. langsdorffii, na sua forma in natura, é considerado um importante remédio na medicina popular, tendo como principal finalidade ações terapêuticas anti-inflamatórias e anti-infeccioso pulmonar. Do óleo de C. langsdorffii já foi isolado o ácido caurenóico, e avaliado por ensaios biológicos, apresentando potencial atividade anti-inflamatória e citotóxico inibindo o crescimento de células cancerosas (SOUSA, 2011).

A atividade anti-tumoral de óleos de C. langsdorffii foi observada contra carcinoma IMC, em camundongos. O fracionamento guiado por bioensaios, mostrou que os diterpenos colavenol e o ácido hardwíckico apresentaram potente atividade anti-tumoral, sem apresentarem citotoxicidade contra as mesmas células. Estudos realizados com ácido caurenóico isolado de C. langsdorffii mostram também atividade relaxante do músculo liso, sobre contrações uterinas induzidas (JÚNIOR; PINTO, 2002).

Existem alguns estudos químicos e farmacológicos realizados com os frutos da C.

langsdorffi que relatam que os principais constituintes do óleo essencial extraídos são

o γ-muroleno, e β-cariofileno (NETO et al, 2008).

Quanto à composição química, estudos comprovam a presença de cumarina umbiliferona, ácido caurenóico, ácido poliático, ácido nivenolídeo, amilóides xiloglucânicos, polissacarídeos, nas sementes de C. langsdorffii, além de 11 ácidos graxos diferentes, sendo o ácido palmítico e oleico os que possuem maior destaque (SOUSA, 2011).

2.3 Cromatografia em camada delgada

A cromatografia em camada delgada (CCD), é uma técnica simples e rápida de executar, bastante utilizada na química orgânica, principalmente para análises qualitativas de pureza de amostras, mas também para avaliação do número de

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componentes presentes em uma mistura, identificação por comparação com um padrão, monitoramento de reações químicas e escolha de solvente adequado para separação em coluna cromatográfica (SILVA et al, 2009). Além de todas essas utilizações, esta é uma técnica eficiente e de baixo custo, o que otimiza estudos posteriores, economizando tempo e materiais. É amplamente empregado em controle de qualidade, principalmente de plantas medicinais, matéria-prima vegetal e fitoterápicos derivados (VALENTE et al, 2006).

2.4 Fenóis e Flavonoides Totais

Os métodos espectrofotométricos tem sido propostos para a dosagem de flavonoides totais em plantas, utilizando-se cloreto de alumínio (AlCl3 ). O cloreto de alumínio é usado, pois o alumínio forma quelatos estáveis com flavonoides em metanol, resultando em um desvio batocrômico (deslocamento da banda de absorção para um comprimento de onda maior) e intensificação da absorção. Desta maneira, a sensibilidade do processo é aumentada e a interferência de outras substâncias fenólicas, especialmente os ácidos fenólicos, é evitada. Utilizando-se uma solução de cloreto de alumínio a 2% em metanol a leitura é feita no comprimento de onda de 420 nm (RIO, 1996).

A quantificação de fenóis totais utilizando o reagente de Folin-Ciocalteu é baseado na redução dos ácidos fosfotúngstico (H3PW12O40) e fosfomolíbdico (H3PMo12O40), que estão presentes no reagente de Folin-Ciocalteau, pelos fenólicos presentes na amostra, a óxido de tungstênio e óxido de molibdênio em meio alcalino. Estes óxidos formados possuem coloração azulada, sendo possível a quantificação da absorbância da solução em 750 nm. Por regressão linear, a curva de calibração do ácido gálico permite correlacionar a absorbância à concentração de fenóis presentes na amostra, sendo o resultado expresso em equivalentes de ácido gálico (CRUZ, 2008).

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2.5 Avaliação do Potencial Antioxidante

Substâncias ou compostos antioxidantes são aqueles que têm a capacidade de inibir ou diminuir a oxidação quando presente em baixa concentração comparada à do substrato oxidável. Essas substâncias inibem o processo de oxidação, protegendo os sistemas biológicos contra reações de oxidação e seus efeitos danosos (ZERAIK, 2010).

Segundo Zeraik (2010), o desequilíbrio entre moléculas antioxidantes e oxidantes forma um excesso de radicais livres no organismo, ocorrendo o processo conhecido por estresse oxidativo. Esse processo oxidativo contribui para danos ao DNA, doenças coronárias, carcinogênese e metagênese. A presença desses radicais ou espécies reativas do metabolismo do oxigênio e nitrogênio, que são reativos e instáveis, contem elétrons desemparelhados, é crítica para a manutenção de diversas funções fisiológicas.

A atividade antioxidante é avaliada utilizando DPPH, e baseada na capacidade de substâncias doadoras de H+_{reagirem com o radical livre estável, incluindo} compostos fenólicos. Quanto maior for o potencial antioxidante de um dado composto, mais amarela ficará a solução, que inicialmente é roxa, e haverá absorção de luz em 515 nm. Isto nos diz que um valor de capacidade sequestradora de radicais livres maior que 80% para uma amostra medida no comprimento de onda estabelecido, indica que 80% do radical livre foi consumido (DO NASCIMENTO SIMÕES; MINGUZZI, 2009)

2.6 Ressonância Magnética Nuclear (RMN)

A Ressonância Magnética Nuclear (RMN ou NMR) de hidrogênio e de carbono-13 é uma técnica espectroscópica, que determina o ambiente químico e a natureza de hidrogênios e carbonos, sendo que esta é a técnica mais importante para investigação de estruturas moleculares (MACIEL, et al 2002). A utilização de métodos como a RMN, tem crescido tanto em números quanto em níveis de precisão, por

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possibilitar ao pesquisador caracterizar um produto natural desconhecido, em pouco tempo, utilizando apenas uma pequena quantidade de amostra, que posteriormente pode ser reutilizada, por não ser uma técnica destrutiva (RODRIGUES, 2010).

A RMN é a técnica mais poderosa para obtenção de informações estruturais detalhadas sobre compostos orgânicos em solução e no estado sólido, incluindo informações sobre a disposição dos grupos funcionais na molécula, estereoquímica, entre outros. Entretanto, é a técnica menos sensível, fazendo com que o tempo de analise seja maior que as demais técnicas (RODRIGUES, 2010).

A partir dos anos 70, o estudo de rotas biossintéticas recebeu um grande impulso com os avanços no campo da espectroscopia de RMN provenientes da introdução de técnicas pulsadas associadas à transformada de Fourier. Estes desenvolvimentos facilitaram imensamente a obtenção de espectros de 13_{C de} produtos naturais, até então, dificultada pela sua baixa sensibilidade (JÚNIOR MACEDO JÚNIOR, 2007). É crescente o uso de combinações com outros métodos espectroscópicos, como infravermelho, aumentando a precisão e velocidade dos estudos em Química dos Produtos Naturais (RODRIGUES, 2010).

O RMN é basicamente uma outra forma de espectrometria de absorção, semelhante à espectrometria de infravermelho ou UV. Sob condições apropriadas em um campo magnético, uma amostra pode absorver a radiação eletromagnética na região de radiofrequências (rf) nas frequências governadas pelas características da amostra. A absorção é uma função de certos núcleos da molécula. Um gráfico das frequências dos picos de absorção versus intensidades de pico constitui um espectro de RMN (SILVERSTEIN; WEBSTER, 2015). O solvente ideal não contém hidrogênios e deve ser inerte, baixo ponto de ebulição e barato. Como os instrumentos modernos dependem de deutério para calibrar e manter estável o campo magnético externo, é necessário utilizar solventes deuterados, por isso, usa-se clorofórmio deuterado, sempre que possível. A amostra, normalmente uma solução em solvente deuterado, é colocada no compartimento de amostra (probe), onde estão as bobinas transmissora e receptora e um orifício de onde sai ar comprimido sobre o tubo, causando rotação em torno do eixo vertical e compensando as inomogeneidades do campo magnético (SILVERSTEIN; WEBSTER, 2015).

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2.7 Infravermelho

O infravermelho (IV) é uma técnica de espectroscopia muito utilizada nas áreas de síntese e química dos produtos naturais, de extrema importância em análises qualitativas, para identificação, elucidação estrutural de substâncias e determinação da pureza de um determinado material ou amostra. Esse tipo de análise diminui o tempo de experimento, reduz a quantidade de amostra utilizada, sendo bastante acoplada a métodos de separação, como a Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE), por isso, atualmente tem sido utilizada no controle de diversos processos industriais e linhas de produção. Além disso, uma vantagem é a possibilidade de acoplamento com diversos métodos de separação, como o CLAE e a Cromatografia Gasosa de alta resolução (CGAR), onde utilizando técnicas em conjunto, os resultados se tornam mais precisos e confiáveis (LOPES; FASCIO, 2004)

Atualmente, a possibilidade do emprego de técnicas hifenadas ou técnicas acopladas podem ajudar, em parte, os estudos em Produtos Naturais. Apesar de extratos vegetais serem misturas complexas de diferentes metabólitos, a análise de frações voláteis ou materiais apolares já é, há muito tempo realizada, não sendo necessário muitas vezes, nenhum fracionamento para a total caracterização química do material em estudo (PINTO et al, 2002).

A porção de maior utilidade para a análise de estruturas orgânicas e de grupos funcionais, está situada entre 4000 e 400 cm-1_{. A frequência ou o comprimento de} onda de uma absorção depende das massas relativas dos átomos, das constantes de força das ligações e da geometria dos átomos (SILVERSTEIN; WEBSTER, 2015). A espectroscopia no infravermelho nos oferece evidências da presença de vários grupos funcionais na estrutura molecular devido à interação da radiação eletromagnética com os átomos, em um processo de vibração molecular (RAMOS; FONSECA FILHO, 2017).

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3.OBJETIVOS

3.1 Objetivo Geral

Realizar estudos das cascas dos frutos da C. langsdorffii, a fim de contribuir com o desenvolvimento científico e tecnológico, em busca de bioprospectar substâncias químicas que possam ter utilizações médicas, agrícolas, alimentícias, cosméticas entre outras.

3.2 Objetivos Específicos

Produzir informações a respeito do perfil fitoquímico do extrato das cascas do fruto seco da C. langsdorffii Desf, identificando os grupos funcionais presentes e quantificando o teor de fenóis e flavonoides totais presentes, avaliando o potencial antioxidante e realizando análise por Ressonância Magnética Nuclear (RMN) de 1_{H e} 13_{C e análise de espectroscopia no Infravermelho dos extratos.}

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4. MÉTODOS

4.1 Material vegetal

A amostra da planta foi coletada no município de Nova Ubiratã, na estação ecológica Rio Ronuro, Região Sul, às margens do Rio Ronuro por Dienefe Rafaela Giacoppini, sob coordenadas Latitude 13º6’43.22”S Longitude 54º26’48.00”W e Altitude 379 metros (Figura 1).

Figura 1. Copaifera langsdorffii Desf. Rio Ronuro, Nova Ubiratã

Fonte: Dienefe Rafaela Giacoppini, 2016

Popularmente conhecida como Copaíba do cerrado, a espécie vegetal foi identificada por Dienefe Rafaela Giacoppini, como C. langsdorffii Desf., pertencente ao gênero Copaifera, à família Fabaceae, e ao bioma de transição cerrado-amazônia. A coleção se encontra depositada no Herbário Centro Norte Mato-grossense, no Acervo Biológico da Amazônia Meridional (ABAM), da Universidade Federal de Mato Grosso, Câmpus Sinop, sob nº CNMT 5597 (Figura 2).

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Figura 2. Fruto da C. langsdorffi

Fonte: Dienefe Rafaela Giacoppini, 2016

4.2 Coleta e Preparação dos Extratos

Para a preparação dos extratos foram coletados os frutos da C. langsdorffii. Foi feita uma seleção dos frutos, para evitar a ação de metabólitos gerados por microrganismos e alguns predadores naturais. As polpas e sementes dos frutos foram retiradas e as cascas obtidas foram selecionadas e posteriormente colocadas para secar em temperatura aproximada de 25° em ambiente seco e livre de possíveis contaminantes, durante uma semana e posteriormente em estufa de circulação forçada, à 45 °C.

Depois de uma semana de secagem, onde as cascas secas obtiveram um peso de 1,135 Kg, foi feita a trituração das mesmas em moinho de martelo, para aumentar a superfície de contato e facilitar o processo de extração dos componentes de interesse (Figura 3).

(27)

Figura 3. Cascas secas dos frutos da C. langsdorffii.

Fonte: Acervo próprio

Depois de trituradas se obteve uma quantidade de 1,119 Kg de material, que foi então submetido a maceração por extração exaustiva, se utilizando solventes por gradiente de polaridade. Foi realizada a maceração com hexano, acetato de etila e etanol, sucessivamente, durante sete dias, por três vezes cada solvente, utilizando-se aproximadamente três litros de cada um. Com uma razão massa solvente de 1:1. Após este período, todo o produto obtido foi filtrado por filtração simples (Figura 4).

Figura 4. Produto em filtração após a maceração com hexano.

Fonte: Acervo próprio

Em seguida, todos os materiais obtidos foram rotaevaporados à 45 ºC para retirada do solvente e obtenção dos extratos brutos. Para a secagem total dos extratos brutos,

(28)

estes foram secos em bomba de alto vácuo, para a completa retirada dos solventes utilizados.

4.3 Triagem Fitoquímica

4.3.1 Identificação dos Grupos Funcionais

Os extratos foram analisados através de reações qualitativas, baseado no método descrito por Teixeira (2012) onde se observa a formação de precipitados, mudança de coloração e formação de espumas, que servem para identificar os grupos funcionais presentes nestes extratos. Estes ensaios foram realizados em tubos de ensaio, feitos em triplicata, e com os três tipos de extratos obtidos, hexânico (EH), acetato de etila (EAE) e etanol (EE), onde se utilizou soluções aquosas e alcoólicas desses extratos. Foram feitos ensaios para avaliar a presença de alcaloides (reações de Mayer, Dragendorff, Bouchardt); flavonoides (reação de Shinoda); taninos (reação com FeCl3); saponinas (reação com Ácido Clorídrico); purinas (reação com Ácido Clorídrico); cumarinas (reação alcalina sob luz ultravioleta 360 nm); esteroides e triterpenoides (Liebermann-Bouchard) e polissacarídeos (reação com Lugol).

4.3.2 Cromatografia de Camada Delgada

Para a confirmação e identificação dos tipos de compostos presentes nos extratos, tambémfoi realizada a cromatografia de camada delgada, utilizando-se como fase estacionária, placa de sílica gel 60 F254 Macherey-Nagel, com um tamanho aproximado de 4 X 5 cm, e fases móveis, pré-determinadas para identificação de cada metabólito (WAGNER; BLADT, 1995). Os extratos foram diluídos em clorofórmio, e aplicados, com uso de capilar, aproximadamente 0,5 cm da borda inferior e colocada em cuba de vidro para corrida nas diferentes fases móveis. Após a corrida, as placas foram observadas sob luz ultravioleta à 254 nm, e posteriormente submetidas à revelação com os reagentes Dragendorff, hidróxido de potássio etanólico à 5%,

(29)

difenilborato de aminoetanol com polietilenoglicol, cloreto férrico à 2% e anisaldeído sulfúrico, para identificação de alcaloides, cumarinas, flavonoides, taninos e terpenos, respectivamente.

4.4 Determinação de Fenóis e Flavonoides Totais

Para determinar o teor de flavonoides totais, foi utilizado o método descrito por Rio (1996). Este método consiste na elaboração de uma curva de calibração com soluções de quercetina nas concentrações de 0,25; 0,50; 1,0; 1,5; 2,5; 3; 3,5; 4 e 4,5 μg/mL. Foram utilizados 4 mL de uma solução da amostra em uma concentração de 200 μg/mL e 800 µL de solução metanólica de cloreto de alumínio (AlCl3) na concentração de 50 mg/mL, em um volume total de 25 mL, para a realização do experimento. Decorrido o tempo de 30 minutos, foi realizada a leitura em triplicata das soluções em um espectrofotômetro (Cary 50, Varian) no comprimento de onda de 425 nm. Por regressão linear, pôde-se quantificar o teor de flavonoides totais constituintes do extrato bruto e das frações. O gráfico foi elaborado utilizando-se o programa estatístico Excel.

A determinação do teor de fenóis totais foi realizada por meio da espectrofotometria na região visível, utilizando o método de Folin-Ciocalteu com modificações (Sousa et al 2007). Os extratos EH, EAE e EH foram solubilizados em metanol chegando a uma concentração final de 200 µg/mL. Foram separadas alíquotas de 1 mL de cada extrato, foram adicionados 1 mL de reagente de Folin-Ciocalteau, 5 mL de água destilada e 1 mL de carbonato de sódio 7,5%. A mistura permaneceu em repouso ao abrigo da luz por uma hora e as absorbâncias foram medidas a 750 nm, em triplicata. Para elaboração da curva de calibração foi utilizado o ácido gálico nas concentrações de 0,625 a 200 µg/mL, adicionando 5 mL de água destilada, 1 mL de reagente de Folin-Ciocalteau e 1 mL de carbonato de sódio (Na2CO3) 7,5%.

O teor de fenóis totais (FT) foi determinado por interpolação da absorbância das amostras contra uma curva de calibração construída com o padrão de ácido gálico

(30)

(0,625 a 200 μg/mL), expressos como mg de EAG (equivalentes de ácido gálico) por grama de extrato.

Para avaliar o potencial antioxidante, utilizou-se o método de Souza et al (2007), que consistiu no preparo de uma solução estoque de DPPH (2,2-difenilpicril-hidrazina) na concentração de 40 µg/mL, realizando-se a partir desta solução o preparo de uma curva de calibração com DPPH nas concentrações 1, 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35 e 40 µg/mL, realizando uma leitura a 515 nm em cubeta de vidro. Uma segunda curva com padrão rutina e ácido ascórbico (controles positivos) nas concentrações 25; 50; 100; 150; 200; 250 µg/mL. Depois foi realizado uma reação entre a solução estoque de DPPH (40 µg/mL) e as soluções do padrão rutina e ácido ascórbico nas concentrações 25; 50; 100; 150; 200; 250 µg/mL, agitado e aguardou-se 30 minutos para leitura em 515 nm. E uma terceira curva, aguardou-sendo esta a de reação com os extratos a serem analisados, com o preparo de uma solução estoque na concentração de 500 µg/mL, e a partir desta realizando-se diluições com metanol obtendo as concentrações de 25; 50; 100; 150; 200; 250 µg/mL. A partir dessas diluições montou-se a reação dos extratos, EH, EAE e EE, com a solução estoque de DPPH (40 µg/mL), sob os mesmos procedimentos descritos nas outras reações, realizando a leitura em 515 nm.

A partir da equação da curva de calibração de DPPH e dos valores de absorbância para o padrão e extratos no tempo de 30 min para cada concentração testada, foi determinado os percentuais de DPPH remanescentes (% DPPHREM), conforme a Equação:

%DPPHREM = [DPPH]T=t /[DPPH]T=0x100

(31)

- [DPPH]T= t: corresponde à concentração de DPPH no meio após a reação (30 minutos) com o padrão ou com o extrato

- [DPPH]T: concentração inicial de DPPH, ou seja, [40 µg/mL] (100 μmol/mL); Concentração inicial de DPPH em 50% (CE50)

Foi determinada a partir de uma curva exponencial de primeira ordem, obtida plotando-se na abscissa as concentrações da amostra (μg/mL) ou do controle positivo (padrão) e na ordenada, a porcentagem de DPPH remanescente (%DPPHREM).

A porcentagem de antioxidante foi determinada pelos valores de absorbância em todas as concentrações testadas, no tempo de 30 min, sendo convertidos em porcentagem de atividade antioxidante (AA), determinada pela Equação:

%AA={[Abscontrole–(Absamostra–Absbranco)] x 100}/Abscontrole.

Abscontrole=absorbância inicial da solução metanólica de DPPH [40 µg/mL]

Absamostra = absorbância da mistura reacional (DPPH+amostra).

4.6 Ressonância Magnética Nuclear (RMN)

As análises foram realizadas na Central Analítica do Laboratório de Pesquisa em Química de Produtos Naturais, do Departamento de Química na UFMT – Câmpus de Cuiabá, com a colaboração do Professor Leonardo Gomes de Vasconcelos, utilizado o equipamento de Ressonância Magnética Nuclear Bruker 500MHz, equipado com Magneto (Modelo: Bruker Magnet System AscendTM_{500), Console} (Modelo: Bruker Advance III HD); Probe (Modelo: BBO 500 MHz S1 – 5mm); Unidade de Variação de Temperatura (Modelo: BCU 1 -40/50); Amplificadores (Modelo: HPPR II Preamplifier), Estação de Trabalho (Modelo: HP Z420 Workstation); Software de Aquisição e Processamento (Modelo: Bruker TopSpin 3.2) e Tubos de RMN (Marca: DURAN 500 MHz; Dimensões: 178x5 mm).

(32)

A amostra EH foi preparada com 10,2 mg de extrato e 650 µL de clorofórmio deuterado, obtendo uma concentração de 17 mg/mL. O EAE foi preparada utilizando 10,3 mg de extrato e 650 µL de clorofórmio deuterado, com concentração de17,5 mg/mL. E na amostra EE foram utilizados 10,5 mg de extrato e 650 µL de metanol deuterado, com concentração de 17,6 mg/mL.

Na aquisição dos Espectros Qualitativos realizou-se os seguintes protocolos experimentais: 1_{H (Parâmetros de Aquisição: PULPROG (Zg30); AQ_MOD (DQD); TD} (65536); DS (0); NS (32); TDO (1); SW [ppm] (14.9960); SWH [HZ] (7500,00); AQ [sec] (4.3690667); FIDRES [Hz] (0.228882); FW [Hz] (4032000.000); RG (203); DW [µSec] (66.667)); 13_{C (Parâmetros de Aquisição: PULPROG (Zgpg30); AQ_MOD (DQD); TD} (65536); DS (4); NS (20480); TDO (1); SW [ppm] (236.6369); SWH [HZ] (29761.904); AQ [sec] (1.1010048); FIDRES [Hz] (0,908261); FW [Hz] (250000.000); RG (203); DW [µSec] (16.800)). Temperatura de Aquisição: 25 ºC.

4.7 Infravermelho

As análises de Infravermelho (IV) foram realizadas na Central Analítica do Laboratório de Pesquisa em Química de Produtos Naturais, do Departamento de Química, em espectrofotômetro Shimadzu Iraffinity-1 (Modelo: IRAffinity-1; Cat.No. 206-73500-38; Serial NO. A21374902249S1; Marca: Shimadzu Corporation). (Figura 5).

A pastilha foi preparada pesando-se 0,1 g de KBr, já seco em estufa à 100 °C por 24 horas, e posteriormente utilizando-se um sistema de prensa hidráulica (Marca: Shimadzu Corporation; Modelo: SSP-10A; P/N: 200-64175; S/N: 310314902239), acessório parte integrante do equipamento. Ela foi utilizada como branco e em seguida utilizada para a leitura juntamente com as amostras.

No EH foi preparado com 0,529 g de extrato em 1 mL de hexano, em seguida, e adicionado 100 µL da solução de EH na pastilha de KBr e deixado em estufa à 100 °C por 10 minutos, e em seguida realizado a leitura. Em EAE foi preparado uma solução da amostra com 0,7071 g de extrato e 1 mL de acetato de etila. Foram

(33)

adicionados à pastilha de KBr 80 µL dessa solução amostra, e deixado por 20 minutos em estufa à 100 °C. No EE, uma pequena quantidade de extrato, indetectável pela balança analítica, foi incorporada com o KBr, e realizado a confecção da pastilha, sendo tirado o branco com outra pastilha contendo somente KBr, e em seguida realizado a leitura.

Posteriormente realizou-se a aquisição do espectro de IV usando o software IRSolution (Versão: 1.50) utilizando os seguintes parâmetros de aquisição: Modo de Medida (% Transmitância); Apodizaiton (Happ_Genzel); Número de Scans (200); Resolução (16); Range (400 à 4000 cm-1_{); Gain (1).}

Figura 5. Equipamento de Infravermelho do Departamento de Química da UFMT

(34)

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1 Extração

Depois do processo de secagem a massa obtida foi de 1,135 kg, que posteriormente passou pelo processo de moagem, obtendo um peso de 1,119 kg. Após os processos de maceração por extração exaustiva, foram obtidos 249,1 g de EH, 47,2 g de EAE e 6,9 g de EE, após a retirada de todos os solventes. O rendimento do processo de extração, considerando a droga já triturada foi de 22,26% para o EH, 4,22% para o EAE e 0,62% para o EE. Somando, o processo de extração obteve um rendimento total de 27,1%. O fluxograma a seguir apresenta os passos consecutivos no estudo das cascas dos frutos secos de C. langsdorffii (Figura 6).

(35)

5.2 Triagem Fitoquímica

5.2.1 Grupos Funcionais

Com os três extratos foram realizados testes para identificação de alguns grupos funcionais, onde conforme característica observada após o término das reações aplicadas aos extratos, confirmou-se ou não a presença de determinados grupos de substâncias. A tabela 1 abaixo apresentam os resultados obtidos para cada extrato testado.

Tabela 1. Resultado do teste para grupos funcionais com EH, EAE e EE.

Grupos Funcionais EH EAE EE

Alcaloides + + + Cumarinas Esteroides e Triterpenoides Flavonoides - - + + - + + - + Polissacarídeos Purinas Saponinas Taninos - + + - - + - - - - - +

Através das reações qualitativas, foi possível identificar os compostos presentes em cada extrato, de acordo com o descrito por Teixeira (2012). No EH obteve-se resultados positivos para flavonoides, alcaloides, saponinas, purinas. No EAE foi verificado a presença de flavonoides, alcaloides, cumarinas e purinas. No extrato etanólico constatou-se resultados positivos para flavonoides, taninos, cumarinas e alcaloides.

(36)

Esses ensaios qualitativos, são testes que dependem, de maneira considerável, das percepções e conclusões do analista, podendo ou não ser interpretada de maneiras diferentes, com opiniões que se divergem. Porém a realização desses ensaios é de grande valia para se realizar uma triagem fitoquímica e direcionar os estudos químicos de acordo com os tipos de substâncias e compostos presentes em cada um desses extratos, e o tipo de atividade biológica que tais produtos podem exercer, principalmente em casos em que não há relato na literatura.

5.2.2 Cromatografia de Camada Delgada (CCD)

Sendo este um método amplamente utilizado na separação de compostos, mas que também auxiliam na identificação destes, foram realizados ensaios para identificação de alcaloides, cumarinas, flavonoides, taninos e terpenos.

Para identificação dos alcaloides foi utilizada como fase móvel os solventes tolueno, acetato de etila e dietilamina, na proporção 70:20:10, respectivamente, e usou-se como revelador o reagente Dragendorff. O resultado para ambos os extratos testados foram negativos, como mostra a figura 7 abaixo, visto que o esperado era o aparecimento de bandas de coloração laranja ou marrom.

Figura 7. Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de alcaloides nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com reagente Dragendorff.

(37)

EH = extrato hexânico; EAE = extrato acetato de etila; EE = extrato etanólico

Nos ensaios qualitativos de grupos funcionais obteve-se resultados positivos para alcaloides, porém na CCD, esse resultado foi negativo para as três amostras. Com isso podemos considerar que esses compostos podem não estar presentes nessas amostras, visto que nos ensaios qualitativos dependem muito do analito, e a qualidade dos reagentes utilizados, como o Mayer, Dragendoorf e Bouchardt podem interferir nos resultados.

Para a identificação de cumarinas, foi utilizada a fase móvel clorofórmio, acetona e ácido fórmico, nas proporções 75:16,5:8,5 respectivamente, e como revelador hidróxido de potássio à 5% em etanol. A coloração esperada para essa classe de compostos é azul claro florescente, sendo possível detectar a presença dos mesmos apenas em EAE e EE (Figura 8), o que também se confirma nos ensaios qualitativos de grupos funcionais.

Figura 8. Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de cumarinas nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com hidróxido

de potássio 5%, visualização no UV 356 nm.

Fonte: Acervo Próprio

De acordo com Neto e Silveira (2008), existem poucas citações na literatura até mesmo do fruto da copaíba, sendo encontrados alguns relatos sobre ácidos graxos e cumarinas nas sementes. Alguns estudos realizados com óleo das sementes de C.

(38)

langsdorfii, mostraram a presença da cumarina umbeliferona e de oligossacarídeos

xiloglucânicos (JÚNIOR; PINTO, 2002).

A primeira descrição de C. langsdorffii foi relatada por Mors e Monteiro, onde identificaram a presença de compostos cumarínicos e a umbiliferona nos extratos das sementes dessa espécie. Nas sementes de C. langsdorffi já foram identificados amiloides xiloglucânicos e nos cotilédones polissacarídeos. Em sementes de

Copaifera sp já foram identificados os ácidos graxos: palmítico, oleico, linoleico,

araquídico e beênico (Neto et al, 2008).

Para identificação de flavonoides foram utilizados clorofórmio, acetona e ácido fórmico, em uma primeira fase móvel, para agliconas de flavonoides, na proporção 75:16,5:8,5 e em uma segunda fase móvel acetato de etila, ácido fórmico, ácido acético e água, nas proporções 10:1,1:1,1:0,5, para heterosídeos. Como revelador foi utilizado o reagente NP-PEG (difenilborato de aminoetanol com polietilenoglicol), sendo a coloração esperada, amarelo fluorescente, na visualização à luz UV no comprimento de onda de 356 nm (Figura 9). Neste caso, obteve-se resultados positivos para os extratos EAE e EE.

Figura 9. Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de flavonoides nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com NP-PEG,

visualização no UV 356 nm.

(39)

De acordo com os resultados dos ensaios qualitativos de grupos funcionais, os compostos flavonoides estão presentes nos três extratos analisados, porém na CCD, apenas EAE e EE contém esse grupo de substâncias.

Para a identificação de taninos, utilizou-se como fase móvel acetato de etila, ácido fórmico e água, na proporção 100:11:5, com formação de bandas de coloração azul, após revelação com cloreto férrico 2% (Figura 10). Obteve-se resultado positivo em EE. O que é confirmado pelos ensaios qualitativos de grupos funcionais.

Figura 10. Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de taninos nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com cloreto férrico 2%.

No teste para identificação de terpenos usou-se como fase móvel hexano e acetato de etila, na proporção 80:20, e como revelador anisaldeído sulfúrico, formando coloração azul escuro, como já esperado, de acordo com a literatura (Wagner; Bladt, 1995), com resultado positivo para terpenos nos três extratos.

(40)

Figura 11. Resultado da cromatografia de camada delgada para identificação de terpenos nos extratos das cascas dos frutos da C. langsdorffii após revelação com anisaldeído

sulfúrico.

Nos ensaios qualitativos de grupos funcionais por reações químicas, obteve-se resultados negativos para os compostos terpênicos. Considerando que esses compostos são marcadores nesses tipos de amostras resinosas, podemos constatar que os ensaios qualitativos apresentaram um resultado falso-negativo, que pode ter ocorrido devido a qualidade dos reagentes utilizados.

De acordo com relatos na literatura o EH das cascas dos frutos contém ácidos diterpênicos, como o ácido caurenóico, ácido poliáltico e nivenolídeo, além de conter uma mistura de ácido caurenóico e óxido de cariofileno (NETO et al, 2008). Através desta técnica cromatográfica, foi possível constatar a presença de compostos terpênicos em EH, em EAE e EE, o que indica que esses compostos estão em grande quantidade presentes nas cascas dos frutos secos.

5.3 Determinação de Fenóis e Flavonoides Totais

Através da equação da reta, obtidas a partir das curvas padrões com ácido gálico (fenóis totais) e quercetina (flavonoides totais), foi possível quantificar os fenóis

(41)

e os flavonoides totais constantes nos extratos brutos das cascas dos frutos da espécie C. langsdorffii. (Tabela 2).

A equação da curva de calibração da quercetina foi Y = 0,0709X+0,0154, onde Y é a concentração da quercetina, X é a absorbância a 425 nm e o coeficiente de correlação R2_{= 0,9978. E o teor foi determinado em mg de EQ (equivalentes de} quercetina) por grama de extrato.

A equação da curva de calibração do ácido gálico foi Y = 0,0182X + 0,0173, onde X é a concentração do ácido gálico, Y é o valor da absorbância a 750 nm e apresentou o coeficiente de correlação R2 = 0,9969. O teor de fenóis totais foi expresso em miligrama de equivalente de ácido gálico por grama de extrato (mg EAG/g).

Tabela 2. Resultados da determinação do teor total de fenóis e flavonoides nos extratos das cascas dos frutos da Copaifera langsdorffii Desf.

Amostra Teor de fenóis totais mg EAG/g Teor de flavonoides totais mg EQ/g EH 7,84 1,12 EAE 6,54 1,15 EE 17,02 1,09

Entre as amostras da espécie C. langsdorffii, a que apresentou maior teor de fenóis totais foi a EE, com 17,02 mg EAG/g. Esse resultado pode sugerir que esse extrato possui um elevado teor de fenóis, mas apenas uma pequena parte deste, é formada por flavonoides. O EH apresentou um teor de 7,84 mg EAG/g, possuindo o segundo maior teor, mesmo sendo um extrato mais apolar, e de acordo com o estudado, o que possui maior teor de gorduras. E o EAE obteve um teor de 6,54 mg EAG/g. Os teores de flavonoides totais foram estatisticamente iguais entre os três extratos estudados.

(42)

Segundo Batista et al (2016), em estudos realizados com a polpa dos frutos da

C. langsdorffii, o extrato etanólico e o extrato etanólico 60%, foram quantificados com

elevados teores de polifenóis, sendo confirmado por diferentes métodos de análises, como Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE). Esses resultados foram capazes de reduzir o efeito deletério da ciclofosfamida, sendo que essa capacidade antioxidante está ligada à prevenção de alterações genéticas.

Para se avaliar a capacidade antioxidante dos extratos, foi determinada a porcentagem de DPPH remanescente, e posteriormente estabelecida uma relação entre DPPH remanescente e as concentrações das amostras para se determinar a CE50, que é a concentração mínima necessária para o antioxidante reduzir em 50% a concentração inicial de DPPH. Portanto, quanto menor o valor de CE50 apresentado pelos extratos, maior será sua atividade antioxidante (Figura 12).

Figura 12. Resultado do potencial antioxidante dos extratos das cascas da C.

langsdorffii.

EH = extrato hexânico; EAE = extrato acetato de etila; EE = extrato etanólico

0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 0,0 50,0 100,0 150,0 200,0 250,0 300,0 % d e DP PH Re m an es ce n te Concentração amostra µg.mL

Potencial antioxidante

EH EAE EE AA RT

(43)

Avaliando o gráfico acima, onde estão presentes os valores de DPPH remanescentes para dois padrões utilizados na técnica, podemos constatar que o extrato que mais se aproximou dos padrões ácido ascórbico e rutina, dois potentes antioxidantes, foi o EE. E apresentou CE50 em 135 µg/mL, e os extratos EAE e EH não atingiram a CE50.

Isso pode ser explicado devido ao extrato EE conter substâncias mais polares em relação ao EAE e EH, podendo conter mais compostos fenólicos, que também são substancias antioxidantes, e por esse motivo esse extrato apresentou uma melhor atividade.

Foi determinado a porcentagem de antioxidante em cada concentração para cada uma das amostras, através dos valores de absorbância obtidos da solução inicial de DPPH e absorbância da mistura reacional, DPPH + amostras, onde se confirma que o EE é o que apresenta melhor potencial antioxidante (Tabela 3).

Tabela 3. Porcentagem antioxidante de EH, EAE e EE.

Concentrações µg.mL EH EAE EE 250 21 % 18 % 82 % 200 22 % 31 % 78 % 150 22 % 17 % 66 % 100 22 % 18 % 55 % 50 20 % 16 % 33 % 25 22 % 17 % 34 %

5.5 Ressonância Magnética Nuclear

Com a análise de RMN dos extratos, mesmo sendo amostras que contém diversos compostos, foi possível atribuir a cada um, os grupamentos orgânicos presentes, de acordo com os deslocamentos químicos e a multiplicidade dos picos, como mostra as tabelas 4, 5 e 6 abaixo.

(44)

Tabela 4. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1_H

do EH das cascas dos frutos da C. langsdorffii.

δ (ppm) 1_H _{Multiplicidade} _{Grupos Correspondentes}

0,78 – 1,08 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,26 – 1,38 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 1,69 - 1,77 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,03 – 2,06 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,19 – 2,21 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,65 singleto CH2 de cadeias alifáticas

3,51 – 3,98 singleto Hidrogênio ligado à CH2 alfa à C=O ou alfa à C-O 4,76 – 5,58 multipleto C=C de cadeias alílicas

5,72 – 6,28 multipleto C=C de cadeias alílicas

Tabela 5. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1_{H do EAE}

das cascas dos frutos da C. langsdorffii

0,74-0,97 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,17-1,37 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,60-1,77 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,99-2,21 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 2,31-2,37 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,66 singleto CH2 de cadeias alifáticas

3,51 singleto Hidrogênio ligado à CH2 alfa à C=O ou alfa à C-O 3,73-3,77 multipleto Hidrogênio ligado à CH2 alfa à C=O ou alfa à C-O 3,98 singleto Hidrogênio ligado à CH2 alfa à C=O ou alfa à C-O

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4,22-4,89 multipleto C=C de cadeias alílicas 5,69-5,72 dupleto C=C de cadeias alílicas

6,0 _dupleto _{Hidrogênio ligado à aromáticos}

7,07 singleto _{Hidrogênio ligado à aromáticos}

7,49 singleto _{Hidrogênio ligado à aromáticos}

8,04 singleto Hidrogênio ligado à aromáticos

Tabela 6. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1_{H do EE}

das cascas dos frutos da C. langsdorffii

0,89 – 1,00 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,14 – 1,31 Multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,32 – 1,62 Multipleto CH3 de cadeias alifáticas 2,00 – 2,21 Multipleto CH3 de cadeias alifáticas 2,44 – 2,61 Multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,88 – 2,94 Multipleto CH2 de cadeias alifáticas

3,02 – 4,06 multipleto Hidrogênio ligado à C-OH ou à C-O (açúcar) 4,07 – 4,34 Multipleto C=C de cadeias alílicas

4,48 – 4,52 multipleto C=C de cadeias alílicas 5,13 Singleto C=C de cadeias alílicas 5,40 – 5,83 Multipleto C=C de cadeias alílicas 6,53 e 6,56 Singleto Hidrogênio ligado à aromáticos

(46)

7,08 – 7,13 Multipleto Hidrogênio ligado à aromáticos 7,28 – 7,38 Multipleto Hidrogênio ligado à aromáticos 8,05 – 8,08 dupleto Hidrogênio ligado à aromáticos

Foi possível sugerir a presença de cadeias alifáticas e cadeias alílicas, bem como a presença de hidrogênio ligado à carbonila e hidrogênios de ligações duplas entre carbonos, nos três extratos.

Considerando os dados obtidos, podemos afirmar que os sinais com deslocamentos químicos de δ 0,75 ppm à aproximadamente δ 2,20 ppm são hidrogênios ligados ao carbonos alifáticos, os deslocamentos entre δ 3,02 à 3,98 ppm, presentes em EH e EAE, são hidrogênios alílicos, e segundo estudos feitos por Neto et al (2008) e Sousa (2011), estes são pertencentes a grupos metílicos, presentes nos principais compostos diterpênicos, como o óxido de cariofileno e ácido copálico (Figuras 13 e 14).

Figura 13. Ácido copálico identificado por RMN de 1_{H e}13_{C isolado do}

extrato bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado.

Fonte: Sousa, 2011

Figura 14. Óxido de cariofileno identificado por RMN de 1_{H e}13_{C isolado do}

extrato bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado.

Fonte: Sousa, 2011

(47)

Porém os picos característicos pela intensidade e tipo de multiplicidade, presentes em EE, com deslocamentos entre δ 3,02 à 4,06 ppm contribuem para unidades glicosídicas, de acordo com a proposta de Sousa (2011) e Petrica et al (2014), o que confirma a presença de compostos açucarados somente nesse extrato. De acordo com Sousa et al. (2011), em espectro de RMN de 1_{H, hidrogênios} entre δ 4.48 e 4.84 ppm são hidrogênios de ligações duplas exocíclicas, e deslocamentos de δ 5.40 à 5.83 ppm são de hidrogênios de ligações duplas endocíclias, característicos de diterpenos, encontrados em óleo-resina de Copaifera sp., como o ácido copálico e ácido caurenóico (Figura 15), marcadores químicos presentes nessas espécies, o que confirma os dados obtidos nos extratos EH e EAE.

Figura 15. Ácido caurenóico identificado por RMN de 1_{H e}13_{C isolado do extrato bruto}

das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado.

Fonte: Sousa, 2011

Já os picos com deslocamentos aproximados de δ 6.0 à 8.0 ppm, obtidos apenas no EAE e EE, são relativos à presença de anéis aromáticos, presentes em compostos como 3-O-alfa-ramnopiranosil-canferol (Figura 16), segundo Sousa et al (2011).

(48)

Figura 16. 3-O-alfa-ramnopiranosil-canferol identificado por RMN de 1_{H e}13_{C isolado do}

extrato bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado.

Fonte: Sousa, 2011

Nas análises de RMN de 13_{C verificou-se a presença dos grupos funcionais} correspondentes à cada pico apresentado nos espectros, através dos dados de deslocamento químico, apresentados nas tabelas 7, 8 e 9.

Tabela 7. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13_{C do EH}

das cascas dos frutos da C. langsdorffii.

δ (ppm) 13_C _{Grupos Correspondentes} 15,69 e 16,35 -CH3 de Hidrocarbonetos acíclicos; 18,43 e 19,11 -CH3 e -CH2 de Hidrocarbonetos acíclicos; C3H6 de Hidrocarbonetos alicíclicos; 20,27 -CH3 e -CH2 de Hidrocarbonetos acíclicos; 21,85 -CH3 e -CH2 de Hidrocarbonetos acíclicos C4H8 a C10H20 Hidrocarbonetos alicíclicos; 24,77; 26,72; 27,50; 29,71; 29,92 -CH3 -CH2 e CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C4H8 a C10H20 Hidrocarbonetos alicíclicos;

(49)

33,11; 37,91; 39,65; 40,73

-CH2 CH C de Hidrocarbonetos acíclicos;

41,28 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois; 43,66 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois; 44,24; 47,28; 48,97;

50,87

CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois;

54,33 CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois; C-O-C de Éteres;

57,01 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois; C-O-C de Éteres;

77,22 C=C=C Alenos; C=R de Alquinos; OH de Álcoois; C-O-C de Éteres;

106,50 H2C=C-R de Alquenos; Aromáticos; 155,92 Aromáticos; R-C=C-COOR’ Ésteres insaturados

Tabela 8. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13_{C do EAE}

δ (ppm) 13_C _{Grupos Correspondentes} 38,89 -CH2 CH C de Hidrocarbonetos acíclicos; 47,72 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois 47,89 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois

(50)

48,06 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois 48,23; 48,45 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois 62,75; 69,56; 70,37; 70,50; 70,64; 71,17; 71,58; 72,08; 72,48; 72,93; 73,49; 74,92; 76,64; 76,73; 83,53

C-OH de Álcoois; C-O-C Éteres;

92,56; 96,83; 97,79 Ar-Y de Aromáticos;

Analisando os espectros obtidos de RMN de 13_{C, pode-se sugerir a presença} de compostos de cadeia alifáticas ou acíclicos, que foram identificados também na análise de 1_{H, variando de δ 0,74 à 2,94 ppm, e de}13_{C com deslocamentos partindo} de δ 15,69 ppm, como no EH, até δ 57,01 ppm. Foi possível verificar a presença de carbonos ligados à função álcool, com deslocamentos entre δ 41,28 à 83,53 ppm, que podem ser confirmadas pelos picos de 1_{H com deslocamentos entre}_{δ 3,31 à 3,98} ppm.

Tabela 9. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13_{C do EE}

δ (ppm) 13_C _{Grupos correspondentes} 38,89 -CH2 CH C de Hidrocarbonetos acíclicos; 47,89; 48,06 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH Álcoois; 48,23; 48,45 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH Álcoois; 62,75; 69,56; 70,37; 70,50; 70,64; 71,17; 71,58; 72,08; 72,48; 72,93; 73,49; 74,92; 76,64; 76,73; 83,53;