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INFLUÊNCIA DA MICROESTRUTURA DE AÇOS API NA FORMAÇÃO DE
BIOFILMES
Aluno: Leandro Abrantes de Campos Abaurre Orientador: Ivani de S. Bott
1. Introdução
A corrosão induzida por microrganismos (CIM) ganhou destaque em meados do século passado, quando foi proposto o mecanismo de corrosão associado à presença das bactérias redutoras de sulfato (BRS)1.O aspecto biológico da corrosão é dependente
das condições necessárias a sobrevivência microbiana, portanto fatores como temperatura, tipo de fluido e fonte orgânica de nutrientes. Assim como a presença de diferentes microrganismos os quais influenciam os processos corrosivos.
O processo de CIM se dá pela colonização por bactérias em suspensão, formando biofilmes2 na superfície de diferentes materiais. Estes biofilmes são formados por bactérias ativas e inativas, pelos exopolímeros expelidos pelas bactérias, pelos produtos metabólitos e água.
A presença do biofilme na superfície metálica promove um meio que ocasiona alterações locais do pH, na quantidade de oxigênio dissolvido,e na presença de espécies orgânicas e inorgânicas. Criando portanto condições para corrosão por pites que é o ataque localizado3.
As colônias que formam o biofilme podem ser compostas por uma única espécie ou por múltiplas espécies na forma de consórcios de microrganismos (PENDYALA, J. 1996). A interação entre estes consórcios no biofilme formado da origem à liberação de produtos do metabolismo microbiano no meio gerando a CIM. A qual, ocorre devido à interação dos produtos metabólicos, ocorrendo em aerobiose e/ou anaerobiose, com a superfície do metal4.
Para controlar a biocorrosão várias estratégias podem ser utilizadas desde a alteração do material utilizado, do meio, ou aplicar uma barreira mecânica entre o meio e o material como por exemplo revestimentos, aplicar proteção catódica ou simplesmente mudar o projeto5. No entanto, alterações de projeto podem não ser viáveis.
O controle da CIM pode ser realizado ao se correlacionar a taxa de corrosão ou o grau de risco (corrosão por pite) com os parâmetros biológicos, para um determinado sistema. Esta correlação permite estimar o custo/benefício de um projeto de tratamento para controle da CIM, permitindo prever a performance de um sistema6.
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Assim sendo, a compreensão das características do sistema e dos microrganismos presente permitirá não apenas determinar o comportamento dos materiais nestes meio, como também indicará o sistema com maior resistencia a CIM.
Nas últimas décadas, o aumento da necessidade de transporte de óleo e gás através de dutos intensifica os problemas de degradação ocasionados tanto por ação química como por ação microbiológica. Observa-se que existe um alto índice de microrganismos presente no petróleo.
Assim sendo, a compreensão do fenômeno da biodegradação de superfícies metálicas permitirá desenvolver alternativas mitigadoras. Assim como a compreensão dos mecanismos de adesão destes microrganismos nas superfícies dos aços, normalmente utilizados no escoamento da produção de petróleo, ajudará a identificar as superfícies que apresentam maior susceptibilidade a formação de biofilmes e consequentemente mais susceptíveis aos mecanismos da CIM.
2. Objetivo
O objetivo do presente estudo é avaliar a CIM em função da presença do biofilme formado e do tipo de microestrutura do aço estudado.
3. Metodologia
Quantificação dos microrganismos formadores dos biofilmes, análise química dos metabólitos produzidos por eles, análise microestrutural dos aços API através da técnica de microscopia eletrônica de varredura (MEV) e avaliação do processo de biocorrosão através da contagem dos pites formados.
4. Descrição das atividades realizadas
4.1) Material estudado
A tabela 1 mostra a composição química dos aços API utilizados API 5L grau B; X-65 e X-80, obtidos a partir de tubos de diferentes diâmetros e espessuras.
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Cupons de teste de 20x10x3,8mm foram confeccionados através da usinagem no sentido longitudinal de tubos de aços X-80, X-65 e Grau B. Para serem fixados no sistema dinâmico, foram feitos furos de 3mm de diâmetro na parte superior dos cupons, como mostrado na figura 1.
Tabela1 – Análise química elementar dos materiais estudados
Material X80 X65 Gr. B
Elemento Especifica do
Valor real Especificado Valor real Especificado Valor real
C máx. 0.22 0.028 0.22 0.024 0.22 0.062 Mn máx.* 1.85 1.58 1.65 1.48 1.20 1.82 P máx. 0.025 0.016 0.025 0.015 0.025 0.19 S máx. 0.015 0.0059 0.015 0.0050 0.015 0.0054 Ti máx. 0.04 0.014 0.06 0.012 0.06 0.012 Nb + V + Ti máx. 0.15 0.0591 0.15 0.0178 0.15 0.0524 Si 0.30 0.28 0.31 Cr 0.18 0.18 0.19 Mo 0.0091 0.0082 0.14 Ni <0.0080 <0.0080 <0.0080 Al 0.030 0.030 0.032 Cu 0.013 0.013 0.013 Nb 0.041 0.0033 0.036 V 0.0041 0.0025 0.0044 Sn 0.0055 0.0045 0.0046 Mg 0.0047 0.0071 0.0065 B 0.0012 0.0010 0.0012 Fe 97.8 97.9 97.3
*Para cada redução de 0.01% abaixo do máximo especificado para o carbono, um aumento de 0.05% acima do máximo especificado para o manganês é permitido.
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4.2) Preparação Metalográfica
Antes de entrarem no sistema dinâmico, figura 2a, os corpos de prova foram submetidos à abrasão com lixas #220 até #1200. Depois de lixados, os corpos de prova foram polidos utilizando pasta de diamante 3 µm e, em seguida, desengraxados com álcool, secos e armazenados em dessecadores até o momento dos ensaios. Estes cupons eram inseridos em uma haste como mostrado na figura 2b e visualizado na figura 2a.
(a) (b)
Figura 2 – (a) Sistema dinâmico para a obtenção do biofilme e (b) posicionamento dos cupons na haste inserida no sistema dinâmico
4.3) Quantificação de Pites por Microscopia Ótica
Ao término do ensaio no sistema dinâmico estes cupons eram retirados, o biofilme formado removido e os cupons examinados para determinar se ocorreu a formação de pites. Previamente à quantificação de pites, os cupons foram preparados, da seguinte forma: Os corpos de prova foram lavados com água destilada e posteriormente com acetona PA, e após secagem foi aplicada uma camada de verniz incolor para preservação da superfície, e armazenados em dessecador para posterior quantificação de pites por microscopia ótica.
Antes da avaliação por microscopia ótica foi retirada a camada de verniz protetora mediante banho ultrassônico com acetona PA por 10 minutos. Em seguida os produtos de corrosão foram retirados dos cupons através da decapagem ácida com solução de Clarke por um tempo de 5 a 10 minutos. Passado o tempo da decapagem, os cupons foram lavados com água destilada, acetona PA e depois secos com ar quente.
Os cupons foram levados ao microscópio ótico Zeiss AxioImager M2m equipado com lentes de 5X, 10X, 20X, 50X e 100X. A captura das imagens foi realizada com a câmera digital AxioCam HR MRC5 e o auxílio do programa AxioVision. Para a
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quantificação dos pites foi utilizada a norma “Standard Guide for Examination and Evaluation of Pitting Corrosion”
Para cada cupom foram analisadas quinze (15) áreas de valor igual a 1,47×10-6 m² para a quantidade de pites utilizando a lente de 10X. Para a avaliação do tamanho e profundidade dos pites foi utilizada a lente de 20X.
A figura 3 mostra que ocorreu um aumento da densidade de pites até 21 dias, provavelmente coerente com a formação de biofilmes maduros. Em 28 dias esta densidade é reduzida para os aços API 5L X80 e Grau B, o que pode ser correlacionado com o destacamento dos biofilmes. No caso do X65, parece não haver destacamento do biofilme e neste caso a densidade de pites é aumentada, sugerindo que o destacamento ocorresse após 28 dias.
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Figura 3- Densidade de pites ao longo do tempo de exposição
4.4) Preparação para Análise por Microscopia Eletrônica do Biofilme
Formado
Para a análise do biofilme formado nos cupons retirados do sistema dinâmico, os mesmos devem passar por um processo de dessalinização, fixação do biofilme e desidratação, respectivamente.
Os sais presentes nos cupons podem interferir na análise e desta forma devem ser retirados. A dessalinização dos cupons foi feita através de sucessivas lavagens utilizando soluções contendo água do mar sintética e água destilada com diferentes proporções, começando da mais concentrada para a menos concentrada. As proporções de água destilada para água do mar sintética utilizadas, respectivamente, foram: 30%, 50%, 70%, 90% e 100% v/v. Os cupons foram imergidos por 10 minutos em cada solução. A remoção gradativa dos sais presentes nos cupons visou a integridade das células dos microrganismos que são sensíveis à variações bruscas na pressão osmótica. A fixação do biofilme nos cupons foi realizada imergindo-se os corpos de
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prova em solução de 5% glutaraldeído em tampão de cacodilato por 3 horas e a desidratação dos cupons foi realizada em duas etapas:
- A primeira pela sucessiva substituição da água contida nos cupons por acetona PA, de forma análoga ao processo feito para a dessalinização.
- A segunda feita no equipamento de ponto crítico de CO2 Leica EM CPD300
(Figura 4).
Figura 4 - Equipamento ponto crítico
Na primeira etapa os cupons foram imergidos em soluções com crescentes concentrações de acetona em água destilada de 30%, 50%, 70%, 90%, e 100% v/v. Na segunda etapa os cupons foram inseridos, um a um, no equipamento de ponto crítico para a desidratação total.
Neste equipamento o cupom é imerso em acetona PA, e tem a temperatura do compartimento ajustada para a desejada, substituindo a acetona por CO2 líquido. O
equipamento então introduz um aumento gradual de temperatura até atingir a temperatura do ponto crítico do CO2, garantindo assim que todo o líquido na amostra
seja eliminado. Processa-se então a despressurização gradual do compartimento pela transformação do CO2 líquido em gás, que escapa do equipamento por uma saída
determinada. A despressurização gradual garante a ausência de deformações nas células presentes no biofilme.
Após a desidratação os cupons foram metalizados com prata (Ag) no equipamento Sputter Coater Bal-Tec SCD 005 com alvos de prata utilizando a amperagem de 30 mA por 250s. Esta metalização garante a utilização do sistema de microanálise por dispersão de energia (EDS). A análise foi feita posteriormente utilizando o MEV Leica S440 equipado com um EDS Link ISIS L300 com detector SiLi Pentafet, janela ultrafina ATW II, de resolução de 133 eV para 5,9 keV. A figura 5 mostra as imagens do biofilme por microscopia eletrônica de varredura (MEV) obtidas por este procedimento para 35 dias de exposição no sistema dinâmico.
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Figura 5 – Imagem do Biofime obtido por MEV após 35 dias de exposição no Sistema dinâmico, para cada um dos aços estudados. Na coluna da direita (a1, b1 e c1, aumento de 20KX e na coluna da esquerda a2, b2 e C2 aumento de 5KX, respectivamente.
4.5) Preparo de Soluções
4.5.1) Meios de Cultura
Meios de cultura foram preparados para o isolamento das bactérias e para a quantificação microbiológica de cada tipo específico. Para os diferentes meios, foram utilizados diferentes reagentes com ordens especificas de adição dos mesmos.
Para as bactérias redutoras de sulfato (BRS) foi utilizado o meio de cultura de Postgate “E’’ modificado, cuja composição está ilustrada na Tabela 2. O preparo do meio foi feito sob purga de nitrogênio para assegurar um ambiente anaeróbico e corrigido para um pH de 7,8 ao final o preparo.
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Tabela2 - Composição do meio de cultura Postgate "E" modificado Ordem de Adição do
Reagente Reagente Quantidade
1 Água do mar sintética 1000 mL
2 Ágar-ágar 1,9 g 3 KH2PO4 0,5 g 4 Na2SO4 1,0 g 5 CaCl2.2H2O 0,608 g 6 MgCl2.6H2O 1,83 g 7 Extrato de levedura 1,0 g 8 Ácido ascórbico 0,1 g 9 Lactato de sódio 50% m/v 7,0 mL 10 Soluça de resazurina 0,025% m/v 4,0 mL 11 NaCl 5,0 g 12 FeSO4.7H2O 0,5 g 13 NH4Cl 1,0 g
O meio de cultura preparado para as bactérias produtoras de ácido (BPA) foi o Caldo Vermelho de Fenol, misturados de forma anaeróbica sob purga de nitrogênio, conforme a Tabela 3. Após o preparo o meio teve o pH corrigido para 7,4.
Para as bactérias precipitantes de ferro (BPF) foi preparado o meio de acordo com a Tabela 4. Os componentes do meio foram misturados aerobicamente e ao final o meio teve seu pH ajustado para 6,6.
Tabela 3 - Composição do meio de cultura Vermelho de Fenol Ordem de Adição do
Reagente Reagente Quantidade
1 Água destilada 1000 mL
2 Peptona protease 10 g
3 Extrato de carne 1 g
4 NaCl 5 g
5 Vermelho de Fenol 0,018 g
Ao final do preparo, cada meio de cultura foi distribuído entre frascos do tipo penicilina de 9 mL, lacrados e esterilizados por 20 minutos em autoclave a 121 ºC e 1,1 kgf/cm².
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Tabela 4 - Composição do meio de cultura para BPF Ordem de Adição do
Reagente Reagente Quantidade
1 Água do mar sintética 1000 mL
2 (NH4)2SO4 0,5 g 3 NaNO3 0,5 g 4 K2HPO3 0,5 g 5 CaCl2 0,1 g 6 C6H11FeNO7 10 g 7 MgSO4.7H2O 0,5 g 8 Ágar-ágar 15 g
4.5.2) Água do Mar Sintética
O fluido de processo utilizado foi água do mar sintética, com a finalidade de otimizar o controle dos parâmetros experimentais. Esta solução simula a agressividade que a água do mar natural possui, tendo sempre uma composição bem definida de acordo com a Tabela 5.
A água do mar sintética foi acrescida de nutrientes orgânicos na forma do caldo nutriente com composição descrita na Tabela 6. Após ser preparado, o fluido foi distribuído em frascos Schott e esterilizados por 20 em autoclave a 121 ºC e 1,1 kgf/cm².
Tabela 5 - Composição da Água do Mar Sintética Ordem de Adição do
Reagente Reagente Quantidade
1 Água destilada 10000 mL 2 NaF 0,03 g 3 SrCl2.6H2O 0,20 g 4 H3BO3 0,30 g 5 Na2SO4 40,0 g 6 CaCl2 11,13 g 7 MgCl2.6H2O 107,8 g 8 KBr 1,0 g 9 KCl 7,0 g 10 NaSiO3.9H2O 0,2 g 11 Na2EDTA 0,0089 g 12 NaCl 235,0 g 13 NaHCO3 2,0 g
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Tabela 6 - Composição do Caldo Nutriente Ordem de Adição do
Reagente Reagente Quantidade
1 Água do mar sintética 1000 mL
2 Extrato de carne 3 g
3 Peptona universal 5 g
Conclusões.
Os aços estudados apresentaram em meio biótico alta taxa de corrosão localizada, com tendência a estabilização com longo período de exposição em valores de cerca de 0,65 mm/ano para o API 5L grau B; 0,5 mm/ano para X-65 e 0,4 mm/ano para o X-80. Já para o meio abiótico a taxa de corrosão localizada é moderada, com valores de ~0,20mm/ano para o aço X-80 e X-65 e o aço grau B tende a ter apenas corrosão uniforme após longo período de exposição.
Bibliografia
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2) GU, J. Biofouling and Prevention : Corrosion , Biodeterioration and Biodegradation of Materials. In: Handbook of Environmental Degradation of Materials. Second Edi ed. [s.l.] Elsevier Inc., 2012. p.243–282.
3) AL-DARBI, M. M.; AGHA, K.; ISLAM, M. R. Comprehensive Modelling of the Pitting Biocorrosion of Steel. Canadian Journal of Chemical Engineering, v. 83, n. 5, p. 872–881, 2005.
4) BEECH, I. B.; SUNNER, J. Biocorrosion: Towards understanding interactions between biofilms and metals. Current Opinion in Biotechnology, v. 15, p. 181–186, 2004.
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