Resposta à sigatoka amarela e desenvolvimento vegetativo de genótipos de bananeira nos Tabuleiros Costeiros : 1º ciclo

Texto

(1)MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO UNIVERSIDADE FEDERAL DE SERGIPE PRÓ-REITORIA DE PÓS-GRADUAÇÃO E PESQUISA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGROECOSSISTEMAS. RESPOSTA À SIGATOKA AMARELA E DESENVOLVIMENTO VEGETATIVO DE GENÓTIPOS DE BANANEIRA NOS TABULEIROS COSTEIROS - 1º CICLO. ZILNA BRITO DE REZENDE QUIRINO. 2011.

(2) MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO UNIVERSIDADE FEDERAL DE SERGIPE PRÓ-REITORIA DE PÓS-GRADUAÇÃO E PESQUISA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGROECOSSISTEMAS. ZILNA BRITO DE REZENDE QUIRINO. RESPOSTA À SIGATOKA AMARELA E DESENVOLVIMENTO VEGETATIVO DE GENÓTIPOS DE BANANEIRA NOS TABULEIROS COSTEIROS - 1º CICLO. Dissertação apresentada à Universidade Federal de Sergipe, como parte das exigências do Curso de Mestrado em Agroecossistemas, área de concentração em Sustentabilidade em Agroecossistemas, para obtenção do título de “Mestre”.. Orientadora Dra. Ana da Silva Lédo Co-Orientadora Dra. Viviane Talamini. SÃO CRISTÓVÃO SERGIPE - BRASIL 2011.

(3) FICHA CATALOGRÁFICA ELABORADA PELA BIBLIOTECA CENTRAL UNIVERSIDADE FEDERAL DE SERGIPE. Q8r. Quirino, Zilna Brito de Rezende Resposta à Sigatoka amarela e desenvolvimento vegetativo de genótipos de bananeira nos tabuleiros costeiros – 1º ciclo / Zilna Brito de Rezende Quirino. – São Cristóvão, 2011. v, 45 f. : il.. Dissertação (Mestrado em Agroecossistemas) – Núcleo de Pós-Graduação e Estudos em Recursos Naturais, Pró-Reitoria de Pós-Graduação e Pesquisa, Universidade Federal de Sergipe, 2011.. Orientador: Drª Ana da Silva Lédo. 1. Banana – Melhoramento genético. 2. Mycosphaerella musicola. Título.. I.. CDU 634.773:631.52.

(4) ZILNA BRITO DE REZENDE QUIRINO. RESPOSTA À SIGATOKA AMARELA E DESENVOLVIMENTO VEGETATIVO DE GENÓTIPOS DE BANANEIRA NOS TABULEIROS COSTEIROS - 1º CICLO. Dissertação apresentada à Universidade Federal de Sergipe, como parte das exigências do Curso de Mestrado em Agroecossistemas, área de concentração em Sustentabilidade em Agroecossistemas, para obtenção do título de “Mestre”.. APROVADA em 25 de fevereiro de 2011.. Prof. Dr. Pedro Roberto Almeida Viégas NEREN-UFS. Dr. Frederico Alberto de Oliveira CNPQ/FAPITEC-SE. Dra. Ana da Silva Lédo Orientadora Embrapa Tabuleiros Costeiros/ NEREN-UFS. SÃO CRISTÓVÃO SERGIPE – BRASIL.

(5) AGRADECIMENTOS. A Deus por ter me dado forças e coragem para chegar até aqui e por me amparar nas horas mais difíceis. À FAPITEC-SE pela concessão de Bolsa de Mestrado e aporte de recursos financeiros. Ao SERGIPETEC/CNPq pela concessão de Bolsa de Apoio Técnico. À EMBRAPA, em especial a Embrapa Tabuleiros Costeiros e Embrapa Mandioca e Fruticultura pelo aporte de recursos financeiros. À Universidade Federal de Sergipe, em especial ao Departamento de Agronomia e ao NEREN pela oportunidade. À minha orientadora, Dra. Ana da Silva Lédo, pela atenção, apoio, e pelos ensinamentos, durante todo o curso de mestrado. Muito obrigada! À minha co-orientadora, Dra. Viviane Talamini, pela atenção e colaboração durante a execução e conclusão dos trabalhos. Ao Dr. Edson Patto Pacheco pela atenção e colaboração na conclusão deste trabalho. À Dra. Ana Veruska Cruz da Silva pelo carinho. À Dra. Sarah Brandão Santa Cruz Barboza (in memorian) que deixou muitas saudades! Aos companheiros de laboratório, que também são meus amigos: Inácio Roque, Maria da Conceição (Dona Cônsul), Aline de Jesus Sá, Caroline Araújo, Karla Cristina Pereira, Lucas Fonseca, Rodrigo Curvello, Micaele Costa, Kicia Karine Gomes-Copeland, Vanice Dias e Catrine Moura. Obrigada pelo carinho! Aos funcionários do Campo Experimental de Jorge do Prado Sobral da Embrapa Tabuleiros Costeiros, em Nossa Senhora das Dores, e a todos que colaboraram diretamente ou indiretamente na execução dos trabalhos em campo, em especial: Genisson Oliveira Trindade, Arnaldo Rodrigues, José Batista Oliveira, Nilton Santos Carneiro, José Railton, Pablo Melo, Élder, Dr. Cleso Pacheco e Dr. José Henrique Rangel. Agradeço também aos funcionários do Laboratório de Fitopatologia da Embrapa, pela colaboração. Aos professores e alunos do curso de Mestrado em Agroecossistemas, em especial, aos colegas de mestrado Welma, Susi, Ângela, Edilene, Luely, Carla, Thiago, Alan, Wagner e Ricardo. Ao mestre, professor Dr. Pedro Roberto Almeida Viégas e ao Dr. Frederico Alberto de Oliveira pela participação na banca de defesa e pelas valiosas sugestões. À minha família, em especial aos meus pais, Orozino e Rivanda, pelo apoio, e ao meu irmão Marcelo pelo carinho. À família Queiroz, em especial a Marco Antonio, pelo carinho e compreensão. Obrigada a todos que contribuíram direta ou indiretamente para a conclusão deste trabalho..

(6) SUMÁRIO Página LISTA DE FIGURAS ............................................................................................................. i. LISTA DE TABELAS ............................................................................................................ ii. LISTA DE ANEXOS............................................................................................................... iii. RESUMO ................................................................................................................................ iv. ABSTRACT ............................................................................................................................ v. 1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................. 1. 2. REFERENCIAL TEÓRICO .............................................................................................. 2.1. A bananeira...................................................................................................................... 2.1.1. Origem, introdução e distribuição no Brasil ................................................................ 2.1.2. Classificação botânica e exigências edafoclimáticas ................................................... 2.1.3. Aspectos sócio-econômicos ......................................................................................... 2.1.4. Principais doenças da bananicultura ............................................................................ 2.2. Sigatoka amarela ............................................................................................................. 2.2.1. Histórico da Sigatoka amarela ..................................................................................... 2.2.2. Etiologia, sintomatologia e dinâmica da infecção ........................................................ 2.2.3. Importância da Sigatoka amarela na bananicultura ..................................................... 2.2.4. Manejo da Sigatoka amarela ........................................................................................ 2.2.5. Estudo Epidemiológico................................................................................................. 2.3. Seleção de genótipos de bananeira.................................................................................... 2 2 2 2 3 4 5 5 6 7 7 8 9. 3. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................... 3.1. Comportamento de genótipos de bananeira à infecção natural por Sigatoka amarela ................................................................................................................................... 3.1.1. Índice de infecção (IF) e área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) em 22 genótipos de bananeira....................................................................................................... 3.1.2. Correlação e ajuste de modelos de regressão entre as variáveis climáticas e o índice de infecção (IF) da cultivar Prata-Anã.................................................................................... 3.2. Comportamento de genótipos de bananeira quanto ao desenvolvimento vegetativo no primeiro ciclo de produção ...................................................................................................... 13. 4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ....................................................................................... 4.1. Comportamento de genótipos de bananeira à infecção natural por Sigatoka amarela ................................................................................................................................... 4.1.1. Índice de infecção (IF) e curva de progresso da doença em 22 genótipos de bananeira ................................................................................................................................ 4.1.2. Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) e índice de infecção (IF) em 22 genótipos de bananeira ................................................................................................ 4.1.3. Correlação e ajuste de modelos de regressão entre as variáveis ambientais, o tempo e o índice de infecção (IF) da cultivar Prata Anã.................................................................... 4.2. Comportamento de genótipos de bananeira quanto ao desenvolvimento vegetativo no primeiro ciclo de produção ...................................................................................................... 19. 5. CONCLUSÕES ................................................................................................................... 37. 6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................ 38. 7. ANEXOS ............................................................................................................................. 45. 15 15 17 17. 19 19 21 24 32.

(7) LISTA DE FIGURAS FIGURA. Página. 1. Experimento após implantação (maio/2009) no Campo Experimental José do Prado Sobral em Nossa Senhora das Dores – SE. Foto: Viviane Talamini, 2009................................ 13 2. A - Folha de bananeira sem sintomas da Sigatoka amarela. B - Folha de bananeira apresentando sintomas típicos da Sigatoka amarela .................................................................. 15 3. A – Procedimento de câmara úmida para a confirmação da contaminação em campo por Sigatoka amarela de plantas de banana. B – Lâmina em microscópio óptico mostrando os conídios do fungo Pseudocercospora musae ............................................................................. 16 4. A - Avaliação de altura da planta; B - Avaliação do diâmetro do pseudocaule ..................... 18. 5. Curvas de progresso da Sigatoka amarela sob infecção natural em 22 genótipos de banana, Nossa Senhora das Dores – SE .................................................................................... 20 6. Representação gráfica da área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) da Sigatoka amarela em 22 genótipos de banana, Nossa Senhora das Dores – SE ....................... 21 7. Severidade da Sigatoka amarela, transformada em índice de infecção, em 22 genótipos de bananeira, aos 60 dias após o plantio, Nossa Senhora das Dores – SE ..................................... 23 8. Severidade da Sigatoka amarela, transformada em índice de infecção, em 22 genótipos de bananeira, aos 420 dias após o plantio, Nossa Senhora das Dores – SE ................................... 23 9. Curva de progresso da severidade da Sigatoka amarela na cultivar Prata-Anã transformada em índice de infecção, Nossa Senhora das Dores, SE. A – período 1 (60 a 210 DAP); B – período 2 (240 a 420 DAP) ..................................................................................... 25 10. Variações de temperatura no período de julho de 2009 a julho de 2010 e índice de infecção da cultivar Prata-Anã no município de Nossa Senhora das Dores – SE ..................... 26 11. Variações de pluviosidade no período de julho de 2009 a julho de 2010 e índice de infecção da cultivar Prata-Anã no município de Nossa Senhora das Dores – SE ..................... 26 12. Curva de progresso da severidade da Sigatoka amarela transformada em índice de infecção para cultivar Prata-Anã em função do tempo, com as equações do modelo de ajuste linear no período 1 (60 a 210 DAP), Nossa Senhora das Dores – SE ....................................... 29 13. Curva de progresso da severidade da Sigatoka amarela transformada em índice de infecção para cultivar Prata-Anã em função da pluviosidade, com as equações do modelo de ajuste linear no período 1 (60 a 210 DAP), Nossa Senhora das Dores – SE ............................. 29 14. Curva de progresso da severidade da Sigatoka amarela transformada em índice de infecção para cultivar Prata-Anã em função do tempo, com as equações do modelo de ajuste linear no período 2 (240 a 420 DAP), Nossa Senhora das Dores – SE ..................................... 31 15. Curva de progresso da severidade da Sigatoka amarela transformada em índice de infecção para cultivar Prata-Anã em função da temperatura média (Tmed), com as equações do modelo de ajuste linear no período 2 (240 a 420 DAP), Nossa Senhora das Dores – SE .... 31 . i.

(8) LISTA DE TABELAS TABELA. Página. 1. Resistência de genótipos de banana às principais doenças da cultura (R - Resistente; T - Tolerante; MS – Moderadamente Suscetível; S – Suscetível; AS – Altamente Suscetível; NA – Não Avaliado) ......................................................................................... 12 2. Grupo genômico e subgrupo de 22 genótipos de bananeira introduzidos no campo experimental de Jorge do Prado Sobral da Embrapa Tabuleiros Costeiros, no Município de Nossa Senhora das Dores, Sergipe.................................................................................. 14 3. Matriz de correlação entre o tempo (dias após o plantio – DAP) e as variáveis climáticas (temperatura mínima – Tmín (ºC), temperatura máxima – Tmáx (ºC), temperatura média – Tmed (ºC) e precipitação - PP (mm)) com o índice de infecção – IF (%), no período 1, de junho a dezembro de 2009 (60 a 210 DAP) para a cultivar PrataAnã. Nossa Senhora das Dores – SE, 2009 – 2010............................................................. 27 4. Matriz de correlação entre o tempo (dias após o plantio – DAP) e as variáveis climáticas (temperatura mínima – Tmín (ºC), temperatura máxima – Tmáx (ºC), temperatura média – Tmed (ºC) e precipitação - PP (mm)) com o índice de infecção – IF (%), no período 2, de fevereiro a julho de 2010 (240 a 420 DAP) para a cultivar PrataAnã. Nossa Senhora das Dores – SE, 2009 – 2010............................................................. 27 5. Estimativas de parâmetros e coeficientes de determinação (R²) das equações de regressão linear simples nos dois períodos avaliados ao longo do ano, pelo programa estatístico SAEG ................................................................................................................. 28 6. Médias dos caracteres altura da planta (ALT), perímetro do pseudocaule a 30 cm do solo (PER), número de folhas vivas na floração (NFVF), número de perfilhos na floração (NPF) e número de dias do plantio ao florescimento (DPF) de genótipos de bananeira, no 1º ciclo de produção, Nossa Senhora das Dores – SE, 2009 – 2010............. 33. ii.

(9) ANEXO A. TABELA. Página. 1A. Resumo da análise de variância da área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD), e da severidade da Sigatoka amarela aos 60 dias (S60), 270 dias (S270) e 420 dias (S420) de 22 genótipos de bananeira, Nossa Senhora das Dores – SE................. 45 2A. Resumo da análise de variância da altura da planta (ALT), perímetro do pseudocaule (PER), número de folhas vivas na floração (NFVF), número de perfilhos na floração (NPFL) e número de dias do plantio a floração (DPF) de 22 genótipos de bananeira, Nossa Senhora das Dores – SE .......................................................................... 45. iii.

(10) RESUMO QUIRINO, Zilna Brito de Rezende. RESPOSTA À SIGATOKA AMARELA E DESENVOLVIMENTO VEGETATIVO DE GENÓTIPOS DE BANANEIRA NOS TABULEIROS COSTEIROS - 1º CICLO. 2011. 48p. (Dissertação – Mestrado em Agroecossistemas). Universidade Federal de Sergipe, São Cristóvão, SE.. RESUMO Um dos maiores problemas do cultivo da bananeira no Brasil é a baixa disponibilidade de cultivares comerciais produtivas, com porte adequado e resistência à Sigatoka amarela (Mycosphaerella musicola). O objetivo do trabalho foi avaliar o comportamento de diferentes genótipos de bananeira quanto à Sigatoka amarela e o desempenho vegetativo nas condições edafoclimáticas dos tabuleiros costeiros de Sergipe. O experimento foi implantado em maio de 2009 no Campo Experimental da Embrapa Tabuleiros Costeiros em Nossa Senhora das Dores, Sergipe. O delineamento experimental foi de blocos ao acaso, com 22 genótipos e três repetições, com seis plantas por parcela sendo quatro úteis. Os genótipos avaliados foram: Enxerto-33, Japira-106, FHIA-23, do tipo Prata (YB42-17, YB42-47, FHIA-18, PA42-44, PA9401, PV79-34, Pacovan Ken, Pacovan, Prata-Anã, Maravilha, Garantida), do tipo Maçã (Princesa, Tropical, Maçã), do tipo Cavendish (Grande Naine, FHIA-02), do tipo Caipira (Caipira), do tipo Gros Michel (Bucaneiro) e do tipo Mysore (Thap Maeo). A severidade da Sigatoka amarela foi avaliada a cada 30 dias, no período de 60 a 420 dias (julho/2009 a julho/2010) após o plantio (DAP), utilizando-se a escala descritiva de Stover (1971). Em seguida foi calculado o índice de infecção (IF) para obtenção da área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD). As médias da AACPD e IF de todos os genótipos foram comparadas pelo teste de Skoot-Knott a 5%. As médias do IF da Sigatoka amarela da cultivar Prata-Anã foram divididas em período 1 (60 a 210 DAP) e período 2 (240 a 420 DAP) e correlacionadas com o tempo (DAP) e com dados das variáveis ambientais precipitação (mm/dia) e temperatura mínima, média e máxima (°C) monitoradas no local do experimento. As variáveis ambientais que apresentaram maior coeficiente de correlação (Pearson) com o IF da cultivar Prata-Anã, para cada período, foram submetidas ao ajuste de modelos. Para avaliação do desenvolvimento vegetativo foram considerados os caracteres: altura da planta do nível do solo à inserção da inflorescência, perímetro do pseudocaule a 30 cm do solo, número de folhas vivas, número de perfilhos e número de dias do plantio à emissão da inflorescência no primeiro ciclo, sendo as médias comparadas pelo teste de Skoot-Knott a 5%. Verificou-se que os genótipos apresentam o mesmo comportamento para AACPD dos 60 aos 420 DAP. Os genótipos com maiores IF aos 420 DAP foram: Enxerto-33, PA42-44, FHIA-02, PV79-34, Maravilha, PA94-01, Pacovan e Prata-Anã. O modelo linear apresentou bom ajuste para as variáveis ambientais selecionadas pelos maiores coeficientes de correlação. Maior progresso da severidade da Sigatoka amarela observada no período 1 coincidiu com o aumento da temperatura mínima e com baixos índices de precipitação, e no período 2, com a diminuição da temperatura média. Em ambos os períodos ocorreu maior progresso da Sigatoka amarela em função do tempo (DAP). Os híbridos FHIA-18 e FHIA-02 destacam-se por apresentar menor altura e maior precocidade no florescimento. O progresso da Sigatoka amarela não afetou o desenvolvimento vegetativo dos 22 genótipos no primeiro ciclo. Palavras-chave: Musa spp.; Mycosphaerella musicola; melhoramento genético. Comitê Orientador: Dra. Ana da Silva Lédo – Embrapa Tabuleiros Costeiros/NEREN-UFS (Orientadora); Dra. Viviane Talamini – Embrapa Tabuleiros Costeiros (Co-Orientadora).. iv.

(11) ABSTRACT QUIRINO, Zilna Brito de Rezende. YELLOW SIGATOKA RESPONSE AND VEGETATIVE DEVELOPMENT OF GENOTYPES OF BANANA IN COASTAL TABLANDS – 1ST CYCLE. 2011. 48p. (Dissertation – Master Science in Agroecosystems). Federal University of Sergipe, São Cristóvão, SE. 1. One of the major problems of banana cultivation in Brazil is the low availability of productive commercial cultivars with appropriate height and resistance to yellow Sigatoka (Mycosphaerella musicola). The objective of this study was to evaluate the behavior of different banana genotypes on the yellow Sigatoka and vegetation development at conditions of Coastal Tablelands of Sergipe. The experiment was established in May 2009 at the Experimental Field of Embrapa Coastal Tablelands, in Nossa Senhora das Dores, Sergipe. The experimental design was randomized blocks design with 22 genotypes and three replications, six plants per plot and four useful. The genotype tests were: Enxerto-33, Japira-106, FHIA-23, Prata type (YB42-17, YB42-47, FHIA-18, PA42-44, PA94-01, PV79-34, Pacovan Ken, Pacovan, Prata-Anã, Maravilha, Garantida), Maçã type (Princesa, Tropical, Maçã), Cavendish type (Grande Naine, FHIA-02), Caipira type(Caipira), Gros Michel type (Buccaneer) and Mysore type (Thap Maeo). The severity of yellow Sigatoka in the 22 genotypes was evaluated every 30 days in the period from 60 to 420 days (July/2009 to July/2010) after planting (DAP), using a descriptive scale Stover (1971). Then we calculated the infection rate (IF) for obtaining the area under the disease progress curve (AUDPC). The AUDPC and IF means at 60, 270 and 420 DAP of all genotypes were compared by Skoot-Knott test at 5%. The IF of yellow Sigatoka in the Prata-Anã cultivar were divided into period 1 (60-210 DAP) and period 2 (240-420 DAP) and were correlated with time (DAP) and with environmental variables daily total precipitation (mm) and minimum, average and maximum temperature (° C) monitored at the experimental site. The environmental variables that showed a higher correlation coefficient (Pearson) with the IF of Prata-Anã cultivar, for each period were subjected to fitting models. For evaluation of the vegetative development the following characteristics were considered: plant height, pseudostem perimeter, number of live leaves during flowering and harvest, number of days from planting to flowering and until harvest at the first cycle, the means being compared by Skoot-Knott test at 5%. It was observed that the genotypes have the same behavior for AUDPC from 60 to 420 DAP. Genotypes with higher IF at 420 DAP were: Enxerto-33, PA42-44, FHIA-02, PV79-34, Maravilha, PA94-01, Pacovan and Prata-Anã. Further advance the severity of yellow Sigatoka during the period 1 coincided with an increase in the minimum temperature and low precipitation, and in period 2, with the decrease in average temperature. In both periods there was greater progress in yellow Sigatoka time (DAP). The linear model provided a good fit for the environmental variables selected by the highest correlation coefficients. The hybrids FHIA18 and FHIA-02 stand out by presenting a lower height and earliest flowering in the first cycle. The progress of yellow Sigatoka didn’t affect the vegetation development of 22 genotypes in the first cycle. Key-words: Musa spp.; Mycosphaerella musicola; breeding. Guidance Committe: Dra. Ana da Silva Lédo (Major Professor) – Embrapa Coastal Tablelands /NEREN/UFS, Dra. Viviane Talamini (Co-Major Professor) – Embrapa Coastal Tablelands.. v.

(12) 1. INTRODUÇÃO. A bananeira (Musa spp.) pertence à família botânica Musaceae e a maioria de suas cultivares originou-se no Continente Asiático, embora existam centros secundários de origem na África Oriental e nas Ilhas do Pacífico. É uma planta tipicamente tropical que exige calor constante, precipitações bem distribuídas e elevada umidade para o seu bom desenvolvimento e produção. A cultura da bananeira assume importância econômica e social, pois é cultivada em mais de 80 países, além de ser consumida no mundo inteiro movimentando a economia de diversos países produtores. Há vários anos o Brasil se destaca entre os principais produtores mundiais e, segundo dados da FAO (2010), ocupou em 2008 a quarta colocação, com produção de 7,1 milhões de toneladas em 510 mil hectares. A bananicultura é geralmente explorada por pequenos agricultores, predominando a mão-deobra familiar. No Brasil, a bananeira é cultivada em praticamente todos os estados. Segundo dados do IBGE, no ano de 2009, a Bahia destacou-se como principal produtor nacional em área cultivada com, aproximadamente, 65,49 ha e produção de 1.015.505 toneladas de frutos, e São Paulo ocupa o segundo lugar com 53.078 ha e 1.257.539 de toneladas de frutos. As cultivares mais difundidas no Brasil são Nanica, Nanicão e Grande Naine, do grupo AAA, utilizadas principalmente na exportação, e Prata, Pacovan, Prata Anã, Maçã, Mysore, Terra e D'Angola, do grupo AAB. Todas as cultivares mencionadas apresentam pelo menos uma característica indesejável, como porte inadequado ou suscetibilidade a alguma doença. Normalmente, a produção de banana está baseada em cultivares triplóides, porém, os genótipos diplóides tornam-se importantes, uma vez que são fontes de alelos de resistência/tolerância a fatores bióticos e abióticos. A Sigatoka amarela, doença causada pelo fungo Mycosphaerela musicola, é o principal problema da bananicultura no mundo. A doença é endêmica em todas as regiões produtoras de banana, causando danos que chegam a comprometer em média 50% da produção. Em Sergipe, a Sigatoka amarela tem promovido danos significativos à produção devido ao uso de cultivares de baixa qualidade agronômica e ao baixo nível tecnológico da maioria das áreas produtoras. Dentre as alternativas de controle destaca-se o uso de cultivares resistentes ou tolerantes a Sigatoka amarela pelo baixo impacto ambiental e custo. Sendo assim, o objetivo do trabalho foi avaliar o comportamento de genótipos de bananeira quanto à Sigatoka amarela e o desempenho vegetativo nas condições edafoclimáticas dos Tabuleiros Costeiros de Sergipe no primeiro ciclo de produção.. 1.

(13) 2. REFERENCIAL TEÓRICO. 2.1. A bananeira. 2.1.1. Origem, introdução e distribuição no Brasil Originária na Ásia, mais especificamente na Índia e conhecida na China desde a antiguidade, a banana espalhou-se para as Ilhas do Pacífico e a costa leste da África, de onde os povos a disseminaram por todo o continente (VALLE & CAMARGOS, 2003). A bananeira (Musa spp.) é uma planta tipicamente tropical, cujo bom desenvolvimento exige calor constante, elevada umidade e boa distribuição de chuvas. Essas condições são registradas na faixa compreendida entre os paralelos de 30° de latitude norte e sul, nas regiões onde as temperaturas situam-se entre os limites de 15 e 35°C. Há, entretanto, a possibilidade de seu cultivo acima de 30° de latitude norte e sul, desde que a temperatura e o regime hídrico sejam adequados (MOREIRA, 1999). Devido à sua ampla adaptação, é cultivada em quase todos os países tropicais. O Brasil apresenta condições favoráveis ao cultivo da bananeira em quase toda a sua área territorial, destacando-se as regiões Norte, Nordeste, Centro-Oeste, grande parte da região Sudeste e alguns micro-climas da região Sul (ALVES et al., 1999).. 2.1.2. Classificação botânica e exigências edafoclimáticas A bananeira apresenta sistema radicular fasciculado, ausência de câmbio vascular e flores tipicamente trímeras, sendo incluída na classe Liliopsida, subclasse Liliidae e superordem Lilinae. A presença do perigônio colorido e ovário ínfero permitem classificá-la na ordem Zingiberales (Scitamineae). Esta ordem contém a família Musaceae, dividida em três subfamílias: Heliconoideae, Strelitzoideae e Musoideae. Nesta última estão os gêneros Ensete e Musa, pertencendo a este último as bananeiras com frutos comestíveis (TKHTAJAN 1953 e VALMOYOR et al., 1991 citados por SILVA et al., 2002a). O gênero Musa está subdividido nas seções Australimusa, Callimusa, Rhodoclamys e Eumusa, de acordo com o número de cromossomos, de forma que o genoma com 11 cromossomos é característico de Eumusa e Rhodoclamys, enquanto 10 cromossomos é o número básico de Callimusa e Australimusa. A seção Eumusa apresenta a maior dispersão geográfica e inclui várias espécies, entre elas a Musa balbisiana Colla e Musa acuminata Colla, que deram origem a todas as bananeiras (SILVA et al., 2002a). Cruzamentos interespecíficos de M. acuminata e M. balbisiana deram origem à maioria das bananeiras atualmente em uso para alimentação, razão pela qual as plantas geradas apresentam. 2.

(14) características das duas espécies. Os híbridos apresentam diversas ploidias, sendo observados casos de 20, 22, 33, 44, 55, 77 e 88, onde se encontram inclusive várias aneuploidias (SILVA et al., 2002a). As cultivares apresentam três níveis cromossômicos distintos: diplóide, triplóide e tetraplóide, respectivamente com dois, três e quatro múltiplos do número básico de cromossomos ou genoma de 11 (x= n). Por meio de cruzamentos experimentais, pode-se constatar que as bananeiras triplóides originaram-se a partir de hibridações entre diplóides, bem como os tetraplóides foram gerados a partir de cruzamentos entre diplóides e triplóides (CHEESMAN, 1932a, 1932b; 1948; DODDS, 1943, SIMMONDS, 1973 citados por DANTAS et al., 1999). Na evolução das bananeiras comestíveis participaram, principalmente, as espécies diplóides selvagens M. acuminata Colla e M. balbisiana Colla, de modo que cada cultivar deve conter combinações variadas de genomas completos dessas espécies parentais. Esses genomas são denominados pelas letras A (M. acuminata) e B (M. balbisiana), de cujas combinações resultam os grupos AA, BB, AB, AAA, AAB, ABB, AAAA, AAAB, AABB e ABBB (DANTAS et al., 1999). Para a obtenção de altos rendimentos, são necessárias temperaturas altas e uniformes. A temperatura ótima para o desenvolvimento das bananeiras comerciais gira em torno de 28°C, com mínimas não inferiores a 18°C e máximas não superiores a 34°C. Desde que haja suprimento de água e nutrientes, essa faixa de temperatura proporciona o máximo crescimento da planta (ALVES et al., 1999). O consumo de água pela planta é elevado e constante, em função de sua morfologia e hidratação dos seus tecidos. As produtividades mais elevadas na bananicultura estão associadas a índices pluviométricos anuais em torno de 1.900 mm bem distribuídos durante todos os meses do ano, ou seja, sem período de seca (BRUNINI, 1984). Alves et al. (1999) ressaltam que existe uma grande diversidade de condições de pluviosidade em que se desenvolvem os cultivos comerciais de banana, podendo variar desde os extremos do litoral sub-árido até as planícies úmidas. Em toda a Região dos Tabuleiros Costeiros do Nordeste, o clima varia do úmido a subúmido, com médias climatológicas anuais de temperatura e umidade relativa do ar variando entre 25 a 29oC e 75 a 85%, respectivamente. As temperaturas mínimas são superiores a 18oC e as máximas inferiores a 36oC. O regime de precipitação é bastante diferenciado, em função dos sistemas atmosféricos que atuam no regime pluvial das localidades situadas na costa norte, leste e sul desta ecorregião (EMBRAPA, 2003).. 2.1.3. Aspectos sócio-econômicos A cultura da banana assume importância econômica e social em todo o mundo, sendo cultivada em mais de 80 países tropicais. O Brasil foi o quarto produtor mundial de bananas, com 7,1 milhões de toneladas em 2008, numa área superior a 513 mil hectares, perdendo apenas para Índia, Filipinas e China (FAOSTAT, 2010).. 3.

(15) Ocupa o segundo lugar em volume de frutas produzidas no Brasil e a terceira posição em área colhida (SEBRAE, 2008). Segundo dados do Instituto Brasileiro de Frutas, dentre as frutas exportadas em 2008 a banana ocupou o quinto lugar com volume de 130.887.737 kg movimentando US$ 35,657,717.00 (IBRAF, 2011). Está entre as frutas mais consumidas nos domicílios das principais regiões metropolitanas do país, a banana só é superada pela laranja, cuja produção está fortemente associada ao processamento industrial de suco concentrado para exportação. Em relação ao consumo, a banana lidera o mercado de frutas no Brasil com 30,7% em volume vendido, seguida pela laranja (18,6%), o abacaxi (8,5%) e o caqui (8,4%) (SEBRAE, 2008). Consumidas pelas mais diversas camadas da população, a banana se faz presente na mesa dos brasileiros não apenas como sobremesa, mas como alimento, com um consumo per capita em torno de 29,7 kg/habitante/ano (SEBRAE, 2008). Em 2009, a região Nordeste foi responsável pela maior produção com 37,28% do total do país, seguida pelo Sudeste com 32,88% da produção (IBGE, 2010). A bananicultura possui uma grande importância sócio-econômica no Brasil, sendo geralmente explorada por pequenos agricultores predominando a mão-de-obra familiar (DANTAS et al., 1999). A Bahia é o maior Estado produtor de banana do país com produção concentrada na agricultura de base familiar, que representa 60% dos produtores rurais, sendo cultivados 14 mil hectares de banana, com uma produção de 35 mil toneladas/ano e geração de aproximadamente 14 mil empregos diretos e 20 mil indiretos (NOTÍCIAS DA BAHIA, 2008). O Estado de São Paulo é o segundo maior produtor nacional, colhendo cerca de 1,2 milhões de toneladas de frutos por ano cultivados em 53 mil hectares (IBGE, 2010). Em Sergipe a cultura ocupa 3.898 ha e dentre as áreas de produção de banana, no ano de 2008, destacaram-se as microrregiões do Agreste de Itabaiana, Cotinguiba, Baixo Cotinguiba, Japaratuba, Estância e Boquim com 78,7% da área colhida no Estado, sendo as microrregiões do Baixo São Francisco responsáveis por 43,6% da produção (IBGE, 2010).. 2.1.4. Principais doenças da bananicultura A cultura da banana no Brasil, salvo algumas áreas de produção, tem a característica de baixo nível tecnológico dos cultivos. Isto leva ao fato de que, em geral, bananais mal cuidados são afetados, com grande intensidade, por problemas fitossanitários. Em função da diversidade climática em que as bananeiras são cultivadas no país e do próprio predomínio de variedades como as do subgrupo Prata, as doenças assumem importância regional. Entre os agentes causadores de doenças estão os fungos, as bactérias, os vírus e os nematóides. Os fungos assumem a maior importância tanto do ponto de vista numérico, quanto do ponto de vista prático, por causa da sua grande capacidade de causar perda na qualidade e na produtividade da banana produzida no Brasil e no mundo (CORDEIRO, 1999).. 4.

(16) A Sigatoka amarela e a Sigatoka negra, juntamente com o mal do Panamá e o Moko da bananeira são as principais doenças da cultura no Brasil (CORDEIRO & KIMATI, 1999). A Sigatoka negra, causada por Mycosphaerella fijiensis Morelet, fase anamórfica Paracercospora fijiensis (Morelet) Deighton, é uma grave doença da bananeira no mundo, podendo provocar perdas de até 100% da produção (CORDEIRO et al., 2004). O agente causal da Sigatoka negra é muito mais destrutivo que o da Sigatoka amarela, caracterizando-se por apresentar maior velocidade e intensidade de ataque e por infectar também as folhas mais jovens, destruindo, em conseqüência, maior quantidade de tecido fotossintetizante (MOURICHON et al., 1997). Entre as cultivares mais plantadas destacam-se a ‘Prata’, 'Prata-Anã', ‘Pacovan’, ‘Maçã’, ‘Grande Naine’, 'Nanica', ‘Nanicão’, ‘Terra’ e 'Terrinha', todas suscetíveis à Sigatoka negra (CORDEIRO et al., 1998; VENTURA & HINZ, 2002). O mal do Panamá, causado por Fusarium oxysporum Schlecht.: Fr. f. sp cubense (E. F. Smith) Snyd & Hans, tem sido limitante para o cultivo da banana Maçã, podendo causar 100% de perdas na produção (CORDEIRO et al., 2004). Já nas cultivares tipo Prata, que apresentam grau de suscetibilidade bem menor do que a Maçã, a incidência do mal do Panamá, geralmente, situa-se num patamar de 20% de perdas na produção. Por outro lado, o nível de perdas é também influenciado por características de solo, que em alguns casos comporta-se como supressivo ao patógeno (EMBRAPA, 2003). Em Sergipe, os problemas fitossanitários, principalmente a ocorrência do Moko da bananeira em algumas localidades do Baixo São Francisco, têm sido um entrave para o crescimento e manutenção das áreas de cultivo. O Moko da bananeira é causado pela bactéria Ralstonia solanacearum raça 2, uma praga quarentenária A2 com ocorrência nos Estados da região Norte com exceção do Acre e em Sergipe. Os principais sintomas da doença observados nas bananeiras são: maturação desuniforme dos frutos no cacho e escurecimento interno do pseudocaule, engaço e frutos (TALAMINI, 2009).. 2.2. Sigatoka amarela. 2.2.1. Histórico da Sigatoka amarela A Sigatoka amarela foi descrita pela primeira vez em Java, por Zimmermann, em 1902. Os primeiros prejuízos foram relatados nas ilhas Fiji, no vale da Sigatoka e em 1924 foi registrada sua ocorrência na Austrália (SIMMONDS, 1933 citado por GONÇALVES, 2006). Entre 1933 e 1934 já se encontrava no Caribe e nos anos seguintes, disseminou-se rapidamente pelas Américas e por volta da década de 50 já se encontrava no continente Africano (STOVER, 1972). A primeira descrição suscinta do fungo associado com a Sigatoka amarela foi feita por Zimmermann (1902) como uma nova espécie de Cercospora musae Zimm. Durante quase quarenta. 5.

(17) anos após a sua descoberta, o fungo foi conhecido na sua forma imperfeita ou assexuada (conidial). Leach (1941, 1946) citado por Rocha (2008), trabalhando na Jamaica, descobriu a forma perfeita (Teleomorfo) de C. musae, um fungo da classe dos Ascomicetes, para o qual a denominação de Mycosphaerella musicola foi atribuída. No Brasil, a Sigatoka amarela foi constatada inicialmente no Estado do Amazonas, em 1944, estendendo-se, posteriormente, a todos os estados brasileiros. M. musicola encontra-se disseminado em todas as regiões produtoras de banana do Brasil e do mundo, provocando consideráveis prejuízos na produção de frutos (FOURÈ, 1994).. 2.2.2. Etiologia, sintomatologia e dinâmica da infecção A Sigatoka amarela também conhecida como mal da Sigatoka ou cercosporiose tem como agente etiológico o fungo teleomorfo Mycosphaerella musicola (Leach) (MULDER, 1976 citado por SOTO BALLESTERO, 1992) cuja fase anamorfa é Pseudocercospora musae (Zimm.) (DEIGHTON, 1976 citado por GONÇALVES, 2006). Três tipos de frutificações são produzidos nas manchas foliares ou manchas de Sigatoka em bananeira: esporodóquios, espermogônio e peritécios. O processo sexuado no gênero Mycosphaerella envolve a formação de espermogônios, que produzem gametas masculinos, as espermácias e o órgão sexual feminino, uma hifa espiralada, que é formada no interior de jovens ascocarpos (WARDLAW, 1961 citado por ROCHA, 2008). No aparecimento da doença estão envolvidos dois tipos de esporos: o esporo sexuado, que é o ascosporo e o assexuado, que é o conídio (CORDEIRO, 1997). Os conídios são produzidos continuamente em climas úmidos, sendo transmitidos pela lavagem da superfície foliar provocada pelas chuvas ou orvalho, explicando assim as infecções severas algumas vezes observadas nos perfilhos situados sob as plantas mais adultas e infectadas. Os ascósporos, porém, produzidos nas mesmas lesões em que foram liberados os conídios anteriormente, surgem mais tardiamente, sendo ejetados forçadamente a partir dos peritécios por ocasião de climas úmidos ou, mesmo, em climas secos, porém, com ocorrências de orvalhos pesados (SIMMONDS, 1966 citado por ROCHA, 2008). No que se refere à sintomatologia, Brun, citado por Stover (1972), classificou o desenvolvimento das lesões em cinco estágios: I - pintas amareladas com menos de 1 mm de comprimento aparecem na superfície foliar; II - as pintas evoluem para estrias de coloração amarelada, medindo, aproximadamente, 3-4mm por 1 mm de largura; III - as estrias se tornam mais largas e compridas, com margens não bem definidas que se misturam com a coloração normal das folhas e, ao final, se tornam marrom-claras e IV - manchas com contorno bem definido, centro marrom e halo amarelado ao redor da lesão; neste estádio inicia-se a produção de esporodóquios e pode haver conídios presentes nas lesões; V - as manchas completamente desenvolvidas apresentam o centro com coloração cinza e bordas escuras a preta. Em alguns casos, existe a formação de halo clorótico entre a lesão e o tecido normal da folha.. 6.

(18) As infecções ocorrem através dos estômatos das folhas jovens, sendo a superfície abaxial muito mais importante que a adaxial (ROCHA, 2008). O tempo entre a infecção e o surgimento dos sintomas varia de acordo com as condições ambientais e a suscetibilidade da planta (MEREDITH & LAWRENCE, 1969 citados por ROCHA, 2008). Em banana estima-se que o tempo para ocorrer à infecção das folhas seja coincidente com a emissão de novas folhas a partir do ápice do pseudocaule (STOVER, 1980). Os componentes ambientais que determinam a produção e disseminação do inóculo da Sigatoka amarela são três: a chuva, o orvalho e a temperatura. A doença encontra-se disseminada com maior relevância em regiões onde as chuvas são mais freqüentes e a temperatura se mantém em torno de 25°C (CORDEIRO et al., 2005) Sendo a Sigatoka amarela uma doença policíclica, ocorre a produção contínua de estruturas de reprodução, podendo gerar vários ciclos da doença durante o mesmo plantio (POZZA, 2000). Assim, o aumento da população do patógeno, em um hospedeiro suscetível, pode definir um crescimento exponencial da área lesionada em um curto intervalo, desde que haja condições favoráveis de ambiente. Dessa forma, o manejo de doenças policíclicas necessita de especial atenção devido às características de reprodução destes patógenos (ROCHA, 2008).. 2.2.3. Importância da Sigatoka amarela na bananicultura A doença destaca-se como um grave problema da bananicultura nacional. É endêmica em todos os estados com picos durante o período chuvoso. A alta concentração de inóculo no ambiente, devido à falta de controle na maioria das plantações, tem propiciado a manutenção de níveis altos da doença mesmo nos períodos secos, que se caracterizam pouco favoráveis às infecções (GONÇALVES, 2006). A Sigatoka amarela é responsável pela redução da área foliar verde da planta, refletindo em menor número de frutos por cacho, menor número de pencas, menor tamanho de fruto, maturação precoce dos frutos no campo ou em pós-colheita. Há estimativa de que as perdas atinjam 50% da produção, mas dependendo do microclima, podem chegar aos 100% (CORDEIRO & MATOS, 2005). A Sigatoka amarela continua sendo de grande importância nas regiões de bananicultura mais competitivas, como é o caso do Nordeste, Sudeste e Sul. Entre os estados da região Sudeste, com exceção de São Paulo, onde a Sigatoka negra já prevalece sobre a amarela, já ocorre aumento no número de aplicações de defensivos (CORDEIRO & KIMATI, 2005).. 2.2.4. Manejo da Sigatoka amarela O controle da Sigatoka amarela pode ser feito com uso de variedades resistentes (SILVA et al., 1998), pulverizações com produtos químicos e óleos (STOVER, 1972), e pelo emprego do controle. 7.

(19) cultural. Algumas práticas culturais são freqüentemente mencionadas como importantes ferramentas auxiliares para se atingir um bom nível de manejo; entre elas a drenagem, o combate às plantas daninhas e a desfolha (CORDEIRO & KIMATI, 2005). O controle químico via aplicação foliar demanda elevados custos e volumes de produtos, aumentando o risco de contaminação ambiental (SIVIERO & LÉDO, 2002). Ventura et al. (1994) relataram que três aplicações no solo com fungicida sistêmico foram suficientes para o controle da Sigatoka amarela. A busca de variedades resistentes seja mediante a seleção dentro dos recursos genéticos existentes, seja mediante a geração de novas variedades por hibridação, é hoje a principal linha de ação visando ao controle da Sigatoka amarela. Existem, pelo menos, cinco programas de melhoramento em execução, que buscam a resistência à Sigatoka. O programa brasileiro é provavelmente o que dedica maior atenção à Sigatoka amarela, dada sua maior importância ao país (CORDEIRO & KIMATI, 2005). Diversos trabalhos avaliando cultivares resistentes e/ou tolerantes à Sigatoka amarela têm sido conduzidos em diferentes regiões. Matos et al. (2001) e Siviero & Ledo (2002) avaliaram a resistência de genótipos de banana em relação à M. musicola em condições naturais de infecção, e observaram a formação de grupos resistentes, suscetíveis, moderadamente suscetíveis e altamente suscetíveis. Cordeiro & Matos (2005) avaliaram a expressão da resistência de variedades de banana à Sigatoka amarela com inoculação artificial de diferentes isolados de M. musicola, e observou que em todas as variedades, a reação pós-inoculação mostrou a formação de lesões em forma de pontos ou estrias pouco perceptíveis. A integração de ações para o manejo da Sigatoka amarela é, portanto, o melhor caminho para que o objetivo seja atingido e a harmonia do ambiente seja preservada. Dentre as técnicas de controle o uso de cultivares resistentes contribui ainda mais para a preservação ambiental com menor custo.. 2.2.5. Estudo epidemiológico O estudo epidemiológico das interações patógeno, hospedeiro e ambiente é fundamental para o manejo racional das doenças das plantas. O conhecimento dos fatores que influenciam o desenvolvimento das doenças, ou seja, a interação patógeno, hospedeiro e ambiente, é de suma importância para a obtenção de êxito no manejo (JESUS JUNIOR et al., 2007). Entre as metodologias disponíveis para identificação de genótipos resistentes a patógenos, destaca-se a análise de curvas de progresso da doença, que expressa à proporção da doença em função do tempo, e representa todas as interações que ocorrem entre patógeno e hospedeiro, sob a influência do ambiente (JESUS JUNIOR et al., 2004). Essas curvas podem ser descritas por meio de modelos específicos, cujos parâmetros apresentam interpretação biológica, tais como incidência inicial e taxa. 8.

(20) de progresso, cujos valores são diretamente proporcionais à quantidade de doença (CAMPBELL & MADDEN, 1990). Segundo Fry (1982) citado por Rocha (2008), o conhecimento do progresso da doença em populações é importante para auxiliar na escolha de estratégias de controle e para avaliar o efeito das estratégias adotadas. A análise temporal integra os componentes do patossistema, expressos por dados acumulados de incidência e severidade e retratados pela curva de progresso da doença (VANDERPLANK, 1963 citado por ROCHA, 2008). Segundo Bergamin Filho (1995), curvas de progresso da doença podem ser construídas para qualquer patossistema. Independente da situação considerada, os parâmetros importantes da curva de progresso da doença como a época de início da epidemia, a quantidade de inóculo inicial, a taxa de progresso da doença, a área sob a curva de progresso da doença, a quantidade máxima e final da doença e a duração da epidemia, podem ser caracterizados. O estudo das curvas de progresso da doença é de fundamental importância na área da Fitopatologia. Em estudo realizado no Equador, Coello (2003) estimou o maior e o menor valor da área abaixo da curva de severidade da Sigatoka negra com isolados de M. fijiensis em bananeira e bananeira-da-terra. Em Coronel Pacheco, Minas Gerais, Rocha (2008), estudou a curva do progresso da severidade de Sigatoka amarela medida pelo índice de doença, em bananal com a variedade Saquarema, pertencente ao subgrupo Cavendish. Vários outros trabalhos foram conduzidos utilizando curvas de progresso, com diferentes culturas, com o intuito de avaliar a resistência das plantas aos patógenos. Em Belém (PA), Nunes et al. (2002) estudaram a análise da curva de progresso temporal da vassoura-de-bruxa do cupuaçuzeiro; Paula & Oliveira (2003) utilizaram curva de progresso da doença para avaliar a resistência do tomateiro ao patógeno Altenaria solani, em Goiânia (GO); Spósito et al. (2004) trabalharam a resistência à mancha preta dos citros avaliada por curvas de progresso da doença, no município de Mogi Guaçu (SP); e Costa (2007) avaliou curvas de progresso de doenças foliares do milho, sob diferentes tratamentos fungicidas, em Jaboticabal (SP).. 2.3. Seleção de genótipos de bananeira No melhoramento de bananeira, o germoplasma AA deverá contribuir com resistência às diversas doenças e com outras características favoráveis. Em relação às resistências já conhecidas, pode-se citar a de M. acuminata spp. burmannica às sigatokas amarela e negra; a resistência de várias subespécies à raça 1 e/ou 2 do mal do Panamá e da cultivar AA Pisang Lidi à raça 1, e a resistência da cultivar AA Pisang Jari Buaya ao nematóide Radopholus similis (ROWE & RICHARDSON, 1975). Assim, surgiram vários programas de melhoramento genético de bananeira: o Programa de Melhoramento de Musáceas da Fundação Hondurenha de Investigação Agrícola (Fhia) em 1959, o Programa de Melhoramento Genético de Bananeira da Jamaica (MÓRAN, 2006) e o Programa. 9.

(21) Brasileiro de Melhoramento Genético da Bananeira – coordenado pela Embrapa Mandioca e Fruticultura, em 1983 (SILVA et al., 2002a), este último voltado para o desenvolvimento de cultivares tipo Prata e Maçã (DONATO et al., 2009). O pré-requisito dos programas de pesquisa com o objetivo de produzir uma nova variedade de bananeira têm sido a formação, manutenção, avaliação e utilização de um amplo banco de germoplasma. Para prover seu programa de melhoramento da bananeira de uma ampla base genética, o Imperial College of Tropical Agriculture de Trinidad, fez expedições de estudo e de coleta ao Leste da África e ao Sudeste da Ásia e Pacífico. Com a mesma finalidade, a United Brands Company fez expedições ao Pacífico Ocidental e Sudeste da Ásia, a qual originou a mais ampla coleção de bananeiras de todo o mundo, tendo atingido 850 introduções distintas em 1964 (ALVES, 1978). Os programas de melhoramento de bananeira têm gerado híbridos tetraplóides promissores, obtidos a partir do cruzamento entre cultivares triplóides e diplóides melhoradas ou selvagens, que apresentam características agronômicas de interesse, entre elas: porte reduzido, resistência a pragas e qualidade físico-química dos frutos (SILVA et al., 2005). A caracterização agronômica de diplóides e a estimativa da variabilidade genética disponível para o melhoramento são informações úteis, tanto na escolha de genitores para cruzamentos entre genótipos divergentes, visando a explorar a heterose e a desenvolver novos diplóides melhorados, quanto no cruzamento destes com triplóides, a fim de obter novos híbridos tetraplóides de banana (AMORIM et al., 2008). Decorrentes desses programas, diferentes cultivares tipo Prata foram disponibilizadas aos agricultores: FHIA-01 (BRS FHIA Maravilha), FHIA-18 (BRS FHIA-18) , referida como “falsa FHIA-18” (SANTOS et al., 2006 e BRAGA FILHO et al., 2008), e FHIA-18, verdadeira, introduzidas pela FHIA. Entre os muitos híbridos do programa brasileiro, há um tipo Prata em pré-lançamento, o PA42-44. Esses genótipos são híbridos tetraplóides derivados da 'Prata-Anã' (DONATO et al., 2009). No Brasil o programa de melhoramento de banana foi iniciado em 1983, com a implantação do Banco Ativo de Germoplasma (BAG) na Embrapa Mandioca e Fruticultura composto por germoplasmas nacional e internacional. Esse BAG possui 283 acessos, dos quais 87% são cultivares e 13% espécies selvagens (SILVA et al., 2002a). Objetivando obter tetraplóides (AAAB) com frutos tipo Prata, resistentes às principais pragas e doenças da bananeira, a caracterização dos genótipos é feita com o uso de 107 descritores botânico-agronômicos (SILVA et al., 2003). A partir de 1993, uma nova linha de hibridações foi iniciada, com o objetivo de obter híbridos tetraplóides, tipo Maçã, resistentes ao mal do Panamá (SILVA et al., 1995). A avaliação do comportamento de genótipos de bananeira em diferentes ecossistemas é essencial ao programa de melhoramento genético. Trabalhos dessa natureza no Brasil iniciaram-se com Alves et al. (1984) e Moreira & Saes (1984) e coincidiram com a implantação do Programa Brasileiro de Melhoramento da Bananeira em 1983, tendo-se intensificado a partir de 1997 com ensaios dos novos genótipos gerados e introduzidos pela Embrapa Mandioca e Fruticultura em vários. 10.

(22) ambientes (Donato et al., 2009). Dando continuidade, diversos trabalhos têm sido conduzidos para recomendar e lançar cultivares promissoras para diferentes regiões do país (VIEIRA NETO, 2001; SILVA et al., 2002b; DONATO et al., 2003; PEREIRA et al., 2003; LIMA et al., 2005; RODRIGUES et al., 2006; SILVA et al., 2006; LEDO et al., 2008). O programa de melhoramento genético de bananeira, iniciado na Embrapa Mandioca e Fruticultura em 1983, baseia-se principalmente no melhoramento de diplóides (AA), e posterior cruzamento destes com triplóides AAB do tipo Prata e Maçã, gerando tetraplóides AAAB. Tem como objetivo desenvolver variedades resistentes a pragas e nematóides, produtivas, com porte e ciclo da cultura reduzidos mantendo o sabor dos frutos das cultivares Prata e Maçã. O programa de melhoramento da Embrapa Mandioca e Fruticultura, dentre outras atividades, contempla um ensaio nacional de genótipos promissores, por meio de experimentos instalados em mais de 20 locais no Brasil, incluindo Sergipe. Este ensaio é composto por 23 genótipos, incluindo triplóides e tetraplóides. Os ensaios foram instalados em 2008 e encontram-se, na sua grande maioria, no primeiro e segundo ciclos de produção. Além do BAG de banana da Embrapa, que é o mais completo, existem outros dois no Brasil: no Instituto Agronômico de Campinas e na Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural e Santa Catarina S.A. A Embrapa Mandioca e Fruticultura trabalha basicamente com melhoramento convencional, porém atua em parceria nos trabalhos de mutação do Centro de Energia Nuclear na Agricultura-CENA (BORGES, 2003 citado por RODRIGUES, 2011). Na linha de melhoramento não convencional, existem os trabalhos de transgenia e de hibridação somática, da Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, e os trabalhos com agentes mutantes, desenvolvidos pelo CENA. Hoje o Brasil é um dos 14 países integrantes do Global Musa Genomics Consortium (BORGES, 2003 citado por RODRIGUES, 2011). Diversos trabalhos de avaliação do desempenho de diferentes genótipos em diversas condições de clima e solo no país têm sido conduzidos (VIEIRA NETO, 2001; SILVA et al., 2002b; LIMA et al., 2005; GONÇALVES, 2006; OLIVEIRA et al., 2007 ; LEDO et al., 2008; DONATO et al., 2009; FEHLAUER et al., 2010; AZEVEDO, 2010). Além de objetivarem a seleção de cultivares resistentes e/ou tolerantes a pragas e doenças, as pesquisas também tem sido considerado aspectos como preferência dos consumidores, produtividade, precocidade, porte, resistência á seca e ao frio, dentre outros. No Nordeste os genótipos de bananeira mais plantados são Prata-Anã e Pacovan, consideradas suscetíveis à Sigatoka amarela, mas que atendem às principais exigências do mercado consumidor local. O genótipo Maçã também é bastante apreciado pelo mercado consumidor local, mas vem deixando de ser plantada na região, devido a sua alta suscetibilidade ao Mal do Panamá e à suscetibilidade à Sigatoka amarela. A Tabela 1 apresenta genótipos de bananeira e suas classificações quanto à resistência a algumas das principais doenças que atacam a cultura.. 11.

(23) TABELA 1. Resistência de genótipos de banana às principais doenças da cultura (R - Resistente; T - Tolerante; MS – Moderadamente Suscetível; S – Suscetível; AS – Altamente Suscetível; NA – Não Avaliado). Genótipos. Grupo Genômico. Tipo. Sigatoka amarela. Sigatoka negra. Mal do Panamá. Caipira Grande Naine FHIA-02 Bucaneiro Maçã Tropical Princesa Thap Maeo Pacovan Prata-Anã Pacovan Ken FHIA-18 Maravilha PV94-01 PV79-34 PA42-44 YB42-17 YB42-47 Garantida. AAA AAA AAAB AAAA AAB AAAB AAAB AAB AAB AAB AAAB AAAB AAAB AAAB AAAB AAB AAB AAB AAAB. Caipira Cavendish Cavendish Gros Michel Maçã Maçã Maçã Mysore Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata. R S R R MS R R R S S R MS MS R R R R R R. R S R R S S NA R S S R R R NA NA NA NA NA R. R R R R AS T T R S S R S R NA NA NA NA NA R. Fonte: Embrapa Mandioca e Fruticultura, 2003.. Ações de pesquisa na região Nordeste têm buscado avaliar e selecionar genótipos com resistência e/ou tolerância às principais enfermidades associada a características de menor porte e maior produtividade. Porte baixo é uma característica desejável e pode influenciar a produtividade em áreas com velocidade de vento elevada, como constatado em estudo por Donato et al. (2006) em que, independentemente do grupo genômico, os genótipos de porte mais baixo foram mais produtivos que os de porte mais alto (DONATO et al., 2009). Passos et al. (2002), Lima et al. (2005) e Donato et al. (2009) avaliaram cultivares e híbridos de bananeira visando a identificação de genótipos superiores em produtividade e resistência à doenças. No Estado da Bahia, Donato et al. (2006), Lins (2005) e Faria (2008) avaliaram o comportamento de genótipos de bananeira, em dois ciclos de produção. Na região do Baixo São Francisco de Sergipe, Ledo et al. (2008) avaliaram o desempenho de 20 genótipos de bananeira nas condições edafoclimáticas da região. Como principais resultados obtidos destacam-se a recomendação dos híbridos PV42-53, PV42-68, PV42-85, FHIA-18, FHIA-02, Ambrosia e Bucaneiro, além do lançamento do híbrido YB42-07 em 2009 (cultivar Princesa) como uma opção para áreas de cultivo de banana 'Maçã' no Baixo São Francisco.. 12.

(24) 3. MATERIAL E MÉTODOS. O experimento foi implantado em maio de 2009 no Campo Experimental de Jorge do Prado Sobral da Embrapa Tabuleiros Costeiros, no Município de Nossa Senhora das Dores, Sergipe, em área de Tabuleiros Costeiros (FIGURA 1). As coordenadas geográficas são: latitude de 10°27'50.0" S e longitude de 37°11'39.5" W a uma altitude de 208 m acima do nível do mar.. FIGURA 1. Experimento após implantação (maio/2009) no Campo Experimental José do Prado Sobral em Nossa Senhora das Dores – SE. Foto: Viviane Talamini, 2009.. O solo da área foi classificado como Latossolo Amarelo Distrocoeso típico horizonte A moderado, textura média/argilosa, relevo plano1. Apresenta fertilidade média, com baixos teores de alumínio (H + Al= 32,98 mmolc dm-3), acidez média (pH= 5,52), teores médios de cálcio e magnésio (Ca + Mg= 38,333 mmolc dm-3), baixos teores de fósforo (P= 6,3 mg dm-3) e potássio (K= 35,105 mg dm-3) e baixo teor de matéria orgânica (MO= 19,8 g kg-1)2.. 1. Informações do pesquisador D. Sc. João Bosco Vasconcelos Gomes da Embrapa Florestas, após análise de perfil do solo. 2 Análise de solo realizada no Laboratório de Fertilidade de Solos da Embrapa Tabuleiros Costeiros em fevereiro de 2009.. 13.

(25) O clima da região é semi-úmido, com chuvas predominantes de inverno e outono, apresentando médias anuais de 1.161 mm, sendo que 74% são distribuídas de abril a setembro. A temperatura média do ar é de 25°C e a umidade relativa de 77%. Os tratamentos foram compostos por 22 genótipos: do tipo Prata (YB42-17, YB42-47, FHIA18, PA42-44, PA94-01, PV79-34, Japira-106, Pacovan Ken, Pacovan, Prata-Anã, Maravilha, Garantida, Enxerto-33), do tipo Maçã (Princesa, Tropical, Maçã), do tipo Cavendish (Grande Naine, FHIA-02), do tipo Caipira (Caipira), do tipo Gros Michel (Bucaneiro, FHIA-23) e do tipo Mysore (Thap Maeo). TABELA 2. Grupo genômico e subgrupo de 22 genótipos de bananeira introduzidos no campo experimental de Jorge do Prado Sobral da Embrapa Tabuleiros Costeiros, no Município de Nossa Senhora das Dores, Sergipe.. Genótipos. Grupo Genômico. Subgrupo. Caipira Grande Naine FHIA-02 Bucaneiro FHIA-23 Tropical Princesa Maçã Thap Maeo Pacovan Prata-Anã Pacovan Ken FHIA-18 Maravilha PV94-01 PV79-34 PA42-44 YB42-17 YB42-47 Japira Enxerto-33 Garantida. AAA AAA AAAB AAAA AAAA AAAB AAAB AAB AAB AAB AAB AAAB AAAB AAAB AAAB AAAB AAB AAB AAB AAAB AAB AAAB. Caipira Cavendish Cavendish Gros Michel Gros Michel Maçã Maçã Maçã Mysore Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata Prata. As mudas micropropagadas oriundas da Embrapa Mandioca e Fruticultura foram inicialmente aclimatadas por 2 meses em casa de vegetação e, em seguida, plantadas no espaçamento 3,00 m x 2,00 m, totalizando 0,25 ha, em sistema de sequeiro. O plantio e as práticas culturais foram realizados com base em recomendações técnicas e as adubações conforme a análise do solo e exigências da cultura. O controle de perfilhos na touceira foi realizado após a emissão da inflorescência. Não foram adotadas medidas de manejo da Sigatoka amarela na área, permitindo que tanto a expressão dos sintomas. 14.

(26) quanto a disseminação dos esporos na planta e entre plantas pudesse ocorrer sem qualquer intervenção. O delineamento experimental foi o de blocos ao acaso, com 22 tratamentos (genótipos) e três repetições, totalizando 396 touceiras, sendo cada parcela formada por seis touceiras e a parcela útil por quatro. A bordadura externa da área experimental foi constituída da cultivar Prata-Anã.. 3.1. Comportamento de genótipos de bananeira à infecção natural por Sigatoka amarela. 3.1.1. Índice de infecção (IF) e área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) em 22 genótipos de bananeira A severidade da Sigatoka amarela foi avaliada em 22 genótipos a cada 30 dias (FIGURA 2), de julho de 2009 (60 dias após o plantio - DAP) a julho de 2010 (420 DAP) utilizando-se a escala descritiva proposta por Stover (1971), como segue: 0: Sem sintomas; 1: Menos de 1% da lâmina foliar com sintomas (presença de estrias e / ou superior a 10 manchas); 2: De 1 a 5% da lâmina foliar com sintomas; 3: De 6 a 15% da lâmina foliar com sintomas; 4: De 16 a 33% da lâmina foliar com sintomas; 5: De 34 a 50% da lâmina foliar com sintomas; 6: De 51 a 100% da lâmina foliar com sintomas; -: Indica ausência de folha, folha morta ou caída junto ao pseudocaule.. FIGURA 2. A - Folha de bananeira sem sintomas da Sigatoka amarela. B - Folha de bananeira apresentando sintomas típicos da Sigatoka amarela. Fotos: Lucas Fonseca, 2009.. 15.

(27) A ocorrência da Sigatoka amarela foi confirmada com a identificação do agente etiológico pelo procedimento denominado câmara úmida. Para tanto, fragmentos de folhas de bananeiras coletadas aleatoriamente dos genótipos com sintomas característicos da doença foram encaminhados ao Laboratório de Fitopatologia da Embrapa Tabuleiros Costeiros, onde foram lavadas com água corrente e depois acondicionadas em sacos plásticos contendo algodão embebido em água, que foram em seguida fechados, formando uma câmara úmida (FIGURA 3A). Neste micro ambiente a esporulação do fungo é facilitada. Após um período de três dias os fragmentos do material vegetal foram retirados dos sacos plásticos e levados ao microscópio estereoscópico. Das lesões, foram retiradas as estruturas dos fungos presentes para confecção de lâminas as quais foram observadas ao microscópio ótico. A confirmação foi feita pela observação dos conídios de Pseudocercospora musae nas lâminas preparadas (FIGURA 3B).. FIGURA 3. A – Procedimento de câmara úmida para a confirmação da contaminação em campo por Sigatoka amarela de plantas de bananeira. B – Lâmina em microscópio óptico mostrando os conídios do fungo Pseudocercospora musae. Fotos: Viviane Talamini, 2009.. Após a coleta dos dados de severidade da Sigatoka amarela, foi determinado o índice de infecção (IF) de cada genótipo por época de avaliação por meio da seguinte fórmula, conforme Stover (1971): Índice de infecção: % (IF): [Σn*b/(N-1)*T]*100 Onde: n = número de folhas em cada nível de escala de Stover;. 16.

(28) b = grau da escala; N = número de graus empregados na escala (6); T = número total de folhas avaliadas. Ao final das avaliações foram plotadas as curvas de progresso da doença utilizando os valores do índice de infecção em relação ao tempo para cada genótipo. Posteriormente foi calculada a Área Abaixo da Curva de Progresso da Doença (AACPD) para cada genótipo por meio da seguinte fórmula conforme Campbell & Madden (1990): n. AACPD = Σ [(Yi+1 + Yi)/2] * [(Ti+1 - Ti)] i=1. Onde: n = é o número de observações; Yi = é a severidade da doença na “i”-ésima observação; Ti = é o tempo em dias na “i”-ésima observação. A AACPD e os índices de infecção obtidos aos 60, 270 e 420 dias após o plantio foram submetidos à análise de variância, pelo teste F e agrupadas pelo teste de Scott – Knott, em nível de 5% de probabilidade no programa estatístico Sisvar (FERREIRA, 2010).. 3.1.2. Correlação e ajuste de modelos de regressão entre as variáveis ambientais, o tempo (DAP) e o índice de infecção (IF) da cultivar Prata-Anã Dados das variáveis ambientais precipitação (mm/dia) e temperatura mínima, média e máxima (°C) a cada 30 dias foram registradas a partir de leituras no Campo Experimental Jorge do Prado Sobral da Embrapa Tabuleiros Costeiros, em Nossa Senhora das Dores – SE. O IF da cultivar PrataAnã, foi correlacionado (Pearson) com estas variáveis ambientais e com o tempo (DAP), por meio do programa estatístico SAEG (SAEG, 2007). Para tanto, a curva de progresso da Sigatoka amarela na cultivar Prata-Anã foi dividida em dois períodos: 60 a 210 dias (período 1) e 240 a 420 dias (período 2). As curvas de progresso nos dois períodos foram submetidas à análise de regressão para verificação de melhor ajuste de modelos lineares. Para a escolha do melhor modelo, considerou-se o coeficiente de determinação ajustado da análise de regressão (R²) (CAMPBELL & MADDEN, 1990).. 3.2.. Comportamento. de. genótipos. de. bananeira. quanto. ao. desenvolvimento. vegetativo no primeiro ciclo de produção Para avaliação dos genótipos quanto ao desempenho vegetativo no primeiro ciclo de produção foram tomados os seguintes dados da planta mãe (FIGURA 4):. 17.