Estudo da infeção por Toxoplasma gondii em animais exóticos e selvagens de cativeiro

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Estudo da infeção por Toxoplasma gondii em animais

exóticos e selvagens de cativeiro

Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária

SARA ALMEIDA FANGUEIRO

Orientadora:

Professora Doutora Ana Patrícia Antunes Lopes

Coorientadora:

Doutora Carla Cristina de Sousa Costa Monteiro

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Estudo da infeção por Toxoplasma gondii em animais

exóticos e selvagens de cativeiro

Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária

SARA ALMEIDA FANGUEIRO

Orientadora:

Professora Doutora Ana Patrícia Antunes Lopes Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro

Coorientadora:

Doutora Carla Cristina de Sousa Costa Monteiro Jardim Zoológico de Santo Inácio

Composição do júri:

Presidente: Nuno Francisco Fonte Santa Alegria (Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro)

Vogais: Luís Miguel Martins Lucas Cardoso (Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro) Ana Patrícia Antunes Lopes (Universidade de trás-os-Montes e Alto Douro)

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iii DECLARAÇÃO

NOME Sara Almeida Fangueiro CC.:13630979

TELÉMOVEL: (+351) 919775409

CORREIO ELECTRÓNICO: [email protected]

DESIGNAÇÃO DO MESTRADO: Mestrado Integrado em Medicina Veterinária

TÍTULO DA DISSERTAÇÃO DE MESTRADO EM MEDICINA VETERINÁRIA:

Estudo da infeção por Toxoplasma gondii em animais exóticos e selvages de cativeiro

ORIENTADORES:

Professora Doutora Ana Patricia Antunes Lopes Doutora Carla Cristina de Sousa Costa Monteiro

ANO DE CONCLUSÃO: 2015

Declaro que esta dissertação de mestrado é resultado da minha pesquisa e trabalho pessoal e das orientações dos meus supervisores. O seu conteúdo é original e todas as fontes consultadas estão devidamente mencionadas no texto e na bibliografia final. Declaro ainda que este trabalho não foi apresentado em nenhuma outra instituição.

Vila Real, 7 de agosto de 2015 Sara Almeida Fangueiro

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“Sofremos muito com o pouco que nos falta e gozamos pouco o muito que temos”

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vii AGRADECIMENTOS

A vida é feita de momentos e são estes que ditam o que somos, contudo não nos definem de forma permanente. As expectativas e sonhos alcançar-se-ão, apenas, através da nossa ambição que nos impele para a conquista das nossas decisões. Neste trajeto, como em todos os anteriores, revejo-me sempre acompanhada de pessoas extraordinárias que me aconchegaram ao longo do caminho percorrido. A todas, sem exceção, deixo, neste espaço, um sentimento profundo de agradecimento.

Ao Magnífico Reitor, ao mui nobre curso de Medicina Veterinária (Mestrado Integrado), à coordenadora de curso, Professora Doutora Cristina Saraiva, a toda a direção do curso, bem como a todos os professores que fizeram parte da minha jornada.

À Professora Doutora Ana Patrícia Lopes, por me ter aceitado como orientanda. Obrigada pelas palavras carinhosas, pela paciência e dedicação. À Doutora Carla Monteiro, co-orientadora, pelo reforço positivo em todos os momentos e pela partilha dos conhecimentos. Ao Professor Doutor Luís Cardoso, pela grande ajuda na elaboração deste trabalho.

A toda a equipa do Zoo de Santo Inácio que me fez sentir como parte da “família” e a todos os membros da equipa do Centro Veterinário de Exóticos Los Sauces e do Zoo de

Chester. À Engenheira Teresa Coutinho, pela ajuda incansável no laboratório de

parasitologia.

Aos meus amigos e companheiros de curso. A todas as histórias e aventuras partilhadas, a todas as gargalhadas e choros vividos. Às amigas Mariana, Júlia, Stephanie, Karin, Rita e Maria João que me acompanharam no meu percurso académico. Obrigada pelos bons momentos passados, pelas confidências e conversas intermináveis. Às minhas meninas da minha cidade, Rita Osório, Rita Gomes, Ana e Francisca e à Joana e ao David que sabem o quão especiais são para mim. À minha família, em especial, à minha irmã Suzana, pelos desentendimentos constantes e abraços e beijos intermináveis. Como é bom ter-te por perto, ouvir as tuas cantorias e, principalmente, sentir a tua alegria. Aos meus pais, pelo amor que sempre me dedicaram, evidenciado pela compreensão, conforto e aceitação de todo o meu ser. Ao acreditarem nos meus projetos e a apoiaram-me para que a concretização destes fosse possível, elevaram-se ao patamar da supremacia do bem-querer.

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ix RESUMO

A toxoplasmose, causada pelo protozoário intracelular Toxoplasma gondii, é reportada como endémica em muitos países a nível mundial (Ajzenberg et al. 2004; Dubey, 2004). Os felinos, domésticos e silváticos, são os únicos hospedeiros definitivos do parasita, excretando milhões de oocistos que, em condições ambientais adequadas, esporulam para se tornar infetantes. Uma grande variedade de animais homeotérmicos, incluindo os próprios felinos, é considerada hospedeiro intermediário (Davidson, 2000).

O presente estudo consistiu no rastreio serológico da infeção por Toxoplasma gondii, utilizando o teste de aglutinação modificado (“modified agglutination test” – MAT), de 42 animais existentes no Jardim Zoológico de Santo Inácio, em Gaia, Portugal, dos quais 25 (59,5%) eram mamíferos e 17 (40,5%) eram aves.

Os resultados obtidos revelaram uma seroprevalência geral de infeção de 23,8% (10/42), sendo que todos os animais positivos eram mamíferos, o que se revelou estaticamente significativo.

No que diz respeito ao tipo de alimentação, foi possível verificar que o grupo de mamíferos alimentados à base de carne crua apresentou uma seroprevalência significativamente mais elevada (80%) quando comparado com o grupo de animais alimentados à base de legumes, fruta e ração (26%).

Nenhum estudo sobre a infeção por T. gondii em animais exóticos e selvagens em cativeiro em Portugal foi, até à data de entrega desta dissertação, publicado e, apesar do número total de animais estudados ser reduzido, este pode ser considerado um trabalho preliminar de extrema importância onde se pretende obter níveis atualizados de seroprevalência de infeção. Adicionalmente, os resultados do presente estudo suscitam preocupação devido à transmissão do parasita em zoos, uma vez que foi possível encontrar animais que já tiveram um primeiro contacto com T.gondii.

Palavras-chave: Animais em cativeiro; MAT; Portugal; Prevalência; Toxoplasma gondii; Zoonose.

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xi ABSTRACT

Toxoplasmosis, caused by the intracellular protozoan Toxoplasma gondii, is endemic in many countries worlwide (Ajzenberg et al., 2004). Felids, domestic or wild, are the only definitive host of the parasite, excreting millions of oocysts that, under the appropriate environmental conditions, sporulated to become infective. A wide variety of homeothermic animals, incluindo felids, are considered intermediate hosts (Davidson, 2000).

The presente study consisted in the serological screening of T. gondii infection, using the modified agglutination test (MAT), in 42 animals from the Zoo de Santo Inácio in Gaia, Portugal, of which 25 (59.5%) were mammals and 17 (40.5%) were birds. The results showed an overall seroprevalence of 23.8% (10/42), with mammals the only seropositive animals, which proved to be statistically significant. Regarding the type of diet it was possible to verify that the mammal group fed exclusively on raw meat had a significantly higher seroprevalence value (80%) compared with the group of animals that ingested vegetables, fruit and commercial food (26 %).

To date, no study on T. gondii infection in exotic and wild animals in captivity from Portugal has been published to date of the delivery of this dissertation, and, although the number of sampled animals is small, this can be considered an important preliminary work where updated levels of seroprevalence were obtained. Addicionally, the results of this study are of concern due to the transmission of this parasite in zoos, since it was possible to identify animals that have had a first contact with T. gondii.

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xiii ÍNDICE GERAL

ABSTRACT ... xi

ÍNDICE DE GRÁFICOS ... xvi

I. NOTA INTRODUTÓRIA ... 1

II. REVISÃO DA LITERATURA CIENTÍFICA ... 3

1. TOXOPLASMA GONDII ... 3

1.1. BIOLOGIA GERAL ... 3

1.2. MORFOLOGIA DAS FORMAS PARASITÁRIAS ... 4

1.2.1. TAQUIZOÍTO ... 4 1.2.2. BRADIZOÍTO ... 5 1.2.3. OOCISTO ... 7 1.3. CICLO DE VIDA ... 8 1.3.1.TRANSMISSÃO ... 8 1.3.2. FASE EXTRAINTESTINAL ... 10 1.3.3. FASE ENTERO-EPITELIAL ... 10 1.4. CARACTERIZAÇÃO DE GENÓTIPOS ... 12

2. PATOGENIA E RESPOSTAS IMUNITÁRIAS ... 13

3. PRINCIPAIS LESÕES E SINAIS CLÍNICOS ... 15

4. A INFEÇÃO POR TOXOPLASMA GONDII EM ANIMAIS ... 17

4.1. ANIMAIS DOMÉSTICOS ... 17

4.2. ANIMAIS EXÓTICOS E SELVAGENS ... 18

5. A INFEÇÃO POR TOXOPLASMA GONDII EM HUMANOS ... 25

6. DIAGNÓSTICO ... 27

6.1. DETEÇÃO DO AGENTE ... 28

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xiv

6.1.2. Coprologia ... 28

6.1.3. Reação em cadeia da polimerase ... 28

6.1.4. Bioensaios ... 29

6.1.5. Ensaio in vitro (cultura de células) ... 29

6.2. PESQUISA DE ANTICORPOS ESPECÍFICOS ... 29

7. TRATAMENTO ... 31

8. PREVENÇÃO E CONTROLO ... 33

8.1. VACINAÇÃO ... 37

III. MATERIAL E MÉTODOS ... 39

1. LOCAL DO ESTUDO ... 39

2. ANIMAIS E AMOSTRAS ... 40

3. TESTE DE AGLUTINAÇÃO MODIFICADO ... 42

3.1. MATERIAL E REAGENTES ... 43

3.2. PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS ... 44

3.3. LEITURA E INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS ... 46

4. ANÁLISE ESTATÍSTICA ... 48

IV. RESULTADOS ... 49

1. DISTRIBUIÇÃO DOS ANIMAIS ... 49

1.1. MAMÍFEROS ... 49

1.2. AVES ... 53

2. TESTE DE AGLUTINAÇÃO MODIFICADO ... 56

V. DISCUSSÃO ... 65

VI. CONCLUSÃO ... 69

VII. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ... 71

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ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1: Representação esquemática do complexo apical de T. gondii ... 3 Figura 2: Desenho esquemático de um taquizoíto de T. gondii. ... 5 Figura 3: Desenho esquemático de um bradizoíto de T. gondii. ... 6 Figura 4: A: Oocisto não esporulado; B: Oocisto esporulado; C: Micrografia eletrónica de

transmissão de um oocisto esporulado ... 7

Figura 5: Ciclo de vida de T. gondii. ... 11 Figura 6: Desenho esquemático das principais técnicas utilizadas para o diagnóstico da

infeção por Toxoplasma gondii. ... 31

Figura 7: Disposição das instalações das várias espécies no Zoo de Santo Inácio. ... 39 Figura 8: Auscultação cardiopulmonar de um pinguim-de-humboldt (Spheniscus humboldti).

... 41

Figura 9: Intervenção a um lince europeu (Lynx lynx) adulto. ... 42 Figura 10: Teste comercial Toxo-Screen DA®. ... 42

Figura 11: Micropipetas simples, placa de microtitulação e reagentes finais do teste

comercial Toxo-Screen DA®. ... 43

Figura 12: Reagentes e sua constituição fornecidos com o teste comercial Toxo-Screen DA®. ... 44

Figura 13: Desenho esquemático de uma placa de microtitulação utilizada para a realização

do MAT (P = controlo positivo; N = controlo negativo; Ag = controlo de antigénio). ... 45

Figura 14: Colocação de 45 µl de PBS nas colunas ímpares através de uma micropipeta

multicanal. ... 45

Figura 15: Agitador de placas. ... 46 Figura 16: Sedimentação dos taquizoítos em botão. ... 46 Figura 17: Sedimentação dos taquizoítos em anel com um diâmetro inferior a metade do

diâmetro da cúpula. ... 47

Figura 18: Presença de aglutinação cobrindo metade do fundo da cúpula ... 47 Figura 19: Controlo positivo e negativo e controlo de antigénio... 48

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xvi

Figura 20: Ovo não embrionado de Toxascaris leonina identificado no exame coprológico de

uma chita (Acinonyx jubatos) incluída no estudo (ampliação 40x). ... 52

Figura 21: Gametócito de Leucocytozoon spp. identificado no esfregaço sanguíneo de um

pinguim-de-humboldt (Spheniscus humboldti) incluído no estudo. ... 56

ÍNDICE DE TABELAS

Tabela 1: Suscetibilidade de algumas espécies de animais exóticos e selvagens à

toxoplasmose ... 19

Tabela 2: Exemplos de felinos selvagens infetados por Toxoplasma gondii ... 21 Tabela 3: Valores de seroprevalência de infeção por Toxoplasma gondii em cervídeos, javalis

(Sus scrofa) e raposas (Vulpes spp.) a nível mundial ... 24

Tabela 4: Posologia mais frequente de fármacos utilizados no tratamento da toxoplasmose. 32 Tabela 5: Animais pertencentes ao Zoo de Santo Inácio e incluídas no estudo. ... 40 Tabela 6: Anticorpos para Toxoplasma gondii em animais exóticos e selvagens do Zoo de

Santo Inácio. ... 58

Tabela 7: Seroprevalência da infeção por Toxoplasma gondii em mamíferos do Zoo de Santo

Inácio, de acordo com o género, idade, tipo de alimentação, local de nascimennto, estado clínico e infecções parasitárias concomitantes. ... 63

ÍNDICE DE GRÁFICOS

Gráfico 1: Distribuição do número total de mamíferos e aves incluídos no estudo. ... 49 Gráfico 2: Distribuição do número total de mamíferos incluídos no estudo (n =25) em função

do género. ... 49

Gráfico 3: Distribuição do número total de mamíferos incluídos no estudo (n = 25) em

função da idade. ... 50

função do tipo de alimentação. ... 50

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função do estado clínico. ... 51

função da existência de infeções parasitárias concomitantes. ... 52

Gráfico 8: Distribuição do número total de aves incluídas no estudo (n = 17) em função do

género. ... 53

Gráfico 9: Distribuição do número total de aves incluídas no estudo (n = 17) em função da

idade. ... 53

tipo de alimentação. ... 54

local de nascimento. ... 54

estado clínico. ... 55

Gráfico 13: Distribuição do número total de aves incluídas no estudo (n = 17) em função da

presença de infeções parasitárias concomitantes. ... 55

Gráfico 14: Seroprevalência de infeção por T. gondii nos animais do Zoo de Santo Inácio de

acordo com a classe. ... 56

Gráfico 15: Serovalência da infeção por T. gondii em mamíferos do Zoo de Santo Inácio de

acordo com o género. ... 59

Gráfico 16: Seroprevalência da infeção por T. gondii em mamíferos do Zoo de Santo Inácio

de acordo com a idade. ... 59

Gráfico 17: Seroprevalência de infeção por T. gondii em mamíferos do Zoo de Santo Inácio

de acordo com o tipo de alimentação. ... 60

Gráfico 18: Seroprevalência da infeção por T. gondii em mamíferos do Zoo de Santo Inácio

de acordo com o local de nascimento. ... 61

de acordo com o estado clínico. ... 61

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LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E ACRÓNIMOS

2-ME 2-beta-mercaptoetanol

ADN ácido desoxirribonucleico

Ag controlo de antigénio

ALT alanina aminotransferase

AST aspartato aminotransferase

BID “bis in die” (duas vezes por dia)

CDV “canine distemper vírus” (vírus da esgana canina) CPK creatina fosfoquinase

DAT “direct agglutination test” (teste de aglutinação direto) DT “dye test” (teste de lise)

ELISA “enzyme-linked immunosorbent assay” (ensaio imunoenzimático)

EAZA “European Association of Zoos and Aquaria” (Associação Europeia de Zoos e

Aquários)

EUA Estados Unidos da América

FeLV “feline leukemia vírus” (vírus de leucemia felina)

FIV “feline immunodefiency vírus” (vírus de imunodeficiência felina) GRA “dense granule antigen” (antigénio de grânulo denso)

HLV “human leukemia vírus” (sidrome da leucemia humana)

IFAT “indirect fluorescent antibody test” (teste de imunofluorescência indireta)

IgG Imunoglobulina G

IgM Imunoglobulina M

IHA “indirect hemagglutination test“ (teste de hemaglutinação indireta)

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xx

LAT “latex agglutination test”( teste de hemaglutinação em látex) LES lupus eritematoso sistémico

LCR líquido cefalorraquidiano

MAT “modified agglutination test” (teste de aglutinção modificado)

mg miligrama

n número total de indivíduos

N controlo negativo

OMS Organização Mundial de Saúde

p valor de prevalência

PAS “periodic acid-Schiff” (ácido periódico de Schiff) PBS “phosphate chain reaction” (tampão fosfato NaCl)

PCR “polymerase chain reaction” (reação em cadeia da polimerase) PO “per os” (via oral)

R reagente

RFLP “restrition fragment lenght polymorphism” (polimorfismo do comprimento de

fragmentos de restrição)

rpm rotações por minuto

SAG “surface antigen” (antigénio de superfície) SIDA síndrome de imunodeficiência adquirida

TID “ter in die” (três vezes por dia) VIH vírus de imunodeficiência humana

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1

I.

NOTA INTRODUTÓRIA

Toxoplasma gondii é um protozoário parasita intracelular obrigatório que foi descrito

pela primeira vez por Nicolle e Manceaux, em 1908, num roedor africano denominado Ctenodactylus gundi (Dubey e Odening, 2001). O termo “Toxoplasma” derivou da morfologia do parasita (do Latim toxon: arco; plasma: forma) e o termo “gondii” de uma confusão ortográfica do nome do hospedeiro original, o gundi (Dubey e Odening, 2001; Dubey, 2013).

Este parasita pode infetar uma grande variedade de animais homeotérmicos tendo a infeção sido reportada como endémica em vários países a nível mundial (Ajzenberg et al., 2004; Dubey, 2004). Os estudos sobre T. gondii são de grande importância, uma vez que o parasita pode provocar doença grave, com elevada morbilidade e mortalidade nos fetos em desenvolvimento e em indivíduos com imunodeficiência (Dubey, 2010). Do ponto de vista epidemiológico, esta é uma infeção de ampla distribuição geográfica sendo reconhecida em todo o mundo com índices de seropositividade entre os 23% e os 83%. Esta grande variação advém de vários fatores incluindo ambientais, socioeconómicos e culturais (Dubey, 2010).

Sendo as aves e os pequenos mamíferos o alimento direto do gato, a infeção por T.

gondii em gatos depende da infeção dos mesmos. Sabe-se que os felídeos são o ponto-chave

da epidemiologia da infeção, sendo os únicos hospedeiros onde ocorre a forma sexuada do parasita e, por eliminarem oocistos nas fezes são a única fonte de infeção dos animais herbívoros (Lopes et al., 2014).

A sua maior importância em medicina veterinária foi reconhecida em 1957, na Austrália, quando se descobriu ser a causa de surtos de abortos em ovinos (Hartley e Marshall, 1957).

Segundo Artois (1993), o contacto entre a fauna selvagem, os animais domésticos e os seres humanos pode levar ao aumento do risco de transmissão de agentes patogénicos zoonóticos. O estudo de prevalência das infeções parasitárias em espécies selvagens pode revelar-se de grande importância nas estratégias de conservação ecológica (Artois, 1993). A fauna selvagem pode ser um marcador da contaminação ambiental por T. gondii e também um indicador do risco de transmissão para humanos e animais de produção (Dubey e Beattie 1988; Gennari et al., 2004).

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2

A transmissão de T. gondii em zoos é de especial relevância porque muitas espécies de animais em cativeiro são altamente suscetíveis à toxoplasmose e, ainda, existe a possibilidade de transmissão para os visitantes do zoo (Dubey e Jones, 2008). De acordo com Lindsay e Dubey (2007) em zoos, a infeção por T. gondii é um problema de maneio porque os felinos selvagens podem excretar oocistos de T.gondii nas suas fezes (Jewell et al., 1972; Miller et

al., 1972; Lukesová e Literák, 1998) e o risco de infeção aumenta com a presença de gatos

vadios no próprio zoo (Gorman et al., 1986). Estes oocistos podem posteriormente infetar espécies altamente susceptíveis (Lindsay e Dubey, 2007).

Além de causar infeção assintomática em adultos imunocompetentes, T. gondii pode, ainda, provocar doença devastadora em crianças infetadas congenitamente ou aquelas com depressão imunitária (Hill and Dubey, 2002).

Durante o período de estágio pude acompanhar toda a atividade médico-veterinária e de maneio desenvolvida no Centro Veterinário de Exóticos Los Sauces em Madrid, Espanha; Zoo de Snto Inácio em Vila Nova de Gaia, Portugal; e Zoo de Chester em Chester, Inglaterra.

Este trabalho tem como principais objetivos a realização de uma revisão bibliográfica sobre os principais aspetos de infeção por T. gondii, incluindo a biologia do parasita, respostas imunitárias, patogenia, diagnóstico, tratamento e controlo, assim como estabelecer valores de seroprevalência da infeção por este protozoário em animais exóticos e selvagens de cativeiro em Portugal, utilizando para o efeito o teste de aglutinação modificado (“modified agglutination test” – MAT).

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3

II. REVISÃO DA LITERATURA CIENTÍFICA

1. TOXOPLASMA GONDII

1.1. BIOLOGIA GERAL

Toxoplasma gondii é um parasita intracelular obrigatório que, segundo Levine et al.,

1980, pertence ao reino Protista (Haeckel, 1966), sub-reino Protozoa (Goldfuss, 1918; emend Von Siebold, 1845), filo Apicomplexa (Levine, 1970); classe Sporozoea (Leukart, 1879), subclasse Coccidia (Leukart, 1879), ordem Eucoccidia (Léger e Duboscq, 1910), subordem

Eimeriina (Léger, 1911), família Sarcocystidae (Pocche, 1913), subfamília Toxoplasmatinae

(Biocca, 1956) e género Toxoplasma (Nicolle e Manceaux, 1909) Este protozoário, pertencendo ao filo Apicomplexa, possui, em determinados estádios de desenvolvimento, o complexo apical (Figura 1). O complexo apical é composto por organelos especializados, que estão envolvidos na penetração e invasão do parasita na célula hospedeira, como róptrias e micronemas e por elementos do citoesqueleto, os anéis apicais. No entanto, T.gondii é o único parasita do filo Apicomplexa que possui conóide (Dubey, 2010; Costa, 2013).

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4

1.2. MORFOLOGIA DAS FORMAS PARASITÁRIAS

Toxoplasma gondii possui três estádios infetantes: os taquizoítos, os bradizoítos no

interior de quistos tecidulares e os esporozoítos no interior de oocistos esporulados (Dubey, 2010). As coccídeas são um dos parasitas mais importantes em animais e foram os primeiros protozoários a serem descobertos. Nestes, os oocistos são de importância primordial (Dubey, 2010).

1.2.1. TAQUIZOÍTO

O taquizoíto (do grego takhýs, rápido), descoberto por Nicolle e Manceaux (1908) no gundi, possui uma forma crescente, com dimensões aproximadas de 2 x por 6 µm (Dubey, 2013). Os taquizoítos (Figura 2) possuem um núcleo central e vários organelos e corpos de inclusão (Dubey, 2010). A sua motilidade é levada a cabo por um complicado motor de actina-miosina ancorado ao complexo interno da membrana (Dubey, 2010). Esta forma parasitária, encontrada durante a infeção aguda em qualquer célula do organismo do hospedeiro, multiplica-se assexuadamente por endodiogenia até à rutura da célula hospedeira (Dubey, 2010).

Os taquizoitos desempenham o principal papel na transmissão vertical de T. gondii e acredita-se que as infeções, por via horizontal, ocorram com pouca frequência, embora estes não apresentem uma preocupação epidemiológica (Tenter et al., 2000). Este estádio é bastante sensível às condições ambientais e, normalmente, é rapidamente inativado fora do hospedeiro (Tenter et al., 2000). Os taquizoitos são sensíveis às enzimas proteolíticas e na maioria das vezes são destruídas pela digestão gástrica. Contudo, estudos mostram que ocasionalmente, podem sobreviver por um curto período de tempo, até 2 horas, em soluções de pepsina (Tenter et al., 2000). Estes também são sensíveis à temperatura, sendo inativados pela pasteurização, o aquecimento e por concentrações de sal (Tenter et al., 2000).

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Figura 2: Desenho esquemático de um taquizoíto de T. gondii (Dubey, 2010).

1.2.2. BRADIZOÍTO

O termo “bradizoíto” (do grego bradýs, lento) foi proposto por Frenkel (1973) para descrever o estadio enquistado em tecidos. Os bradizoítos encontram-se dentro dos quistos tecidulares que se vão dividindo por endodiogenia à medida que os quistos crescem dentro das células (Dubey, 2010). Em cortes histológicos, os quistos tecidulares no cérebro são geralmente esféricos e, raramente, ultrapassam um diâmetro de 70 µm. Por outro lado, os encontrados no músculo são alongados e podem atingir 100 µm (Dubey, 2010).

Os bradizoítos possuem um núcleo localizado mais próximo à extremidade posterior quando comparado com o núcleo mais central dos taquizoítos (Figura 3). Ao contrário dos taquizoítos, contêm vários grânulos de amilopectina, sendo por isso fortemente positivos quando corados pelo ácido periódico de Schiff (“periodic acid-Schiff “ – PAS) (Dubey, 2010).

Sabe-se que estes não são tão resistentes aos fatores ambientais como os oocistos, existindo uma diminuição rápida da viabilidade dos quistos a temperaturas superiores a 67ºC

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e inferiores a -12ºC, podendo pontualmente sobreviver a temperaturas de congelamento bastante reduzidas (Tenter et al., 2000). É importante referir que a sobrevivência dos quistos tecidulares a elevadas temperaturas depende do tempo de cozedura. Por exemplo, sob condições laboratoriais estes permanecem viáveis a 60ºC durante 4 minutos e a 50ºC durante 10 minutos (Tenter et al., 2000). Os quistos são relativamente resistentes a mudanças de temperatura e permanecem infetantes em carcaças refrigeradas (1-4ºC) e em carne picada até 3 semanas, ou seja, provavelmente o tempo máximo em que a carne ainda se encontra em condições de ser consumida (Tenter et al., 2000). Os quistos tecidulares também sobrevivem à congelação a temperaturas entre os -1ºC e os 8ºC por mais de uma semana. Em alguns estudos também é sugerido a inativação dos quistos através da cura com sal, sacarose ou fumeiro a baixa temperatura bem como a irradiação gama na dose de 1.0 kGy (Tenter et al., 2000). Segundo Gross e Pohl (1996), a completa inativação dos quistos tecidulares é conseguida através da congelação a -7ºC durante 4 dias, pelo aquecimento a 58ºC durante 15 minutos e pela irradiação na dose de 0,7 kGy.

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7

1.2.3. OOCISTO

Os oocistos, resultantes da reprodução sexuada nos hospedeiros definitivos, sofrem esporulação no meio ambiente tornando-se assim infetantes. Os oocistos esporulados apresentam dois esporocistos com quatro esporozoítos cada (Figura 4). O seu tamanho varia entre 10 a 12 µm de diâmetro e possuem uma forma subesférica a oval. Sob condições ambientais adequadas de arejamento, humidade e temperatura, a esporulação no meio ambiente ocorre num espaço de 1 a 5 dias, enquanto condições de microaerofilia podem conduzir a um atraso na esporulação (Tenter et al., 2000).

Figura 4: A: Oocisto não esporulado; B: Oocisto esporulado; C: Micrografia eletrónica de transmissão de um

oocisto esporulado(retirado de:http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC.106833/figure/F21/).

Os oocistos esporulados são bastante resistentes às condições ambientais, podendo sobreviver durante períodos curtos de frio e desidratação e permanecendo infetantes em solo ou areia húmida até 18 meses (Tenter et al., 2000). Em condições laboratoriais, os oocistos esporulados sobrevivem a 4ºC até 54 meses e a -10ºC durante 106 dias. Pelo contrário, são completamente inativados quando congelados a -20ºC durante três semanas. Estes também são bastante impermeáveis e resistentes aos desinfetantes como álcoois e formalina (Tenter et

al., 2000). Os oocistos esporulados podem sobreviver no meio aquático conduzindo à

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8

1.3. CICLO DE VIDA

O ciclo biológico de T. gondii inclui uma fase extraintestinal, onde ocorre a multiplicação assexuada em vários tecidos dos hospedeiros intermediários, e uma fase entero-epitelial no intestino dos hospedeiros definitivos com reprodução sexuada e posterior eliminação de oocistos não esporulados (Tenter, 2009) (Figura 5). As formas infetantes são os taquizoítos, os bradizoítos no interior de quistos e os esporozoítos no interior de oocistos esporulados(Jitender et al., 2001).

1.3.1.TRANSMISSÃO

Segundo Tenter et al. (2000), T. gondii foi desenvolvendo várias formas de transmissão dentro e entre hospedeiros. Este parasita pode ser transmitido do hospedeiro definitivo para o hospedeiro intermediário, ou vice-versa, entre os hospedeiros definitivos, ou entre hospedeiros intermediários (Tenter, 2009).

A transmissão horizontal ocorre através da ingestão de oocistos esporulados existentes no meio ambiente (no solo, água, frutas ou vegetais) ou pela ingestão de quistos tecidulares, contendo bradizoítos, ou taquizoítos sob a forma de pseudo-quistos existentes na carne ou vísceras. A via vertical acontece pela transmissão placentária de taquizoítos. Estes também podem ser transmitidos por via galactófora de mãe para o filho, ou através de transfusões de sangue e transplante de órgãos. O consumo de leite não fervido ou pasteurizado é considerado um fator de risco para a aquisição da infeção (Hill e Dubey, 2002).

Após infeção primária, um único gato pode eliminar, num curto período de tempo (entre 1 a 2 semanas), mais de 100 milhões de oocistos no meio ambiente que, em condições favoráveis de humidade e temperatura, esporulam tornando-se infetantes (Hill e Dubey, 2002; Tenter, 2009). Isto assegura uma elevada contaminação ambiental, favorecida pela resistência dos oocistos durante meses a anos em condições adversas e pela facilidade com que pequenos invertebrados conseguem, mecanicamente, disseminar e levá-los até ao alimento (Hill e Dubey, 2002; Kniel et al., 2002).

O contacto com o solo foi identificado como sendo um fator de grande risco num estudo na Europa em que 6 a 17% de infeções primárias em humanos foram atribuídas a este fator, enquanto na Noruega comer vegetais ou frutas cruas e não lavadas foi associada com o

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aumento do risco de aquisição de infeção durante a gravidez (Tenter et al., 2000). No Canada, encontra-se descrito uma grande surto de toxoplasmose em seres humanos relacionada com o consumo de água proveniente de um reservatório municipal (Bell et al., 1995; Bowie et al., 1997; Hill e Dubey, 2002). Um outro estudo apontou, como causa provável de infeção de 31 recrutas das forças armadas em exercício na selva no Panamá, o consumo de água de uma lagoa local, apesar de esta ser tratada com iodo (Benenson et al., 1982).

1.3.1.1. Transmissão zoonótica através do consumo de carne

Do ponto de vista de saúde pública, a real contaminação de várias fontes de alimento, aliada ao comportamento individual dos consumidores de diferentes grupos étnicos e regiões geográficas, em muito contribuem para a dificuldade no estabelecimento da via mais comum de transmissão (Tenter, 2009). Hill e Dubey (2002) indicam uma elevada incidência de infeção por T. gondii em seres humanos devido, provavelmente, ao hábito frequente de ingestão de produtos cárneos crus ou mal passados.

Apesar de o consumo de carne crua ou mal passada ter sido considerada a principal via de transmissão a humanos, estudos indicam que se tem verificado um decréscimo da prevalência de infeção por T. gondii em animais criados em regime intensivo, sendo, deste modo, possível reduzir, de modo significativo, o risco de infeção nos animais com interesse pecuário com as medidas de higiene adequadas, confinamento e prevenção (Tenter et al., 2000). Nos Estados Unidos, os suínos usados para consumo são, maioritariamente, criados no interior, em condições bem controladas, para prevenir o acesso a roedores e gatos o que levou a uma diminuição da prevalência da infeção por T.gondii nestes animais (Dubey e Jones, 2008). Pelo contrário, a criação de animais em regime extensivo está associada a seroprevalências até 92% em ovinos e 75% em caprinos, em muitas áreas do mundo (Tenter

et al., 2000). Estudos revelam que o consumo de carne crua ou mal passada, proveniente de

cervídeos, assim como o manuseamento e evisceração de carcaças, por parte de caçadores, também são considerados fatores de risco para a aquisição da infeção (Tenter et al., 2000; Lopes et al., 2011c). Adicionalmente, as carcaças e vísceras infetadas deixadas no campo podem ser uma fonte de infeção para outros animais (carnívoros e omnívoros). A carne de javali também poderá ser uma importante fonte de infeção por T.gondii em humanos (Lopes

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1.3.2. FASE EXTRAINTESTINAL

A fase assexuada ocorre nos hospedeiros intermediários, incluindo os felídeos. Numa primeira fase, após a ingestão de oocistos esporulados ou quistos por um hospedeiro não imune ocorre no estomago a libertação dos esporozoítos e bradizoítos respetivamente (Figura 5). Estes invadem os enterócitos e os gânglios linfáticos circundantes multiplicando-se no seu interior dando origem aos taquizoítos (Dubey e Odening, 2001), que, por sua vez, se multiplicam rapidamente por endodiogenia, forma de reprodução especializada em que dois indivíduos são formados na célula mãe. Os taquizoítos entram na célula hospedeira por penetração ativa. Após a entrada, torna-se ovóide e fica rodeado por um vacúolo parasitóforo. A endodiogenia só termina quando a célula, cheia de parasitas, rutura. Por via sanguínea e linfática, chegam a outros órgãos levando à necrose dos tecidos (Dubey e Odening, 2001). Após repetidas multiplicações, e, dependendo do sistema imunitário do hospedeiro, inicia-se a segunda fase de desenvolvimento resultando na formação de quistos tecidulares (Tenter, 2009). Os quistos tecidulares podem persistir durante anos nos hospedeiros intermediários, desenvolvendo-se com mais frequência no tecido nervoso e muscular, incluindo o cérebro e o globo ocular, comparativamente aos viscerais como o fígado, pulmão e rins (Dubey e Odening, 2001; Dubey, 2004).

1.3.3. FASE ENTERO-EPITELIAL

A fase sexuada ocorre nos hospedeiros definitivos, felídeos domésticos e silváticos, que adquirem a infeção pela ingestão de quistos tecidulares presentes nos hospedeiros intermediários, pois apenas os bradizoítos iniciam o ciclo entero-epitelial. Os bradizoítos libertados, após a digestão da parede do quisto, invadem a mucosa intestinal e no interior dos enterócitos iniciam a esquizogonia desenvolvendo-se cinco tipos morfologicamente distintos (Dubey e Odening, 2001). Estes estadios são designados esquizontes do tipo A, B, C, D e E e em cada tipo existe várias gerações (Dubey e Odening, 2001). Os merozoítos libertados dos esquizontes do tipo D e E iniciam a fase sexuada do ciclo de vida (gametogonia) com a formação dos gâmetas masculinos e femininos (Dubey, 2004; Tenter, 2009). O gâmeta masculino possui dois flagelos e nada em direção ao gâmeta feminino. Após fertilização, ocorre a formação de uma parede oocística em volta do gâmeta fertilizado (Dubey, 2004).

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Finalmente, os oocistos não esporulados são libertados para o lúmen intestinal por rutura das células epiteliais intestinais (Dubey, 2004). Estes são eliminados, juntamente com as fezes, para o meio exterior. Sob condições adequadas, ocorre a esporulação dos oocistos entre 1 a 5 dias (Tenter et al., 2000).

T. gondii persiste no tecido intestinal e extraintestinal dos gatos pelo menos por alguns

meses e, possivelmente, durante a sua vida (Dubey, 2004). Os gatos libertam os oocistos após ingerirem qualquer um dos estadios infetantes de T. gondii (Dubey e Frenkel, 1976). No entanto, menos de 50% dos gatos eliminam oocistos após ingerirem taquizoítos ou oocistos, enquanto a ingestão de quistos tecidulares leva à eliminação de oocistos em praticamente todos os gatos (Dubey e Odening, 2001).Quase todos os gatos que foram infetados após ingerirem quistos tecidulares libertam oocistos após um período pré-patente de 3 a 10 dias (Dubey e Odening, 2001) durando a eliminação até 20 dias. (Tenter et al., 2000). Pelo contrário, apenas um terço dos gatos infetados primariamente com oocistos libertam-nos, após um prolongado período pré-patente de 18 a 49 dias durando a eliminação até 10 dias (Dubey e Odening, 2001;Tenter et al., 2000). Após a ingestão de um grande número de taquizoitos (aproximadamente 1000), ocorre a libertação de oocistos após 15 a 19 dias durando a excreção até 7 dias (Tenter et al., 2000; Elmore et al., 2010).

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1.4. CARACTERIZAÇÃO DE GENÓTIPOS

A recombinação genética de T.gondii ocorre exclusivamente no hospedeiro definitivo (Elmore et al., 2010). A estrutura populacional de T.gondii na Europa e na América do Norte consiste em três distintas linhagens clonais conhecidas como tipos I, II e III (Sibley e Boothroyd, 1992). Porém, estudos recentes verificaram que isolados de T. gondii do Brasil e da América do Sul são biologicamente e geneticamente diferentes daqueles da América do Norte e da Europa (Dubey et al., 2002). Pensa-se que a recombinação do material genético ocorre com mais frequência no ciclo silvático (Ajzenberg et al., 2004) e as estirpes atípicas estão mais associadas a surtos clínicos (Grigg e Sundar, 2009). Contudo, pouco se sabe sobre os genótipos de T.gondii isolados em animais selvagens na Europa (Aubert et al., 2010) e existe, ainda, a necessidade de se estudar a ocorrência e a caracterização de T. gondii na vida selvagem em outros continentes para além da América (de Craeye et al., 2010).

Nos dias que correm, tem-se revelado importante a variabilidade genética de estirpes isoladas de hospedeiros aparentemente saudáveis e doentes (Lopes et al., 2014) e, muitos casos, reportados de toxoplasmose em pacientes imunocompetentes têm sido associados a infeção por genótipos de T.gondii atípicos (Robert-Gangneux e Dardé, 2012). Os métodos de serotipificação indicam-nos, de forma indireta, os genótipos circulantes em humanos (Sousa

et al., 2008). A qualidade do ácido desoxirribonucleico (ADN) torna-se importante para a

tipificação genética, e dados completos só podem ser obtidos através da extração do ADN de um número elevado de parasitas viáveis, normalmente através de cultura de células ou cultura em murganhos (Lopes et al., 2014). Tecidos de animais assintomáticos também poderão conter informação de ADN, porém mais limitada (Lopes et al., 2014). Isto torna-se importante para a infeção em humanos já que estes infetam-se, principalmente, através da ingestão de carne mal passada ou de oocistos esporulados (Lopes et al., 2014).

Em Portugal, encontram-se pouco estudado os tipos genéticos de T.gondii que circulam em seres humanos e em animais (Lopes et al., 2014). Uma serotipificação baseada na deteção de anticorpos contra o péptido de antigénio de grânulo denso (“dense granule antige” – GRA6) encontrou uma maioria de estirpes do Tipo II em Portugal como em outros países europeus, mas também uma prevalência mais elevada do serótipo misto I/III entre pacientes portugueses (15%) do que entre pacientes franceses (2%) (Lopes et al., 2014). Segundo Lopes et al. (2014), e através do polimorfismo do comprimento de fragmentos de

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restrição (“restrition fragment lenght polymorphism” – RFLP), Dubey et al., (2006) isolaram de galinhas de estirpes maioritariamente do tipo II mas também do tipo III. Observações similares foram encontradas por Sousa et al. (2010) em suínos e por Waap et al. (2008) em pombos, mas utilizando microssatélites.

Vários estudos têm vindo a ser realizados com o intuito de conhecer os diferentes tipos genéticos de T. gondii. Segundo Lopes et al. (2014), na Europa e na América do Norte, o tipo II é o mais prevalente (Su et al., 2012). Por exemplo, sabe-se que em França o tipo II predomina na toxoplasmose humana (Ajzenberg et al., 2002), bem como em animais domésticos (Dumètre et al., 2006) e em algumas espécies selvagens (Aubert et al., 2010). Na Argentina, Basso et al. (2009) isolaram pela primeira vez T.gondii em três suricatas (Suricata

suricatta) e verificaram que o tipo III foi o responsável pelos casos fatais nesta espécie. Na

Carolina do Sul, o genótipo do tipo III foi isolado de cinco loris de asa preta (Eos cyanogenia) (Dubey et al., 2004).

Através de estudos de genotipificação em isolados provenientes de mamíferos marinhos da costa do pacífico como mustelídeos (lontra-marinha), pinípedes (focas), manatins e cetáceos foi possível identificar um novo genótipo agora designado como tipo X (Cole et

al., 2000; Miller et al., 2004).

2. PATOGENIA E RESPOSTAS IMUNITÁRIAS

A quantidade inicial de parasitas envolvidos na infeção, a virulência da estirpe e a suscetibilidade do hospedeiro, bem como a idade e o estado geral do animal, e da própria relação hospedeiro-parasita, bem como de outros fatores como a resposta imunitária e a ocorrência de doença após exposição inicial ou a reactivação de uma infeção latente, em muito influenciam o grau de evolução da doença e determinam a importância da mesma (Vignau et al., 2005).

Os bradizoítos no interior dos quistos e os esporozoítos no interior dos oocistos esporulados são considerados a principal fonte de infeção. Após a ingestão de quistos tecidulares ou de oocistos esporulados, os bradizoítos ou os esporozoítos penetram nas células epiteliais intestinais e diferenciam-se em taquizoitos nas primeiras 24 horas após a infeção (Dubey e Odening, 2001). O parasita pode inicialmente dirigir-se aos gânglios linfáticos

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mesentéricos e, só depois, atingir órgãos mais distantes, por via linfática ou sanguínea, (Dubey e Odening, 2001). Inicialmente, ocorre a necrose focal dos órgãos, dependendo da especificidade, causada pelo crescimento intracelular dos taquizoítos, no qual o estado clínico é resultante da extensão da lesão. Neste caso, pode ocorrer a morte do hospedeiro devido a toxoplasmose aguda, mas muito mais frequente é a sua recuperação com a aquisição de imunidade protetora (Dubey e Odening, 2001). Após necrose inicial, segue-se normalmente a inflamação. Passadas 3 semanas os taquizoítos começam a desaparecer dos tecidos viscerais diferenciando-se em bradizoítos no interior de quistos tecidulares principalmente nos tecidos nervoso e muscular, onde poderão permanecer durante mais tempo pois a imunidade é menos eficaz nesses locais comparativamente com os viscerais (Dubey e Odening, 2001).

A imunidade celular, mediada por células, é a defesa principal do organismo, no qual atuam linfócitos e linfoquinas. Porém, as respostas imunitárias não eliminam a infeção e os quistos tecidulares persistem durante anos após a infeção aguda (Dubey e Odening, 2001). Eventualmente, os quistos tecidulares podem romper-se ao longo da vida do hospedeiro e os bradizoítos libertados podem ser destruídos pela resposta imunitária do mesmo. Em pacientes imunossuprimidos, incluindo aqueles a quem se administrou elevadas doses de fármacos imunossupressores com o objetivo de preparar o organismo para um transplante de órgãos ou indivíduos com a síndrome de imunodeficiencia adquirida (SIDA), a rutura dos quistos pode resultar na conversão dos bradizoítos em taquizoítos com posterior multiplicação dos últimos, podendo conduzir à morte se não for administrado tratamento adequado (Dubey e Odening, 2001). A imunidade humoral também é bastante importante à resposta imunitária face ao parasita, tendo bastante utilidade no diagnóstico da infeção (Buxton e Innes, 1995). Os títulos de anticorpos podem variar de acordo com o hospedeiro, sendo os anticorpos mais frequentemente detetados em hospedeiros doentes ou imunodeprimidos, com o parasita ou com as características do teste usado (Dubey et al., 1995; Lopes, 2011).

A patogenia de T. gondii é determinada pela patogenia da estirpe envolvida na infecção e pela suscetibilidade do hospedeiro. Muitas espécies são geneticamente mais resistentes à toxoplasmose. Por exemplo, as ratazanas e os cães adultos são resistentes, enquanto os cães mais novos são bastante sensíveis. Os cavalos e os bovinos encontram-se dentro das espécies mais resistentes ao parasita, enquanto certos marsupiais e macacos do Novo Mundo são mais suscetíveis à infeção (Dubey e Beattie, 1988).

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3. PRINCIPAIS LESÕES E SINAIS CLÍNICOS

Toxoplasma gondii parasita o hospedeiro sem produzir sinais clínicos, exceto raras

exceções (Dubey e Odening, 2001). A maior parte da exposição resulta numa infeção subclínica, sem sinais clínicos. Os taquizoítos disseminam-se causando pouca lesão tecidular. Esta fase é seguida pela formação quistica e resulta numa infeção latente. A forma latente da infeção refere-se à fase quiescente tecidular. Bradizoítos, contidos em quistos, permanecem inativos e não causam reação tecidular. A reativação destes quistos para a fase aguda pode resultar do stresse ou outras causas de imunodepressão (Stover, 1993). As infeções agudas podem resultar em morte súbita com poucos ou nenhum sinal clinico. A forma aguda deriva da infeção dos tecidos por taquizoítos e a reação do próprio tecido, sendo os sinais clínicos observados referentes à lesão do tecido envolvido (Stover, 1993).

A doença, após exposição inicial, é normalmente um processo agudo disseminado envolvendo uma diversidade de órgãos incluindo o intestino, linfonodos, fígado e pulmões e causando, principalmente, lesões necróticas e inflamatórias e pneumonia intersticial. Já a reativação de uma infeção latente é seguida de lesões inflamatórias localizadas nos tecidos nervosos e musculares, sendo estes os alvos prediletos para a formação dos quistos (Juan Sallés et al., 2011).

O quadro clínico é variável em diferentes espécies e pode incluir morte súbita (Garell, 1999). Os sinais clínicos e as lesões observadas irão depender dos orgãos afetados (Garell, 1999). As manifestações clínicas podem ser localizadas, com envolvimento ocular (retinite, uveite), ou envolvimento do SNC ou até pneumonia, ou podem ser generalizadas (Garell, 1999). Os sinais clínicos mais frequentes incluem depressão, anorexia, febre, dispneia, diarreia,vómito, icterícia e ataxia (Garell, 1999; Vignau et al., 2005), Poderá observar-se também casos de enterite, linfoadenite, nefrite, esplenite, hepatite e, até mesmo, encefalite e placentite (Vignau et al., 2005). Dependendo do órgão envolvido, a análise bioquímica pode revelar valores elevados de alanina aminotransferase (ALT), aspartato aminotransferase (AST) e creatina fosfoquinase (CPK) (Garell, 1999).

Em gatos, por exemplo, os sinais clínicos são quase inexistentes e, na eventualidade de surgirem, estão quase sempre associados a alterações respiratórias (Vignau et al., 2005), como o caso da pneumonia (Dubey e Odening, 2001). Outras manifestações clínicas comuns são a hepatite, necrose pancreática, miosite, miocardite e encefalite (Dubey e Odening, 2001).

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Podem, também, aparecer deprimidos e anoréticos e morrer inesperadamente sem sinais clínicos evidentes (Dubey e Odening, 2001). Em cães com imunossupressão provocada pela infeção do vírus da esgana canina (“canine distemper vírus” – CDV) a toxoplasmose pode ser fatal (Dubey et al., 1989). As manifestações clínicas incluem pneumonia, hepatite e encefalite (Dubey e Lappin, 2006).

Em ungulados, os orgãos mais afetados, quando falamos em infeção aguda, são, por norma, os pulmões, o fígado, o cérebro, o coração, a placenta, os olhos, o baço, os linfonodos e as glândulas adrenais (Stover,1993). Sinais não específicos de pneumonia e/ou hepatite podem ser predominantes. Sinais neurológicos, bem como linfadenopatia, raramente, são reportados em ungulados. Estes são geralmente sinais de doença multifocal e não simétrica e são, normalmente, observados na doença de longo curso. Febre persistente ou intermitente pode acompanhar estes sinais (Stover, 1993). Mudanças clínicas patológicas mostram uma inicial leucopenia, com absoluta linfopenia, neutropenia e desvio à esquerda. A seguir à fase inicial, os leucócitos aumentam com predominância de células mononucleares. Existe, geralmente, hipoproteinemia e hipoalbuminemia e níveis elevados de AST, ALT e CPK refletem o envolvimento do órgão. Se o sistema nervoso central (SNC) é afetado, o fluido cerebroespinhal normalmente tem níveis de proteína elevada e números diminuídos de leucócitos (Stover, 1993). A ocorrência de uveite das câmaras anterior e posterior é normalmente descrita em gatos e seres humanos, podendo ser acompanhada por retinite. T.

gondii é a maior causa de aborto e outras desordens reprodutivas em ovelhas e cabras nos

EUA, mas não foi reportado em ungulados de zoo (Stover, 1993).

As lesões em marsupiais australianos, em macacos do Novo Mundo, em lémures e gatos-de-palla são consistentes com aquelas de toxoplasmose aguda, sendo normalmente mais graves no pulmão, fígado e baço (Lindsay e Dubey, 2007). Em aves de zoo, também, é possível registar surtos de toxoplasmose (Lindsay e Dubey, 2007). Em roedores, a formação de quistos ocorre com mais frequência no cérebro, pulmão, músculo, coração, baço e fígado (Baker, 2007). Em periquitos, uma grande variedade de órgãos pode ser afetada, mas o coração, o baço, os pulmões, o fígado e o cérebro são os mais comuns (Morishita e Schaul, 2007). Os achados de necrópsia mais consistentes em mamíferos marinhos infetados são linfadenopatia e esplenomegália (Miller, 2008). Lontras-marinhas infetadas apresentam por

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vezes manchas laranjas e brancas no miocárdio, derrame pericárdico seroso, edema pulmonar, pneumonia intersticial entre outras lesões (Miller, 2008).

4. A INFEÇÃO POR TOXOPLASMA GONDII EM ANIMAIS

4.1. ANIMAIS DOMÉSTICOS

Como hospedeiros definitivos, os gatos desempenham um importante papel na disseminação da infeção. Gatinhos infetados congenitamente podem eliminar oocistos após o nascimento contribuindo assim para a contaminação ambiental (Hill e Dubey, 2002; Dubey e Jones, 2008). Apesar da infeção, pelo vírus da imunodeficiência felina (“feline immunodeficiency vírus” – FIV), predispor os gatos à toxoplasmose generalizada (Davidson

et al., 1993), esta situação é rara em gatos naturalmente infetados havendo só alguns casos

documentados de toxoplasmose fulminante em gatos com FIV (Heidel et al., 1990; Dubey e Lappin, 2006) Assim como o FIV, o vírus de leucemia felina (“feline leukemia vírus” – FeLV) também pode levar a imunossupressão (Dubey, 2010).

A seropositividade aumenta com a idade do gato, indicando transmissão pós-natal de

T.gondii (Dubey, 2010). Normalmente, a prevalência é maior em gatos vadios que caçam o

seu alimento do que em gatos domésticos (Dubey, 2010). Estima-se que a seroprevalência para T. gondii em gatos domésticos (Felis catus) a nível mundial seja de 30 a 40%. (Elmore et

al., 2010). Valores inferiores de seroprevalência foram encontrados na Tailândia (7,3 a 11%)

e em França (18,6%) (Dubey, 2010). Quatro estudos serológicos foram realizados em gatos em Portugal, dos quais três em Lisboa e um no nordeste do país (Lopes et al., 2014). A seroprevalência variou de 20 a 44%, tendo sido encontrado valores mais elevados em gatos de rua em Lisboa (Lopes et al., 2014). No estudo realizado por Lopes et al. (2008) em gatos domésticos do nordeste de Potugal, foram detetados anticorpos em 37% dos gatos (76/207).

Em cães, a toxoplasmose primária é rara (Dubey e Jones, 2008). Num estudo realizado no nordeste de Portugal por Lopes et al. (2011b), foram detetados anticorpos para T. gondii em 38% (256/673) cães domésticos indicando assim o elevado grau de exposição destes animais à infeção por este parasita.

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De entre os animais de interesse pecuário, as maiores perdas económicas ocorrem em ovelhas e em cabras. T. gondii pode provocar morte embrionária prematura e reabsorção, morte fetal e mumificação, aborto, nados mortos e morte neonatal (Dubey e Odening, 2001). Em suínos, principalmente no Japão, encontra-se registado uma maior mortalidade em leitões sendo a pneumonia, a miocardite, a encefalite e a necrose placentária as lesões mais frequentes (Dubey e Odening, 2001). Porém, a toxoplasmose, nesta espécie, é considerada rara (Dubey e Jones, 2008). Bovinos e cavalos são bastante resistentes (Dubey e Odening, 2001).

O primeiro estudo epidemiológico realizado em animais de interesse pecuário em Portugal foi realizado no norte do país utilizando o MAT, obtendo-se uma prevalência geral de 33,6%. Anticorpos para T. gondii foram detetados em 7,5% (12/161) bovinos, 33,6% (44/119) ovinos, 18,5 % (30/184) caprinos bem como em 9,8% (25/256) suínos (Lopes et al., 2013a). Outros estudos encontraram uma seroprevalência de 6,2% em ovinos do sul de Portugal (Esteves, 2006) e 17,1% em ovinos do nordeste (Sousa et al., 2009). Em suínos, foi reportada uma seropositividade entre 5,2% e 8% no sul de Portugal (Esteves, 2006; Valadas et

al., 2006) e de 15,6% do nordeste do país (de Sousa et al., 2006). Estes últimos autores

isolaram T. gondii viável em 15 de 37 (41,7%) suinos seropositivos (Lopes et al., 2013a). Num estudo realizado em cavalos do Norte de Portugal, verificou-se que de 173 cavalos apenas 23 (13,3%) eram seropositivos, indicando que o consumo de carne destes animais pode ser uma fonte de infeção para outos hospedeiros intermediários incluindo os seres humanos (Lopes et al., 2013b).

4.2. ANIMAIS EXÓTICOS E SELVAGENS

De entre os animais selvagens, as infeções por T. gondii em animais herbívoros como os veados, e em animais omnívoros como os ursos e os guaxinins são consideradas de grande importância epidemiológica (Dubey e Jones, 2008). Tal facto pode dever-se ao tipo de alimentação de cada animal que reflete a contaminação ambiental por oocistos e em hospedeiros intermediários (Dubey e Jones, 2008). Um estudo realizado no Norte e Centro de Portugal revelou que 61,1% dos animais selvagens testados eram seropositivos para T. gondii o que indica uma considerável contaminação ambiental por T.gondii (Lopes et al., 2011c). Até ao momento, não há conhecimento de nenhum caso clínico de toxoplasmose em animais

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de Portugal (Lopes et al., 2014). Coelho et al. (2014) encontraram anticorpos para o parasita em 20,6% (20/97) javalis do Norte do país. Isto revela-se uma preocupação acrescida já que muitos javalis são caçados por ano em Portugal e, normalmente, são usados para o fabrico de salsichas caseiras não controladas e consumida cruas (Coelho et al., 2014), além de serem uma possível fonte de infeção para outros animais (Lopes et al., 2014).

A transmissão de T. gondii em zoos também é de especial importância porque muitas espécies de animais em cativeiro são altamente suscetíveis à toxoplasmose existindo ainda a possibilidade de transmissão aos visitantes do zoo (Dubey e Jones, 2008). A elevada suscetibililidade dos animais a este protozoário está patente nos marsupiais australianos como wallabies e cangurus (Ratcliffe e Worth, 1951; Dubey e Beattie 1988; Hartley et al., 1990), macacos do Novo Mundo (Cunningham et al., 1992; Dietz et al., 1997; Epiphanio et al., 2000; Juan-Salles et al., 1998; Pertz et al., 1997), lémures (Spencer et al., 2004) e em gatos-de-palla (Basso et al., 2005; Dubey et al., 1988; Riemann et al., 1974).

Na Tabela 1, encontra-se descrita, de forma resumida, a diferente suscetibilidade de algumas espécies de animais exóticos e selvagens à toxoplasmose.

Tabela 1: Suscetibilidade de algumas espécies de animais exóticos e selvagens à toxoplasmose (Wolfe, 2003). Animais com elevada

suscetibilidade à toxoplasmose

Marsupiais australianos, lémures, macacos do Novo Mundo, lebre-europeia (Lepus europaeus) e antilocapra (Antilocapra americana).

Animais com casos esporádicos ou

epizoóticos de toxoplasmose

Guaxinins (Procyon spp.), furões (Mustela spp.), raposas (Vulpes spp.), gambás (Didelphis spp.), martas (Martes spp.), gazelas (Gazella spp.), pombos (Columba spp.), patos, pinguins, pelecaniformes, porcos-espinhos (Hystrix cristata), esquilos, suricatas (Suricata suricatta), linces (Lynx spp.), chinchilas (Chinchilla spp.), gazela-girafa (Litrocanius walleri), corujas, passeiriformes, papagaios, gansos-magpie (Anseranas semipalmata), perus selvagens (Meleagris gallopavo), pinípedes,

golfinhos, baleias-branca (Delphinapterus leucas), preguiças-de-três-dedos

(Bradypus linnaeus), saiga (Saiga tatarica), corvos-do-havai (Corvus hawaiiensis), canários (Serinus canaria), loris (Nycticebus spp.) e perdizes-francolin (Francolim spp.).

Animais resistentes à toxoplasmose

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Em prossímios e marsupiais australianos de cativeiro, a infeção por T. gondii é comum e frequentemente fatal, morrendo os animais normalmente de forma aguda. As alterações clínico-patológicas refletem a natureza multissistémica da infeção (Garell, 1999).

Em macacos do Novo Mundo e lémures, a toxoplasmose aguda e fatal é apresentada tipicamente com enterite, linfadenite mesentérica necrótica, hepatite, pneumonia intersticial e edema pulmonar (Juan-Sallés et al., 2011). A transmissão transplacentária com placentite, infeção fetal disseminada e nados mortos também foi reportada num lémur-de-cauda-anelada (Lemur catta) considerado um dos animais mais sensíveis à doença (Spencer et al., 2004). Também foi reportada toxoplasmose aguda no macaco-esquilo (Saimiri sciureus) (McKissick

et al., 1968), saguim (Oedipomidus oedipus) (Benirsche e Richart, 1960) e macaco-barrigudo

(Lagothrix sp.) (Hessler et al., 1971). Estes animais podem morrer subitamente, normalmente com toxoplasmose visceral, antes do desenvolvimento de lesões no cérebro (Dubey e Jones, 2008). Os primatas do Velho Mundo são considerados resistentes à doença. No entanto, já foi reportado um caso num rhesus (Macacca mulatta) (Wong e Kosek, 1974).

Em primatas ameaçados de extinção, incluindo o mico-leão-de-cara-dourada (Leontopithecus chrysomelas) e saguins-imperadores (Saguinus imperator), a toxoplasmose é uma preocupação acrescida tal como descreveu Epiphanio et al. (2000) em zoos no estado de São Paulo. Situação semelhante tem ocorrido com os primeiros que são utilizados para reprodução em zoos da América do Norte e da Europa (Pertz et al.,1997; Juan Salles et al., 1998) já que reproduzi-los em cativeiro para eventual libertação na natureza é dificultado, devido aos casos de infeção por T. gondii (Lindsay e Dubey, 2007).

Os felínos selvagens são considerados importantes para a manutenção do ciclo silvático de T. gondii (García-Bocanegra et al., 2010). Ao longo dos anos, tem-se vindo a observar oocistos libertados por pumas (Felis concolor) (Aramini et al., 1998), lince-do-canadá (Lynx canadenses), e linces-pardos (L. rufus) (Labelle et al., 2001), leopardos (Panthera pardus) (Miller et al., 1972), leões (Panthera leo) e chitas (Acinonyx jubatus) (Polomoshnov, 1979), tigres (Panthera tigris) (Dorny e Fransen, 1989) e gatos selvagens (Felis silvestris) (Lukesovaá e Literák, 1998), o que realça a importância da sua presença em cativeiro, incluindo zoos ou centros de reprodução, como uma potencial fonte de infeção para espécies altamente suscetíveis (Lukesova e Literak, 1998). Segundo Dubey e Odening (2001),

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casos de infeção por T.gondii, raramente, são reportados em felinos selvagens de vida livre, sendo, maioritariamente, observados em animais de zoológico (Tabela 2).

Tabela 2: Exemplos de felinos selvagens infetados por T. gondii.

Ordem/Espécies Amostra

(n)

Idade Localidade Referência

Carnivora

Chita (Acinonyx

jubatus)

1 NR Zoo de Texas Cannon, 1974

1 9 meses Sul de África Van Rensburg e

Silkstne, 1984

Gatos-de-palla (Felis

manul)

Colónia NR Zoo da Califórnia Riemann et al., 1974

1 6 anos Milwaukee County Zoo,

Milwaukee, Winsconsin (cativeiro)

Dubey et al., 1988

Lince-pardo (L. rufus) 1 1 semana Montana Dubey et al., 1987

1 6 meses Georgia Smith et al., 1995

Leão (Panthera leo) 2 4 a 6

meses

Jos Zoological Garden, Nigeria (cativeiro)

Ocholi et al., 1989

Puma (Felis concolor) 29 NR Norte, centro e sul da América

(cativeiro)

Kikuchi et al., 2004

69 NR Norte, centro e sul da América

(de vida livre)

Kikuchi et al., 2004

Linces ibéricos (Lynx

paridus)

81 NR Espanha Garcia-Bocanegra,

2010 NR – Não referido

Um estudo realizado entre 1995 e 2001 em 865 felideos neotropicais mantidos em cativeiro no Brasil, demonstrou que mais de 50% dos animais testados revelaram-se seropositivos, incluindo gato-do-mato-grande (Leopardus geoffroyi), jaguar (Panthera onca), jaguarundi (Puma yagouaroundi), gato-maracajá (Leopardus wieddi), ocelote (Leopardus

pardalis), gato-do-mato (Leopardus tigrinus), gato-palheiro (Leopardus colocolo) e puma

(Puma concolor) (Silva et al., 2006).

A toxoplasmose em canídeos selvagens é clínica e epidemiologicamente importante, porque os sinais clínicos de toxoplasmose, em alguns destes hospedeiros, são similares aos

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manifestados por animais com raiva. Adicionalmente, a infeção por CDV predispõe a uma imunossupressão, tornando estes animais mais suscetíveis a uma infeção por T. gondii (Dubey, 2010). Segundo Baker (2007), os roedores apresentam também uma elevada prevalência de infeção. Contudo, raramente, manifestam sinais clínicos, exceto quando estão envolvidas estirpes virulentas o que pode comprometer a função hematopoiética e resultar na morte do animal devido à disseminação para uma grande variedade de órgãos. Casos esporádicos de toxoplasmose têm vindo a ser descritos em coelhos (Oryctolagus spp.) (Leland

et al., 1992), esquilos (Bangari et al., 2007; Soave e Lennette, 1959) e martas (Martes spp.)

(Frank, 2001). Entre 1992 e 2003, foram detetados, em Espanha, anticorpos para T.gondii em 14,2 % (65/456) de coelhos selvagens (Almería et al., 2004). Já Hughes et al. (2008) verificaram que 68,4% (39/57) dos coelhos analisados encontravam-se infetados pelo parasita. A infeção por T. gondii em mamíferos marinhos é intrigante, uma vez que a maioria destes hospedeiros alimenta-se de animais de sangue frio nos quais o parasita em estudo não se multiplica (Dubey, 2010). Adicionalmente, a importância deste protozoário assenta nos casos fatais de toxoplasmose reportada para algumas espécies, assim como na importância destes animais como sentinelas da contaminação dos oceanos por oocistos do parasita (Dubey, 2010). Anticorpos para T. gondii foram encontrados numa variedade de animais marinhos incluindo leões-marinhos (Otaria byronia), golfinhos (Delphinus spp.), focas (Phocidae spp.) e morsas (Odobenus spp.) (Migaki et al., 1977; Dubey, 2010). O primeiro caso de toxoplasmose em leões-marinhos (Otaria byronia) remonta, muito provavelmente, à década de 50 do século XX, tendo ocorrido no zoo de Filadélfia (Radcliffe e Worth, 1951). Holshuh et al. (1985) encontraram o parasita num lobo-marinho-do-norte (Callorhinus

ursinus) que morreu de encefalite (Dubey e Odening, 2001). Também há estudos em que a

toxoplasmose foi confirmada em golfinhos-roaz (Tursiops truncatus) do Canadá (Cruickshank et al., 1990) e dos EUA (Inskeep et al., 1990), num golfinho-rotator (Stenella

longirostris) nos EUA (Migaki et al., 1990) e em dois golfinhos-riscados (Stenella coeruleoalba) em Espanha (Domingo et al., 1992).

Em raposas e veados também já foram reportados casos (Tabela 3). Ambos os animais têm hábitos alimentares completamente diferentes e, provavelmente, uma diferente susceptibilidade para T. gondii (de Craye et al., 2010). As raposas são carnívoras e são definidas como alimentadoras muito oportunistas, especialmente a raposa urbana. Devido aos