FACULDADE DE AGRONOMIA, MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA CURSO DE ZOOTECNIA
CAMILA CRISTINA SILVA GONÇALVES
RELATÓRIO DE ESTAGIO: ESTÁGIO SUPERVISIONADO NO NÚCLEO DE PESQUISA BOM-FUTURO GENÉTICA DE PEIXES
CUIABÁ 2017
RELATÓRIO DE ESTAGIO: ESTÁGIO SUPERVISIONADO NO NÚCLEO DE PESQUISA BOM-FUTURO GENÉTICA DE PEIXES
Trabalho de Conclusão do Curso de Graduação em Zootecnia da Universidade Federal de Mato Grosso, apresentado como requisito parcial à obtenção do título de Bacharel em Zootecnia. Orientador: Prof. Dr. Márcio Aquio Hoshiba. Supervisor: Zootecnista Darci Carlos Fornari.
CUIABÁ 2017
A Deus, a minha mãe Carmen, meu irmão Eduardo e em memória ao meu pai João, dedico.
Agradeço a Deus, pela vida, determinação e sabedoria para poder concluir mais uma etapa da minha vida.
A minha mãe Carmen, pela dedicação total aos filhos, palavras e conselhos durante a minha caminhada, sempre me apoiando nas decisões tomadas, guiando-me a trilhar pelo caminho certo.
Em memória do meu pai João, que mesmo partindo muito cedo me deu bons conselhos, me incentivou a buscar conhecimento e sempre me fez acreditar que com empenho seria capaz de realizar meus objetivos
Ao meu irmão Eduardo, pelo companheirismo, amizade, compreensão durante essa jornada.
Ao meu namorado Helder, que me ajudou em boa parte da graduação. Nos finais de semestre, entre provas e trabalhos estava ali, me apoiando e incentivando a dar o meu melhor. E ainda nesse momento de conclusão sua ajuda foi mais que fundamental.
Aos meus professores que se dedicaram a transmitir conhecimento e nos preparar para a vida profissional tão esperada. Como também ao meu orientador prof. Márcio Aquio Hoshiba pelo conhecimento transmitido durante a trajetória do curso e pelo apoio na elaboração deste trabalho.
Aos meus amigos e colegas de curso que foram de suma importância para que esses 5 anos fossem mais leves e prazerosos, compartilhando conhecimento, tempo, paciência, reuniões e festas.
A empresa Bom-Futuro e seus funcionários, pela convivência, paciência e o conhecimento adquirido durante o estágio, em especial a Franciele, Zootecnista que acompanhei realizando suas atividades diárias. Ao Darci Carlos Fornari, meu responsável técnico, que pude conhecer e assim admirar seu vasto conhecimento na área da piscicultura.
A banca examinadora Janessa e Caio, por aceitarem e participarem desse momento tão importante em minha vida.
E por fim a instituição de ensino que me possibilitou tudo isso, a UFMT, que durante esses cinco anos foi a minha segunda casa.
“O que vale na vida não é o ponto de partida e sim a caminhada. Caminhando e semeando, no fim terás o que colher.”
Figura 1. Fluxo gênico nos programas de melhoramento genético... 6
Figura 2. Planta da chácara Bom Futuro melhoramento genético de peixes... 15
Figura 3. Reservatórios de água da chácara Bom-Futuro...15
Figura 4. Viveiros maiores que abrigam peixes em fase de cria, engorda e reprodutores... 16
Figura 5. Viveiros menores que abrigam peixes em fase de pós-larvas e alevinagem... 16
Figura 6. Vista do exterior do laboratório de reprodução...17
Figura 7. Vista interna do laboratório de reprodução...17
Figura 8 . Sala de armazenamento de ração... 18
Figura 9. Sala de produção de Artêmia Salina...18
Figura 10. Tanques de espera empregados na estocagem dos reprodutores antes da reprodução...19
Figura 11. Redes e sacolas utilizadas na piscicultura Bom Futuro... 20
Figura 12. Caixas de transporte de peixes... 20
Figura 13. Incubadoras para eclosão de larvas de peixes (A) de Artêmias Salina (B)... 21
Figura 14. Balança de precisão (A) e balança portátil (B)... 21
Figura 15. Captura com rede nos viveiros de matrizes para seleção de reprodutores... 24
Figura 16. Análise de matrizes para reprodução... 25
Figura 17. Cânula Urogenital utilizado na análise do estágio de maturação dos ovócitos...25
Figura 18. Análise de maturação dos ovócitos das fêmeas... 26
Figura 19. Pesagens dos reprodutores para preparação da dosagem hormonal...27
Figura 20. Extrato bruto de hipófise de Carpa utilizado na indução hormonal da piscicultura... 28
Figura 21. Kit utilizado para preparação do hormônio para aplicação nos reprodutores... 28
Figura 22. Extrusão dos gametas femininos... 30
Figura 23. Espermiação dos gametas masculino...31
isenção de larvas descartadas...33
Figura 26. Incubação de cistos de Artêmias Salina... 35
Figura 27. Processo de desencapsulação do cisto de Artêmia Salina... 35
Figura 28. Ração em pó ofertada para as larvas de Tambaqui...37
Figura 29. Ração com gema de ovo para condicionamento das larvas de surubins...38
Figura 30. Barril de armazenamento de ração próximo aos viveiros...38
Figura 31. Sugestão de estratégia nutricional e alimentar para peixes onívoros (em amarelo) e carnívoros (em azul)...39
Figura 32. Balde de fibra de vidro utilizado para triagem das larvas...40
Figura 33. Triagem das larvas de surubins...41
Figura 34. Sacolas com oxigênio para transferência das larvas dos tanques para os viveiros escavado...41
Tabela 1. Hibridações frequentes realizadas em pisciculturas no Brasil...8 Tabela 2. Valores da hora-grau e tempo aproximado para ocorrência da ovulação
SUMÁRIO
1.INTRODUÇÃO ... 1
2. OBJETIVOS ... 3
3. REVISÃO ... 4
4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO ... 14
5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO ... 23
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS ... 43
LISTA DE ABREVIATURAS
EBHC Extrato Bruto de Hipófise de Carpa PIB Produto Interno Bruto
RESUMO
A piscicultura vem se destacando no setor agropecuário, motivado pela alta procura de proteína animal devido ao crescimento econômico e demográfico. O país apresenta vasto potencial para criação, com grandes extensões hídricas, e com a maior biodiversidade de espécies de água doce nativa, tudo isso aliado ao clima favorável. Entretanto, ainda enfrenta vários gargalos, sendo um deles a reprodução. No sentido de melhorar a produção, o melhoramento genético de peixes é uma das chaves para maximizar a produtividade tendo em vista a utilização de indivíduos geneticamente superiores e com desempenho melhor, assim minimizando impactos ambientais e custos econômicos na produção. O que vem sendo muito utilizado na piscicultura comercial é a hibridação, por exemplo, a produção do híbrido ‘’Pintado Amazônico’’ cruzamento do Jundiá macho (Leiarius marmoratus) com a fêmea do Cachara (Pseudoplatystoma fasciatum) que é amplamente difundido no mercado e uma das práticas abordadas no estágio. Outro fator para o sucesso na produção é o manejo correto, o Brasil vem saindo de uma produção artesanal com pouco conhecimento e tem entrado em um mercado mais competitivo que necessita dessa especialização. Sendo assim, o objetivo desse trabalho foi ampliar o conhecimento na área, acompanhando as atividades diárias na chácara Bom futuro – Coxipó do ouro, onde é realizado melhoramento genético, sendo feita a reprodução de peixes reofílicos nativos por indução hormonal.
1. INTRODUÇÃO
Frente a crescente expansão do setor agropecuário no Brasil, a produção animal tem-se destacado bastante na construção da cadeia alimentar, e o setor do agronegócio se apresenta como o principal impulsionador do Produto Interno Bruto (PIB) no país. O PIB agropecuário apresentou crescimento de 0,11% em dezembro, acumulando alta de 4,48% em 2016. No setor pecuário mesmo apresentando uma leve queda de 0,04% em dezembro, ainda acumulou elevação de 1,72% em 2016. E esse crescimento se dá pela melhoria da tecnificação na agricultura e pecuária. (BARROS, 2017).
A aquicultura, a atividade de cultivo de organismos cujo ciclo de vida em condições naturais se dá total ou parcialmente em meio aquático, está em expansão, se tornando uma alternativa de produção que ainda é pouco explorada no país.
O Brasil além da vasta quantidade de terras, possui a maior reserva de água doce do planeta, com mais de 8 mil km³, muito superior à do segundo colocado, a Rússia, com cerca de 4,5 mil km³. O país ainda tem um litoral com 7,4 mil km de extensão (SIDONIO et. al., 2012). Entretanto, esses recursos para a produção aquícola estão aproveitados aquém de seu potencial, e o Brasil ocupa a modesta posição de 14º no ranque mundial. Porém, estima-se que a produção até 2025 no Brasil deve aumentar em 104%, o maior aumento da região sul-americana (FAO, 2016).
Um dos motivos para esse crescimento é o melhoramento genético, o programa de melhoramentos genéticos, tanto de iniciativa privada quanto pública, realizados em plantas e animais, vem sendo um grande aliado do setor agropecuário, causando um grande desenvolvimento na produção. As experiências mostram que o melhoramento genético na taxa de crescimento da Tilápia do Nilo pode proporcionar ganhos de cerca de 15% por geração em programas bem conduzidos (PONZONI et al., 2005).
Na região Centro Oeste há uma grande aceitação de peixes redondos e surubins, e nestes são realizados cruzamentos de híbridos interespecíficos para obter ganhos por heterose, e também temos a aplicação de métodos de seleção (FERNANDES, 2010).
Sendo assim, o estágio foi conduzido em uma propriedade que possui um programa de melhoramento genético, permitindo adquirir conhecimento na área de uma forma geral, também como nos programas de melhoramento que são umas das chaves para uma alta produtividade futura e ainda pouco explorada.
2. OBJETIVOS
O objetivo do estágio foi acompanhar as atividades diárias da piscicultura, a reprodução artificial para fins de seleção genética, e as fases subsequentes, aplicando e aprimorando o conhecimento teórico visto durante o curso.
3. REVISÃO
3.1. Melhoramento genético
Os programas de melhoramento genético por seleção ou cruzamento têm sido um grande aliado na agropecuária ao longo dos anos e impactado positivamente na aquicultura mundial.Apesar de ter a fundamentação teórica desenvolvida há muitos anos, tem sido impulsionado pela demanda crescente por competitividade das atividades de produção e pela importância cada vez maior, da qualidade do produto e da eficiência da produção nas mais diferentes espécies exploradas comercialmente (EUCLIDES FILHO, 1999). Espécies como tilápia, salmonídeos e carpas já foram alvos de vários estudos e são referências no mundo. Como exemplo, o método de seleção da tilapia nilótica (Oreochromis niloticus) pelo World Fish Center em 1990 (RIBEIRO et al., 2012).
A eficiência do melhoramento genético depende de duas premissas básicas do geneticista, a criação e a identificação de genótipos superiores. Nos dois a seleção desempenha o papel fundamental, na definição dos cruzamentos a serem realizados gerando indivíduos geneticamente superiores usados comercialmente (RESENDE et al., 2008)
Dessa forma, segundo Ponzoni (2006), a implantação e desenvolvimento de programas de melhoramento genético que conduzam a ganhos genéticos expressivos e duradouros são sugeridas nas premissas a seguir:
Descrição ou desenvolvimento do sistema de produção: o sistema de melhoramento deve estar mais semelhante possível do ambiente de produção que a espécie será cultivada para que permita a máxima exploração genótipo/ambiente. Isso assegura que o ganho genético obtido no centro de cruzamento também será conseguido em tanques de produção. Se o ambiente no qual foi feita a seleção é muito diferente, ou seja, muito melhor, há o risco de que parte do ganho obtido no centro de cruzamento não seja manifestada no ambiente de produção;
Escolha da espécie, variedades e sistemas de cruzamento: analisar a preferência do mercado local, bem como a viabilidade da espécie escolhida, estoque de
reprodutores disponível, domínio das técnicas de produção e reprodução. São fatores que devem ser levados em conta na hora da tomada de decisão;
Formulação do objetivo de seleção: definir uma característica a ser ressaltada. Analisando a preferência do mercado consumidor, que podem variar de região para região tomando caminhos distintos para programas de melhoramento genéticos. O objetivo está intimamente relacionado com o sistema de produção. Tem que ter certeza de que as características que vão ser melhoradas são importantes no atual sistema de produção. Comumente, serão características que aumentam o lucro ou características mais onerosas no sistema de produção, ou, ainda, aquelas que influenciam preferências sociológicas. O objetivo pode incluir características como: taxa de crescimento, tamanho, idade da maturidade sexual, qualidade do filé, resistência às doenças, tolerância a baixo oxigênio, tolerância à temperatura. Destas, a taxa de crescimento tem sido a mais popular devido à sua importância no sistema de produção. Num ciclo de produção de duração fixa, uma grande taxa de crescimento resulta em peixes grandes;
Definição dos critérios de seleção: o critério de seleção representa as características que usaremos na estimativa dos valores de cruzamento e o mérito genético geral dos animais para o retorno econômico da seleção. Estas características devem ser de fácil mensuração, apresentar resposta à seleção e estar relacionada com o objetivo de seleção;
Delineamento do sistema de avaliação genética: definição da metodologia empregada na determinação do mérito genético dos animais a partir dos dados coletados. A metodologia pode variar de algo muito simples como a seleção massal ou de indivíduos, identificando seu ‘pedigree’ e utilizando do procedimento BLUP ("best linear unbiased prediction"), estimando os valores de cruzamento (EBVs - "estimated breeding values") combinando a informação disponível. O "software" permite a seleção para altos EBVs e, ao mesmo tempo, restringe a taxa de consangüinidade em um valor pré-determinado (PONZONI e JAMES, 1978);
Seleção dos animais e definição do sistema de acasalamento: refere-se à escolha de indivíduos que terão prioridade de acasalamentos. O ideal seria realizar o cruzamento dos melhores, porém deve analisar a intensidade de seleção para não haver controle do incremento de consanguinidade. O acasalamento dos animais selecionados deve ser conduzido de forma que haja aumento no desempenho médio da nova população, manutenção de variabilidade genética e dos ganhos genéticos durante várias gerações;
Desenho do sistema para expansão e disseminação dos estoques melhorados: o tamanho relativo do setor da população envolvido na seleção, multiplicação e produção deverá ser examinado para permitir uma transferência efetiva do ganho genético ao setor produtivo e deve permitir a chegada dos animais geneticamente superiores de forma rápida ao setor produtivo, intensificando o fluxo gênico entre os diferentes componentes do setor produtivo (Núcleo, Multiplicadores e Produtores) exemplificado na Figura 1.
Figura 15. Fluxo gênico nos programas de melhoramento genético
Fonte: Adaptado de Ponzoni, 2007.
Monitoramento e comparação de programas alternativos: estabelecer um programa de avaliação, para que possa identificar se os resultados estão aquém do esperados ou não, de maneira que seja conduzido a mudanças nos rumos, se necessário. Este procedimento é feito comparando-se o desempenho das progênies dos animais selecionados com a progênie de animais com desempenho
médio utilizados como população controle. A diferença no desempenho indicará a resposta à seleção obtida na geração anterior.
Presente dados, os programas de melhoramento devem avaliar e ponderar a existência de diversos sistemas de produção e condições de manejo, as diferentes exigências de mercado para determinar quais são os objetivos de seleção e a forma como estes objetivos serão alcançados.
O melhoramento genético de peixes é um meio para ajudar a obter ganhos sustentáveis e possui vários atributos altamente desejáveis. Tem o poder de modificar o animal de acordo com uma finalidade, além da capacidade de proporcionar maior segurança alimentar e uma “diminuição” da pobreza aumentando a produtividade, confiabilidade e consistência, e provavelmente alcançando ganhos permanentes. Também possui a probabilidade de oferecer soluções para patógenos emergentes e desafios ambientais e a capacidade de preencher a lacuna entre demanda e fornecimento sem um impacto negativo no meio ambiente. (PONZONI, 2006).
E um dos principais benefícios do melhoramento genético é dado pela seleção da taxa de crescimento que ocasiona a redução dos custos fixos e dos custos de produção devido à menor necessidade de manutenção e também se tem observado uma resposta correlacionada na melhora da taxa de conversão alimentar.
No entanto, os programas de melhoramento genéticos requerem um investimento inicial, bem como despesas anuais recorrentes para executá-los. Em vista desses custos, o governo e instituições podem permanecer pouco convencidas sobre o conhecimento de investir em tais programas. (PONZONI et al., 2007).
3.1 Melhoramento genético espécies nativas no Brasil
Ainda muito recentemente não havia no Brasil nenhum programa de melhoramento genético de peixes bem estruturado, que utilizasse métodos consolidados, com controle individual de pedigree (SANTOS, 2009). A falta deste tipo de ação caracteriza um sistema de produção de peixes, orientado para cultivo com animais melhorados geneticamente, o que pode levar ao uso de animais com
potencial produtivo menor ou igual aos animais disponíveis no ambiente natural (PONZONI, 2006).
Os programas de melhoramento genético de espécies nativas de peixes estão em fase de implantação. Somente as favoráveis, como clima, área e biodiversidade de peixes nativos não são suficientes para elevar a produção atual da piscicultura brasileira, sendo necessário a utilização de indivíduos geneticamente superiores que apresentem desempenho elevado, maximizando a produção e assim promovendo um maior retorno econômico da atividade. Como geneticamente superiores, considera-se a diferença positiva em termos de produtividade e sobrevivência por unidade de área em relação a indivíduos outrora produzidos nas mesmas condições de cultivo (SIDONIO et al., 2012)
Frente ao desafio de promover melhoramento genético em peixes de água doce, o cruzamento vem sendo um dos meios utilizado, realizando o acasalamento de indivíduos entre espécies diferentes ou mesmo com a mesma espécie. O objetivo, ao realizar a hibridação, é explorar a heterose. Os resultados da hibridação são mais destacados quanto mais diferentes forem os grupos genéticos utilizados. Trabalhos experimentais têm apontado melhor desempenho dos híbridos em relação aos puros em condições de produção (CARVALHO et al., 2008). Na tabela 1, estão relacionados alguns dos híbridos interespecíficos utilizados no Brasil.
Tabela 1. Hibridações frequentes realizadas em pisciculturas no Brasil.
Os híbridos têm sido cultivados em todo o Brasil e já vêm sendo encontrados na natureza provavelmente devido a escapes de pisciculturas. Existem preocupações sobre seu impacto nas espécies naturais. (CARVALHO et al., 2008).
No caso de os híbridos serem férteis, os indivíduos podem se reproduzir, predando ou disputando alimento com outras espécies. É também possível que ocorra o cruzamento com espécies nativas, que, num caso extremo, poderia produzir uma única população híbrida. Se os híbridos produzidos forem estéreis, como é comum na maioria dos casos, o maior problema é a perda de material biológico. Quando um macho híbrido faz a corte para o acasalamento, a fêmea natural libera óvulos que não são fecundados, o que pode levar a um decréscimo populacional (ZANELLA, 2005).
3.2 Reprodução Artificial
A reprodução artificial é um dos métodos utilizados para concretização do melhoramento genético. Em certas espécies já se têm o conhecimento e tecnologias favoráveis que facilitam tal ação. Na piscicultura, algumas espécies se reproduzem naturalmente e desovam em ambientes lênticos, no em tanto, outras necessitam realizar a “piracema” para se reproduzir e demandam indução ambiental ou hormonal para maturação final e liberação dos gametas (MURGAS et al., 2011).
No segundo grupo de espécies, são conhecidas como reofílicas, e nesses, o mais comum é a administração de extrato bruto de hipófise de carpa (EBHC) ou de hormônios sintéticos em peixes sexualmente maduros (COLPO et al., 2011). Porém, a técnica de reprodução ainda é limitada para poucas espécies nativas, sendo considerada um dos principais entraves da produção atual.
Para o sucesso da reprodução artificial é necessário seguir algumas etapas básicas, estas descritas por Streit et al. (2012):
Preparação dos reprodutores, que deve iniciar antes da liberação de gametas. Os animais devem ser bem manejados, qualidade de alimento, e água limpa, para que possam gerar gametas de qualidade;
Deve se atentar na escolha de animais de famílias distintas, no sentido de manter a variabilidade genética do plantel;
Identificação do plantel facilita o controle na hora de selecionar os reprodutores e conhecer o potencial individual de cada um, descartando os menos produtivos; Monitoramento genético, o cruzamento dos animais não deve ser aleatório, o que
poderá ocorrer um grande fator endogâmico (consanguinidade);
Evitar o estresse dos animais que serão induzidos é o principal fator a ser considerado. O estresse sofrido pelos animais com as sucessivas passadas de redes para a seleção sistematicamente leva a uma retenção dos ovócitos;
Quantidade de pessoas e equipamento adequados para apreensão dos reprodutores. Pessoas que já tenham experiência em passar a rede, para que não haja estresse dos animais. É interessante o uso de sacolas sempre contendo água para captura até o transporte, para que os animais não sofram descamação e consequentemente ferimentos;
Certificar que os animais estejam em condição ideal e aptos a reprodução, pois caso estejam com problemas, certamente a indução hormonal não irá fazer efeito e será um custo desnecessário.
A triagem dos reprodutores. As fêmeas devem apresentar abdômen abaulado, flacidez da região ventral e papila urogenital bem irrigada de sangue, bastante entumecida. Já os machos liberam algumas gotas de sêmen, quando pressionados levemente no abdômen, no sentido do opérculo para o poro urogenital.
O transporte dos animais do tanque para o laboratório deve ser bem rápido, em sacolas contendo água em temperatura igual à do viveiro e oxigênio.
3.2.1. Indução hormonal
A indução hormonal, entre as técnicas é a que mais se destaca na reprodução artificial de peixes reofílicos, que realizam a migração reprodutiva. Como estão em represas, ou viveiros, os peixes deixam de receber estímulos externos, assim, não havendo uma resposta endócrina apropriada para a maturação das gônadas final, e os ovários se desenvolvem parcialmente. Entretanto, essa resposta endócrina pode ser induzida através da manipulação ambiental ou aplicando substâncias análogas aos estímulos hormonais (ANDRADE e YASUI, 2003).
O mais comumente utilizado é o extrato bruto de hipófise de carpa (hipofisação), a técnica se baseia em aplicações intramusculares, principalmente na base das nadadeiras peitorais e pélvicas. As fêmeas geralmente recebem duas injeções de hormônio em intervalo de 8 a 12 horas em doses, respectivamente, de 0,5 e 5 mg/kg de fêmea. Os machos em geral recebem aplicação única simultaneamente à segunda injeção nas fêmeas, em dose de 1 a 2 mg/kg de macho (INOUE et al., 2009). Após calculado, a hipófise liofilizada e macerada com glicerina para facilitar e diluída em soro fisiológico e aplicada nos reprodutores.
3.2.2. Extrusão dos gametas
Deve ocorrer depois de 10 a 14 horas da segunda indução hormonal das fêmeas, medida em horas/grau (soma da temperatura a cada hora) e varia entre diferentes espécies. Deve avaliar se as fêmeas estão aptas a desova e os machos espermiando. Segundo Streit et al. (2012), os reprodutores devem ser retirados do tanque calmamente, para que não haja perda de ovócitos. Em seguida, deve ser colocado em uma superfície macia e realizar a massagem abdominal para retirada dos óvulos da fêmea e esperma do macho.
Os óvulos são recolhidos em recipiente seco, para que não acorra perda de viabilidade dos mesmos em contato com a água. Os óvulos de peixes possuem uma estrutura chamada micrópila, que é a abertura por onde o espermatozoide deverá fecunda-lo, pois, a maioria das espécies de peixe os espermatozóides não possuem acrossoma. Quando em contato com a água, o óvulo hidrata e sua micrópila fecha gradativamente e em torno de um minuto já é inviável a fecundação. Já os espermatozoides, quando em contato com a agua têm tempo de motilidade aproximadamente igual (ANDRADE E YASUI, 2003). O sêmen deve ser colocado sobre os ovócitos recolhidos, atentando-se para quantidade afim de que não haja problemas na fertilização dos óvulos.
3.2.3. Hidratação, ativação do sêmen e incubação
A hidratação é um processo importante, pois tem que utilizar a quantidade correta de água para que todos espermatozoides sejam ativados e não dilua o sêmen, que pode dificultar a penetração do espermatozóide na micrópila. O volume de água deve ser em torno de dez vezes o ovócito. Após dois minutos da fecundação, os ovos podem ser levados as incubadoras (STREIT et al., 2012).
Na incubadora, cuida se ao máximo para ter uma boa taxa de eclosão, essencialmente uma água com boa qualidade (temperatura, oxigênio, pH, dureza, alcalinidade, etc) e a velocidade de seu fluxo. Parâmetros como oxigênio, dureza e alcalinidade são bem semelhantes para todas as espécies. O ideal é a utilização de água com cerca de 5 mg a 7 mg de oxigênio dissolvido/litro, dureza e alcalinidade acima de 30 mg/L, pH entre 7 e 8 e temperatura entre 26 ºC e 29 ºC (INOUE et al. 2009).
3.3. Larvicultura
O termo larva é aqui utilizado para indicar o período da vida do peixe compreendido entre a eclosão e o enchimento da bexiga gasosa (GODINHO, 2007). Em algumas horas ou alguns dias, as larvas abrem a boca e começam a se alimentar. O saco vitelino é totalmente absorvido em aproximadamente dois a três diase após este período, apresentam sistema digestório funcional, bem como a bexiga natatória inflada, e começam a nadar horizontalmente (KUBITZA, 2003). Neste momento, as pós-larvas já podem ser transferidas para tanques de fibra de vidro em formato circular ou retangular, geralmente com abastecimento de água em circuito fechado com filtragem, termostato, aeração constante e alojadas em barracões totalmente vedados contra a entrada de luz, pois sua incidência se mostra desaconselhável para esta fase (INOUE et al., 2009).
A limpeza da incubadora é uma das partes mais importantes a ser realizada e deve ser feita por uma pessoa treinada e com cuidado. O fluxo de água é cortado por alguns minutos para que os resíduos do córion decantem, depois certificar se que as larvas estejam na superfície da água e só assim desconectar a mangueira de alimentação da incubadora, baixar-se o nível da água de forma a sifonar o resíduo
decantado, e após a mangueira é retornada imediatamente ao registro ajustando o fluxo de água. O processo deve ser realizado o mais rápido possível, para que não ocasione mortalidade das larvas (STREIT et al., 2012).
3.4. Alevinagem
Uma alevinagem bem feita pode contribuir para as fases subsequentes do peixe, permitindo expressar todo seu potencial. A seguir será descrita algumas observações que auxiliam um bom andamento da fase de alevinagem.
A densidade de estocagem deve ser reduzida para o início do fornecimento de ração artificial e a frequência alimentar nesta fase é bastante variável, fracionando a alimentação entre seis e dez vezes ao dia (INOUE et al. 2009) dependo de cada espécie. O arraçoamento nessa fase é mais frequente, com menor granulação da ração e maiores teores de proteína para suprir as necessidades dos peixes na fase inicial. A distribuição nos viveiros também é importante, para que não favoreça os dominantes. Além disso, observar sempre o comportamento no momento do arraçoamento, o que é influenciado principalmente pela qualidade da água e o estado sanitário dos animais. Manter a constância nos horários e locais de alimentação é uma prática desejada, para que os peixes rapidamente fiquem condicionados ao trato (KUBITZA, 2004)
Nessa fase, também se efetua a aclimatação dos alevinos de espécies de habito noturno ao ambiente com maior iluminação.
Dessa forma, visando aprofundar o aprendizado e adquirir maior experiência nessas áreas descritas acima buscou-se realizar o estágio numa empresa que abordassem esses temas supracitados.
4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO
O estágio foi realizado na Chácara Bom Futuro, no Núcleo de pesquisa Bom Futuro genética de peixes, localizado no Coxipó do Ouro em Cuiabá, Mato Grosso, no período de março a maio de 2017, com carga horária semanal de 30 horas. O estágio foi supervisionado pelo Zootecnista Darci Carlos Fornari e acompanhado pela Zootecnista Franciele.
As instalações físicas da piscicultura Bom Futuro, possuem grande espaço físico, com estruturas modernas, e em perfeitas condições para a reprodução e melhoramento genético de qualidade, gerando assim uma grande expectativa do proprietário de retorno significativo sobre incremento na produção.
A piscicultura também conta com ótimos profissionais e uma equipe de trabalho qualificada possuindo grande experiência na área. Para início de estágio, o conhecimento de toda as instalações e da equipe de trabalho foi excepcional no desenvolvimento e compreensão das atividades realizadas, obtendo um maior rendimento de aprendizado.
O espaço possui uma área de lâmina d’água de 9,54 ha. Essa área é dividida entre reservatórios e viveiros, sendo 6,10 ha de reservatório de água, divido em 3, um com 2,60 ha, outro com 2,20 ha, e mais um com 1,30 ha (Figura 2; Figura 3). E os outros 3,44 ha de lâmina é dividido em viveiros contando com 21 viveiros maiores abrigando famílias de Tambaqui, Cachara e o “Pintado Amazônico” em fase de cria, engorda e seus reprodutores, e 85 viveiros menores de unidades experimentais, que abrigam famílias em fase de pós larvas e alevinagem (Figura 4; Figura 5).
Figura 16. Planta da chácara Bom Futuro melhoramento genético de peixes
Fonte: arquivo pessoal
Figura 17. Reservatórios de água da chácara Bom-Futuro
Figura 18. Viveiros maiores que abrigam peixes em fase de cria, engorda e reprodutores
Fonte: arquivo pessoal
Figura 19. Viveiros menores que abrigam peixes em fase de pós-larvas e alevinagem
Fonte: arquivo pessoal
O empreendimento é relativamente novo, tendo iniciado em novembro de 2016. Conta com uma ótima infraestrura, porém, não estava concluído 100% das obras dadas na planta. Entretanto, havia uma estrutura física para dar o suporte necessário ao início do projeto de melhoramento. Este contava com:
Alojamento, para funcionários que residam na chácara;
Refeitório e espaço de descanso, para que os funcionários pudessem se alimentar e descansar e assim ter um dia mais produtivo;
Laboratório, local efetivo onde foi realizado o estágio (Figura 6), destinado a reprodução.
Figura 20. Vista do exterior do laboratório de reprodução
Fonte: Arquivo pessoal
Figura 21. Vista interna do laboratório de reprodução
Fonte: arquivo pessoal
O laboratório conta com um escritório na parte frontal para recepção, uma sala para guardar equipamentos e produtos, uma sala de armazenamento de ração (Figura 8), uma sala para produção de Artêmia Salina (Figura 9), uma sala de tanques
de espera (Figura 10), e a sala central que conta com incubadoras e tanques para larvicultura (Figura 7).
Figura 22 . Sala de armazenamento de ração
Fonte: arquivo pessoal
Figura 23. Sala de produção de Artêmia Salina
Figura 24. Tanques de espera empregados na estocagem dos reprodutores antes da reprodução
Fonte: arquivo pessoal
Equipamentos utilizados na piscicultura:
Oxímetro e kits de pH: necessários no monitoramento da qualidade da água. Redes e sacolas: utilizados na despesca, transporte dos reprodutores e
triagem dos alevinos (Figura 11);
Caixa de transporte: Para segurança dos peixes no transporte em maiores distãncias (Figura 12);
Incubadoras de 200 litros: utilizadas para eclosão, larvicultura (Figura 13); Incubadoras de 60 litros: para produção de Artêmia Salina (Figura 13); Cilindro de oxigênio: utilizado no momento de transporte dos peixes e
produção de Artêmia Salina;
Figura 25. Redes e sacolas utilizadas na piscicultura Bom Futuro
Fonte: arquivo pessoal
Figura 26. Caixas de transporte de peixes
Figura 27. Incubadoras para eclosão de larvas de peixes (A) de Artêmias Salina (B)
Fonte: arquivo pessoal
Figura 28. Balança de precisão (A) e balança portátil (B)
Fonte: Arquivo pessoal
O núcleo de pesquisa Bom Futuro genética de peixes – Coxipó do Ouro visa aprimorar os peixes nativos a partir do melhoramento genético. Atualmente sendo realizado projetos com Tambaqui (Colossoma macropomum), Cachara (Pseudoplatystoma fasciatum) e Jundiá (Leiarius marmoratus) de linhagens puras na
formação de famílias, e híbrido de Cachara com Jundiá na formação do pintado amazônico. Ambas espécies melhoradas no núcleo são de grande aceitação na região centro-oeste.
5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO
As atividades foram desenvolvidas no laboratório de reprodução, acompanhadas todo momento para conhecimento prático do referencial teórico visto em sala de aula. Abaixo estão listadas as atividades exercidas:
Seleção de reprodutores; Indução hormonal;
Fertilização e hidratação dos ovos; Incubação artificial dos ovos;
Limpeza, desinfecção e manutenção de incubadoras e tanques; Produção de Náuplios Artêmia Salina;
Arraçoamento de larvas, pós larvas e alevinos; Triagem e transferência das larvas;
Reprodução Artificial
O estágio foi conduzido na época final de reprodução natural dos peixes, entre março e maio, dificultando um pouco o processo de reprodução artificial, porém, ainda foi realizado duas safras da reprodução. Uma de tambaqui (Colossoma
macropomum), e outra de Cachara (Pseudoplatystoma fasciatum) puros para
formação de famílias, e cruzamento intragenéricos da Cachara fêmea com o macho do Jundiá (Leiarius marmoratus) na formação do Pintado Amazonico.
5.1 Seleção de Reprodutores
Os reprodutores ficam estocados em viveiros escavados separados, alguns fora da chácara Bom-Futuro Coxipó do Ouro, sendo capturados e transportados em caixas de transporte com oxigênio, como orientado na literatura.
Para seleção dos reprodutores foi passado a rede nos viveiros (Figura 15) e analisados os aspectos morfológicos reprodutivos para ver se os peixes estavam aptos a reprodução (Figura 16). As fêmeas devem estar com o abdômen dilatado e flácidos, e a papila entumecida, e os machos após uma leve pressão abdominal
liberam pequena quantidade de sêmen, como citado por Filho e Weingartner (2007), características estas que representam que os peixes estão aptos a reprodução. Nos Tambaquis foi mais evidente a papila urogenital entumecida da fêmea do que nas espécies de surubins.
Também foi utilizada uma cânula introduzida no poro urogenital (Figura 17) para analisar o estágio de maturação dos ovócitos das fêmeas (Figura 18), que devem estar transparentes e brilhosos.
Após a seleção, os peixes foram levados ao laboratório e estocados conjuntamente (macho e fêmea) em um tanque de espera, e sinalizados com uma fita de cores diferentes para cada gênero.
Figura 15. Captura com rede nos viveiros de matrizes para seleção de reprodutores
Figura 16. Análise de matrizes para reprodução
Fonte: Arquivo Pessoal
Figura 17. Cânula Urogenital utilizado na análise do estágio de maturação dos ovócitos
Figura 18. Análise de maturação dos ovócitos das fêmeas
Fonte: Arquivo pessoal.
5.2. Indução Hormonal
O desenvolvimento de técnicas de indução contribui para o aumento da produção de peixes em cativeiro (LIMA et al., 2013), a técnica da hipofisação foi utilizada no laboratório para reprodução dos peixes.
Os reprodutores após serem recebidos, foram identificados através do microchip e pesados para preparação hormonal (Figura 19). O processo de preparação do hormônio foi comum para as espécies a serem reproduzidas.
O hormônio utilizado foi o extrato bruto de hipófise de carpa (EBCH) (Figura
20). A hipófise foi pesada de acordo com o peso de matrizes e reprodutores, logo em
seguida, colocada em um recipiente para ser macerada com auxílio de 3 gotas de glicerina (Figura 21). Após a hipófise estar macerada, a mesma foi diluída em solução fisiológica 0,9% NaCl (cerca de 0,5 ml de soro para cada kg de peixe). Feito o procedimento, a solução foi transferida para seringa e dividida na hora da aplicação de acordo com o cálculo de cada animal.
Para fêmeas foram administrado 5,5 mg/kg em duas doses, 0,5mg/kg (referente a 10% da dose total) na primeira, e após 12 horas foi injetado a segunda de 5 mg/kg (equivalente aos 90% da dose total).A administração da primeira dose é necessária para estimular os receptores hormonais e aumentar a ação da segunda dose (LIMA et al., 2013).
Os machos receberam duas doses também, 0,5 mg/kg na primeira dose e 2 mg/kg na segunda dose, um pouco divergente da literatura onde Streit (2012) recomenda 1 a 2 mg/kg em uma dose única, administrado juntamente com a segunda dose da fêmea.
Segundo a Zootecnista Franciele, aplicação foi feita em duas doses em machos que não estavam espermiando tão bem, por estarem no final do período reprodutivo. A aplicação foi feita na base da nadadeira pélvica dos Tambaquis e intramuscular nos Surubins.
A prostaglandina também foi utilizada nas fêmeas, por estarem no final do período de reprodução, administrado em 2mL por peixe. A prostaglandina está relacionada no processo de ovulação, de modo que, este hormônio possa potencializar o processo de desova em peixes reofílicos nativos (URBINATI, 2012). Porém, existem poucos estudos relacionados utilização, dosagem e eficácia do hormônio em peixes.
Figura 19. Pesagens dos reprodutores para preparação da dosagem hormonal
Figura 20. Extrato bruto de hipófise de Carpa utilizado na indução hormonal da piscicultura
Fonte: arquivo pessoal
Figura 21. Kit utilizado para preparação do hormônio para aplicação nos reprodutores
5.3. Fertilização e hidratação dos ovos
Após a aplicação da segunda dose hormonal foi a feita a contagem de horas/graus para saber o momento aproximado da desova. Correlacionando-se as horas/grau de cada espécie, como exemplificado na (Tabela 2), pela média da temperatura da água (KUBITZA, 2009). Quando o valor estivesse próximo ao de referência para a espécie (Tambaqui ou Cachara), as fêmeas eram avaliadas quanto à qualidade de seus ovócitos, através de uma leve pressão no abdômen verificando a sua liberação. Essa verificação é necessária para que não haja a liberação desses ovócitos no tanque.
Em algumas pisciculturas é utilizado a suturar a papila urogenital para que não haja a liberação desses gametas, entretanto, no laboratório foi utilizado somente o método de observação.
Tabela 2. Valores da hora-grau e tempo aproximado para ocorrência da ovulação após indução
hormonal de algumas espécies de peixes
Fonte: Adaptado de KUBITZA (2004)
Os peixes foram retirados dos tanques com uma toalha e colocados sobre uma superfície macia, como recomendado por Streit (2012), para que não ocorresse lesões nos reprodutores. Após foi feita a massagem no abdômen para liberação dos gametas. Em algumas literaturas recomenda se anestesiar os peixes para que não haja estresse e não afete a fertilização dos gametas, porém, esse método não foi utilizado na reprodução dos peixes em questão.
Primeiro foi feito a extrusão dos ovócitos femininos (Figura 22), o abdômen foi seco com um papel toalha, e realizado a pressão do ventre na direção ântero-posterior, até a visível remoção da máxima quantidade possível de ovócitos, assim
coletados e colocados em recipiente seco. Posteriormente, realizou-se a espermiação do macho, que também foi seco o abdômen, e através da compressão em mesma direção da fêmea, até a liberação do sêmen, coletados com uma seringa (Figura 23). O cuidado de secar é excepcional para que se tenha uma boa taxa de fertilização, pois os ovócitos quando hidratados fecham o orifício por onde o espermatozóide fecunda o ovócito, chamado de micrópila, e também, ocorrerá à inatividade dos espermatozóides em virtude da elevada concentração de potássio no sêmen, ou seja, a hidratação ativa o esperma e sua motilidade diminui com o tempo e a capacidade de fecundação reduz, consequentemente, a região genital dos animais deve estar seca (LIMA et al., 2013).
Os espermatozóides e ovócitos foram misturados (Figura 24), e nesse momento foi adicionado água para ocorrer a fecundação, com a abertura da micrópila e ativação do espermatozoide (GODINHO, 2007).
Figura 22. Extrusão dos gametas femininos
Figura 23. Espermiação dos gametas masculino
Fonte: arquivo pessoal
Figura 24. Mistura dos espermatozóides e ovócitos dos peixes
5.4 Incubação artificial dos ovos
Após a fertilização os ovos eram colocados imediatamente em incubadoras de fibra de vidro em formato cilíndrico-cônicas com capacidade de 200 litros, na proporção de 200 g de ovos por incubadora, com fluxo de água contínuo, onde permaneceram em suspensão durante o período inicial da larviculturas, para que não houvesse choque mecânico ou ocasiona-se a aderência dos ovos.
Após a eclosão das larvas, foi feita a limpeza das cascas e ovos gorados com uma peneira. Essa limpeza é fundamental para uma boa taxa de sobrevivência das larvas, e é importante que a limpeza ocorra o mais rápido possível para evitar problemas com o surgimento de bactérias e fungos como o Saprolegnia. Esses fatores provocam diminuição de oxigênio e causa mortalidade das larvas (ROCHA, 2013).
5.5 Limpeza, desinfecção e manutenção de incubadoras e tanques
A proliferação de doenças tem se tornado um grande obstáculo na produção da piscicultura (KUBITZA, 2009). Como o ambiente de cultivo, o de alimentação e excreção do peixe é o mesmo, os cuidados devem ser redobrados, evitando a dizimação do plantel. A recomendação é adotar boas práticas de manejo sanitário com o intuito de minimizar a ocorrência de doenças, já que é praticamente impossível manter um ambiente livre de patógeno na criação, buscando sempre manter adequadas condições para o bom desenvolvimento e saúde dos peixes (KUBITZA, 2009)
A limpeza das incubadoras foi feita diariamente, para proporcionar melhor qualidade de água e o desenvolvimento das larvas se dessem ao máximo. O fluxo de água foi desligado para decantar a sujeira no fundo da incubadora, desconectando-se a fonte de água e assim liberando a sujeira decantada. A água caía sobre um balde com telas para que nenhuma larva se perdesse no momento do descarte da sujeira (Figura 25). O nível da água da incubadora consequentemente diminuía, podendo assim ser retirada a tela de proteção da incubadora para uma limpeza rápida.
Entre uma reprodução e outra realizava-se a desinfecção das incubadoras utilizando desinfetante em pó (hipoclorito de sódio), diluído em 20 litros de água. Após
a aplicação, o produto agia em torno de 20 a 30 minutos e foi retirado, reenchendo as incubadoras se necessário novamente.
Figura 25. Verificação dos resíduos da limpeza para certeza de isenção de larvas descartadas
Fonte: arquivo pessoal
Os tanques de polietileno foram limpos antes de receber as larvas com água e sabão, e após a inserção, a limpeza foi feita em dias intercalados por sifonação. As larvas nos taques por estarem em treinamento alimentar, o arraçoamento era feito a lanço em cima d’água e após um período o alimento decantava, proporcionando um grande desperdício de alimento, poluindo muito o ambiente de criação, e necessitava-se de limpeza diária, porém, com as atividades corriqueiras do dia foi inviável essa limpeza diariamente.
O sal pode ser utilizado no manejo sanitário, e foi aplicado nos tanques de polietileno antes da inserção das larvas e após o transporte. Com vários benefícios citado por Kubitza (2007), os protozoários (Íctio, trichodinideos, Epistylis, entre outros), dinoflagelados (como o Piscinoodinium) e os monogenóides (Dactylogyrus,
Gyrodactylus, Cleidodiscus e outros) podem ser combatidos com banhos rápidos e
concentrado em água salgada (acima de 20 a 30g de sal por litro). Esses parasitos causam severas infestações e injúrias prejudicando a osmorregulação.
5.6 Produção de Náuplios de Artêmia Salina
A Artêmia é um microcrustácio utilizado na alimentação de peixes em estado larval e tem conquistado um lugar de destaque na aquicultura mundial. Hoje é considerado um alimento praticamente indispensável nas larviculturas devido principalmente à facilidade com que pode ser estocado sob forma de cistos e ao seu elevado valor nutricional (VINATEA, 2017).
Espécie como Cachara e Pintado Amazônico, que faz parte do projeto no laboratório, tem preferência por alimento vivo (piscívoras), sendo assim, a Artêmia é uma ótima opção de alimento de substituição sendo produzida na piscicultura para alimentação dos mesmos.
Sob condições controladas o cultivo foi na modalidade sistema “batch” ou de circuito fechado, onde não existe renovação de água e, na densidade em torno de 10.000 artêmias/litro.
Os cistos foram colocados na incubadora (cerca de 2,5 g/L) com água e sal (30g/L), por serem crustáceos de água salgada e necessitarem de uma salinidade maior. As incubadoras foram ligadas à compressores que fazem a oxigenação da água (Figura 26). A eclosão dos cistos ocorre 24 horas após, e os náuplios foram fornecidos nas incubadoras.
Para o processo de eclosão ocorrer mais rápido, é necessário fazer o processo de desencapsulação dos cistos. Esse processo foi feito devido problemas ocorridos na oxigenação das incubadoras, onde os compressores não funcionaram o que ocasionou a não eclosão dos cistos. O processo consiste em retirar a cápsula do cisto com água sanitária e incubá-los novamente (Figura 27), isso reduz em metade do tempo necessário para eclosão.
Figura 26. Incubação de cistos de Artêmias Salina
Fonte: arquivo pessoal
Figura 27. Processo de desencapsulação do cisto de Artêmia Salina
5.7 Arraçoamento de larvas, pós larvas e alevinos
Considerando que a taxa de arraçoamento influência diretamente no crescimento e na eficiência alimentar de uma espécie, os estudos das necessidades nutricionais de peixes devem ser conduzidos na melhor taxa de arraçoamento possível, a fim de evitar o mascaramento das necessidades dos nutrientes (KUBITZA, 2009). Para larvas e alevinos o arraçoamento deve ser mais frequente e com partículas pequenas, devido sua anatomia (KUBITZA, 2003).
O arraçoamento acontecia de formas diferentes para espécies onívoras (Tambaqui e Jundiá) e carnívoras (Cachara) e Pintado Amazônico, devido suas necessidades e hábitos alimentares diferentes.
As larvas de Tambaqui foram alimentadas oito vezes durante o dia, com ração em pó com 45% de PB, e o filtro era ajustado para que os zooplânctons pudessem passar e servir de alimento também. As larvas ficavam por 5 dias nas incubadoras e foram transferidas para os viveiros escavados.
No viveiro o arraçoamento era realizado duas vezes no dia, de acordo com a leitura do oxigênio dissolvido na água. A mensuração era feita pela manhã e se o oxigênio dissolvido estivesse menos que 2 mg/L, o arraçoamento era suspenso, da mesma forma realizado pela tarde, mas se a leitura estivesse menos que 4 mg/L. o arraçoamento era suspenso também. A ração ofertada nos viveiros era em pó (Figura
28), com 45% de proteína bruta, considerado correto de acordo com Kubitza (2009)
que recomenda de 40 a 50% de PB para espécies onívoras.
As larvas de Cachara e Pintado amazônico foram alimentadas 6 vezes durante a noite, por serem de hábito noturno, sendo 3 vezes ofertado Artêmia Salina e 3 vezes ração em pó com 45% de PB. Durante o dia também foram arraçoados para evitar canibalismo, o que é muito comum na espécie, e para o início do condicionamento alimentar durante o dia. Foi ofertado alimento 2 vezes ao dia, uma com Náuplios de Artêmia Salina e outra com ração, o filtro também foi ajustado para que os zooplânctons pudessem passar para a incubadora.
Quando transferidas para os tanques de polietileno, para condicionamento com ração, foram arraçoados oito vezes durante o dia. A ração em pó contendo 45% de
proteína bruta foi misturada com gema de ovo (Figura 29) para melhor aceitabilidade, e a gema foi diminuída gradativamente até que os peixes estivessem aceitando bem a ração. Após o condicionamento alimentar, de 5 dias, as larvas foram transferidas para os viveiros escavados e a alimentação foi somente com ração em pó, como o arraçoamento do Tambaqui, que foi feito de acordo com a leitura de oxigênio dissolvido na água.
Nas incubadoras, tanques e viveiros, por não serem de grande extensão, o arraçoamento foi feito manualmente, com um pegador de quantidade exata a ser ofertada a cada refeição, e foi espalhado por toda extensão como recomenda Kubitza, (2009). A cada dois viveiros tinha um barril de armazenamento de rração para facilitação o manejo (Figura 30).
O arraçoamento feito na piscicultura era correto, de acordo com as premissas seguidas por Kubitza (2009), em relação a frequência de alimentação, tamanho de partícula de peletes e porcentagem de proteína bruta, representadas na (Figura 31).
Figura 28. Ração em pó ofertada para as larvas de Tambaqui
Figura 29. Ração com gema de ovo para condicionamento das larvas de surubins
Fonte: arquivo pessoal
Figura 30. Barril de armazenamento de ração próximo aos viveiros
Figura 31. Sugestão de estratégia nutricional e alimentar para peixes onívoros (em amarelo) e carnívoros (em azul)
Fonte: Kubitza, 2009.
5.8 Triagem e transferência das larvas
As larvas de Tambaqui permaneciam na incubadora por cinco dias após a eclosão dos ovos, e logo foram transferidas para os viveiros escavados.
As larvas de surubins permaneciam por mais tempo na incubadora, cerca de dez dias e eram transferidas para os tanques de polietileno de 2000L. Como estas espécies é muito comum ocorrer canibalismo por serem predadoras, as larvas foram separadas por tamanho (triagem dos animais maiores, que seriam os possíveis canibais). A água da incubadora caia diretamente em um balde de fibra de vidro com tela (Figura 32), podendo ser observado os maiores e assim retirados formando um novo lote.
Para evitar o canibalismo, também usavam o método do animal “nadar no alimento”, que consistia em deixar alimento prontamente disponível, a probabilidade dos animais se predarem era menor, segundo a Zootecnista Franciele.
As larvas de surubins ficavam no tanque por 5 dias para treinamento alimentar, e foi feita a triagem novamente (Figura 33) e transferidos para os viveiros escavados. Para a transferência foi utilizado sacolas de plástico onde foram colocadas as larvas e adicionado oxigênio (Figura 34).
Inoue et al. (2009) ressalta a importância da classificação periódica dos alevinos de surubins, por tamanho, para redução das ocorrências de canibalismo e recomenda-se essa triagem de 7 a 10 dias.
Figura 32. Balde de fibra de vidro utilizado para triagem das larvas
Figura 33. Triagem das larvas de surubins
Fonte: arquivo pessoal
Figura 34. Sacolas com oxigênio para transferência das larvas dos tanques para os viveiros escavado
Em alguns momentos foram observados alguns manejos que poderiam ser melhor executados seguindo a literatura e o que foi aprendido na sala de aula. Foi observado, por exemplo, que um dos tanques estavam eutrofizados (Figura 35), devido à grande quantidade de matéria orgânica presente no ambiente de cultivo. Neste caso é indicado o uso da renovação da água do viveiro.
A alta carga orgânica no ambiente de cultivo geralmente causa baixo oxigênio dissolvido, e a exposição prolongada ao baixo oxigênio dissolvido e a compostos tóxicos como a amônia e o nitrito, prejudicam o crescimento e reduz a resistência dos peixes às doenças (KUBITIZA, 2009).
Figura 35. Viveiro eutrofizado.
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS
A realização do estágio supervisionado na Chácara Bom Futuro Melhoramento Genético de Peixes possibilitou vivenciar na prática vários aspectos teóricos vistos durante o curso.
O estágio foi uma oportunidade ímpar no início da minha caminhada profissional, aprendendo com cada funcionário da fazenda em seus diferentes níveis acadêmicos, dividindo conhecimentos, aprimorando a relação interpessoal que é necessário no meio profissional, e mesmo sendo por um tempo relativamente curto, foi muito edificante.
Em relação à área de melhoramento genético de peixes, por ser um Núcleo de Pesquisa que está no início e em desenvolvimento, ainda não há grandes avanços nos experimentos atuais. Assim, foi constatada a necessidade de ter um maior incentivo nas instituições de ensino e pesquisa, produtores, e técnicos sobre a importância econômica de realizar o melhoramento genético na piscicultura de peixes nativos.
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