5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.5 Ressonância Magnética Nuclear
Com a análise de RMN dos extratos, mesmo sendo amostras que contém diversos compostos, foi possível atribuir a cada um, os grupamentos orgânicos presentes, de acordo com os deslocamentos químicos e a multiplicidade dos picos, como mostra as tabelas 4, 5 e 6 abaixo.
Tabela 4. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1H
do EH das cascas dos frutos da C. langsdorffii.
δ (ppm) 1H Multiplicidade Grupos Correspondentes
0,78 – 1,08 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,26 – 1,38 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 1,69 - 1,77 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,03 – 2,06 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,19 – 2,21 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,65 singleto CH2 de cadeias alifáticas
3,51 – 3,98 singleto Hidrogênio ligado à CH2 alfa à C=O ou alfa à C-O 4,76 – 5,58 multipleto C=C de cadeias alílicas
5,72 – 6,28 multipleto C=C de cadeias alílicas
Tabela 5. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1H do EAE
das cascas dos frutos da C. langsdorffii
δ (ppm) 1H Multiplicidade Grupos Correspondentes
0,74-0,97 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,17-1,37 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,60-1,77 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,99-2,21 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 2,31-2,37 multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,66 singleto CH2 de cadeias alifáticas
3,51 singleto Hidrogênio ligado à CH2 alfa à C=O ou alfa à C-O 3,73-3,77 multipleto Hidrogênio ligado à CH2 alfa à C=O ou alfa à C-O 3,98 singleto Hidrogênio ligado à CH2 alfa à C=O ou alfa à C-O
4,22-4,89 multipleto C=C de cadeias alílicas 5,69-5,72 dupleto C=C de cadeias alílicas
6,0 dupleto Hidrogênio ligado à aromáticos
7,07 singleto Hidrogênio ligado à aromáticos
7,49 singleto Hidrogênio ligado à aromáticos
8,04 singleto Hidrogênio ligado à aromáticos
Tabela 6. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 1H do EE
das cascas dos frutos da C. langsdorffii
δ (ppm) 1H Multiplicidade Grupos Correspondentes
0,89 – 1,00 multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,14 – 1,31 Multipleto CH3 de cadeias alifáticas 1,32 – 1,62 Multipleto CH3 de cadeias alifáticas 2,00 – 2,21 Multipleto CH3 de cadeias alifáticas 2,44 – 2,61 Multipleto CH2 de cadeias alifáticas 2,88 – 2,94 Multipleto CH2 de cadeias alifáticas
3,02 – 4,06 multipleto Hidrogênio ligado à C-OH ou à C-O (açúcar) 4,07 – 4,34 Multipleto C=C de cadeias alílicas
4,48 – 4,52 multipleto C=C de cadeias alílicas 5,13 Singleto C=C de cadeias alílicas 5,40 – 5,83 Multipleto C=C de cadeias alílicas 6,53 e 6,56 Singleto Hidrogênio ligado à aromáticos
7,08 – 7,13 Multipleto Hidrogênio ligado à aromáticos 7,28 – 7,38 Multipleto Hidrogênio ligado à aromáticos 8,05 – 8,08 dupleto Hidrogênio ligado à aromáticos
Foi possível sugerir a presença de cadeias alifáticas e cadeias alílicas, bem como a presença de hidrogênio ligado à carbonila e hidrogênios de ligações duplas entre carbonos, nos três extratos.
Considerando os dados obtidos, podemos afirmar que os sinais com deslocamentos químicos de δ 0,75 ppm à aproximadamente δ 2,20 ppm são hidrogênios ligados ao carbonos alifáticos, os deslocamentos entre δ 3,02 à 3,98 ppm, presentes em EH e EAE, são hidrogênios alílicos, e segundo estudos feitos por Neto et al (2008) e Sousa (2011), estes são pertencentes a grupos metílicos, presentes nos principais compostos diterpênicos, como o óxido de cariofileno e ácido copálico (Figuras 13 e 14).
Figura 13. Ácido copálico identificado por RMN de 1H e 13C isolado do
extrato bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado.
Fonte: Sousa, 2011
Figura 14. Óxido de cariofileno identificado por RMN de 1H e 13C isolado do
extrato bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado.
Fonte: Sousa, 2011
Porém os picos característicos pela intensidade e tipo de multiplicidade, presentes em EE, com deslocamentos entre δ 3,02 à 4,06 ppm contribuem para unidades glicosídicas, de acordo com a proposta de Sousa (2011) e Petrica et al (2014), o que confirma a presença de compostos açucarados somente nesse extrato. De acordo com Sousa et al. (2011), em espectro de RMN de 1H, hidrogênios entre δ 4.48 e 4.84 ppm são hidrogênios de ligações duplas exocíclicas, e deslocamentos de δ 5.40 à 5.83 ppm são de hidrogênios de ligações duplas endocíclias, característicos de diterpenos, encontrados em óleo-resina de Copaifera sp., como o ácido copálico e ácido caurenóico (Figura 15), marcadores químicos presentes nessas espécies, o que confirma os dados obtidos nos extratos EH e EAE.
Figura 15. Ácido caurenóico identificado por RMN de 1H e 13C isolado do extrato bruto
das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado.
Fonte: Sousa, 2011
Já os picos com deslocamentos aproximados de δ 6.0 à 8.0 ppm, obtidos apenas no EAE e EE, são relativos à presença de anéis aromáticos, presentes em compostos como 3-O-alfa-ramnopiranosil-canferol (Figura 16), segundo Sousa et al (2011).
Figura 16. 3-O-alfa-ramnopiranosil-canferol identificado por RMN de 1H e 13C isolado do
extrato bruto das folhas da C. langsdorffii, apresentado como tese de doutorado.
Fonte: Sousa, 2011
Nas análises de RMN de 13C verificou-se a presença dos grupos funcionais correspondentes à cada pico apresentado nos espectros, através dos dados de deslocamento químico, apresentados nas tabelas 7, 8 e 9.
Tabela 7. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13C do EH
das cascas dos frutos da C. langsdorffii.
δ (ppm) 13C Grupos Correspondentes 15,69 e 16,35 -CH3 de Hidrocarbonetos acíclicos; 18,43 e 19,11 -CH3 e -CH2 de Hidrocarbonetos acíclicos; C3H6 de Hidrocarbonetos alicíclicos; 20,27 -CH3 e -CH2 de Hidrocarbonetos acíclicos; 21,85 -CH3 e -CH2 de Hidrocarbonetos acíclicos C4H8 a C10H20 Hidrocarbonetos alicíclicos; 24,77; 26,72; 27,50; 29,71; 29,92 -CH3 -CH2 e CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C4H8 a C10H20 Hidrocarbonetos alicíclicos;
33,11; 37,91; 39,65; 40,73
-CH2 CH C de Hidrocarbonetos acíclicos;
41,28 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois; 43,66 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois; 44,24; 47,28; 48,97;
50,87
CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois;
54,33 CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois; C-O-C de Éteres;
57,01 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois; C-O- C de Éteres;
77,22 C=C=C Alenos; C=C-R de Alquinos; C-OH de Álcoois; C- O-C de Éteres;
106,50 H2C=C-R de Alquenos; Aromáticos; 155,92 Aromáticos; R-C=C-COOR’ Ésteres insaturados
Tabela 8. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13C do EAE
das cascas dos frutos da C. langsdorffii.
δ (ppm) 13C Grupos Correspondentes 38,89 -CH2 CH C de Hidrocarbonetos acíclicos; 47,72 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois 47,89 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois
48,06 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois 48,23; 48,45 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH de Álcoois 62,75; 69,56; 70,37; 70,50; 70,64; 71,17; 71,58; 72,08; 72,48; 72,93; 73,49; 74,92; 76,64; 76,73; 83,53
C-OH de Álcoois; C-O-C Éteres;
92,56; 96,83; 97,79 Ar-Y de Aromáticos;
Analisando os espectros obtidos de RMN de 13C, pode-se sugerir a presença de compostos de cadeia alifáticas ou acíclicos, que foram identificados também na análise de 1H, variando de δ 0,74 à 2,94 ppm, e de 13C com deslocamentos partindo de δ 15,69 ppm, como no EH, até δ 57,01 ppm. Foi possível verificar a presença de carbonos ligados à função álcool, com deslocamentos entre δ 41,28 à 83,53 ppm, que podem ser confirmadas pelos picos de 1H com deslocamentos entre δ 3,31 à 3,98 ppm.
Tabela 9. Resultados dos grupamentos encontrados através dos espectros de RMN 13C do EE
das cascas dos frutos da C. langsdorffii.
δ (ppm) 13C Grupos correspondentes 38,89 -CH2 CH C de Hidrocarbonetos acíclicos; 47,89; 48,06 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH Álcoois; 48,23; 48,45 -CH2 CH de Hidrocarbonetos acíclicos; C-OH Álcoois; 62,75; 69,56; 70,37; 70,50; 70,64; 71,17; 71,58; 72,08; 72,48; 72,93; 73,49; 74,92; 76,64; 76,73; 83,53;
96,83; 97,79 Ar-Y Aromáticos
103,92 Ar-Y Aromáticos; Heteroaromáticos
Os compostos aromáticos foram identificados com deslocamentos de δ 92,56 à 155,92 ppm, sendo confirmada pelo RMN de 1H que apresentou deslocamentos na faixa de δ 6,0 à 8,0. Porém, na análise de RMN de 13C foram detectados esse tipo de estrutura nos três extratos em estudo, e no RMN de 1H, apenas no EAE e EE, não apresentando picos equivalente a essa classe de compostos no EH. Isso pode ser devido a concentração das amostras, ou o pico com deslocamento de δ 155,92 em EH, corresponde apenas a função éster.
Em um estudo realizado por Neto et al (2008), no RMN de 13C, foi identificado a presença de uma ligação dupla exocíclica, com deslocamento químico de 103,5, que pertencia ao esqueleto caureno. Através disso, podemos propor que o carbono que apresentou deslocamento químico de δ 103,92 corresponde ao mesmo tipo de ligação.
5.6 Infravermelho
Através dos dados obtidos com a realização do infravermelho, é possível detectar as funções orgânicas presentes nas amostras, realizando uma comparação dos comprimentos de onda. Em EH foi possível verificar a presença de grupos como haletos de alquila, aril-alquil-éter, grupos nitro, éster, aril-cetona e ácido carboxílico (Tabela 10).
Tabela 10. Resultados da análise de Infravermelho do extrato EH das cascas dos frutos da C. langsdorffii.
cm-1 Ligação/Grupamento Intensidade Referência
1026,13 C-O Aril-alquil-éter; F 1280-1220 e 1100-1020 cm-1 F
1157,29 C-O; F 1300-1000 cm-1 F
1643,35 C=O Aril-cetona; F 1700-1630 cm-1 F 1697,36 C=O Éster MF 1750-1670 cm-1 F 2677,20 O-H Ác. Carboxílico; Aldeído M 3200-2500 cm-1 L 2830-2700 cm-1 f-M 2731,20 O-H Ác. Carboxílico M 3200-2500 cm-1 L 2870,08 O-H Ác. Carboxílico MF 3200-2500 cm-1 L 2939,52 O-H Ác. Carboxílico MF 3200-2500 cm-1 L 3070,68 O-H Ác. Carboxílico; C- H Alcano F 3200-2500 cm-1 L 3000-2840 cm-1 M-F
Onde as intensidades das bandas são representadas por: f = fraco; M = médio; F = forte; MF = muito forte; L = largo
De acordo com a metodologia seguida de Lopes e Fascio (2004), foram encontradas bandas que correspondem a haletos de alquila, álcool e fenóis, aril-alquil- éter, aril-cetona, éster e ácido carboxílico e aldeído no EAE, como mostra a tabela 11 a seguir.
Tabela 11. Resultados da análise de Infravermelho do extrato EAE das cascas dos frutos da C.
langsdorffii.
cm-1 Ligação/Grupamento Intensidade Referência
1026,13 C-O; C-O Aril-Alquil- éter
F 1300-1000 cm-1 F 1280-1220 e 1100-1020 1400-
500 cm-1 F 1149,57 C-O; C-O Alquil-éter; F 1300-1000 cm-1 F
1150-1080 cm-1 F 1242,16 C-O Aril-Alquil-éter; F 1280-1220 e 1100-1020 1400-
500 cm-1 F
1643,35 C=O; C=O Aril-cetona; F 1820-1630 cm-1 F 1700-1630 cm-1 F 1697,36 C=O Éster MF 1820-1630 cm-1 F 1750-1670 cm-1 F 2677,20 O-H Ác. Carboxílico M 3200-2500 cm-1 L 2738,92 O-H Ác. Carboxílico; Aldeído M 3200-2500 cm-1 L 2830-2700 cm-1 f-M 2870,08 O-H Ác. Carboxílico MF 3200-2500 cm-1 L 293,80 O-H Ác. Carboxílico MF 3200-2500 cm-1 L 3070,68 O-H Ác. Carboxílico F 3200-2500 cm-1 L 3348,42 O-H Álcool ou Fenol F 3650-3100 cm-1 F 3441,01 O-H Álcool ou Fenol F 3650-3100 cm-1 F
Analisando os picos encontrados, podemos verificar a presença de bandas com absorções de 1026,13 à 1249,87 cm-1 atribuídas à ligações C-O de Aril-alquil-éter; 1643,35 à 1697,36 cm-1 atribuídas a C=O de Aril-cetona ou éster; 2677,20 à 3070,68 cm-1 à O-H de ácidos carboxílicos e 3387,00 cm-1 atribuídas à O-H de álcool ou fenol. Em estudos realizados por Pinto et al (2000), o espectro de IV do óleo bruto de copaíba apresentou uma absorção a 1740 cm-1, correspondente a C=O, uma faixa larga entre 3500 e 2600 cm-1, atribuída aos ácidos carboxílicos, e ainda absorções a 3300 cm-1 correspondente a banda de hidroxila, e 1160 cm-1 com C-O, sugerindo a
presença de ácidos carboxílicos no extrato bruto. Esses resultados foram obtidos do óleo bruto de Copaifera cearenses, adquiridos através do exsudato da perfuração direta do tronco da árvore. Esse estudo sugere a presença desses grupos também nas das cascas do fruto seco da C. langsdorffii.
No EE foram encontradas as funções orgânicas haletos de alquila, aril-alquil- éter, aril-alquil-amina, alceno, alcano e grupo funcionais como o álcool e fenol (Tabela 12). Segundo Moreira (2018), a presença da ligação de carbono C=C pode estar associado à presença de um grupo vinílico ou uma estrutura contendo anel com dupla ligação, sendo explicável a presença desse tipo de banda nesse tipo de amostra, devido a presença de compostos terpênicos.
Tabela 12. Resultados da análise de Infravermelho do extrato EE das cascas dos frutos da C. langsdorffii.
cm-1 Ligação/Grupamento Intensidade Referência
1072,42 C-O Aril-alquil-éter; F 1100-1020 cm-1 F 1273,02 C-N Aril-alquil-amina; M 1360-1250 e 1280-1180 cm-1 f- M 1350,17 C-N Aril-alquil-amina; M 1360-1250 e 1280-1180 cm-1 f- M 1620,21 C=C Alceno M 1680-1620 cm-1 f-M 2939,52 C-H Alcano M 3000-2840 M-F
3387,00 O-H Álcool ou Fenol MF 3650-3100 cm-1 F
De acordo com os dados obtidos, podemos constatar os possíveis grupamentos existentes em cada um dos extratos, destacando a semelhança de grupamentos entre EH e EAE, bem como maior quantidade de terpenos nestes extratos,o que seja provável devido à maior proximidade de polaridade dos solventes
utilizados para extração de cada um, em relação ao EE. Pode-se verificar que existem algumas diferenças entre os comprimentos de onda e intensidade dos picos, o que pode ser devido à metodologia utilizada na confecção da pastilha, sendo diferente para cada uma das três amostras analisadas, e ainda devido à concentração de cada extrato utilizado, resultando em menor absorção e intensidade das bandas.
6. CONCLUSÕES
Através de todo estudo realizado com extratos das cascas dos frutos da C.
langsdorffii, foi possível sugerir quais as classes de compostos presentes em extratos
de diferentes polaridades desse material. Pelas análises qualitativas, através de reações químicas, podemos sugerir a presença de flavonoides, alcaloides, saponinas, purinas no EH. Já no EAE identificou-se a presença de flavonoides, alcaloides, cumarinas e purinas. E no EE, foram identificados flavonoides, taninos, cumarinas e alcaloides.
Nos experimentos realizados para confirmação desses dados, através da CCD, foram constatados os compostos cumarinas e flavonoides, em EAE e EE, taninos apenas no EE, e os compostos terpênicos, presentes nos três extratos.
As análises de RMN 1H e 13C e IV, complementam esses estudos, onde se identificou a presença de compostos com cadeia alílicas e alifáticas, grupos com deslocamentos químicos correspondentes à funções éster e álcoois, e ainda a presença de estruturas que contém compostos aromáticos, em EAE e EE.
Na determinação do teor de flavonoides totais, todas as amostras apresentaram quantidades de flavonoides semelhantes, porém o EE foi o que obteve maior quantidade de compostos fenólicos, com 17,02 mgEAG/g o que pode ser explicado pelo solvente a ser utilizado na extração ser o mais polar dentre os três utilizados, o que possibilita a extração desses componentes. Por esse mesmo motivo, o EE foi o que obteve maior percentual de atividade antioxidante, com 81,92%.
Com esses dados, pode-se seguir com análises que especifiquem ainda mais os compostos presentes nos extratos, como a espectrometria de massas e cromatografia gasosa, a fim de decifrar esses componentes e propor uma avaliação de possível atividade biológica, a fim de contribuir com a melhora da saúde e tratamento de doenças que acometem a população em geral. Destacando que extratos complexos como estes, podem ter uma ação sinérgica, podendo não exercer determinada atividade ou função se passarem por processos de isolamento, por isso
a importância de se realizar primeiramente uma análise desses compostos em conjunto.
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Universidade de São Paulo.
ZINI, C. A.; Cromatografia Gasosa Bidimensional. Scientia Cromatographica, v.1, n. 1, p. 31-49, 2009.
ANEXO A
Espectro de RMN 1H da amostra de EH na concentração de 17 mg/mL, com CDCl 3 obtido em espectrômetro Bruker Magnet System AscendTM 500 MHz.
Espectro de RMN 1H da amostra de EAE na concentração de 17,5 mg/mL, com CDCl3 obtido em espectrômetro Bruker Magnet System AscendTM 500 MHz.
Espectro de RMN 1H da amostra de EE na concentração de 17,6 mg/mL, com CDCl3 obtido em espectrômetro Bruker Magnet System AscendTM 500 MHz.
Espectro de RMN 13C da amostra de EH na concentração de 17 mg/mL, com CDCl 3 obtido em espectrômetro Bruker Magnet System AscendTM 500 MHz.
Espectro de RMN 13C da amostra de EAE na concentração de 17,5 mg/mL, com CDCl3 obtido em espectrômetro Bruker Magnet System AscendTM 500 MHz.
Espectro de RMN 13C da amostra de EE na concentração de 17,6 mg/mL, com CDCl3 obtido em espectrômetro Bruker Magnet System AscendTM 500 MHz.
ANEXO B