26 a 30 de maio de 2008 João Pessoa, PB – UFPB/ABZ
AVALIAÇÃO DE TANINOS CONDENSADOS EM PLANTAS
FORRAGEIRAS
Patrícia Mendes Guimarães Beelen1,3, José Morais Pereira Filho2, Roger Nicolas Beelen1
1
Centro de Ciências Agrárias, Universidade Federal de Alagoas 2
Centro de Saúde e Tecnologia Rural, Universidade Federal de Campina Grande 3
e-mail para correspondência: patricia@ceca.ufal.br
Introdução
As forrageiras tropicais são constantemente submetidas a estresses causados por altas temperaturas, déficit hídrico, radiação solar e deficiência de nutrientes que limitam a produção e a qualidade nutricional das mesmas.
Além da limitação na quantidade de nutrientes, muitas espécies tropicais possuem pré-disponibilidade genética para produzir metabólitos secundários como taninos em estágios particulares de desenvolvimento ou sob condição de estresse. Os metabólitos secundários constituem um meio de defesa contra bactérias, fungos, vírus, estresse ambiental e ataque de herbívoros, e podem proporcionar à planta características como gosto amargo, odor repulsivo e provocar intoxicações ou efeitos antinutricionais nos predadores (GINER-CHAVES, 1996).
Vários trabalhos atestam que os taninos presentes nas forrageiras podem ter importantes conseqüências nutricionais para os ruminantes (Tabela 1), contudo, os métodos tradicionais de análise de alimentos não incluem avaliação de taninos e, em função disso, pouco se sabe a respeito da natureza desses compostos nas espécies forrageiras tropicais. No presente trabalho, são apresentados resultados de pesquisas sobre taninos condensados, as principais metodologias de análise e problemas metodológicos, e sugeridos enfoques para pesquisas futuras.
Natureza e modo de ação dos taninos
Os taninos são comumente divididos em hidrolisáveis e condensados, em função da sua estrutura química.
metabolismo microbiano e a digestão gástrica convertem esses taninos em metabólitos de baixo peso molecular. Alguns desses metabólitos são tóxicos e estão associados a hemorragias gastro-entéricas e necrose do fígado e rins, principalmente em monogástricos (CANNAS, 2001).
Figura 1. Estrutura do tanino hidrolisável (adaptado de HAGERMAN, 1998)
Os taninos condensados são polímeros de flavan-3-ols (catequina) e ou flavan 3,4 diols (leucoantocianidina) ligados por ligações do tipo carbono-carbono que não são susceptíveis de quebra por hidrólise (Figura 2) e, como conseqüência, não são absorvidos pelo trato gastro-intestinal (CANNAS, 2001). Contudo, esses polímeros tem recebido crescente atenção por possuírem a capacidade de proteger a proteína ingerida da degradação ruminal (by pass), quando em baixa concentração e por apresentarem importante ação antinutricional quando em alta concentração (acima de 5% da MS) na dieta.
Figura 2. Estrutura do tanino condensado (adaptado de HARGEMAN, 1998)
1998). A força desses complexos depende das propriedades dos taninos, porém também das proteínas. As proteínas com forte afinidade pelos taninos são caracterizadas por apresentarem uma grande proporção de prolina, uma relativa quantidade de aminoácidos de cadeia não polar, elevado peso molecular e estrutura terciária aberta (REED, 1995).
A maioria das associações tanino-proteína de interesse biológico são por pontes de hidrogênio ou ligações hidrofóbicas. Esses complexos são, ao menos in vitro, reversíveis e podem ser dissociados por modificação do pH (JEAN-BAIN, 1998). Assim, os taninos solúveis podem ter efeitos opostos sobre a utilização digestiva e metabólica das proteínas. Diminuindo a degradabilidade ruminal, eles conseqüentemente aumentam a disponibilidade de proteína alimentar no duodeno. Por outro lado, os taninos que permanecem livres possuem, em geral, um efeito negativo sobre a digestão, ao inibir a fermentação. A formação efetiva de complexo tanino-proteína reversível no intestino delgado depende da natureza das proteínas complexadas, do tipo e grau de polimerização dos taninos e do pH do rúmen (MANGAN, 1988).
A presença de taninos condensados na dieta também está associada à diminuição da digestibilidade dos glicídeos parietais, levando a um decréscimo na produção de ácidos graxos voláteis, de gás e do valor energético dos alimentos (KUMAR e SINGH, 1984). Estes efeitos poderiam ser atribuídos a ligações dos taninos solúveis com componentes da parede celular (CANO-POLOCHE, 1993); a uma redução da atividade enzimática, pela inativação de importantes enzimas microbianas (BAE et al., 1993) e a uma modificação da microflora, devido a uma ação bacteriostática ou bactericida do tanino (KUMAR e VAITHIYANATHAN, 1990; NELSON et al., 1997; McSWEENEY et al., 2001).
Porém, para que esses efeitos possam ocorrer, a molécula de tanino deve ser solúvel e conter grupamentos fenólicos suficientes para criar pontes entre as moléculas de proteína. Estas duas condições são ligadas ao grau de polimerização, ou seja, a massa molecular do tanino, que pode variar de 500 a 3000 Daltons. Os polifenois vegetais com pesos moleculares inferiores a 500 daltons (ácidos fenólicos, flavanóides) e os polímeros fenólicos insolúveis (lignina), não apresentam a atividade biológica dos taninos (JANSMAN, 1993).
Influência dos taninos na nutrição de ruminantes
A quantidade de taninos sintetizados pela planta depende da espécie, cultivar, tecido, estágio de desenvolvimento e condições ambientais. Esses fatores influenciam não somente a concentração, mas também a composição em monômeros e o peso molecular dos taninos (LASCANO et al., 2001), características que podem estar determinando a ação desses fenóis na qualidade nutricional das plantas.
Os taninos solúveis ficam armazenados nos vacúolos das células, onde não interferem no metabolismo da planta, sendo liberados com a ruptura da célula, que pode ser causada pelo corte ou mastigação da forrageira (MIN et al., 2003).
Tabela 1. Exemplos de estudos sobre os efeitos nutricionais dos taninos condensados
Referência Espécies estudadas Estudo Efeito
McNABB et al. (1993) Lótus pedunculatus Forragem (5,0-5,5% de taninos) oferecida com e sem PEG (100 g/dia)
Não houve diferença de consumo entre os tratamentos WANG et al., 1994 Lótus corniculatus Forragem (3,5% de
taninos) oferecida com e sem PEG (100 g/dia)
Não houve diferença de consumo entre os tratamentos BARAHONA et al. (1997) Desmodium ovalifolium, Flemingia macrophylla
Forragem oferecida com e sem PEG (3,5% da MS)
Suplementação com PEG aumentou o consumo em 10% em média
GODOY et al. (2005) Leucena (Leucaena
leucocephala ), Amendoim
forrageiro (Arachis pintoi), Estilosantes mineirão (Stylosanthes guianenses cv mineirão ), Estilosantes Campo Grande (Stylosanthes
guianenses cv Campo Grande
e Calopogônio. (Calopogonio
sp)
Síntese microbiana pela técnica in vitro de incorporação de
radiofósforo das espécies tratadas ou não com PEG
Efeito significativo da adição de PEG sobre a síntese microbiana
ALVES et al. (2006) Sabiá (Mimosa caesalpiniifolia) Suplementação, com PEG (10 g /dia), de ovinos e caprinos consumindo feno de sabiá
Não houve diferença de consumo, digestibilidade da MS, FDN e EE, contudo o PEG melhorou a digestibilidade da PB BEELEN et al. (2006 a) Jurema preta (Mimosa
hostilis), Sabiá (Mimosa caesalpinifolia) e Mororó (Bauhinia cheilantha) Taninos purificados e diluídos em diferentes concentrações sobre o crescimento e atividade enzimática de Rumincoccus flavefaciens FD1 Alta inibição do crescimento e atividade enzimática de Rumincoccus flavefaciens FD1
BEELEN et al. (2006 b) Jurema preta (Mimosa
hostilis), Sabiá (Mimosa caesalpinifolia) e Mororó (Bauhinia cheilantha) Consumo e degradabilidade in situ da forragem (26,68%, 15,41% e 8,5% de tanino, respectivamente), tratadas ou não com PEG (90 g/Kg MS) O consumo e degradabilidade in situ da MS, FDN e PB aumentaram em função do tratamento
NOZELLA (2006) Angico (Anadenanthera
macrocarpa), Aroeira (Astronian urudeuva), Jurema
preta (Mimosa hostilis), Malva branca (Sida colrdifolia) e maniçoba (Manihot
pseudoglaziovii)
Diversos métodos de redução de taninos (cinzas, CaOH e PEG) avaliados pela técnica de produção de gás
O tratamento com PEG aumentou a produção de gás das espécies Angico, Aroeira e Jurema preta
PEREIRA FILHO et al. (2007)
Jurema preta (Mimosa hostilis) Degradabilidade in situ do feno de jurema preta (21,92% de tanino) tratado com 2, 4, 6 e 8% de NaOH Tratamentos com 4, 6 e 8% de NaOH aumentaram a degradação ruminal da MS e PB
OLIVEIRA et al. (2007) Sorgo com alta e baixa concentração em tanino
Nível de tanino,
concentrado e uréia sobre o consumo, digestibilidade e emissão de metano em bovinos
Não houve influência do tanino sobre a
digestibiidade e emissão de metano. O aumento do concentrado na dieta com baixo tanino reduziu a quantidade de metano produzida.
o consumo voluntário, enquanto outros ressaltaram o aumento do consumo devido à utilização de Polietilenoglicol (PEG) na dieta (Tabela 1). KUMAR e VAITHIYANATHAN (1990) sugeriram que altas concentrações em tanino poderiam acarretar em diminuição do consumo de três maneiras: 1. baixa palatabilidade da dieta, causada pela adstringência, ligação do tanino com proteínas salivares e de mucosa; 2. distensão física do rúmen, resultado da diminuição da digestão da matéria seca; 3. resposta hormonal desencadeada a partir de ligações dos taninos com a parede do intestino delgado.
A influência dos taninos sobre a degradação dos nutrientes depende essencialmente da formação de complexos entre taninos e os componentes da dieta e ao seu efeito sobre a população microbiana e atividade enzimática da mesma (KUMAR & VAITHIYANATHAN, 1990; McSWEENEY et al., 2001).
Os taninos são considerados inibidores do crescimento microbiano, porém o mecanismo envolvido ainda não é bem conhecido. Nas bactérias, esse têm sido associado a formação de complexos entre os taninos e a parede celular das bactérias ou enzimas extra celulares secretadas, fazendo com que ocorra a inibição do transporte de nutrientes para a célula, com conseqüente retardo do crescimento do organismo (McSWEENEY et al., 2001). BAE et al. (1993) e JONES et al.(1994) observaram que, em presença de taninos, algumas bactérias são submetidas a modificações morfológicas tais como elongação das células, presença de grande quantidade de material extracelular e formação de micro-colônias aderentes. Trabalhos demonstraram que Fibrobacter succinogenes, Ruminococcus albus e Ruminococcus flavefaciens (BAE et al., 1993; NELSON et al., 1997; BEELEN et al., 2006a), são fortemente inibidas pela presença de taninos condensados solúveis no meio. Essas três espécies pertencem ao grupo das bactérias que aderem firmemente ao substrato e são responsáveis por até 91% da atividade endoglucanase no rúmen (MIRON et al., 2001).
CHIQUETTE et al. (1988) sugeriram que as bactérias aderentes penetram melhor nos tecidos contendo baixos teores de taninos. A localização das vesículas de tanino logo abaixo da epiderme e próximo aos estômatos inibiria a colonização microbiana.
A redução da digestibilidade no rúmen têm sido parcialmente atribuida a inibição da atividade enzimática microbiana por taninos, a partir da formação de complexos tanino-enzima. MAKKAR et al. (1988), demonstraram que as atividades de urease, carboximetilcelulase, glutamato desidrogenase e alanina aminotrasferase diminuíram em dietas ricas em tanino (folhas de Quercus incana) se comparado com dietas pobres em taninos. Em BAE et al. (1993) os taninos de Lotus corniculatus inibiram a atividade de endoglucanases em culturas de Fibrobacter succinogenes S85 a concentrações tão baixas quanto 25 μg/mL. BEELEN et al. (2006 a e b) observaram a redução da atividade da endoglucanase pelos taninos das espécies jurema preta, sabiá e mororó, tanto no conteúdo ruminal de caprinos quanto em culturas de Ruminococcus flavefaciens FD1.
absorção de aminoácidos provenientes da dieta no intestino delgado, a prevenção do timpanismo e mais recentemente (ANIMUT et al., 2008), a redução da produção de gás metano no rúmen.
Em resumo, os taninos presentes nas forrageiras possuem efeitos positivos e negativos sobre o valor nutricional das mesmas (Figura 3). O nível de proteína bruta na dieta, a energia disponível para a sintese de proteína microbiana, assim como a concentração e adstringência do tanino influenciam a direção dos efeitos.
Figura 3. Efeitos positivos e negativos dos taninos em ruminantes (adaptado de GINER-CHAVES, 1996)
Respostas adaptativas dos animais
Existe a possibilidade de respostas adaptativas dos animais, geradas pela presença de altas concentrações de tanino na dieta. São elas a secreção de saliva rica em prolina e a presença de microrganismos mais resistentes aos efeitos do tanino.
Alguns animais consumidores de plantas taníferas secretam substâncias com alta afinidade por taninos, como proteínas ricas em prolina (PRP). A quantidade e a eficiência desses agentes na saliva dependem da espécie e da concentração de taninos na dieta.
Trabalhos atestam que não existe PRP na saliva de ruminantes domésticos (BARRY e McNABB, 1999; MAKKAR, 2003). Contudo, esses trabalhos não invalidam a idéia de que
Solúvel Complexos Tanino-proteína Complexos Tanino-carboidrato
↓Degradação proteína ↓NH3 ↓CH4 ↑ Reciclagem ↑Síntese microbiana ↓ Digestibilidade
outras proteínas salivares com alta afinidade por taninos possam ser encontradas em animais consumindo habitualmente forrageiras taníferas.
SILVA et al. (1998), avaliando a aceitabilidade de diferentes espécies lenhosas da caatinga por ovinos da raça Santa Inês, constataram que Jurema Preta foi a espécie mais consumida, tanto no início (janeiro-fevereiro), como no final (maio-junho) do período chuvoso. Esses dados podem indicar a adaptação do animal e dos microrganismos aos efeitos inibitórios dos taninos e devem ser considerados na predição do seu efeito sobre o consumo e a digestibilidade. BARRY (1985), observou que a resposta ao tratamento de Lotus penduculatus com PEG foi menor nos animais previamente condicionados a dieta.
Em outra linha de pesquisa, diversos trabalhos têm buscado identificar microrganismos ruminais resistentes a taninos. JONES et al. (1994), observaram que taninos de Onobrychis viciifolia inibiram o crescimento e a capacidade proteolítica de Butyrivibrio fibrisolvens A38 e Streptococcus bovis 45 S1, mas tiveram pouco efeito sobre Provotella ruminicola B14 e Ruminobacter amylophilus WP225. NELSON et al. (1997) estudando as interações entre três fontes de taninos purificados e cinco tipos de bactérias ruminais, observaram variações entre os tipos bacterianos quanto à resistência aos taninos e entre as fontes de taninos quanto à quantidade requerida para a inibição do crescimento bacteriano. McSWEENEY et al. (1999) isolou e caracterizou bactérias proteolíticas resistentes a taninos. PAIVA et al. (2006), estudando a tolerância de microrganismos ruminais a taninos, conseguiu isolar 12 cepas que toleraram até 2 g de tanino por litro de meio de cultivo para bactérias ruminais. Essas cepas foram capazes de fermentar a celobiose, dextrose, frutose, glicose, manose e sucrose, porém não a celulose.
Principais metodologias de análise e problemas metodológicos
Alguns trabalhos apresentam valores totalmente diferentes para a concentração em taninos de uma mesma espécie. Mesmo sabendo que vários fatores podem ter influenciado os resultados, não se deve descartar a idéia de que a falta de padronização na escolha da metodologia possa ter contribuído para tal divergência.
Diferentes métodos colorimétricos, gravimétricos e de ligação com proteína foram desenvolvidos para estimar a concentração e atividade biológica dos taninos. Três exemplos de métodos amplamente citados na literatura, inclusive no Brasil, estão descritos abaixo.
Os métodos Folin Denis (SWAIN e HILLS, 1959) e Azul da Prússia (PRICE e BUTLER, 1977) se baseiam nas reações de oxirredução entre compostos fenólicos e íons metálicos, produzindo pigmentos de cor azul. Eles são indicados para a quantificação de fenóis totais, uma vez que não distinguem os taninos dos outros fenóis, o que pode levar a uma superestimação dos taninos. O padrão utilizado é o ácido tânico, um tanino hidrolisável.
metodologia modificada por TERRILL et al. (1992) consegue quantificar, além do tanino solúvel no extrato, o tanino ligado ao resíduo de FDN e PB. O padrão utilizado pode ser “interno”, tanino purificado da própria espécie estudada, ou “externo”, geralmente tanino purificado de quebracho (Schinopsis balansae).
O método de difusão radial, descrito por HAGERMAN (1987), é o mais indicado para o estudo da atividade biológica dos taninos, uma vez que é capaz de quantificar complexos tanino-proteína solúveis, o que não acontece com os métodos de precipitação de proteínas. Pela difusão radial, os taninos contidos no extrato das plantas se difundem através de um gel de agarose com proteína sérica bovina (BSA) e origina um precipitado em forma de anel, cujo diâmetro é considerando proporcional a capacidade desses taninos precipitarem proteínas. Esses métodos dão importantes informações sobre os compostos fenólicos presentes nos vegetais, contudo, devido à problemas ligados à preparação das amostras, extração e tipo de substância usada como padrão, nenhum método é considerado ideal (GINER-CHAVES, 1997; HAGERMAN, 1998). Várias revisões sobre análise de compostos fenólicos já foram publicadas e estão compiladas no Tannins handbook (HAGERMAN, 1998). Descreveremos a seguir os principais pontos limitantes na avaliação de taninos.
Preparação das amostras
O modo de preparação e armazenamento das amostras pode alterar a estrutura do tanino e comprometer a confiabilidade da análise, devido a sua habilidade de reagir com outras moléculas.
Se as amostras são constituídas de material “in natura”, o ideal é que essas sejam transportadas em baixa temperatura e analisadas imediatamente após o corte. Como na maioria das vezes isso não é possível, as alternativas de conservação do material são: liofilização, secagem em estufa a uma temperatura entre 40º C e 60º C ou congelamento, em ordem decrescente de eficiência (CANO et al., 1994)(Tabela 2).
Tabela 2. Efeito do método de conservação da amostra de folhas de leguminosas sobre a concentração em tanino condensado solúvel (%TCS)*
Método de conservação Espécie Congelada % TCS Liofilizada % TCS Seca em estufa (60º C) % TCS Calliandra spp. 4,2 10,9 7,9 Dioclea guianensis 10,9 16,0 15,4 Flemingia macrophylla 10,8 16,7 12,5 Phyllodium spp. 19,2 22,2 19,5 Tadehagi spp 16,4 18,4 12,2 Média geral 12,3 c 16,8 a 13,5 b *
Determinado pelo método Butanol-HCL. Fonte: CANO et al. (1994)
estufa, com temperatura próxima ao mínimo (40º C), a fim de conservar ao máximo os taninos solúveis e evitar atividades enzimáticas que possam comprometer as outras características da amostra. A secagem a uma temperatura acima de 60º C pode promover ligações entre os taninos solúveis e outras moléculas da amostra, subestimando sua concentração (REED, 1995; MARTÍN-GARCÍA e MOLINA-ALCAIDE, 2008). Para MUETZEL e BECKER (2006), a influência da forma de secagem sobre a composição em taninos é espécie-dependente e não afeta sua atividade biológica.
Extração de taninos
Os taninos são extraídos com solventes polares como metanol e acetona. Diversas variações metodológicas já foram publicadas e vão, desde diferenças na concentração aquosa dos solventes e pré-extração das amostras para a eliminação de pigmentos e lipídeos, até a utilização de ultra-som e concentradores de amostra a vácuo (ROSALES, 1999).
O solvente mais utilizado na extração de tanino é a acetona a 70% em meio aquoso, contendo 0,1% de ácido ascórbico. A acetona é reconhecida como o mais eficiente solvente para a extração de proantrocianidinas e o ácido ascórbico é adicionado à solução para prevenir a oxidação dos taninos durante a extração (JONES et al., 1976). Como esta solução é capaz de extrair outros compostos presentes na amostra, como lipídeos solúveis e pigmentos que não são taninos, TERRIL et al. (1992) sugeriu a adição de éter etílico ao protocolo, com o objetivo de retirar as impurezas do extrato.
A escolha do método de extração é importante porque os resultados de todas as análises posteriores podem ser afetados pela eficiência da extração. Por outro lado, alguns solventes não são compatíveis com algumas metodologias. Por exemplo, a acetona interfere nos métodos de precipitação de proteínas, com exceção do método de difusão radial (HAGERMAN, 1998).
Uso de padrões externos x internos
A literatura aponta a escolha do padrão como um dos principais problemas encontrados na determinação de taninos condensados (MUPANGWA et al., 2000).
A quantidade de tanino condensado de uma forragem pode ser determinada comparando-a com curvas feitas a partir de concentrações conhecidas do tanino purificado da própria planta estudada (padrão interno) ou de um padrão comercial (externo). Os resultados são apresentados como absolutos, quando a curva é feita utilizando padrão interno ou como unidades equivalentes ao tanino utilizado como padrão externo (e.g. gramas equivalente tanino de quebracho/kg MS).
Devido à diversidade estrutural dos taninos, a utilização de tanino purificado de uma única espécie vegetal não atende, de forma satisfatória, as necessidades de utilização de um padrão absoluto (padrão externo). Essa diversidade estrutural pode influenciar a leitura pelo espectrofotômetro e uma mesma medida de absorbância significar diferentes concentrações entre o padrão externo e a amostra. A figura 2 apresenta um exemplo claro deste problema.
0 0.2 0.4 0.6 0.8 1 1.2 1.4 1.6 1.8 0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7
Quantidade de tanino purificado (mg/mL)
A b s o rb â n c ia a 550 nm
Figura 2. Curva padrão dos taninos purificados das espécies ® Jurema Preta, ¾ Sabiá e ~ Mororó
Fonte: BEELEN et al. (2006c)
No exemplo acima, a escolha do padrão poderia ter influenciado seriamente os resultados das análises. Por exemplo, se o tanino purificado de Jurema Preta tivesse sido escolhido como padrão para todas as espécies, uma leitura do extrato de Mororó de 0,5 a 550 nm corresponderia a 20,3% de tanino condensado, quando na verdade correspondeu a 9%,utilizando como padrão o tanino purificado do próprio Mororó. Isto causaria uma superestimação de 225,5% na concentração de tanino solúvel do Mororó (BEELEN et al., 2006c).
A solução desse problema pode depender do desenvolvimento de metodologias mais acessíveis para a purificação de taninos. Um método que ainda não está muito difundido, utilizando Itérbio trivalente (GINER-CHAVES et al., 1997), conseguiu produzir, de forma mais rápida e barata, padrões internos cujos resultados foram compatíveis com os obtidos com os taninos purificados com Sephadex LH-20 e merece ser testado.
Análises químicas x ensaios biológicos
Além da concentração em taninos, o peso molecular do tanino, a composição em monômeros (LASCANO et al., 2001) e até a distribuição espacial desses monômeros na molécula de tanino (ROSALES, 1999) podem ser características que determinam o efeito desse fenol na qualidade nutricional da planta.
A técnica de digestibilidade in vitro por produção de gás vem sendo, mais recentemente, utilizada em estudos com plantas taníferas. A metodologia descrita por MAKKAR (2001) avalia o efeito dos taninos por meio de bioensaio realizado em sistema in vitro, medindo a produção de gás de amostras na presença ou não de PEG. Quanto maior for o acréscimo na produção de gás pela amostra na presença de PEG, maior a reatividade dos taninos.
Polímeros sintéticos como polivinil pirolidona (PVP), polivinil polipirolidona (PVPP) e notadamente o polietilenoglicol (PEG) contêm um número de moléculas de oxigênio suficientes para formar fortes ligações com os grupos fenólicos e hidroxilas dos taninos (SILANIKOVE et al., 2001). Em função disso, esses polímeros, particularmente o PEG, são amplamente utilizados em estudos que buscam entender melhor como os níveis de taninos afetam os ruminantes (Tabela 1).
Considerações finais
O crescente interesse pelos taninos, demonstrado pelo elevado número de publicações sobre o tema em periódicos científicos renomados, evidencia a importância desses polifenois na nutrição de ruminantes. Contudo, uma série de estudos ainda são necessários para melhorar a qualidade nutricional da dieta dos animais que consomem taninos, como por exemplo:
- estimar e caracterizar, de preferência utilizando uma metodologia padronizada, os taninos condensados em espécies forrageiras que contribuem significativamente para a dieta dos ruminantes;
- Comparar a concentração em taninos de uma mesma espécie forrageira nas diferentes fases do ciclo fenológico ou sob condições edafo-climáticas diversas;
- testar métodos capazes de reduzir a concentração dos taninos na forragem a valores relacionados com os efeitos positivos sobre a nutrição de ruminantes;
- identificar o percentual máximo de participação de cada espécie na dieta, visando controlar as concentrações de tanino ingerido;
- identificar prováveis respostas adaptativas dos animais a presença de tanino na dieta; - identificar populações ruminais tolerantes a taninos.
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